CC BY
86
УДК 575.3 Л. В. Родионов
Вестник СПбГУ.'Сер. 3, 2005, вып. 3
ПАРАЛЛЕЛИЗМЫ В ЭВОЛЮЦИИ ХРОМОСОМ ЭУКАРИОТ*
ytmns.
ЖПТТПк
Tel
T(R,Q, Riy G(Q+, RJ^) R(Q- Riy
\iifiy
Kt(cd) c(Q >Q;RBt)
R(Q" RBe) G(Q\ RRA R (Q- Riy
G(Q+, RR) N (Ag-NOR) L
W T^QTRBb)
Tel
Рис. 1. Схема блочной организации хромосом высших позвоночных, выявляемой при дифференциальном окрашивании.
Те! - блоки терминальных повторов типа ТТАООО; С - блоки, окрашиваемые красителем Гимза в темный цвет после протеолитической или солевой обработки хромосомы; И-блоки, окрашиваемые красителем Гимза в светлый цвет после протеолитической или солевой обработки хромосомы; N ^1ЧОК) - аргентофильные районы активных ядрышковых организаторов (ЯОР); <2* -районы, ярко флуоресцирующие после окрашивания АТ-специфичными красителями типа ОАР1 и тускло, после окрашивания ОС-специфичными красителями типа хромомицина Аз (СМА); -районы, ярко флуоресцирующие после окрашивания АТ-специфичными красителями типа ОАР1 и тускло, после окрашивания ОС-специфичными красителями типа хромомицина Аз (СМА); С -блоки конститутивного гетерохроматина, окрашиваемые красителем Гимза в темный цвет после щелочной обработки хромосомы; - КВЕ - районы хромосом, реплицирующиеся в первой половине Б-фазы, - районы хромосом, реплицирующиеся во второй половине Б-фазы.
Светлой памяти
профессора Алексея Алексеевича Заварзина
Хромосомы эукариот неоднородны по своей длине - они состоят из линейно расположенных качественно различных структурно-функциональных доменов. В становлении и развитии представлений о структурной и функциональной гетерогенности отдельных элементов эукариотической хромосомы заметную роль сыграли работы сформировавшейся вокруг С. Г. Навашина школы первых российских кариологов (Г. Левитский, Л. Делоне, М. Чернояров, М. Навашин - [см. 5, 7]). Особенно ярко блочная природа эукариотиче-ских хромосом проявилась после открытия феномена дифференциального окрашивания хромосом [25]. В частности, было показано, что с помощью разных методов дифференциального окрашивания в хромосомах можно выделить центромерные районы (Kt или Cd-блоки), районы конститутивного гетерохроматина (С-блоки), ядрышковые организаторы (ЯОР) (N- или Ag-NOR-блоки), теломе-ры (рис. 1). После протеолитической обработки (G-техника) или термоденатурации протеинов хромосом in situ (R-техника) с последующей окраской их красителем Романовского-Г*ИмЗл плечи хромосом высших ПОЗЗОНОЧПЫХ окрашиваются неравномерно - на них выявляются темно- и светло окрашенные полосы -исчерченность G/R-типа. При этом G-сегмен-ты ярко флуоресцируют после окрашивания АТ-специфичными флуорохромами, а R-бло-ки - тускло. ГЦ-специфичные флуорохромы дают обратный рисунок флуоресценции.
Описанный тип блочной организации хромосомы не универсален для эукариот, а характерен только для млекопитающих. Хромосомы птиц, рептилий, низших позвоночных, беспозвоночных, грибов и высших растений отличаются от хромосом млекопитающих по
* Работа выполнена при поддержке РФФИ (грант № 03-04-49477). © A.B. Родионов, 2005
особенностям дифференциального окрашивания [см. 10, 12]. Данные об особенностях дифференциального окрашивания хромосом у современных представителей разных таксономических групп растений приведены на рис. 2. Анализ их показывает, что сходные по цитохимическим и/или структурным характеристикам сегменты хромосом, такие, как ОЛ1-сег-менты и (^-исчерченность эухроматиновых районов хромосом, возникали независимо в разных, необязательно близких, филогенетических ветвях.
d>
(1<})-Eutheria -Marsupialia Monotremata (9)—Aves N Reptilia Amphibia Osteichthyes Chondrichthyes Cyclostomata Tunic ata
<D
_ Echinodermata
Qoj-Arthropoda
Annelida ■(б)— Mollusc a Bryozoa Aschelniinthes Plattielminthes
-Cnidaria
-Placozoa
-Porifera
-S arc о din a
■Infusoria
¥
(Qh(4)-Dinoflagellata
-Mastigophora
<D-F1111^
-0-(3)-Algae
Biyophyta
-Pteridophyta
-(J)-Gynmospermae
—MagnoUop sida У7гФ($У LUiopsida
Kt Tel С-блоки зухроматин
Ag-NOK KB g/r Q
L + + + + + +
L + + + + + —
L + + + + +
L + + + + ■ + +*
L + + + + +
L + + + + —
L + + + + —
L + + — —
L tH4
L +
L + +
LD + ■ + —
L + + + — -
L + + + -
L + + -
L
D + + + — —
L + + + +*?
L +? + +
L
L +?
L
LD — +
LD — — — —
L +
L + —
LD + +*?
L + + +
L
L + + + —
L + + + — —
LD + + + - -
Рис. 2. Реорганизация блочной структуры эукариотической хромосомы в ходе дивергенции основных групп эукариот [10].
Условные обозначения: Ю - кинетохор ([„-локализованный, О-диффузный); Те1 - наличие (+) или отсутствие (-) на концах хромосом теломеразного повтора типа ТТАООСЛТТАСОО или их вариаций: С-блоки; AgNOR - аргентофильность ЯОР; ЯВ - цитологически регистрируемая неодновременность репликации эухроматина; С/Я - наличие или отсутствие цитологически регистрируемой неоднородности эухро-матина к протеолитическим и/или рестриктазным обработкам: Q - наличие или отсутствие неоднородной флуоресценции эухроматина С/Я-блоков после окрашивания нуклеогид-специфичными флуорохромами. + --дифференциальная исчерченность наблюдалась у представителей разных классов данною типа животных; — исчерченность хромосом у представителей данного типа животных выявить не удается, + - у некоторых-представителей наблюдается, у других нет: -г* - низкий контраст исчерченности. Цифрами на схеме обозначены этапы: 1 - появление локализованного центромера, теломеразного повтора и аргентофильного ЛОР; 2 - модификация теломеразных повторов; 3 - появление С-сегментов; 4 - появление диффузных кинетохо-. ров: 5 - утрата теломеразных повторов; 6 - появление эволюиионно вариабельной, низкоконтрастной исчерченности эухроматиновых районов хромосом (С-подобной сегментации); 7 -возможное время появления репликационной дискретности эухроматина; 8 - появление контрастной С/Я-исчерченности: 9 - появление низкоконтрастной <3-исчерченнссти эухроматина; 10 - появление контрастной (^-исчерченности; 1 1 - появление облигагно конденсированных хромосом типа жидких кристаллов.
Анализ особенностей организации хромосом низших эукарйот позволяет предположить, что у гипотетического общего предка всех эукариот хромосомы были линейны, имели локализованную центромеру (Kt-блок), включающую в себя кроме кинетического домена pairing-аомея, отвечающий за сохранение межхроматидных связей между сестринскими хроматидами до анафазы, что необходимо для правильного расхождения сестринских хромат ид в митозе. У примитивных форм с закрытой формой митоза [7], в Kt-блоке должен был быть домен, отвечающий за прикрепление хромосом к ядерной мембране. По крайней мере, одна хромосома его кариотипа несла кластер рРНК-генов (аргентофильный Ag-NOR-или N-блок) [10].
Поскольку все исследованные низшие эукариоты имеют в своем геноме ген ревер-странскриптазы TERT и ген РНК-компонента теломеразы TER [20], предполагается, что концы хромосом общего предка эукариот (LUCA, рис. 3) были терминированы повторенными последовательностями типа TTAGGG или близкими TG-богатыми мотивами, являющимися продуктом и субстратом активности теломеразы. Функция этих повторов состоит в защите концов линейных хромосом от укорочения в каждом раунде репликации [20] и, возможно, в обеспечении связи между хромосомами и элементами ядерного скелета [44].
двудольные TTTAGGG
Nympheaceae TTTAGGG
однодольные, кроме некоторых Astparagales TTTAGGG
членистоногие' TTAGGG,TTAGG. повторы, транспозоны хордовые г * ^ кольчатые черви
TTAGGG TTAGGG
зеленые водоросли Chlamydomonas T4-6AGGG Chlorella LINE-подобный транспозон симбионт Chlorarachnlon TCTAGGG
кишечнополостные TTAGGG
грибы Fungi imperfecta TTAGGG; NeurosDora TTAGGG S.cerevisiae TG2.3 Sh.pombe TTAC(A)G2.S
Trypanosornatida TTAGGG
микроспоридии Encephalitozoon GAGCCTTGTTT. красные g(a/g)gcct(C/T)CT водоросли
HVicneoMODd) Guiiiardia (AG)7AAGGGGGGA)
Physarum TT AGG G
Dictiostelium TTAGG G
Didymium TTAGGG
Рис. 3. Вариации теломерных повторов у эукариот.
Концы линейных хромосом животных и растений имеют вид петли, называемой Т-петлей. В принципе сама по себе способность расположенных на концах хромосом тан-демных повторов формировать Т-петли на концах хромосом - достаточное условие для того, чтобы концы линейных хромосом могли реплицироваться без участия реверстранскрип-тазы, посредством обычных ДНК-полимераз, поэтому можно предположить, что общий
предок эукариот на каком-то этапе мог еще не иметь теломеразного (реверстранскриптазно-го по природе) механизма репликации линейных концов хромосом [30]'.
То, что за редкими (явно вторичными) исключениями теломерные последовательности (TTTAGGG)n-THna обнаружены у всех многоклеточных растений, а близкая последовательность (TTAGGG)n У всех многоклеточных животных, в то время как у одноклеточных животных и растений спектр обнаруженных теломерных повторов значительно выше (см. рис. 3), может означать, что (а) теломеразные повторы, более длинные, чем TTAGGG/TTTAGGG, несовместимы с генетико-физиологическими процессами многоклеточных; (б) протяженные и разнообразные теломеразные повторы современных одноклеточных есть результат усложнения первоначальных TTAGGG-подобных повторов, продукт относительно недавней эволюции гена РНК-компонента теломеразы TER, независимо шедшей в разных филогенетических ветвях одноклеточных; (в) TTAGGG/TTTAGGG-повторы многоклеточных животных и растений это синапоморфия, отражение общего их происхождения из одной или близких групп одноклеточных [12, 39].
На фоне отчетливо выраженной консервативности теломеразных повторов, привлекают особое внимание иные, не связанные с теломеразой механизмы удлинения концов хромосом, возникающие в разных таксономических ветвях эукариот. Таких механизмов несколько: (а) удлинение телОмеров за счет реверстранскриптазной активности и матрицы, в качестве которой выступают транспозоны - этот путь реализован у Drosophila и, вероятно, у Chlorella; (б) удлинение теломеров за счет rolling-репликации повторов на небольших кольцевых внехромосомных плазмидах - реализовано у Kluyviromyces\ (в) удлинение теломеров, состоящих из сат-ДНК и рРНК-повторов за счет конверсии, рекомбинации или репликации Т-петель - реализована у некоторых растений, Chironomida и, может быть, Coleóptera (см. 30, 40).
Усложнение организации организма у многоклеточных, связанное с появлением дифференциации клеток, билатеральное™, развития мультиклеточных нервной, осморегу-ляторной и выделительной систем происходит на основе примерно двукратного увеличения числа протеин-кодирующих генов в геноме, и сопровождается увеличением размера генома и физических размеров хромосом. Их средняя длина у многоклеточных варьирует и составляет, например, 10 млн п. н. на хромосому у Arabidopsis, 14 млн п. н. у полухордового Balanoglossus claviger, около 140 млн п. н. у человека, 5 млрд п. н. у дальневосточного растения Tri Шит camschatscéñcQ [12].
Несколько процессов привели к увеличению размера генома и отдельных хромосом при переходе от одноклеточных к многоклеточным: 1) увеличение числа генов за счет геномных и сегментных дупликаций и последующей дифференциации дуплшдарованных копий генов; 2) увеличение длины межгенных спейсеров и интронов; 3) экспансия нетранс-крибируемых тандемных повторов; 4) появление, мультипликация и распределение по геному автономных и неавтономных транспозонов [17, 26, 32, 34]. Механизмы 3 и 4 в некоторых своих проявлениях имеют непосредственное отношение к эволюции блочной организации хромосом.
С-сегменты (блоки конститутивного гетерохроматина) у большинства эукариот располагаются около центромеров, вокруг ядрышковых организаторов и около теломеров. В процессе эволюции в хромосомах эукариот возникают тогда, когда в геноме появляются протяженные кластеры тандемных повторов (сат-ДНК). Отсутствие С-сегментов в хромосомах дрож-жей и многих других одноклеточных коррелирует с тем, что в геномах низших эукариот существуют тенденции к элиминации тандемных повторов [65].
'Возможны и другие варианты репликации концов линейных хромосом, не связанные с Т-пет-лями, как это происходит у прокариот с линейными хромосомами (см. 41, 50).
Появление в геноме тандемных и рассеянных повторяющихся элементов не только привело к увеличению размера геномов и хромосом, но и потребовало снизить частоту гомологичной рекомбинации в геноме в целом и в местах расположения повторов, в частности, так как рекомбинация между повторенными последовательностями в одной или разных хромосомах одного генома ведет к транслокациям и делениям [32]. Но показано [58], что снижение частоты рекомбинации влечет за собой дальнейшее увеличение числа копий тандемных повторов.
Важным селективным фактором, благоприятствующим накоплению сат-ДНК в ставших «большими» эукариотических хромосомах могло быть то, что материал С-блоков сохраняет множественные межхроматидные связи до анафазы, что существенно для правильного расхождения хроматид [14, 37, 46]. Иными словами, С-блоки, появившись, берут на себя функцию pairing-домена кинетохора [10]. Еще одна функция С-сегментов - служить депо для некоторых регуляторных протеинов [29].
В ДНК С-блоков постоянно идут точечные мутации, процессы амплификации и де-леций. Оказавшиеся в С-районах в результате хромосомных перестроек гены и транспозоны также вовлекаются в эти процессы и быстро перестраиваются. В результате даже близкие виды животных и растений, в том числе и морфологически неразличимые виды-двойники, как правило, в той или иной степени различаются по молекулярной композиции С-сегментов [27, 43].
Характерная черта составляющих С-блоки тандемных и рассеяных повторов - их быстрая внутригеномная изогенизация, называемая часто concerted evolution [31]. Следствием процесса изогенизации является то, что повторы в разных С-блоках одного генома больше похожи друг на друга, чем повторы, располагающиеся в гомологичных районах гомологичных хромосом сравниваемых видов. Как следствие, у давно разошедшихся видов располагающийся в гомологичных районах гомологичных хромосом гетерохроматин может быть сформирован абсолютно разными, не связанными между собой происхождением последовательностями. Сравнивая рисунок и молекулярную композицию С-блоков хромосом животных или растений разных видов одного рода и семейства в большинстве случаев мы анализируем гомологичные, хотя и полиморфные структуры, однако при сравнении С-блоков представителей разных типов животных, растений разных отделов, животных и высших растений между собой, говорить о гомологии С-блоков нет оснований. Это структуры, возникшие в результате амплификации разных генетически неродственных последовательностей.
G/R-сегментация плеч хромосом - характерная черта хромосом высших позвоночных. G и R сегменты их хромосом различаются по многим свойствам (таблица). Однако структуро-функцион&тьная дискретность эухроматиновых районов хромосом возникла в эволюции довольно поздно (рис. 2). В хромосомах современных первичнополостных не обнаружено дискретности плеч хромосом, напоминающую исчерченность G/R-типа. Вероятно, не имели ее и общие предки современных первичноротых и вторичноротых. После произошедшего примерно 0,6 - 1,2 млрд лет назад разделения филогенетических ветвей первичноротых и вторичноротых [63], первичноротые, эволюционируя, в основном сохранили хромосомы без отчетливой дифференцировки внутренних районов хромосом - она появляется только в некоторых отрядах членистоногих и, слабо выраженная, у некоторых моллюсков. При этом членистоногие и круглые черви полиморфны по молекулярной композиции теломеров - у Aschelminthes это связано, вероятно, с мутациями в последовательности РНК-компонента теломераз, а у насекомых, кроме того, с развитием новых для эука-риот, не связанных с активностью теломеразы, механизмов защиты концов хромосом от «кошмара Оловникова»: укорочения линейных хромосом с каждым раундом репликации [49] - у Drosophila концы хромосом удлиняются транспозонами [24], а у Chironomus и
Anopheles развился какой-то другой механизм репликации концов хромосом при участии сат-ДНК [19, 52]. Нематоды [45] и представители некоторых отрядов членистоногих [47], кроме того, приобрели в ходе эволюции диффузные центромеры.
Свойства G- и R-блоков эухроматина высиди позвоночных
О-блоки Я-блоки
Протеазная обработка +краситель Гимза темные светлые
Горячий фосфатный буфер + краситель Гимза светлые темные
АТ-специфичные флуорохромы DAPI, Н33258, акрихин яркие тусклые
GC-специфичные флуорохромы СМ А, оливомицин тусклые яркие
Термоденатурация ДНК +акридиновый оранжевый красные зеленые
Свойства SAR-ов обогащены ААТАТТ и АТАТТТ мотивами обогащены ОА и СТ мотивами
SINE-транспозоны типа Alu и В1 мало много
LINE-транспозоны типа Крп много мало
Тип интерсперсии повторов и уников смешанный короткий (тип Хепорив)
Количество генов на единицу длины ДНК относительно мало относительно много
Время репликации в S-фазе 2-я половина 8-фазы 1-я половина 8-фазы
Частота кроссинговера очень низкая высокая
Эволюция хромосом вторичноротых шла иным путем. Все они имеют локализованные центромеры, несмотря на то, что потенциально кинетическую активность, вероятно, могут приобретать и другие районы хромосом. Теломеры вторичноротых, по крайней мере, позвоночных, консервативны - у всех, кроме, может быть, хвостатых амфибий (И. В. Соловей, личное сообщение), на концах хромосом располагаются ТТАССС-кластеры. Эволюция хромосом вторичноротых пошла по пути дифференциации внутренних районов хромосом. Увеличение размера хромосом у позвоночных в сравнении с низшими хордовыми сопровождалось появлением репликационной дискретности в эухроматине. Время появления этого типа блочности в эволюции неизвестно, но у костистых рыб она уже есть. По мнению Хол-мквиста [38], репликационная исчерченность возникает впервые у костистых рыб как следствие факультативной гетерохроматинизации генов, но не исключено, что она существует уже в хромосомах хрящевых рыб.
Цитологически регистрируемая репликационная дискретность хромосом позвоночных, вероятно, определила дальнейшую дивергенцию рано и поздно реплицирующихся сегментов, выразившуюся в появлении системы в/И-блоков. У низших позвоночных выявить ее удается с трудом и лишь у представителей некоторых отрядов. Развита она в хромосомах рептилий, птиц и особенно млекопитающих. При этом качественно рисунки СЯ1»исчерченности у представителей разных классов позвоночных различаются. Несмотря на то что из-за методических трудностей вопрос специально не изучался, общеизвестно, что условия обработки, ведущей к проявлению С-исчерченности всегда разные.
Не исключено, что С-сегменты хромосом рыб и амфибий по молекулярной композиции ближе к интерстициальным блокам С-гетерохроматина, чем к в-блокам амниот, но вопрос этот, насколько нам известно, специально не исследовался. Различить в- и С-сегменты довольно сложно: как в, так и С-блоки поздно реплицируются, содержат относительно плотно упакованную ДНК, оба типа блоков почти не содержат генов. Единственное известное нам фундаментальное различие С- и С-сегментов - ДНК С-блоков, как правило (но не всегда!), состоит преимущественно из протяженных кластеров тандемных повторов, ДНК С-блоков значительно более гетерогенна по составу [28, 38].
Сравнительное исследование блочной организации хромосом представителей разных таксонов сосудистых растений [12] показывает, что хромосомы их общего предка были линейны и обладали локализованным кинетохором. Появление диффузного КТ у Juncaceae и Сурегасеае - недавнее вторичное явление. Универсальными элементами хромосом растений являются С-блоки и теломеры. При этом С-блоки хромосом растений вариабельны по своим размерам и молекулярной композиции. Обычно они реплицируются во второй половине S-фазы.
В хромосомах цветковых растений G-подобной исчерченности длительное время обнаружить не удавалось, что объясняли большей чем у животных конденсацией хромосом в митозе [15]. Однако затем было показано, что можно подобрать такие условия обработки препаратов, при которых хромосомы некоторых растений демонстрируют структурную неоднородность внутренних районов хромосом - вдоль по длине их плеч лежат темно- и светлоокрашенные сегменты, в той или иной степени похожие на G/R-блоки хромосом животных. Среди голосеменных такой тип дифференциального окрашивания описан у сосен Pinus resinosa и P. ormadi (Pinaceae). Среди цветковых растений G-подобную исчерченность наблюдали в прометафазных хромосомах двух видов орхидей, Allium сера (Alliaceae), двух видов (Asphodelaceae), многих видов злаков, двух видов Liliaceae, у триллиума (Trilliaceae), пионов (Paeoniaceae), ромашки (Asteraceae), сельдерея (Apiaceae), нескольких видов Fa-baceae, у Plantago asiatica (Plantaginaceae) [см. 12]. Несмотря на то что G/R-подобную исчерченность наблюдали у такого широкого спектра видов, природа этой исчерченности неясна, систематического исследования ее до сих пор не проводилось. В сравнении с G/R-исчерченностью хромосом животных, G/R-подобная исчерченность хромосом растений высокоизменчива, блоки многочисленны и примерно одного размера, поэтому сравнительный анализ бэндинга затруднен. Как и у животных, G-сегменты хромосом растений -это «структурные блоки» - на единицу площади препарата в темноокрашенных сегментах хромосом растений ДНК больше. Однако в отличие от животных, у растений после окрашивания AT- и GC-специфичными красителями рисунок флуоресценции внутренних районов хромосом одинаков, т. е. структурная неоднородность G/R-типа здесь не коррелирует с АТ-обогащенностью G-блоков и GC-обогащенностью R-сегментов [8]. В некоторых случаях G-подобные сегменты хромосом растений демонстрируют основные характеристики С-сегментов, в частности, они насыщены сат-ДНК, реплицируются в конце S-фазы, и в этом случае, по-видимому, являются интеркалярными сегментами гетерохроматина [55].
После Q-окрапшвания на хромосомах высших растений ярко или тускло (в зависимости от АТ-обогащенности ДНК) флуоресцируют С-сегменты. GC-специфичные красители ярко окрашивают ЯОР. Внутренние районы хромосом обычно флуоресцируют равномерно или получаемый рисунок исчерченности соответствует распределению блоков гетерохро-матина [12, 55].
Как выше сказано, в хромосомах позвоночных часть эухроматина, соответствующая R-блокам реплицируется в первой половине S-фазы, а эухроматин G-блоков - во-второй половине S-фазы. В конце S-фазы реплицируется гетерохроматин. Основанная на этом феномене, получаемая с помощью BrdU и акридинового оранжевого (АО) RBA-исчерчен-ность, как правило, хорошо воспроизводима и в работах с хромосомами животных демонстрирует блоки, совпадающие по положению с С- и G/R-сегментами. Однако у растений, получить RBA-сегментацию, сколько-нибудь заметно отличающуюся от С-исчерченности, как правило, не удается [см. 12]. Причина низкой эффективности RBA-бэндинга в работе с хромосомами растений, по-видимому в том, что у растений, в отличие от животных, время репликации разных хромосомных сегментов, за исключением С-блоков и ЯОР, в S-фазе перекрываются, характерной для животных отчетливой разновременности репликации протяженных районов хромосом нет [60].
В отличие от позвоночных, в хромосомах растений не удается выявить Q-исчерчен-ности внутренних районов хромосом, отличной от рисунка С-блоков. G/R-подобная исчер-ченность в хромосомах некоторых видов цветковых выявляется, однако по контрасту и воспроизводимости выявления она заметно отличается от G/R-исчерченности хромосом позвоночных [8, 12].
Причины этих различий, вероятно, не связаны с различной упаковкой хромосомного материала в хромосомах животных и растений. Способы упаковки ДНК в интерфазной и митотической хромосоме растений, по-видимому, принципиально не отличаются от упаковки хромосом других многоклеточных. Нуклеосомы, формирующие ДНП-фибриллы диаметром 10 нм, более или менее равномерно свернутые в фибриллы диаметром 25-30 нм, уложенные в виде радиальных петель длиной 20-170 т. п. н. и собранных в розетки по 6-8 петель обнаружены как в хромосомах животных, так и растений [36, 59]. Прилегая друг к другу, розетки со свернутыми петлями формируют хромонему митотической хромосомы [59]. Спирально уложенная хромо нема представляет собой хроматиду - достигаемый при этом уровень компактизадии хромосом примерно одинаков в хромосомах животных и растений. При этом на 1 мкм длины метафазной хромосомы у растений с небольшими геномами приходится примерно 20-70 млн п. н. (ср.: у животных - 40-80 млн п.н. [15]), у растений с большими и гиганскими геномами, таких как Ornithogallum и Trillium - 170-240 млн п. н. [12, 15].
Структурное сходство уровней упаковки хромосомного материала животных и растений коррелирует с эволюционным консерватизмом протеинов, участвующих в упаковке хромосомного материала. Консервативны не только нуклеогистоновые комплексы всех эу-кариот, но и биохимические пути их модификаций в ходе конденсации митотических хромосом. Имеют много общих черт SAR-последовательности животных и растений [22, 53]. Консервативны основные протеины хромосомного скэффолда Sel и Sc2 [61, 62]. У всех изученных эукариот, включая растения, выявлены пять суперсемейств хромосомных негис-тоновых протеинов SMC-группы, отвечающих за конденсацию митотических и мейотиче-ских хромосом, когезию сестринских хроматид до анафазы, их расхождение в анафазе, а также за некоторые этапы процессов репарации и рекомбинации [37,61, 62,64].
Принимая во внимание универсальность всех известных уровней упаковки хромосомного материала в хромосомах животных и растений, можно предположить, что различия и параллелизмы в блочной организации их хромосом следует искать в молекулярной гетерогенности линейно расположенных вдоль оси хромонемы петлевых доменов, цитологически регистрируемых как хромомеры слабоконденсированных мейотических хромосом (рис. 4).
Хромомерная структура хромосом высших позвоночных, имеющих G/R- и Q-сегмен-тацию плеч хромосом, и объектов, не имеющих такой сегментации, примечательно различна. Так у Amniota, в частности у птиц и млекопитающих, группы крупных хромомеров с конденсированных хроматином в основании чередуются с участками, для которых характерна невысокая плотность хромомеров, состоящих в основном из материала рыхло упакованных петель. Первые, по-видимому, образуют G-блоки, вторые преимущественно лежат в R-сегментах [2, 11]. Хромомеры низших позвоночных, беспозвоночных и растений обычно более монотонно распределены по длине пахитенных хромосом, чем у млекопитающих [1, 3]. Вероятно поэтом}' в митотических хромосомах растений и беспозвоночных, сегментацию, напоминающую G/R-блоки, можно выявить только в исключительных случаях: в хромосомах видов, отличающихся неравномерным распределением кластеров хромомеров в пахитенных хромосомах [23], в хромосомах, конденсация которых задержана благодаря интеркаляции химических агентов [33] или блокирована холодом [8], а также на дополнительных хромосомах, возникших, вероятно, в результате амплификации нескольких разно-родныхтипов последовательностей [57].
ДНК легких изохоров L1 и L2
G (яркий (Э)-блок
о
#3
ДНК тяжелых изохоров Н4 и НЗ
R(T)(тусклый 0)-бЛОК
-скэффолд T-блоков и S/MAR, обогащенные GA и CT-мотивами -скэффолд G-блоков и S/MAR, обогащенные АТ-богатыми мотивами
Рис. 4. Хромомеро-петлевая организация хромосом высших позвоночных.
Дивергенция молекулярной композиции ДНК G/R-блоков привела к Q-исчерчен-ности хромосом высших позвоночных. Произошло это менее 300 млн лет назад, уже после дивергенции основных групп амниот. Поскольку у рыб и амфибий Q-исчерченности нет, нет ее у ящериц и сумчатых и только слабая Q-исчерченность наблюдалась в хромосомах черепах и птиц, остается предполагать, что у общего предка птиц-рептилий и млекопитающих Q-исчерченности плеч хромосом не было, или она имела очень низкий контраст. Типичная Q-исчерченность хромосом млекопитающих возникла после разделения ветвей млекопитающих и птиц-рептилий или даже после разделения настоящих зверей и сумчатых. В эволюции птиц и однопроходных контраст Q-исчерченности макрохромосом вероятно усиливался. Кроме того, происходило насыщение микрохромосом птиц GC-парами - об этом говорят особенности Q-окрашивания микрохромосом и насыщение геномов птиц в сравнении с геномами рептилий тяжелыми изохорами [9, 16, 18].
Обсуждение вопроса, почему внутренние районы хромосом растений, беспозвоночных и низших позвоночных не имеют Q-исчерченности, а в хромосомах высших позвоночных она есть, имеет смысл начать с рассмотрения молекулярных и структурных особенностей хромосом Amniota, определяющих Q-исчерченность.
На рис. 4 представлена схема строения эухроматинового района хромосомы высших позвоночных. Вдоль по длине хромосомы располагаются С(яркие Q)- и Щтусклые Q)-6hokh. Показано [2, 16, 51], что хромомеры мейотических хромосом, входящие в состав G-сепментов, DAPI-позитивны и обогащены фракциями легких изохоров LI и L2, в то время как хромомеры, входящие в состав R-блоков, и, прежде всего, в состав наиболее обогащенных генами R-блоков, называемых Т-сегментами, DAPI-негативны, но СМА-позитивны и обогащены фракциями тяжелых НЗ и Н4 изохоров. DAPI-позитивное/СМА-негативное свечение хромо-меров объясняется обогащением их SAR-последовательностями, обогащенными мотивами ААТАТТ, АТАТТТ, ААТАТАТТТ, АТТТА и ATTA [54]. Все эти мотивы - сайты связывания DAPI [56]. В организации хромомеро-петлевой структуры районов GC-богатых R-блоков принимают участие совсем другие SAR-ы - SAR-ы, обогащенные мотивами GA и CT [42, 21, 48]. Эти SAR-ы обеднены сайтами связывания DAPI и потому входящие в состав R-блоков хромомеры Q-негативны. Можно предположить, что отсутствие Q-исчерченности в эухрома-тиновых районах хромосом растений и беспозвоночных связано с тем, что молекулярная ком-
позиция их SAR-ов более монотонна и у них нет или почти нет GA/CT-богатых SAR-ов, или, второй вариант, AT- и GA/CT-богатые SAR-ы у эукариот, не имеющих Q-исчерченности, не собраны в протяженных районах длиной в несколько миллион нуклеотидных пар, а располагаются ингерсперсно.
Еще один фактор, способствующий отсутствию Q-исчерченности в хромосомах растений, беспозвоночных и низших позвоночных - иная изохорная структура их геномов -показано [18], что тяжелые изохоры выявляются только у объектов, где есть Q-исчерчен-ность. Бернарди [18] считает главной предпосылкой к появлению Q-исчерченности приобретение Amniota теплокровности, сопровождающееся обогащением транскрибируемых генов GC-парами. По Бернарди, причина здесь в том, что GC-богатые дуплексы более устойчивы к температуре, поэтому у теплокровных и у рыб, живущих в горячих озерах, геном обогащается ДНК тяжелых изохоров. Гу и Ли [35] рассматривают другую гипотезу, согласно которой причина постепенного насыщения G-блоков хромосом позвоночных АТ-парами в их поздней репликации и в том, что в конце S-фазы в ядре дефицит dA и dT.
Еще одним фактором, усиливающим контраст Q-исчерченности высших позвоночных, может быть насыщение G- и R-блоков разными мобильными последовательностями. Предполагается, что контраст О-исчерченности может увеличиться благодаря независимо проходящему в разных линиях процессу насыщения рано реплицирующейся ДНК GC-богатыми ретропозонами типа Alu-повторов, а поздно реплицирующейся ДНК G-блоков - АТ-богатыми мобильными элементами типа Крп [38]. Мобильные элементы геномов беспозвоночных и высших растений также неравномерно распределены по геному, однако они более монотонны по нуклеотидному составу, и их разнообразие не реализуется в какой-либо наблюдаемой цитологически дискретности эухроматиновых районов хромосом.
Итак, можно сказать, что анализируя вариации дифференциальной исчерченности хромосом в разных группах эукариот, мы еще раз сталкиваемся с яркими примерами биологических явлений, выглядящих как параллельное возникновение сходных признаков в разных филогенетических ветвях - феномена, распространенного на всех уровнях организации живой материи и всегда привлекавшего внимание исследователей [4, 13].
Статья рекомендована проф. А. Д. Харазовой. Summary
Rodionov А. V. Parallelisms in evolution of eukaryotic chromosomes.
Specific chromosome banding patterns as well as telomere and centromere pecularities in different eukaryotic taxons are reviewed. In the small, few Mbp chromosomes of fungi and Protozoa the localized kinetochores (Kt- (Cd-)bands), nucleolus organizers (N-or Ag-NOR-bands), and telomerase-produced telomere repeats as well as the euchromatin are present. There are no usually long clusters of tandem repeats and, consequently, C-bands are not revealed by chromosome banding technique. The size of the chromosomes of Metazoa are usually larger that 5-10 Mbp. Even in Cnidaria, they contain C-bands, which are replicated later in the S phase. In Deuterostomia, euchromatic regions differ by replication time: bands replicating at the first half of the S phase alternate with bands replicating at the second half of the S phase that results in a distinct RBA-banding pattern. This type of euchromatic region chromosome banding pattern is observed in all classes of Vertebrata beginning with the bony fish although the time when it developed in Deuterostomia is unknown. Apparently, the evolution of early and late replicating subdomains in Vertebrata euchromatin promoted fast accumulation of differences that results in G/R and Q-banding patterns of chromosomes developed especially in Eutberia. The evolution of Protostomia and Plantae chromosomes followed another path. There is no RBA bands in euchromatic part of the genomes. The G/R-like banding within the interstitial chromosome regions observed in some representatives of Invertebrates and higher plants arose independently in different phylogenetic branches. This banding pattern seems to be closer to that of C-banding than to the typical G/R-banding of the mammalian chromosomes.
Литература
1. Бирштейн В. Я. Цитогенетические и молекулярные аспекты эволюции позвоночных. М., 1987. 2. Галкина С. А., Лукина Н. А., Захарова К. В. и др. Сравнительный анализ блочной организации митотических хромосом и хромомеро-петлевой организации хромосом-ламповых щеток домашней курицы Gallus gallus domesticus II Актуальные проблемы генетики. Материалы 2-й конференции Московского общества генетиков и селекционеров им. Н. И. Вавилова. Москва 20-21 февраля 2003 г. Т. 2. М., 2003. С. 274-275. 3. Горнунг Е. М., Поляков В. Ю., Ченцов Ю. С. Уровни компактизации ДНК в интерфазных и митотических хромосомах высших растений. II. Ультраструктура экспериментально деконденсированных хромосом гемантуса Haemanthus katharinae II Цитология. 1986. Т. 28, №9. С. 911-914. 4. Заварзин А. А. Состояние и перспективы разработки проблемы эволюционной динамики тканей // Цитология. 1981. Т. 23, № 9. С. 971-990. 5. Левитский Г. А. Морфология хромосом // Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции. 1931. Т. 27. С. 19-174. 6. Навашин С. О некоторых признаках внутренней организации хромосом // Сб. статей, посвященный Клименту Аркадьевичу Тимирязеву его учениками в ознаменование семидесятого дня его рождения / Под ред. Ф. Н. Крашенинникова. М., 1916. С. 185-214. 1. Райков И. Б. Ядро простейших. Л., 1978. 8. Раскина О. М., Родионов А. В. Индуцированная холодом G/R-подобная исчерченность митотических хромосом растений: Festuca pratensis Huds., Lolium perrenne L. // Цитология. 1992. Т. 34, № 10. С. 59-64. 9. Родионов А. В. MICRO versus MACRO: структурная и молекулярная организация микро- и макрохромосом птиц // Генетика. 1996. Т. 32, № 5. С. 597-608. 10. Родионов А. В. Эволюция дифференциальной исчерченности хромосом // Генетика. 1999. Т. 35, №3. С. 277-290. 11. Родионов А. В., Пана-сенко С. А., Канашина О. Ф., ГагинскаяЕ. Р. Сравнительный анализ митотических хромосом и хромо-сом-ламповых щеток птиц // Цитология. 1997. Т. 37. С. 97. 12. Родионов А. В., Лунина Е. О., Чу-повВ. С. Эволюция блочной организации хромосом растений //Биологические мембраны. 2001. Т. 18, № 3. С. 240-248. 13. Светлов П. Г. Параллелизмы как принцип эволюционной морфологии // Наука и техника: Вопросы истории и теории. 1972. Вып. 7. Ч. 2. С. 84-88. 14. Смарагдов М. Г., Смирнов А. Ф., Родионов А. В. Аггрегации гетерохроматиновых районов хромосом в нейробластах Drosophila melanogaster // Цитология и генетика. 1980. Т. 14, №3. С. 37-42. 15. Anderson L. К., Stack S.M., Mitchell J. В. An investigation of the basis of current hypothesis for the lack of G-banding in plant chromosomes // Exp. Cell Res. 1982. Vol. 138. P. 433^36. 16. AndreozziL., Federico C., Motta S„ et al. Compositional mapping of chicken chromosomes and identification of the gene-richest regions // Chromosome Research. 2001. Vol. 9. P. 521-532. 17. Bennetzen J. L. Transposable element contributions to plant gene and genome evolution // Plant Molecular Biology. 2000. Vol. 42. P. 251-269. 18. Bernardi G. Genome organization and species formation in vertebrates // J. Molec. Evol. 1993. Vol.37. P. 331-337. 19. Biessmann H., DonathJ., Walter M. F. Molecular characterization of the Anopheles gambiae 2L telomeric region via an integrated transgene II Insect Mol. Biol. 1996. Vol. 5. P. 11-20. 20. Blackburn E. The end of the (DNA) line //Nature Structural Biology. 2000. Vol. 7. P. 847-850. 21. Boulikas T. Chromatin domains and prediction of MAR sequences // Int. Rev. Cytol. 1995. Vol. 162A. P. 279-388. 22.BreyneP., Van Montagu M„ Ghey-sen G. The role of scaffold attachment regions in the structural and functional organization of plant chromatin // Transgenic Res. 1994. Vol.3. P. 195-202. 23. Brum-Zorrilla N., Postiglioni A. Karyological studies on Uruguayan spiders. I. Banding pattern in chromosomes of Lycosa species (Araneae-Lycosidae) // Genetica. 1980. Vol. 54. P. 149-153. 24. Casacuberta E., Paraue M.-L. Transposon telomeres are widely distributed in the Drosophila genus: TART elements in the virilis group // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 2003. Vol. 100. P. 3363-3368. 25. Caspersson Т., FarberS., Foley G. E. et al. Chemical differentiation along metaphase chromosomes // Exp. Cell Res. 1968. Vol. 49. P. 219-222. 26. Cavalier-Smith T. Eukaryote gene numbers, non-coding DNA and genome size // The Evolution of Genome Size / Ed. by T. Cavalier-Smith. London, 1985. P. 69-103. 27. Corneo G. Satellite DNAs in eukaryotes: a non-adaptive mechanism of speciation which originated with sexual reproduction? // Experientia. 1978. Vol.34. P. 1141-1142. 28. Craig J. M, Bick-more W. A. The distribution of CpG islands in mammalian chromosomes // Nature Genetics. 1994. Vol. 7. P. 376-383. 29. Csink A. K„ HenikoffS. Something from nothing: the evolution and utility of satellite repeats // Trends in Genetics. 1998. Vol. 14. P. 200-204. 30. de Lange T. T-loops and the origin of telomeres // Nature Reviews Molecular Cell Biol. 2004. Vol. 5. P. 323-329. 31. Elder J. F„ Turner B. J. Concerted evolution of repetitive DNA sequences in eukaryotes // The Quarterly Rev. of Biology. 1995. Vol.70. P. 297-318. 32.FedoroffN. Transposons and genome evolution in plants // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 2000. Vol.97. P. 7002-7007. 33. FontanaF., Goldoni D. Actinomycin D effects on termite chromosomes: induction of high
resolution banding patterns with silver staining in mitotic stages // Stain Technology. 1986. Vol. 61. P. 361— 366. 34. Gregory T. R. The C-value enigma in plants and animals: a review of parallels and an appeal for partnership // Ann. Bot. (Lond). 2005. Vol. 95. P. 133-146. 35. Gu X., Li W. H. A model for the correlation of mutation rate with GC content and the origin of GC-rich isochors // J. Mol. Evol. 1994. Vol. 38. P. 468^475. 36. Hadlaczky G., Praznovsky T., Bisztray G. Structure of isolated protein depleted chromosomes of plants // Chromosoma. 1982. Vol.86. P. 643-659 . 37. HiranoT. SMC proteins and chromosome mechanics: from bacteria to humans // Philos. Trans. R. Soc. Lond. (B) Biol. Sci.. 2005. Vol. 360. P. 507-514. 38. Holm-quistG.P. Evolution of chromosome bands: molecular ecology of noncoding DNA // J. Mol. Evol. 1989. Vol. 28. P. 469-486. 39. Joffe B. /., SoloveiI. V., Macgregor H. C. Ends of chromosomes in Polycelis tenius (Plathyhelminthes) have telomere repeat TTAGGG // Chromosome Res. 1996.Vol. 4. P. 323-324. 40. Kass-EislerA., GreiderC. W. Recombination in telomere -length maintenance // Trends Biochem Sci. 2000. Vol. 25. P. 200-204. 41. Kobryn K., Charonas G. Fusion of hairpin telomeres by the B. burgdorferi telomere resolvase ResT implications for shaping a genome in flux // Mol. Cell. 2005. Vol. 17. P. 783-791. 42.LiebichL, Bode J., FrischM., Wingender E. S/MARt DB: a database on scaffold/matrix attached regions // Nucleic Acids Res. 2002. Vol. 30. P. 372-374. 43. Lohe A. R., Roberts P. A. Evolution of DNA in hetero-chromatin: the Drosophila melanogaster sibling species subgroup as a resource // Genetica. 2000. Vol. 109. P. 125-130. 44. LuderusM. E., van Steen-selB., ChongL. et al. Stucture, subnuclear distribution, and nuclear matrix association of the mammalian telomcric complex // J. Cell Bio!. 1996. Vol. 135. P. 867-881. 45.MaddoxP. S., Oegema K., DesaiA., Cheeseman I. M. «Holo»er than thou: chromosome segregation and » kinetochore function in C. elegans II Chromosome Res. 2004. Vol. 12. P. 641-653. 46. MaguireM. P. Sister chromatid cohesiveness: vital function, obscure mechanism // Biochem. Cell. Biol. 1990. Vol. 68. P. 1231-1242. 47. Muramoto N. A study of the holocentric chromosomes by a simple method for differential stain // Proc. Japan Acad. 1985. Vol. 61. Ser. B. P. 215-218. 48. NikolaevL. G„ Tsevegiyn T., AkopovS. B. et al. Construction of a chromosome specific library of human MARs and mapping of matrix attachment regions on human chromosome 19 // Nucleic Acids Res. 1996. Vol. 24. P. 1330-1336. 49. Olovnikov A. M. A theory of marginotomy. The incomplete copying of template margin in enzymic synthesis of polynucleotides and biological significance of the phenomenon // J. Theor. Biol. 1973. Vol. 41. P. 181-190. 50. Qin Z., CohenS. N. Survival mechanisms for Streptomyces linear replicons after telomere damage // Molecular Microbiology. 2000. Vol.45. P. 785-779. 51. RodionovA. V., GalkinaS.A., LukinaN.A. Chromosome rearrangement in interphase nuclei can be caused by the differences in scaffold-associated region (SAR) composition // Chromosome Research. 2004. Vol. 12. Suppl 1. P. 33-34. 52. RosenM., EdstromJ. DNA structure common for chironomid telomeres terminating with complex repeats // Insect Mol. Biol. 2000. Vol.9. P. 341-347. 53. RuddS., FrischM., Grote K. et al. Genome-wide in silico mapping of scaffold/matrix attachment regions in Arabidopsis suggests correlation of intragenic scaffold/matrix attachment regions with gene expression // Plant Physiology. Vol.135. P. 715-722. 54. Saitoh Y, LaemmliU.K. Metaphase chromosome structure: bands arise from a differential folding path of the highly AT-rich scaffold // Cell. 1994. Vol. 76. P. 609-622. 55. Schubert L, Rieger R., DobeiP. G and/or C-banas in piant chromosomes? /'/' J. Cell Sci. 1984. Vol. 71. P. 111-120. 56. Schweizer D. Counterstain-enhanced chromosome banding // Hum Genet. 1981. Vol.57. P. 1-14. Sl.Slaiber W. G-banding of germ line limited chromosomes in Acricotopus lucidus (Diptera, Chi-ronomidae) // Chromosoma. 1988. Vol. 97. P. 231-234. 58. Slephan W. Quantitative variation and chromosomal location of satellite DNAs // Genet. Res. 1987. Vol. 50. P. 41-52. 59. Sumner A. T. The mitotic chromosome //Adv. in Genome Biology. 1998. Vol. 5A. P. 211-261. 60. TaniguchiK., TanakaR. Visualization of replicating bands in plant chromosomes with monoclonal anti-BrdU antibody method // Japanese J. Genet. 1991. Vol. 66. P. 485-489. 61. Saitoh N, Goldberg I., Earnshaw W. C. The SMC proteins and the coming of age of the chromosome scaffold hypothesis // Bioessays. 1995. Vol. 17. P. 759-766. 62. Strunnikov A. V. SMC proteins and chromosome structure // Trends Cell Biol. 1998. Vol.8. P. 454^459. 63. WrayG.A., LevintonJ. S., Shapiro L.H. Molecular evidence for deep Precambian divergences among metazoan phyla // Science. 1996. Vol. 274. P. 568-573. 64. Yanagida M. Basic mechanism of eukaryotic chromosome segregation // Philos. Trans. R. Soc. Lond. (B) Biol. Sci. 2005. Vol. 360. P. 609-621. 65. ZolanM. E. Chromosome-length polymorphisms in fungi // Microbiol. Rev. 1995. Vol. 59. P. 686-698.
Статья поступила в редакцию 5 мая 2005 г.
