CC BY
61
ОБЗОРЫ
DOI: 10.23868/201811028
органоиды тканей пищевода: возможности создания и потенциал для тканевой инженерии
З.Е. Гилазиева, С.С. Архипова, М.Н. Журавлева
Казанский (Приволжский) Федеральный университет, Казань, Россия
esophageal organoids: possiBiLiTY of creating AND poTENTiAL implications for TissuE
ENGINEERING
Z.E. Gilazieva, S.S. АгкЫроуа, M.N. 2Иигаи!виа
Kazan (Volga region) Federal University, Kazan, Russia
e-mail: [email protected]
Рак пищевода, врожденные аномалии, травматические повреждения и протяженные деформации пищевода, зачастую, требуют радикального оперативного лечения с последующей многоэтапной реконструкцией органа. Такие операции травматичны, а использование донорского пищевода связано с необходимостью длительной иммуносупрессии. Для замещения поврежденных отделов этого органа могут быть применены тка-неинженерные конструкции, изготовленные путем совмещения малодифференцированных или специализированных клеток и натуральных либо синтетических матриксов-носителей, которые способны имитировать структуру и функции нативного органа. Такие конструкции не только перспективны для клинической практики, но также могут быть успешно использованы в качестве так называемых «органоидов» для изучения развития органов, патогенеза заболеваний и доклинического тестирования лекарственных препаратов.
В настоящем обзоре описываются возможности применения органоидов пищевода, систематизируются литературные данные по созданию органоидов и тканеинженерных прототипов пищевода и их трансплантации in vivo.
ключевые слова: пищевод, органоид, тканеинженерные прототипы, каркас, тканевая инженерия.
Введение
В России ежегодно увеличивается распространённость заболеваний органов пищеварения, среди которых отмечается превалирование патологии верхних отделов желудочно-кишечного тракта, в частности, пищевода. При этом ряд заболеваний пищевода требует проведения радикальных операций с одномоментной или последующей реконструкцией. Среди таких заболеваний наиболее распространен рак пищевода — по частоте возникновения он занимает восьмое место среди всех онкологических заболеваний и третье место среди опухолей пищеварительного тракта [1]. В России только в 2016 г. было зарегистрировано 8060 случаев рака пищевода, при этом прирост за десятилетний период составил 9,25 % [2]. Реконструктивных операций требуют также врожденные аномалии развития пищевода, такие как атрезия, которая встречается у 1 из 2500 новорожденных [3, 4]. С гастро-эзофагеальной рефлюксной болезнью в России в различные периоды своей жизни сталкивается 18-46 % населения [5]. Ахалазия кардии, хроническое нервно-мышечное заболевание, приводящее к застою пищи в пищеводе, встречается в 10 случаях на 1 00 000 человек населения и достигает пика в возрастной группе 3060 лет. Данные заболевания ведут к развитию эзофаги-та, который, в свою очередь, способствует формированию стриктур пищевода и онкологической патологии [6, 7]. Доброкачественные стриктуры пищевода чаще всего бывают вызваны гастроэзофагеальной рефлюксной болезнью и в 80-90% случаев успешно поддаются лечению эндоскопической дилатацией [8]. Однако в случае
Esophageal cancer, congenital anomalies, traumatic injuries and prolonged deformities of the esophagus often require radical surgical treatment followed by multi-stage organ reconstruction. Such operations are traumatic for the patient, and the use of the donor esophagus is associated with the need for prolonged im-munosuppression. To replace a damaged tissue of the esophagus tissue-engineering structures can be applied. These tissue-engineering structures are based on the use of the association of differentiated or stem cells and natural or synthetic scaffolds, to create an artificial organ in vitro that can mimic an organ. Such formulations can be successfully used to study the development of organs, pathogenesis of diseases and preclinical studies of drugs as so-called "organoids", and may also have a prospect for clinical use as tissue-engineered prototypes of the esophagus.
This review describes the possibilities of using esophageal organoids, systematizes the literature data on studies on the creation of organoids and tissue-engineered prototypes and their effect on the experimental model in transplantation.
Keywords: esophagus, organoid, tissue-engineered prototype, scaffold, tissue engineering.
намеренного или случайного проглатывания разъедающих веществ чаще образуются множественные протяженные кольцевые стриктуры и глубокие некрозы тканей верхних отделов пищеварительного тракта, требующие реконструктивных операций [9].
Реконструктивные операции на пищеводе, обычно подразумевающие замещение органа или его части фрагментом желудка либо кишки, весьма травматичны и, зачастую, проводятся в несколько этапов, что сопряжено с высоким риском осложнений, ростом интра- и послеоперационной заболеваемости и смертности [10]. Трансплантация донорского пищевода не представляется оптимальным подходом не только ввиду необходимости длительной иммуносупрессии, но и вследствие технической сложности формирования сосудистых анастомозов для кровоснабжения органа мелкими сосудами из различных бассейнов [11]. В литературе приводятся данные о высокой частоте фиброзирования и отсутствии сократительной способности аллотрансплантата, что также ограничивает применение метода [12]. Альтернативным подходом является замещение ткани пищевода синтетическими материалами, однако используемые на данный момент изделия не обладают оптимальными биосовместимостью и биомеханическими свойствами, поэтому их применение сопряжено с высоким риском развития серьезных осложнений, таких как несостоятельность анастомоза, перфорация, отторжение имплантата [10-13]. Исследования биосовместимых материалов важны в разработке биодегради-руемых и нерезорбируемых стентов для лечения стриктур пищевода, пришедших на смену ранее применявшимся
голометаллическим стентам, которые вызывали большое количество осложнений, включая гиперпластический ре-стеноз, являющийся следствием реакции тканей на неоптимальный материал стента [14]. Новое направление в реконструктивной хирургии основано на применении тканеинженерных конструкций, представляющих собой совмещение собственных или донорских клеток и бесклеточного матрикса-носителя натурального или синтетического происхождения, с помощью которых создается искусственный прототип органа in vitro.
Еще одним новым направлением в тканевой инженерии является создание «органоидов» — миниатюрных трехмерных (3D) структур, имитирующих орган in vitro [15-17]. Органоиды пищевода чрезвычайно перспективны для изучения патогенеза различных заболеваний и оценки действия разрабатываемых лекарственных препаратов in vitro. Однако также представляет интерес и моделирование полноразмерных органов на основе технологии органоидов для их применения в трансплантологии и реконструктивной хирургии.
Прототипы тканей, созданные in vitro, могут быть получены из собственных клеток пациента. В отличие от трансплантации донорских органов, созданные по принципу органоидов аутогенные ткани не будут вызывать реакции отторжения и требовать иммуносупрессии. Таким образом, настоящий обзор посвящен изготовлению тканеинженерных прототипов пищевода на основе технологии органоидов. Необходимо отметить, что данное направление тканевой инженерии только начинает развиваться и предстоит решить еще много задач, относящихся к созданию полноразмерных органов.
Создание органоидов пищевода и их применение
Применение 3D клеточных культур в исследованиях направлено на устранение ограничений, существующих в 2D клеточных модельных системах, основу которых составляют иммортализованные или трансформированные клеточные линии. На сегодняшний день известен целый ряд технологий 3D клеточных культур, среди которых можно назвать органные культуры (эксплантаты), сфероиды, органоиды, органотипические культуры на гидрогелях и твердых носителях, биочипы и структуры, создаваемые методом 3D биопечати [18]. Все они имеют свои преимущества и недостатки.
Органные культуры были одними из первых известных культур клеток. Основным их преимуществом является сохранение естественной тканевой архитектоники in vitro, наличие и взаимодействие всех видов клеток, характерных для органа. Однако органная культура неизбежно более сложна, чем любая другая 3D клеточная культура, она не поддается пересеву и генетическим манипуляциям, а пролиферация различных видов клеток in vitro отличается от таковой in vivo. Для получения сфероидов существуют отработанные методики, отличающиеся хорошей воспроизводимостью и поэтому подходящие для скрининговых исследований. Однако морфологическая организация сфероидов весьма примитивна и далека от органной структуры [15-17]. Органотипические культуры на гидрогелях и твердых носителях также являются весьма упрощенными моделями органов. 3D биопринтинг может обеспечить более точное воссоздание структуры органов и тканей, что перспективно для применения в персонализированной регенеративной медицине, однако требует тщательного подбора биочернил, отвечающих требованиям биосовместимости с культивируемыми клетками и одновременно обеспечивающих адекватные биомеханические свойства моделируемой ткани. Проблема васкуляризации и иннервации в целом характерна для всех вышеперечисленных
3D клеточных культур. Пожалуй, лишь в биочипах вопрос васкуляризации решается за счет применения микропотоковых систем, обеспечивающих постоянную контролируемую доставку питательных веществ и отведение продуктов клеточного метаболизма с возможностью их последующего анализа. Однако технология микрочипов сложна, и, зачастую, требует разработки нового устройства под каждый конкретный моделируемый объект.
Органоиды также являются одной из разновидностей 3D клеточных культур. Они представляют собой агрегаты различных типов клеток, которые способны к самообновлению, самоорганизации и проявлению функциональности того органа, который они имитируют. Органоиды имеют клеточный состав и строение, характерное для ткани, из которой они происходят, при этом различные типы клеток занимают свои ниши, что обеспечивает их взаимодействие, напоминающее физиологическое. Также органоиды содержат небольшое количество самообновляющихся стволовых клеток, которые могут дифференцироваться в клетки всех основных клеточных линий с частотой, аналогичной в физиологическому состоянию, создавая модель органогенеза, подобие процессов регенерации и одновременно стабильную систему, пригодную для длительного культивирования [15-17].
В целом, органоиды пищеварительного тракта и пищевода, в частности, можно классифицировать следующим образом: органоиды, получаемые на основе первичных культур клеток (только эпителиальные органоиды, эпителиально-соединительнотканные и эпителиально-мышечные органоиды] и получаемые путем de novo диф-ференцировки плюрипотентных стволовых клеток [19].
Эпителиальные органоиды
Отличительной особенностью эпителиальных клеток является их природная способность к самоорганизации в тка-неподобные структуры — органоиды [20]. Например, I. Tait с соавт. (1994] показали, что клеточная суспензия из кишечного эпителия крыс при подкожном введении способна самоорганизовываться в трехмерную трубчатую структуру, морфологически схожую с нормальным эпителием тонкой кишки, имеющим крипты, ворсинки, бокаловидные клетки, и просветом, заполненным слизистым секретом [21]*.
Эпителий пищевода не имеет четко определенной ниши стволовых клеток. А. DeWart с соавт. (2014] обнаружили, что базальные клетки пищевода мыши — гетерогенная популяция, именно они являются источником обновления эпителия пищевода [22]. Авторы продемонстрировали способность Itgb4+, CD73+-стволовых клеток базального слоя пищевода под воздействием питательной среды, содержащей B27, 1\1-ацетил-1_-цистеин, гастрин, никотинамид, эпидермальный фактор роста, ноггин и Wnt3A, образовывать трехмерные органоиды, морфологически сходные с нативной тканью пищевода, имеющие крипты, и состоящие из трех слоев — базального, контактирующего с внеклеточным матриксом, промежуточного слоя с шиповатыми клетками и центрального — с плоскими покровными клетками. В этой работе иммуноцитохимическим методом было выявлено наличие пролиферирующих CK14+, p63+, СК13+-клеток в полученных структурах [22]. Таким образом, органоиды пищевода, полученные in vitro, отражают
Примечание редакции: основные закономерности преобразования тканей после подобных манипуляций были изучены в первой половине ХХ века Ф.М. Лазаенко и его сотрудниками. Их данные были обобщены в посмертной монографии Ф.М. Лазаренко, Закономерности роста и превращения тканей и органов в условиях культивирования [имплантации] их в организме, М., 1959.
*
архитектонику ткани in vivo и содержат субпопуляции клеток, дифференцирующихся в различных направлениях.
Важную роль для правильного формирования пищевода играют сигнальные пути Wnt и Sox2, которые контролируют нишу стволовых клеток в органоидах in vitro [23, 24]. Исследование проводилось на суспензии клеток в матригеле при добавлении среды, лишенной агонистов Wnt (Wnt3a/R-Spondin 2). Органоиды генерировались с одинаковой эффективностью как в экспериментальной, так и в контрольной группах, где использовалась полная среда. Однако после диссоциации органоидов на отдельные клетки и попытки их репликации было обнаружено, что для самообновления клеток необходимы экзогенные Wnt-агонисты. Для определения влияния сигнального пути Sox2 были выделены эпителиальные клетки пищевода мыши, из которых методом проточной цитофлуориметрии отобрали EpCam+/Sox2+ и EpCam+/ Sox2- клетки, после культивирования которых было найдено, что только Sox2+-клетки могут образовывать органоиды. Было доказано, что для клеток, экспрессирующих маркеры базальных клеток — интегрин b1 (Itgb1, CD29) и p75, характерен фенотип Sox2+ [25]. Таким образом, были охарактеризованы стволовые клетки пищевода и обнаружено, что их источником служат базальные клетки, имеющие фенотип Itgb1+/CD29+/p75+/Sox2+.
V. Giroux с соавт. (2017) на модели органоидов пищевода показали, что активность промотора Krt15 является маркером долгоживущей субпопуляции базальных клеток в пищеводе, способных к генерации всех линий клеток плоского эпителия пищевода [26]. Также к маркерам базальных прогениторных клеток пищевода относят рецепторы нейротрофина p75NTR, интегрины р4 и аб, продукт гена ABCG2 [27].
Y. Kasagi с соавт. (2018) получили органоиды пищевода мыши и органоиды на основе клеток EPC2-hTERT человека, используя модифицированный протокол А. DeWart с соавт. (2014) [22] и изучили влияние сигнального пути Notch на их организацию [28]. Авторы доказали, что инги-бирование Notch-сигнализации увеличивает содержание базальных клеток в органоидах пищевода и влияет на градиент дифференцировки. При этом нарушается процесс дифференцировки эпителиальных клеток, что приводит к накоплению недифференцированных базальных клеток и гиперплазии. Также было обнаружено, что уровень Ca2+ в питательной среде является ключевым для поддержания оптимального соотношения процессов пролиферации и дифференцировки пищевода ex vivo за счет улучшения формирования межклеточных контактов посредством молекул адгезии, таких как E-кадгерин. Кроме того, было выявлено, что для разных видов млекопитающих (мышь и человек) условия, необходимые для получения и культивирования 3D органоидов пищевода, различны [28].
Анализируя перечисленные работы, можно заключить, что органоиды, в отличие от обычных 2D клеточных культур, обладают рядом важных свойств, сближающих их с натив-ными органами, вследствие чего проведение экспериментов на органоидах больше соответствует исследованиям in vivo. Процессы органогенеза, воздействие потенциальных лекарственных/токсических веществ на целостные ткани и органы обычно изучаются на животных, что не лишено недостатков, связанных с возможным влиянием других систем организма на процессы в конкретной ткани или органе. Органоиды же более удобны для манипуляций благодаря тому, что являются изолированными модельными системами, обладающими определенной тканеспе-цифической архитектоникой и регенеративным потенциалом за счет способности к самообновлению [29]. Также данные клеточные эквиваленты могут быть подвергнуты
криоконсервации и практически неограниченно размножены за счет самообновления, способности стволовых клеток дифференцироваться и самоорганизовываться. Таким образом, органоидные 3D системы могут стать важным переходным звеном между исследованиями in vitro и in vivo, играя большую роль в моделировании развития органов, патогенеза заболеваний, а также в in vitro тестировании новых лекарственных препаратов.
Эпителиальные органоиды пищевода могут служить моделью для изучения фундаментальных процессов онкологической трансформации и метаплазии (например, при пищеводе Барретта) посредством воздействия на процессы пролиферации и дифференцировки в этой системе, а также использоваться в персонализированной медицине при подборе противоопухолевой терапии с целью достижения лучших результатов при минимизации побочных эффектов [30].
Для успешного проектирования 3D структур пищевода имеют значение все виды клеток данного органа, так как только их взаимодействие может обеспечить функции пищевода: эпителиальные клетки пищевода выполняют барьерную функцию, фибробласты участвуют в синтезе внеклеточного матрикса и сохраняют механические свойства ткани, мышечные клетки необходимы для перистальтики [31]. Данный аспект приводит к необходимости генерации органоидов пищевода, имеющих не только эпителиальный компонент, а к созданию эпителиально-соединительнотканных и эпителиально-мышечных органоидов. Ввиду особенностей организации соединительной и мышечной тканей такие образования морфологически более сходны с так называемыми органотипическими культурами, нежели с органоидами, получаемыми на основе только эпителиальных клеток. Органотипические культуры, в свою очередь, по организации близки к тка-неинженерным прототипам пищевода. Как для первых, так и для вторых необходимы клетки и каркасный материал — их носитель, имитирующий внеклеточный матрикс. Компоненты внеклеточного матрикса отвечают не только за механические свойства ткани, но и чрезвычайно важны для самоорганизации и функционирования эпителиальных клеток. В условиях in vitro на примере культуры клеток эпителия молочной железы было продемонстрировано, что при добавлении компонентов внеклеточного матрикса клетки приобретали нормальную полярность и секретировали белок молока [32]. Существенные отличия между органотипическими культурами и тканеинже-нерными прототипами органов заключаются в размерах готового изделия и в требованиях к свойствам материала каркаса. Таким образом, многие тканеинженерные прототипы пищевода могут являться органотипическими культурами на этапе их исследования in vitro.
Эпителиально-соединительнотканные
органоиды (органотипические культуры)
H. Miki с соавт. (1999) обнаружили, что совместное культивирование эпителиальных клеток и фибробла-стов способствует увеличению количества эпителиальных слоев [33]. В работе J. Kalabis с соавт. (2012) описывается процесс создания эпителиально-соединительнотканных 3D структур пищевода in vitro на основе коллагена, покрытого слоем фибробластов, смешанных с коллагеном I типа и матригелем, и образующих через 7 сут. культивирования подобие мезенхимы пищевода, и эпителиальных клеток различного происхождения — из пищевода мыши и человека, иммортализованных эпителиальных клеток пищевода человека и клеток рака пищевода [34]. Среда для трехмерной культуры клеток включала в себя бычью сыворотку, L-глутамин,
гидрокортизон, НЕБ (инсулин, трансферрин, этаноламин и селен), О-фосфорил-этаноламин, прогестерон и трий-одтиронин. С 1 по 10 сут. культивирования 30 структуру полностью заливали питательной средой. На 11 сут. для создания жидкостно-воздушного взаимодействия только часть 30 культуры покрывали средой и не покрытый эпителий подвергался воздействию воздуха. Изменяющиеся условия культивирования способствовали возникновению эпителиальной многослойности и дифференцировке клеток. Гистологический анализ полученной 30 культуры выявил зрелый многослойный эпителий с подлежащими фибробластами, эпителиальный слой содержал СК4+ и СК13+ клетки, базальный слой — К1-67+ клетки. Следует отметить, что в 30 культуре с эпителиальными клетками мыши образовывалось меньшее количество слоев, чем в 30 культуре, включавшей клетки человека, а при использовании для создания 30 культуры трансформированных эпителиальных клеток и клеток раковой линии возникала дисплазия эпителия и наблюдался инвазивный рост [34].
К. Whelan с соавт. (2018) [27] использовали многие линии клеток пищевода в органотипических культурах, однако иммортализованные эпителиальные клетки пищевода и фетальные фибробласты пищевода человека при совместном культивировании лучше других продемонстрировали правильное формирование всех слоев эпителия пищевода по протоколу, детально описанному в работе и. Ка1аЫэ с соавт. (2012) [34]. Таким образом, правильное формирование эпителиального слоя пищевода существенно зависит от его взаимодействия с подлежащими структурами, в частности, фибробластами, так как они производят компоненты базальной мембраны, такие как коллаген IV, ламинин, гликопротеины [35].
Эпителиально-мышечные органоиды
(органотипические культуры)
У. Ыакаэе с соавт. (2008) создали многослойный тка-неинженерный прототип пищевода, состоящий из слоев эпителиальных клеток и фибробластов, культивируемых на амниотической мембране человека, и гладкомышеч-ных клеток, культивируемых на носителе из полиглико-левой кислоты, обернутых вокруг полимерной трубки для предотвращения деформации конструкции [36]. Такую трубчатую структуру трансплантировали в брюшную полость собакам, оборачивая фрагментом большого сальника. Через 3 нед. после трансплантации конструкция имела просвет, покрытый плоским эпителием, и толстый мышечноподобный слой. Полученный тканеинженерный прототип пищевода подшивали собакам на место частично резецированного пищевода. В течение 420 сут. наблюдения за животными трансплантированный прототип пищевода нормально проводил пищу, имел мышечный и эпителиальный слои, толщина которых была эквивалентна таковой для нативного пищевода, а также перистальтировал, чего не наблюдалось изначально после трансплантации в большой сальник. В исследовании также изучалась конструкция, основанная только на слое мышечных клеток, без слоев эпителия и фибро-бластов, однако трансплантация такого тканеинженер-ного прототипа приводила к формированию стриктур в течение 3 нед. [36]. Авторы предположили, что для уменьшения межклеточных пространств в слое поверхностных клеток и осуществления эпителием пищевода барьерной функции при трансплантации в большой сальник может оказаться эффективным воздействие воздуха на внутреннюю поверхность такой конструкции посредством введения сетчатого стента, соединенного трубкой с внешней средой [36]. Эта работа показывает
важность комбинированного применения различных видов клеточных популяций пищевода для создания тканеинженерных прототипов, а также зависимость процесса перистальтики от функциональной нагрузки. Примечательно, что с помощью предварительной трансплантации конструкции в большой сальник, авторы решали одну из сложнейших задач тканевой инженерии — обеспечение васкуляризации, которая является ключевым фактором выживания трансплантата.
В работе T. Jensen с соавт. (2015) были выделены эпителиальные и гладкомышечные клетки из пищевода крыс, их культивировали на синтетических матриксах-носителях из поли(молочной-ко-гликолевой) кислоты и поликапролактон/поли(молочной-ко-гликолевой) кислоты, полученных методом электроспиннинга, в биореакторе и через 14 сут. обнаружили эпителиальные, гладкомышечные и глиальные клеточные фенотипы. Таким образом, 3D культуры являлись тканеинженер-ными прототипами пищевода, они были ортотопически трансплантированы крысам, интегрировали в нативную ткань, поддерживали функцию проведения пищи в течение 2 нед. и сохраняли все три клеточных фенотипа [37]. Этот пример демонстрирует возможность успешного применения синтетических каркасов, имеющих хорошую биосовместимость как с клетками in vitro, так и с тканями ортотопического ложа in vivo. Также в рамках персонализированного подхода эпителиальные и гладкомышечные клетки могут быть получены из аутопищевода, что обеспечит их идеальную иммунологическую совместимость с реципиентом при дальнейшей трасплантации.
В целом, органотипические культуры служат для исследования т. н. эпителиально-мезенхимального взаимодействия, взаимодействия клеток с внеклеточным матриксом, процессов инвазивного роста, а также для изучения тканеинженерных прототипов пищевода in vitro.
Тканеинженерные прототипы пищевода
и особенности матриксов-носителей
Далеко не любая органотипическая культура может стать тканеинженерным прототипом органа, что связано прежде всего с требованиями к материалу матрикса-но-сителя. Если речь идет лишь об органотипической культуре, то основные требования к носителям клеток — это обеспечение механической поддержки и адгезии клеток, их интеграции и взаимодействия разных видов клеток, отсутствие цитотоксичности, проницаемость для ну-триентов и продуктов метаболизма. Матрикс-носитель тканеинженерных прототипов органов, помимо вышеуказанного, не должен являться иммуногенным, канцерогенным или тератогенным [38], однако, в первую очередь, он должен имитировать биомеханические свойства природной ткани [39].
Такие матриксы-носители могут быть натуральными и синтетическими, как биодеградируемыми, так и не-резорбируемыми (табл.) [40]. К натуральным относят децеллюляризованную ткань, когда из исходного материала удаляются клеточные и генетические элементы и остается только внеклеточный матрикс, а также изделия на основе натуральных белков, в основном компонентов внеклеточного матрикса, таких как коллаген, эластин, фибронектин, фибрин.
A. Saxena с соавт. (2009) показали формирование морфологически зрелого эпителия пищевода после 14 сут. культивирования эпителиальных клеток пищевода крыс на 3D-коллагеновых матриксах [41] и после 1 8 сут. культивирования эпителиальных клеток пищевода овец [42], при этом пласты клеток крыс сохраняли жизнеспособность в культуре до 8 нед.
A. Bhrany с соавт. (2006) создали тканеинженерный прототип пищевода крыс на основе внеклеточного ма-трикса пищевода, подвергнутого гипотоническому лизису, многократной децеллюляризации и расщеплению нуклеиновых кислот [43]. Полученный матрикс in vitro засевали эпителиальными клетками пищевода крыс, которые хорошо пролиферировали и через 11 сут. образовывали многослойную структуру, характерную для пищевода. При подкожной трансплантации через 30 сут. наблюдали васкуляризацию матрикса и минимальный воспалительный ответ. Недостатком этого ма-трикса являлась пониженная механическая прочность на разрыв [43].
B. Beckstead с соавт. (2005) успешно культивировали эпителиальные клетки пищевода на коммерческом матриксе из трупной дермы (AlloDerm). Через 18 сут. был обнаружен пролиферирующий базальный слой из 5-6 слоев шиповатых клеток эпителия. В исследовании было выявлено, что натуральный матрикс обеспечивал лучшие условия для культивирования клеток по сравнению с синтетическими матриксами на основе поли(1_-молочной), поли(молочной-ко-гликолевой) и поли-капролактон/поли(1_-молочной) кислот [44].
Матриксы-носители на основе децеллюляризирован-ных тканей имеют полное сходство по архитектонике с соединительнотканным «каркасом» замещаемого органа, под действием клеточных ферментов постепенно биоде-градируют и замещаются тканями реципиента, а также могут высвобождать факторы роста и пептиды, стимулирующие ремоделирование тканей и ангиогенез [45, 46]. Однако такие материалы имеют и ряд недостатков, в том числе потребность в донорском материале [47], длительность процедур обработки тканей, вероятность инфекционных, иммунных осложнений и ухудшения механических свойств в процессе изготовления [48].
Синтетические каркасы могут быть хорошей альтернативой натуральным, потому что их можно заранее изготовить в достаточных количествах, смоделировать необходимую пористость, биомеханические свойства и параметры поверхности для обеспечения клеточной адгезии. Синтетические матриксы-носители для тканевой инженерии чаще всего получают из различных полимеров, таких как поли-1_-молочная кислота, поливинилиден-фторид, полиамид, поликапролактон и др. [49] методами электроспиннинга, фазовой сепарации или методом замораживания-высушивания.
Считается, что для целей тканевой инженерии материал матрикса-носителя должен быть способен к биодеградации и постепенно замещаться вновь образованными тканями реципиента. В идеале пустоты в каркасе должны увеличиваться с такой же скоростью, с какой делятся клетки и заполняют каркас новыми тканями, то есть скорость биодеградации материала должна соответствовать темпам пролиферации клеток в ходе процессов регенерации, причем образующиеся продукты распада должны быть нетоксичными, метаболизировать-ся и выводиться из организма [50].
H. Makadia с соавт. (2011) создали тканеинженер-ные прототипы пищевода на основе синтетических матриксов-носителей из поли(молочной-ко-гликолевой) и поликапролактон/поли(молочной-ко-гликолевой) кислот, полученных методом электроспиннинга [51]. Поли(молочной-ко-гликолевая) кислота — биодеградиру-ющий полимер, на скорость разрушения которого влияют его молекулярная масса, кислотность среды, присутствие воды и ферментов [51], вследствие чего скорость его биорезорбции в условиях функциональной нагрузки, характерной для пищевода, может быть труднопредсказуема.
Данный полимер обеспечивает хорошую адгезию клеток, однако и адгезия микроорганизмов, обитающих в полости рта, достаточно высока, что может способствовать инфицированию тканеинженерной конструкции [52]. P. Kuppan с соавт. (2014] методом электроспиннинга получили нановолокнистые носители на основе поли(3-гидроксибутирата-ко-3-гидроксивалерата] и культивировали на них эпителиальные клетки пищевода, которые нормально функционировали [53]. Поли(3-гидроксибутирата-ко-3-гидроксивалерат] представляет собой полимер, подвергающийся деградации под действием ферментов бактерий, и, к сожалению, служащий источником энергии для микроорганизмов, что делает его потенциально опасным с точки зрения инфекционных осложнений при использовании в качестве материала для тканеинженерных прототипов пищевода. Кроме того, он обладает недостаточной механической прочностью, являясь хрупким и не эластичным [54]. _. Hou с соавт. (2015] методом термической фазовой сепарации создали трубчатый пористый каркас пищевода на основе поли(_-лактид-ко-капролактона], покрытый фибрином для улучшения адгезии клеток, и продемонстрировали его биосовместимость с первичной культурой эпителиальных клеток in vitro [55].
Кроме полностью синтетических или натуральных, описывается применение комбинированных каркасов, состоящих из синтетических полимеров и натуральных компонентов [56]. Например, M. Fan с соавт. (2014] получили тканеинженерный прототип пищевода на основе подслизистой оболочки тонкой кишки в сочетании с поли(3-гидроксибутират-ко-3-гидроксигексаноатом] и поли(молочной-ко-гликолевой] кислотой и доказали его биосовместимость с мезенхимальными стромальны-ми клетками костного мозга. Поли(3-гидроксибутират-ко-3-гидроксигексаноат] — биодеградируемый полимер, который разлагается микроорганизмами, подобно поли(гидроксибутират-ко-гидроксивалерату], однако обладает лучшими механическими свойствами. Недостатком поли(3-гидроксибутират-ко-3-гидроксигексаноата] является довольно сложный и дорогостоящий метод изготовления [57].
Существует альтернативное мнение, что для длительной трансплантации тканеинженерных конструкций в областях, которые подвержены интенсивному механическому [58], химическому и ферментативному воздействию [59], предпочтительно использовать небио-резорбируемые материалы. Например, J. Lynen с соавт. (2004] показали, что матриксы-носители на основе сетки из поливинилиденфторида способствовали локальной регенерации тканей пищевода, в то время как при имплантации биодеградируемой сетки из полиглактина 91 0 наблюдалась высокая частота несостоятельности анастомоза [60]. Небиодеградируемый материал по-лиамид-6 обладает хорошей механической прочностью, гибкостью, устойчивостью к химическим веществам и давно используется для производства медицинских изделий, например, протезов сосудов. Zhuravleva M. с соавт. (2016] методом электроспиннинга получили матрик-сы из полиамида-6, обнаружили, что они биосовместимы при имплантации приматам в область дефекта пищевода, и наблюдали восстановление эпителиального слоя и отсутствие нарушения функции пищевода [61].
При разработке синтетических матриксов для тканевой инженерии важно учитывать размер волокон. Микроволоконная структура обеспечивает хорошие механические свойства и высокую проницаемость для питательных веществ, однако обладает слабой адгезив-ностью для клеток. В тканевой инженерии пищевода
таблица. Разновидность матриксов-носителей и способы их получения
Матриксы-носители
Способ получения
Натуральные
Синтетические
Комбинированные
Децеллюляризированные (экстрацеллюлярный матрикс) [43]
На основе белковых компонентов: коллаген, эластин, фибронектин, фиброин шелка, гиалуроновая кислота, хитозан, альгинаты и т. д. [41]
Биодеградируемые [57]: поли(1_-молочная кислота), полиэтиленгликоль, полиглактин 910, поли(капролактон).
Небиодеградируемые: поливинилиденфторид, полиамид-6 [61]
Содержат искусственные и натуральные компоненты: совмещение подслизистой оболочки тонкой кишки с поли(3-гидроксибутират-ко-3-гидроксигексаноатом) и поли(молочной-ко-гликолевой) кислотой [55]
Электроспиннинг [51-53] Фазовая сепарация [55] 30 биопечать (стереолитография, лазерная печать, струйная печать и т. д.) [67]
Децеллюляризация [43] ДНК-программирование [68] Сверхкритическая флюидная пластификация полимеров [82] Ультрадиспергирование [82] Гель-сублимация [82] Гальванизация [82] Выщелачивание [82] Селективное лазерное спекание [83]
существенную проблему представляет формирование функционирующего эпителиального слоя, предотвращающего попадание микроорганизмов и жидкости в подлежащие ткани. У нановолокнистой поверхности адгезивность для эпителиальных и эндотелиальных клеток выше по сравнению с микроволоконной структурой каркаса [62]. В связи с этим H. Yoon с соавт. (2010) разработали комбинированные микро-нановолоконные ма-триксы, сочетающие эти свойства [63].
Другой проблемой синтетических матриксов, ограничивающей взаимодействие с ними клеток, является отсутствие на их поверхности биологически активных молекул — центров связывания с клеточными молекулами адгезии. Для решения этой проблемы и улучшения биосовместимости синтетических материалов возможно использовать различные покрытия, наиболее популярными из которых являются коллаген [64] и фибронектин. Так, например, Y. Zhu с соавт. (2007) продемонстрировали, что эпителиальные клетки пищевода свиньи пролифе-рировали на покрытых фибронектином поли-Ьлактид капролактоновых каркасах и синтезировали коллаген IV типа — компонент базальной мембраны [65]. Каркасы также могут быть дополнительно обогащены различными факторами роста для улучшения пролиферации и (или) дифференцировки клеток [45, 46]. Т. Тенчурин с соавт. (2017) разработали методику функционализа-ции волоконных матриксов путем введения в структуру волокон эпидермального фактора роста. Было показано, что данный модифицированный матрикс стимулировал пролиферацию клеточной линии MCF7 [66].
Организационная гетерогенность натуральных тканей оказалась особенно сложной для имитации в условиях in vitro. Большинство методов культивирования и со-культивирования позволяют получить лишь весьма упрощенную многослойную структуру. Различные методы конструирования материалов-носителей разрешают создавать материал с относительно однородными или неоднородными по размеру и расположению порами и волокнами, но без четко заданного расположения отдельных элементов [67]. Данная проблема может быть частично решена методами 3D-биопечати. Так, C. Chua с соавт. (2017) использовали метод 3D биопечати при создании тканеинженерного прототипа пищевода для нанесения внутреннего эпителиального слоя на внутреннюю поверхность поли^-лактид-ш-в-капролактоновых) носителей, покрытых мышечными
клетками [68]. Однако многие компоненты внеклеточного матрикса не подходят для биопринтинга в их естественном виде и требуют существенной модификации либо применения других материалов. Также методом биопринтинга сложно создавать ткани с высокой плотностью клеток. Основным недостатком экструзион-ного биопринтера является низкая разрешающая способность печати, весьма далекая от размеров одиночной клетки. В этом отношении перспективным представляется исследование M. Todhunter с соавт. (2015), в котором для воссоздания трехмерной структуры эпителиальных и стромальных тканей различных участков пищеварительной трубки in vitro из клеточной суспензии успешно использовали метод ДНК-программирования клеток, позволяющий с высокой точностью задавать пространственную ориентацию клеток. Метод ДНК-программирования клеток основан на включении химически функционализиро-ванной деградируемой олигонуклеотидной последовательности в диссоциированные клетки, что позволяет обеспечивать специфичную и обратимую клеточную адгезию к другим поверхностям, покрытым комплементарными последовательностями ДНК. С помощью поэтапной ДНК-запрограммированной сборки авторы создали 3D-массивы тканей длиной несколько сантиметров [69], однако на сегодняшний день получение полноразмерного тканеинженерного прототипа пищевода на основе данной методики представляется весьма отдаленной перспективой.
Адекватное кровоснабжение — один из ключевых факторов выживания тканеинженерных конструкций. Внутри организма большинство клеток находятся на расстоянии не более чем 100-200 мкм от ближайшего капилляра, что обеспечивает необходимую диффузию кислорода, питательных веществ и продуктов метаболизма для поддержания жизнеспособности клеток. Когда ткани, выращенные в лаборатории, трансплантируются в организм, это ограничение диффузии позволяет выжить только тем клеткам, которые располагаются в пределах 100-200 мкм от ближайшего капилляра. Наиболее распространенным способом обеспечения кровоснабжения таких конструкций представляется стимуляция роста сосудов посредством внесения в их состав факторов роста, которые активизируют миграцию предшественников эндотелиальных клеток и их дифференцировку. Наиболее изученным из таких
биологически активных веществ является сосудистый эндотелиальный фактор роста (VEGF) [70]. Для адгезии и пролиферации эндотелиальных клеток большую роль играют белки внеклеточного матрикса, поэтому покрытие матриксов-носителей или включение в их состав таких веществ как коллаген, фибронектин, фибрин, желатин, гиалуроновая кислота или минимальных пептидных последовательностей, необходимых для связывания с интегринами, может способствовать васкуляризации in vivo. Проектировать расположение сосудов в матрик-се возможно посредством методов фотолитографии, микроконтактной печати, микромолдинга и лазерной фотолитографии, которые позволяют контролировать размещение ангиогенных биомолекул [71].
Теоретические, тканеинженерные трансплантаты можно применять для замещения тканей пищевода как в ходе открытого оперативного вмешательства, так и при малоинвазивной эндоскопической реконструкции участков поврежденной слизистой оболочки органа. Использование тканеинженерных трансплантатов, изготовленных из различных материалов и видов клеток для трансплантации как мелким, так и крупным животным, приводило к положительным исходам в виде восстановления нормальной структуры и функции пищевода [72-75]. Так, T. Ohki с со-авт. (2012) описывают наложение клеточных пластов, полученных при культивировании клеток слизистой оболочки щеки, на область язвенного дефекта пищевода с полной эпителизацией в течение 3-5 нед. без формирования стриктур [74]. A. Nieponice с соавт. (2009) использовали трубчатые каркасы из децеллю-ляризированного мочевого пузыря свиньи в модели циркулярной резекции слизистой пищевода собаки с адекватным ремоделированием пищевода без формирования стриктур до 8 нед. [75].
Мы не обнаружили работ, посвященных трансплантации непосредственно эпителиальных органоидов пищевода с целью его замещения, однако проведен ряд успешных трансплантаций органоидов разных отделов пищеварительного тракта животным в область повреждения.
V. Agopian с соавт. (2009) трансплантировали органоиды из эмбриональных тканей слизистой оболочки кишки на носителе из полигликолевой кислоты в подвздошную кишку собак. Через 4 нед. гистологическими методами было подтверждено восстановление нормального строения слизистой оболочки кишки [76].
Схожие результаты были продемонстрированы в работе S. Yui с соавт. (2012), которые трансплантировали GFP-меченные органоиды из Lgr5+- клеток толстой кишки в область поверхностного дефекта толстой кишки мыши. Через 4 нед. в области трансплантации гистологически выявляли однослойный эпителий, формирующий характерные крипты. Трансплантаты показали хорошую приживаемость и существовали более 6 мес. [77]. J. Avansino с соавт. (2006) получили функционирующую слизистую оболочку тонкой кишки при трансплантации органоидов из эпителиальных клеток слизистой подвздошной кишки в область дефекта слизистой тонкой кишки. При этом новая слизистая оболочка содержала 4 вида клеток: клетки Паннета, каемчатые, бокаловидные и энтероэндокринные клетки [78].
R. Choi с соавт. (1997) методом ферментативной дезагрегации тонкой кишки создали эпителиально-соединительнотканные органоиды на матриксах-но-сителях из полигликолевой кислоты на основе так называемых органоидных единиц — структур, весьма далеких от классических, описанных выше органоидов,
и представляющих собой фрагменты эпителия и подлежащей соединительной ткани. Они трансплантировали полученные структуры в сальник крыс и через 8 нед. наблюдали образование бокаловидных клеток и структур, напоминающих ворсинки кишечника [79]. Аналогично, R. Spurrier с соавт. (2015) трансплантировали в сальник мышам органоидные единицы пищевода на носителях из полигликолевой кислоты/поли^-молочной кислоты, покрытых коллагеном. Такой тканеинженерный прототип пищевода имел эпителиальный слой с дифференцированными эпителиальными и пролиферирующими базальными клетками, нервные клетки и подлежащий мышечный слой, который демонстрировал спонтанную перистальтику в культуре [80].
Учитывая сходное строение пищевода и других отделов пищеварительного тракта, можно предположить, что органоиды пищевода также могут быть использованы для замещения поверхностных дефектов слизистой оболочки пищевода и для создания функционирующего эпителия в полнослойных тканеинженерных прототипах пищевода по аналогии с созданием тканеинженерных конструкций других отделов пищеварительного тракта.
Заключение
Несмотря на ряд преимуществ органоидов по сравнению с традиционными клеточными линиями, они все же представляют собой весьма упрощенные структуры: хотя органоиды и содержат несколько видов клеток, в них не хватает клеток, присутствующих в in vivo системах (например, нейронов, эндотелиальных клеток или клеток иммунной системы), которые, однако, могут быть внесены в процессе культивирования.
Органоиды могут иметь различия в зависимости от методики и источников их получения, что значительно влияет на воспроизводимость результатов. Данная проблема может быть минимизирована путем создания органоидов из стволовых клеток, так как для этих целей используются хорошо изученные популяции клеток и стандартизированные протоколы дифференцировки.
Моделирование полноразмерных прототипов органов пищеварительного тракта, в целом, и пищевода, в частности, на основе технологии органоидов на сегодняшний день носит экспериментальный характер, а практическое применение таких подходов является весьма отдаленной перспективой, что связано с рядом трудностей. Например, использование органоидов в персонализированной медицине и тканевой инженерии представляется ограниченным в связи с тем, что поддержание культур органоидов является затратным, так как требует дорогостоящих факторов роста для достижения значительной биомассы материала. Кроме того, необходимо поддерживать массу живой ткани в трехмерном пространстве, которая зависит от ангио-генеза, а поскольку формирование полноценных сосудов — процесс сложный и длительный, толщина новых конструкций не превышает 1 см [81].
Подводя итог, необходимо отметить, что тканевая инженерия пищевода является перспективным направлением, однако предстоит решить множество задач на пути к клинической трансляции результатов.
Благодарности
Обзор подготовлен при поддержке Российского научного фонда (грант № 14-45-00018). Работа выполнена в рамках программы повышения конкурентоспособности Казанского федерального университета.
Профессору Паоло Маккиарини за ценные советы и содействие.
ЛИТЕРАТУРА:
1. Zhang Y. Epidemiology of esophageal cancer. World J. Gastroenterol. 2013; 19(34): 5598-606.
2. Каприн А.Д., Старинский В.В., редакторы. Злокачественные новообразования в России в 2016 году (заболеваемость и смертность). Россия: МНИОИ им. П.А. Герцена филиал ФГБУ «НМИЦ радиологии» Минздрава России; 2018.
3. Trobs R.B., Finke W., Bahr M. et al. Isolated tracheoesophageal fistula versus esophageal atresia — Early morbidity and short-term outcome. A single institution series. Int. J. Pediatr. Otorhinolaryngol. 2017; 94: 104-11.
4. Буеверов А.О., Лапина Т.Л., Охлобыстин А.В. Ахалазия кардии. В: Ивашкин В.Т., редактор. Гастроэнтерология: Клинические рекомендации. 2-изд. Россия: ГЭОТАР-Медиа; 2009. С. 1-12.
5. Ивашкин В.Т., Маев И.В., Трухманов А.С. и др. Клинические рекомендации Российской гастроэнтерологической ассоциации по диагностике и лечению гастроэзофагеальной рефлюксной болезни. Рос. Журн. гастроэнтерол. гепатол. колопроктол. 2017; 27(4): 75-95.
6. Сторонова О., Джахая Н., Трухманов А. Роль защитных факторов слизистой оболочки пищевода в лечении гастроэзофагеальной реф-люксной болезни. Клин. перспективы гастроэнтерологии, гепатологии 2014; 5: 37-42.
7. Khan M., Santana J., Donnellan C. et al. Medical treatments in the short-term management of reflux oesophagitis. Cochrane Database Syst Rev. 2007; 2: CD003244..
8. Van Boeckel P., Siersema P.D. Refractory esophageal strictures: what to do when dilation fails. Current Treatment Options in Gastroenterology 2015; 13(1): 47-58.
9. Harlak A., Yigit T., Coskun K. et.al. Surgical treatment of caustic esophageal strictures in adults. Int. J. Surg. 2013; 11(2): 164-8.
10. Gossot D., Lefebvre J.F. Ischaemic atrophy of the cervical portion of a substernal colic transplant: successful reconstruction using a synthetic resorbable tube. Br. J. Surg. 1988; 75: 801-2.
11. Freud E., Efrati I., Kidron D. et al. Comparative experimental study of esophageal wall regeneration after prosthetic replacement. Biomed. Mater. Res. 1999; 45(2): 84-91.
12. Macchiarini P., Mazmanian G.M., de Montpréville V. et al. Experimental tracheal and tracheoesophageal allotransplantation. Paris-Sud University Lung Transplantation Group. Thorac. Cardiovasc. Surg. 1995; 110: 1037-46.
13. Freud E., Efrati I., Kidron D. et al. Comparative experimental study of esophageal wall regeneration after prosthetic replacement. Biomed. Mater. Res. 1999; 45(2): 84-91.
14. Hirdes M.M., Vleggaar F.P., Siersema P.D. Stent placement for esophageal strictures: an update. Expert Rev. Med. Devices 2011; 8(6): 733-55.
15. Saxena A.K. Esophagus tissue engineering: designing and crafting the components for the "hybrid construct" approach. Eur. J. Pediatr. Surg. 2014; 24(3): 246-62.
16. Nadkarni R.R., Abed S., Draper J.S. Organoids as a model system for studying human lung development and disease. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2016; 473(3): 675-82.
17. Hynds R.E., Giangreco A. Concise review: the relevance of human stem cell-derived organoid models for epithelial translational medicine. Stem Cells 2013; 31(3): 417-22.
18. Fang Y., Eglen R.M. Three-Dimensional Cell Cultures in Drug Discovery and Development. SLAS Discovery 2017; 22(5): 456-72.
19. Dedhia P.H., Bertaux-Skeirik N., Zavros Y. et al. Organoid Models of Human Gastrointestinal Development and Disease. Gastroenterology 2016; 150: 1098-112.
20. Chanson L., Brownfield D., Garbe J.C. et al. Self-organization is a dynamic and lineage-intrinsic property of mammary epithelial cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 2011; 108(8): 3264-9.
21. Tait I.S., Flint N., Campbell F.C. et al. Generation of neomucosa in vivo by transplantation of dissociated rat postnatal small intestinal epithelium. Differentiation 1994; 56: 91-100.
22. DeWard A.D., Cramer J., Lagasse E. Cellular heterogeneity in the mouse esophagus implicates the presence of a nonquiescent epithelial stem cell population. Cell Rep. 2014; 9(2): 701-11.
23. Sato T., Vries R.G., Snippert H.J. et al. Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche. Nature 2009; 459: 262-5.
24. Ootani A., Li X., Sangiorgi E. Sustained in vitro intestinal epithelial culture within a Wnt-dependent stem cell niche. Nat. Med. 2009; 15: 701-6.
25. Doupe D.P. A single progenitor population switches behavior to maintain and repair esophageal epithelium. Science 2012; 337: 1091-3.
26. Giroux V., Lento A.A., Islam M. et al. Long-lived keratin 15+ esophageal progenitor cells contribute to homeostasis and regeneration. J. Clin. Invest. 2017; 127(6): 2378-91.
27. Whelan K. Esophageal 3D culture systems as modeling tools in esophageal epithelial pathobiology and personalized medicine. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology 2018; 5: 461-78.
28. Kasagi Y., Chandramouleeswaran P.M., Whelan K.A. et al. The esophageal organoid system reveals functional interplay between Notch and cytokines in reactive epithelial changes. Cell. Mol. Gastroenterol. Hepatol. 2018; 5: 333-52.
29. Дергилев К.В., Макаревич П.И., Меньшиков М.Ю. и др. Применение тканеинженерных конструкций на основе пластов клеток для восстановления тканей и органов. Гены и клетки 2016; 11(3): 23-32.
30. Ameen A., Xingnan L., Cantrell M. et al. Gastrointestinal organoid cultures for functional evaluation of oncogenic loci. Journal of Clinical Oncology 2015; 33: 85-95.
31. Spurrier R.G., Speer A.L., Hou X. et al. Murine and human tissue-engineered esophagus form from sufficient stem/progenitor cells and do not require microdesigned biomaterials. Tissue Eng. Part A 2015; 21: 906-15.
32. Streuli C.H., Bailey N., Bissell M.J. Control of mammary epithelial differentiation: basement membrane induces tissue-specific gene expression in the absence of cell-cell interaction and morphological polarity. Cell Biol. 1991; 115: 1383-95.
33. Miki H., Ando N., Ozawa S. et al. An artificial esophagus constructed of cultured humanesophageal epithelial cells, fibroblasts, polyglycolic acid mesh, and collagen. ASAIO 1999; 45: 502-8.
34. Kalabis J., Wong G.S., Vega M.E. et al. Isolation and characterization of mouse and human esophageal epithelial cells in 3 organotypic culture. Nat. Protoc. 2012; 7(2): 235-46.
35. Vrana N.E., Lavalle P., Dokmeci M.R. et al. Engineering functional epithelium for regenerative medicine and in vitro organ models: a review. Tissue Engineering Part B: Reviews 2013; 19(6): 529-43.
36. Nakase Y., Nakamura T., Kin S. et al. Intrathoracic esophageal replacement by in situ tissue-engineered esophagus. J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 2008; 136: 850-9.
37. Jensen T., Blanchette A., Vadasz S. et al. Biomimetic and synthetic esophageal tissue engineering. Biomaterials 2015; 57: 133-41.
38. Jungebluth P., Bader A., Baiguera S. et al. The concept of in vivo airway tissue engineering. Biomaterials 2012; 33(17): 4319-26.
39. Kim B.S., Mooney D.J. Scaffolds for engineering smooth muscle under cyclic mechanical strain conditions. Biomech. Eng. 2000; 122(3): 210-5.
40. Dhandayuthapani B., Krishnan U.M., Sethuraman S. Fabrication and characterization of chitosan-gelatin blend nanofibers for skin tissue engineering. Biomed. Mater. Res. Part B: Appl. Biomater. 2010; 94(1): 264-72.
41. Saxena A.K., Ainoedhofer H., Höllwarth M.E. Esophagus tissue engineering: in vitro generation of esophageal epithelial cell sheets and viability on scaffold. Pediatr. Surg. 2009; 44: 896-901.
42. Saxena A.K., Ainoedhofer H., Höllwarth M.E. Culture of ovine esophageal epithelial cells and in vitro esophagus tissue engineering. Tissue Eng. Part C: Methods 2010; 16: 109-14
43. Bhrany A.D., Beckstead B.L., Lang T.C. et al. Development of an esophagus acellular matrix tissue scaffold. Tissue Eng. 2006; 12: 319-28.
44. Beckstead B.L., Pan S., Bhrany A.D. et al. Esophageal epithelial cell interaction with synthetic and natural scaffolds for tissue engineering. Biomaterials 2005; 26: 6217-28.
45. Jungebluth P., Bader A., Baiguera S. et al. The concept of in vivo airway tissue engineering. Biomaterials 2012; 33(17): 4319-26.
46. Thorrez L., Shansky J., Wang L. Growth, differentiation, transplantation and survival of human skeletal myofibers on biodegradable scaffolds. Biomaterials 2008; 29(1): 75-84.
47. Mattei G., Magliaro C., Pirone A. et al. Decellularized human liver is too heterogeneous for designing a generic extracellular matrix mimic hepatic scaffold. Artif. Organs 2017; 41(12): 347-55.
48. Hwang J., San B.H., Turner N.J. et al. Molecular assessment of collagen denaturation in decellularized tissues using a collagen hybridizing peptide. Acta Biomater. 2017; 53: 268-78.
49. Hynds R.E., Giangreco A. Concise review: the relevance of human stem cell-derived organoid models for epithelial translational medicine. Stem Cells 2013; 31(3): 417-22.
50. Velasco M.A., Narvaez-Tovar C.A., Garzon-Alvarado D.A. Design, materials, and mechanobiology of diodegradable scaffolds for bone tissue engineering. Biomed Res Int. 2015; 2015: 729076.
51. Makadia H.K., Siegel S.J. Poly Lactic-co-Glycolic acid (PLGA) as biodegradable controlled drug delivery carrier. Polymers 2011; 3(3): 1377-97.
52. Al-Ahmad A., Schubert C., Carvalho C. et al. Comparison of bacterial adhesion andcellular proliferation on newly developed three-dimensional scaffolds manufactured by rapid prototyping technology. Biomed. Mater. Res. Part A 2011; 98(2): 303-11.
53. Kuppan P., Sethuraman S., Krishnan M. Poly(3-hydroxybutyrate-co-3-hydroxyvalerate)-based nanofibrous scaffolds to support functional esophageal epithelial cells towards engineering the esophagus. Journal of Biomaterials Science, Polymer Edition 2014; 25(6): 574-93.
54. Srikanth P., editor. Handbook of bioplastics and biocomposites engineering applications. USA: John Wiley & Sons; 2011.
55. Hou L., Jin J., Lv J. et al. Constitution and in vivo test of micro-porous tubular scaffold for esophageal tissue engineering. Biomater. Appl. 2015; 30(5): 568-78.
56. Chen F.M, Liu X. Advancing biomaterials of human origin for tissue engineering. Prog. Polym. Sci. 2016; 53: 86-168.
57. Fan M.R., Gong M., Da L.C. et al. Tissue engineered esophagus scaffold constructed with porcine small intestinal submucosa and synthetic polymers, https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24457267.
58. Patel M., Fisher J.P. Biomaterial scaffolds in pediatric tissue engineering. Pediatr. Res. 2008; 63(5): 497-501.
59. Burkersroda F., Schedl L., Göpferich A. Why degradable polymers undergo surface erosion or bulk erosion. Biomaterials 2002; 23(21): 4221-31.
60. Lynen J.P., Klinge U., Anurov M. et al. Surgical mesh as a scaffold for tissue regeneration in the esophagus. Eur. Surg. Res. 2004; 36: 104-11.
61. Zhuravleva M., Gilazieva Z., Grigoriev T.E. In vitro assessment of elec-trospun polyamide-6 scaffolds for esophageal tissue engineering. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 2018, [Epub ahead of print].
62. Hajicharalambous C.S., Lichter J., Hix W.T. et al. Nano- and sub-micron porous polyelectrolyte multilayer assemblies: biomimetic surfaces for human corneal epithelial cells. Biomaterials 2009; 30: 4029-36.
63. Yoon H., Kim G. Micro/nanofibrous scaffolds electrospun from PCL and small intestinal submucosa. Biomater. Sci., Polym. Ed. 2010; 21(5): 553-62.
64. He W., Ma Z., Yong T. et al. Fabrication of collagen-coated biodegradable polymer nanofiber mesh and its potential for endothelial cells growth. Biomaterials 2005; 26: 7606-15.
65. Zhu Y., Leong M.F., Ong W.F. et al. Esophageal epithelium regeneration on fibronectin grafted poly(L-lactide-co-caprolactone) (PLLC) nanofiber scaffold. Biomaterials 2007; 28: 861-8.
66. Тенчурин Т.Х., Люндуп А.В., Демченко А.Г. и др. Модификация биодеградируемого волокнистого матрикса эпидермальным фактором роста при эмульсионном электроформовании для стимулирования пролиферации эпителиальных клеток. Гены и клетки 2017; 12(4): 47-52.
67. Lu T., Li Y., Chen T. Techniques for fabrication and construction of three-dimensional scaffolds for tissue engineering. International Journal of Nanomedicine 2013; 8: 337-50.
68. Chua C.K., Yeong W.Y., An J. Special Issue: 3D Printing for Biomedical Engineering. Materials Basel 2017; 10(3): 243-5.
69. Todhunter M.E., Jee N.Y., Hughes A.J. et al. Programmed synthesis of three-dimensional tissues. Nat. Methods 2015; 12(10): 975-81.
70. Murphy W.L., Peters M.C., Kohn D.H. et al. Sustained release of vascular endothelial growth factor from mineralized poly(lactide-co-glycolide) scaffolds for tissue engineering. Biomaterials 2000; 21(24): 2521-7.
71. Moon J.J., West J.L. Vascularization of engineered tissues: approaches to promote angio-genesis in biomaterials. Current topics in medicinal chemistry 2008; 8(4): 300-10.
72. Lopes M.F., Cabrlta A., Ilharco J. et al. Esophageal replacement In rat using porcine intestinal submucosa as a patch or a tubeshaped graft. Dis. Esophagus 2006; 19: 254-62.
73. Kim B.S., Mooney D.J. Scaffolds for engineering smooth muscle under cyclic mechanical strain conditions. J. Biomech. Eng. 2000; 122(3): 210-5.
74. Ohki T., Yamato M., Ota M. et al. Prevention of esophageal stricture after endoscopic submucosal dissection using tissue-engineered cell sheets. Gastroenterology 2012; 143: 582-8.
75. Nieponice A., McGrath K., Qureshi I. et al. An extracellular matrix scaffold for esophageal stricture prevention after circumferential EMR. Gas-trointest. Endosc. 2009; 69(2): 289-96.
76. Agopian V.G., Chen D.C., Avansino J.R. Intestinal stem cell organoid transplantation generates neomucosa in dogs. Gastrointest. Surg. 2009; 13: 971-82.
77. Yui S., Nakamura T., Sato T. et al. Functional engraftment of colon epithelium expanded in vitro from a single adult Lgr5+ stem cell. Nat. Med. 2012; 18: 618-23.
78. Avansino J.R., Chen D.C., Hoagland V.D. et al. Orthotopic transplantation of intestinal mucosal organoids in rodents. Surgery 2006; 140(3): 423-34.
79. Choi R.S., Vacanti J.P. Preliminary studies of tissue-engineered intestine using isolated epithelial organoid units on tubular synthetic biodegradable scaffolds. Transplant. Proc. 1997; 29: 848-51.
80. Spurrier R.G., Speer A.L., Hou X. et al. Murine and Human Tissue-Engineered Esophagus Form from Sufficient Stem/Progenitor Cells and Do Not Require Microdesigned Biomaterials. Tissue Engineering Part A 2015; 21(5-6): 906-15.
81. Vacanti J.P. Tissue and organ engineering: can we build intestine and vital organs? Gastrointest. Surg. 2003; 7(7): 831-5.
82. Севастьянов В.И. Технологии тканевой инженерии и регенеративной медицины. Вестник трансплантологии и искусственных органов 2014; 16(3): 93-108.
83. Вахрушев И.В., Антонов Е.Н., Суббот А.М. и др. Тканеинженерные конструкции для регенеративной медицины на основе мезенхимальных клеток пульпы молочного зуба и полимерных матриксов нового поколения. Курский научно-практический вестник «Человек и его здоровье» 2017; 2: 106-11.
Поступила: 04.032017
