CC BY
898
DOI: 10.23868/201811031
введение в 3й-виопринтинг: история формирования направления, принципы и этапы биопечати
Ю.Дж. Хесуани 1, Н.С. Сергеева2' 3, В.А. Миронов1, А.Г. Мустафин3, А.Д. Каприн2
1 30-Биопринтинг Солюшенс, Москва, Россия
2 Московский научно-исследовательский онкологический институт имени П.А. Герцена — филиал Национального медицинского исследовательского центра радиологии, Москва, Россия
3 Российский национальный исследовательский медицинский университет имени Н.И. Пирогова, Москва, Россия
introduction to 3D-BiopRiNTiNG: THE HisToRY, principles AND sTAGEs
Yu.D. Khesuani1, N.S. Sergeeva2 3, V.A. Mironov1, A.G. Mustafin2, A.D. Kaprin2
1 3D Bioprinting Solutions, Moscow, Russia
2 Moscow PA. Herzen Research Oncological Institute — the branch of National Medical Research Center of Radiology, Moscow, Russia
3 N.I. Pirogov Russian National Research Medical University, Moscow, Russia
e-mail: [email protected]
3й-биопечать тканеинженерных конструкций и прототипов органов для регенеративной медицины — одно из наиболее быстро развивающихся направлений биотехнологии. В обзоре представлены этапы 3й-печати, классические (струйная печать, печать с применением лазера и экструзионная биопечать) и новые (акустическая, магнитная и in situ биопечать) технологии. Систематизированы данные по использованию гидрогелей и клеточного материала (одиночных клеток и тканевых сфероидов) в 3й-биопечати.
ключевые слова: 3й-биопринтинг, технологии, клетки, тканевые сфероиды, гидрогели.
Введение
3й-биопринтинг — одно из перспективных направлений развития трехмерной печати — высокоточной технологии поэтапного процесса построения изделия (модели, прототипа) сложной архитектуры согласно заданной цифровой модели, называемой еще технологией быстрого прототипирования или аддитивной технологией. В 1986 г. C. Hull получил патент на технологию стереолитографии на основе фотополимеризации [1]. Эта работа стала первой на пути создания технологии трехмерной печати, которая сегодня объединяет уже ряд технологий: послойное наплавление (Fused Deposition Modeling — FDM), стереолитографию (Stereolithography Apparatus — SLA, Digital Light Processing — DLP), полноцветную печать (Color Het Printing — CJP), многоструйное моделирование (Multi Jet Modeling — MJM), селективное лазерное спекание (Selective Laser Sintering — SLS), селективное лазерное плавление (Selective Laser Melting — SLM) и прямое лазерное спекание металлов. Сравнительно быстро эти разработки были перенесены из промышленности в медико-биологическую область, на первых этапах — для создания моделей костных дефектов и имплантатов для их замещения.
В 2003 г. T. Boland с соавт. [2] описал метод биопечати, основанный на традиционной двумерной струйной технологии. В том же году V. Mironov с соавт. предложили метод экструзионной трехмерной биопечати, при котором тканевые сфероиды являются «строительными блоками» [3]. И, наконец, в 2016 г. Управление по контролю пищевых продуктов и лекарственных средств США (Food and Drug Administration — FDA) выпустило проект руководства под названием «Технические решения для устройств, созданных с использованием аддитивных технологий», которое содержало рекомендации по применению технологий трехмерной печати и изделий, полученных с помощью этих технологий [4]. Таким образом,
3D bioprinting of tissue and organ constructs is one of the most rapidly growing directions in biotechnology and regenerative medicine. Stages of 3D bioprinting process, "classic" bioprinting technologies (ink-jet, extrusion and laser-based) and novel (acoustic, magnetic and in situ) bioprinting technologies are described in the review. Data for hydrogel and cell material (single cells and tissue spheroids) usage in 3D bioprinting was systemized.
Keywords: 3D bioprinting, technologies, cells, tissue spheroids, hydrogels.
сегодня трехмерной биопечатью (3D-биопечатью, или 3D-биопринтингом) называют высокоточную технологию послойного производства трехмерных тканевых и органных конструктов с внешней и внутренней архитектурой, заданной цифровой моделью, и с использованием живых клеток в качестве печатного материала.
Для процесса биопечати требуются, как минимум, три составляющие: 1 ) биопринтер — роботическое устройство, позволяющее послойно создавать трехмерные биологические объекты согласно заданным характеристикам; 2) клеточный материал; 3) материалы природного, синтетического или смешанного происхождения как основа биомиметического 3D-матрикса. В технологии 3D-биопечати выделяют следующие основные этапы: этап «пред-подготовки» (pre-processing), этап «производства» (processing) и этап «пост-принтинга» (post-processing) [5].
Этап «предподготовки» включает моделирование будущего трехмерного объекта, культивирование клеточного материала, а также подбор материала для матриксов под конкретный тип трехмерной биопечати (экструзи-онная/струйная/лазерная и др.). При проектировании объекта печати оператор задает размеры, геометрию, количество слоев и другие характеристики модели в соответствии с решаемыми задачами и на основе данных о конфигурации зоны имплантации, полученных с помощью МРТ или КТ [6]. Заданную структуру цифровых трехмерных моделей можно точно воссоздать с использованием трехмерного проектирования в системе автоматизированного программирования (САПР) или в CAD-формате (Computer Aided Design), после чего трехмерная модель может быть сохранена в STL (Stereolithography) или AMF-форматах (Action Message Format) [7].
На этапе «производства» трехмерную структуру конструкта получают путем послойного нанесения на подложку биоматериалов и живых клеток согласно кадрам
Термический Пьезоэлектрический Шнековый Поршневой Пневматический Лазер-стимулированный
Г"' Г Г rJ J***
У.!..»*■ И; У| и«*Д "ill ." *> |Г* Иг I— ¿аШ
Струйная биопечать Экструзионная биопечать Лазерная биопечать
Рис. 1. Основные типы биопечати и варианты используемых дозаторов для гидрогелей с клеточным материалом
управляющей программы. САПР обеспечивает «нарезку» 30-модели на тонкие горизонтальные слои и задает траектории движения инструментов печати по двумерным сечениям. Некоторые биопринтеры оснащены системой лазерного позиционирования, которая соотносит координаты «носика» форсунки (точку Z) с поверхностью печатной платформы (точками X и Y). Как правило, на этом этапе запускают систему видеофиксации, которая в режиме реального времени обеспечивает наблюдение за процессом создания трехмерных конструктов [8].
Этап «пост-принтинга» необходим для стабилизации структуры напечатанного объекта и включает его «дозревание» в биореакторе, когда формируются такие базовые характеристики, как механическая прочность, структурная целостность, а также функциональные свойства [5, 9].
«Классические» технологии 3D-биопечати
В настоящее время описано три основных метода биопринтинга (рис. 1): струйная печать, печать с применением лазера и печать, основанная на методе экструзии [10].
Преимущества струйного биопринтинга заключаются в невысокой стоимости струйных принтеров, а также в возможности одновременной печати несколькими типами клеток из нескольких форсунок. Для струйной печати в качестве «биобумаги» используют биодеградируемые гидрогели с «температурным» типом полимеризации — переходящие из жидкого в гелеобразное состояние при повышении температуры от +15°С до +21 °С. Процесс экструзии гидрогелей происходит последовательно слой за слоем и чередуется с послойным нанесением клеточного материала. К недостаткам данного метода относят невозможность применения гелей с высокой вязкостью, частое слипание и осаждение клеток в картридже, а также засорение отверстий в форсунках принтера [11, 12].
При биопечати с применением лазера осуществляется прямой лазер-индуцированный перенос одиночных клеток или тканевых сфероидов на полимерную подложку любой вязкости (Laser-Induced Forward Transfer — LIFT) [13], что позволяет с высокой точностью располагать их в пространстве, не используя форсунки (nozzle-free подход) [14]. Основными лимитирующими факторами данного метода считаются возможное деструктивное воздействие лазера на клетки, а также попадание микрочастиц металлов в напечатанный конструкт вследствие вапоризации металлической абсорбирующей подложки [15].
При биопечати, основанной на методе экструзии, послойное формирование тканевого трехмерного эквивалента осуществляется при передвижении
механической платформы по двум направлениям по горизонтали, а по вертикали — с помощью подвижного экс-трудера (форсунки) [16]. Такой подход позволяет использовать спектр разнообразных материалов для биопечати: гидрогели из биосовместимых полимеров с большим диапазоном вязкости, неорганические компоненты, клетки, а также тканевые сфероиды [17, 18]. Так, данный метод биопечати был апробирован с применением гидрогелей на основе альгината, желатина, желатин-метакриламида, коллагена, фибрина, то есть полимеров на основе гидрофильных макромолекул, способных к равновесному и обратимому набуханию в водных растворах. Тип полимеризации этих гелей различен: ионный (например, альгинат в присутствии ионов кальция), химический (реакция при смешивании двух и более химических агентов, например, фибриногена и тромбина), физический (с воздействием на гидрогели УФ-излучения), рН-зависимый (например, для коллагена), температурный (Р1игопю Р-127) [19].
Компоненты (гидрогели и клеточный
материал) для 3D-биопринтинга
Для биопечати каждого типа тканеинженерных конструктов необходим соответствующий выбор как клеточного материала, так и биоматериалов для создания 313-подложек. В этих целях апробирован широкий спектр биоматериалов — от мягких гидрогелей до жестких керамических матриксов [20-23]. В тканевой инженерии матриксы-носители имитируют внеклеточный матрикс (ВКМ), поэтому в процессе их изготовления методом трехмерной биопечати необходимо учитывать многие характеристики, в том числе конечную пористость, взаимосвязь и размеры пор, кинетику биодеградации, механические свойства и биосовместимость.
Из твердых биоматериалов, например кальций-фосфатных, можно изготавливать механически прочные и, соответственно, долго сохраняющиеся конструкции [24]. Однако при их формировании обычно используют высокие температуры или токсичные растворители, поэтому они не подходят для биопечати с одновременным нанесением клеточного материала. Клеточный материал, как правило, высевают на такие конструкты после их изготовления, чтобы избежать воздействия на клетки неблагоприятных факторов [25].
Это же касается и синтетических гелей (табл. 1), которые в своем большинстве являются слабодеградиру-ющими, а мономеры некоторых из них — цитотоксичны. Кроме того, и сам процесс полимеризации цитотоксичен, поэтому клетки наносятся на/в конструкт также после завершения его формирования.
Более естественным подходом является использование для 313-биопринтинга гидрогелей на основе
таблица 1. Гидрогели на основе синтетических материалов для Эй-биопринтинга
Базовый полимер
Модификации
Метод полимеризации
Полиэтиленгликоль(ПЭГ)
Мультицепочечный ПЭГ
Полиэтиленгликоль-диакрилат (ПЭГДА) ПЭГдиметакрилат (ПЭГДМА) ПЭГ-пептид
ПЭГ-акрилат
ПЭГ-азид ПЭГ-тиол
Полиакриламид
Полиизопропилакриламид
Полигидроксиэтилметакрилат
Фотоиндуцируемая
Фотоиндуцируемая
Фотоиндуцируемая
Фотоиндуцируемая; химическая (реакция Михаэля)
Химическая
Химическая(реакция Михаэля) Фотоиндуцируемая Фотоиндуцируемая Фотоиндуцируемая
таблица 2. Гидрогели на основе натуральных полимеров для Эй-биопринтинга
Базовый полимер
Преимущества
Недостатки
Тип полимеризации
Коллаген
Альгинат
Фибрин
Агароза Желатин
Гиалуроновая кислота
Биосовместимость, биодеградация
Биосовместимость, простота получения заданных свойств
Биосовместимость, биодеградация
Доступность
Биосовместимость
Биосовместимость
Недостаточная прочность Быстрая полимеризация
Быстрая полимеризация, недостаточная прочность
Быстрая полимеризация
Требует дополнительных химических модификаций для полимеризации, быстрая деградация в водной среде при температуре 37°С
Требует дополнительных химических модификаций для полимеризации
Температурная, рН-зависимая Ионочувствительная (соли кальция)
Химическая (фибриноген + тромбин) Температурная
Температурная, рН-зависимая, фотоиндуцируемая
Фотоиндуцируемая; химическая (с использованием перекрестно-сшивающих агентов)
натуральных биополимеров (табл. 2), которые цитосов-местимы и поэтому обеспечивают благоприятные условия для печати клетками. При изготовлении мягких ма-триксов на основе гидрогелей из натуральных полимеров должны учитываться такие их реологические свойства, как способность к набуханию, коэффициент поверхностного натяжения, а также кинетика полимеризации и последующей биодеградации [25-27].
В литературе последних лет представлены данные о создании гидрогелей на основе сравнительно недавно описанных природных биополимеров — шёлкоподобных, рекомбинантных коллагеноподобных, эластиноподоб-ных, резилиноподобных (резилин — эластомерный белок, имеющийся у многих насекомых) [26, 28-31]. Опыт использования разных гидрогелей для биомедицинских целей, на основе которых получают тканевые, органные конструкты и тканеинженерные эквиваленты методами биопечати, суммирован в табл. 3.
Технологии 313-биопринтинга были апробированы для разных типов клеток при создании эквивалентов органов и тканей (табл. 3). Описаны попытки конструирования прототипов поджелудочной железы с эндокринной функцией как этап формирования инсулин-продуцирующего органа [56]. Опубликованы результаты экспериментов по биопечати эквивалентов печени с использованием человеческих индуцированных плюрипотентных стволовых
клеток (ИПСК) с последующей их дифференцировкой в гепатоциты [57]. Известны работы по биопечати эквивалентов ткани легких на основе Matrigel и линий эпителиальных (А549) и эндотелиальных (EA.hy926) клеток [58], а также эквивалентов нервной ткани, содержащих клетки Шванна и ММСК, полученные из костного мозга с использованием агарозной подложки [59].
Еще один из перспективных подходов в технологии трехмерной биопечати — печать тканевыми (клеточными) сфероидами [60-62]. Фундаментальным биологическим принципом, лежащим в основе данного варианта биопечати, является феномен тканевого слияния: тканевые сфероиды, находящиеся близко друг к другу, сливаются в результате действия сил поверхностного натяжения [6Э]. Для удержания их рядом друг с другом в трехмерном пространстве используют описанные выше синтетические каркасы и гидрогели. Печать тканевыми сфероидами по результатам некоторых исследований имеет ряд значимых преимуществ перед печатью клеточной суспензией. Так, высокая плотность клеток внутри сфероидов, синтез клетками сфероидов внеклеточного матрикса, способность сфероидов к слиянию в органоподобные структуры с формированием тканевой архитектоники, а также возможность автоматизированного получения сфероидов разного диаметра, в том числе содержащих в себе различные типы клеток,
Таблица 3. Использование в биомедицине тканевых, органных конструктов и тканеинженерных эквивалентов на основе гидрогелей, полученных разными методами биопечати
Клеточный материал
Гидрогель
Технологии использования
Биомедицинское применение
Скелетные миобласты, Альгинат
мультипотентные мезенхимальные стромальные клетки — ММСК, хондроциты, кардиомиоциты
ММСК, хондроциты Хитозан
ММСК, нейрональные клетки Агароза
Хондроциты
Хондроциты, фибробласты Гиалуроновая
кислота
Эндотелиальные клетки, Коллаген
кератиноциты, хондроциты, фибробласты, ММСК, тиреоциты, нейрональные клетки
Хондроциты, гепатоциты, Желатин
фибробласты
Хондроциты, эндотелиальные клетки Фибрин/ из пупочной вены человека — HUVEC фибриноген (human umbilical vein endothelial cells), нейрональные клетки, гепатоциты, фибробласты
ММСК, HUVEC ПЭГ
Фибробласты, гепатоциты, ММСК Pluronic F-127
Гепатоциты, ММСК, хондроциты, Matrigel фибробласты, эпителиальные клетки, эндотелиальные клетки
Струйная биопечать, экструзионная биопечать
Экструзионная биопечать
Экструзионная биопечать
Метилцеллюлоза Экструзионная биопечать
Экструзионная биопечать
Струйная печать, экструзионная биопечать
Экструзионная биопечать
Струйная биопечать, экструзионная биопечать
Экструзионная биопечать
Экструзионная биопечать
Восстановление тканей сердца, замещение нервной ткани, мышечной ткани, хрящевой ткани и кожи [32-37]
Восстановление хрящевой ткани [38]
Восстановление хрящевой ткани, нервной ткани [39]
Восстановление хрящевой ткани [40]
Восстановление хрящевой ткани, кожи [41, 42]
Восстановление тканей кожи, кровеносных сосудов, хряща, нервной ткани, ткани щитовидной железы [43-45]
Восстановление хрящевой ткани, ткани печени, кожи [46-48]
Восстановление хрящевой ткани, ткани печени, кожи, кровеносных сосудов, нервной ткани [49-51]
Восстановление кровеносных сосудов [52]
Восстановление кровеносной сети [53]
Экструзионная Восстановление ткани печени, биопечать хрящевой ткани, кожи [54, 55]
доказывают перспективность этого направления клеточ-но-тканевой инженерии. Кроме того, показано, что клетки в сфероидах имеют более высокую резистентность к стрессу, радиации и другим «неблагоприятным» факторам, что снижает вероятность изменения кариотипа этих клеток на этапе ex vivo [64].
Сегодня известно несколько методов изготовления тканевых сфероидов: метод «висячей капли» [65], использование плашек с неадгезивной поверхностью [66], метод вращающейся колбы [67], применение неадгезивных микромолдов [68], микрофлюидных систем [69], трехмерных подложек [70] и другие [71]. Описано получение сфероидов из ММСК костного мозга и жировой ткани, плаценты человека и животных, гепатоцитов, HUVECs и других типов клеток, которые апробированы в технологиях тканевой инженерии кожи, сердечно-сосудистой, костно-мышечной и нервной систем (табл. 4].
Некоторые новые технологии биопринтинга(акустическая, магнитная, 4D-биопечать, биопечать in situ)
В описанных выше аддитивных технологиях осуществляют послойное нанесение биоматериалов и клеток или тканевых и (или] клеточных сфероидов с помощью дис-пенсеров, причем гидрогели и полимеры служат «удерживающими» структурами — матриксами-носителями.
Однако использование таких поддерживающих каркасов в должной мере не обеспечивает возможность располагать сфероиды вплотную друг к другу или создавать сеть ветвящихся каналов (аналогов кровеносных сосудов) в тканеинженерном конструкте. Новой технологией, способной решить некоторые из этих проблем, является магнитная биофабрикация тканевых конструктов.
Применение магнитных сил в тканевой инженерии началось с серии исследований А. 1Ш с соавт. (2005) [86]. Разработанный подход получил определение «тканевая инженерия с применением магнитных сил». В первых сериях экспериментов магниты и создаваемые ими магнитные поля использовались для нанесения клеток, содержащих магнитные наночастицы, на различные подложки. Следующим этапом стало применение магнитных сил для управления перемещением тканевых сфероидов, содержащих магнитные наночастицы [87-90].
Группа и. □етлпс! (2015) одной из первых применила принцип магнитной левитации клеток без насыщения их магнитными наночастицами. В данных экспериментах авторы управляли диамагнитными объектами размерами от нескольких миллиметров до нескольких сантиметров в парамагнитной среде, в градиенте магнитного поля, создаваемого специальными магнитами. В отсутствие прямых контактов между компонентами их равновесная конечная конфигурация зависела от баланса
таблица 4. Применение тканевых сфероидов в экспериментах in vivo
Система органов Тип клеток Метод формирования сфероидов Размер сфероидов (мкм) Метод доставки in vivo
Сердечно- Кардиомиоциты С использованием плашек 100 Формирование заплатки путем
сосудистая человека, полученные с низкоадгезивной биопечати с использованием
система из ИПСК; НШЕС; поверхностью тканевых сфероидов
фибробласты сердца с последующей трансплантацией
человека [72]
ММСК крысы [73] Метод «висячей капли» 200 Инъекция сфероидов в область
инфаркта миокарда
ММСК человека [74] Метод вращающихся 100-350 Инъекция сфероидов в мышцу
культуральных флаконов сердца
НЫУЕС; аортальные С использованием плашек 560-670 Биоинжиниринг трубчатых
гладкомышечные с низкоадгезивной конструктов с последующей
клетки человека; поверхностью трансплантацией в область
фибробласты кожи инфраренального отдела
человека [75] брюшной аорты
Система Гепатоциты человека; С использованием плашек 500-600 Биоинжиниринг ткане-
органов НЫУЕС; ММСК с низкоадгезивной инженерной конструкции
пищеварения человека [76] поверхностью с последующей трансплантацией
в паренхиму печени
Эндокринная/ ММСК миндалин С использованием плашек 500 Подкожная трансплантация
экзокринная человека, с низкоадгезивной
системы полученные после поверхностью
тонзиллэктомии [77]
Кожа ММСК человека, Метод вращающихся Н/Д Нанесение сфероидов
полученные культуральных флаконов непосредственно на кожный
из жировой ткани [78] дефект
Костно- ММСК крысы С использованием плашек 200 Нанесение сфероидов
мышечная [79] с низкоадгезивной на Матригеле непосредственно
система поверхностью в костный дефект
ММСК кролика С использованием плашек 50 Биоинжиниринг ткане-
[80] с низкоадгезивной инженерной конструкции
поверхностью с последующей трансплантацией
в коленную чашечку
ММСК человека [81] С использованием плашек 170-220 Нанесение сфероидов
с низкоадгезивной в геле на основе лизата
поверхностью тромбоцитов с добавлением
кальций-фосфатной керамики
непосредственно в костный
дефект
ММСК кролика [82] С использованием плашек 700 Биоинжиниринг ткане-
с низкоадгезивной инженерной конструкции
поверхностью с последующей трансплантацией
непосредственно в костный
дефект
Нервная Эмбриональные, Комбинированный 400 Подкожная трансплантация
система эпителиальные подход метода «висячей сфероидов
и мезенхимальные капли» с последующим
клетки мыши [83] культивированием
в плашках
с низкоадгезивной
поверхностью
ММСК крысы [84] С использованием плашек 90-110 Инъекция сфероидов
с низкоадгезивной непосредственно в дефект
поверхностью спинного мозга
ММСК человека Метод «висячей капли» 25 Инъекция сфероидов в сонную
из плаценты [85] артерию
действующих магнитных и гравитационных сил. В качестве дополнительного агента для усиления парамагнитной среды авторы использовали соли гадолиния, которые входят в состав некоторых контрастных препаратов для МРТ, и, таким образом, разрешены для клинического применения [91].
Другим подходом в разработке «бесскаффолдной» технологии является управление клеточным материалом с помощью ультразвуковых волн, то есть акустической биопечати [92, 93] или «акустического пинцета» [94]. Принцип действия «акустического пинцета» заключается в следующем: пьезоэлектрическая подложка и две взаимно перпендикулярные пары преобразователей генерируют стоячие поверхностные акустические волны, которые захватывают и перемещают клетки. Изменение положения клеток происходит при изменении амплитуды звука и фазы преобразователей. Поскольку фаза и амплитуда — задаваемые и легко изменяемые параметры, точность перемещения клеток ограничена только разрешающей способностью оборудования. Скорость перемещения клеток с помощью «акустического пинцета» может достигать 2,5 микрометров в секунду [95]. В ряде работ показано, что данный вид манипуляции клеточными объектами не влияет на их жизнеспособность, функциональность и экспрессию генов [96, 97]. Кроме того, возможность управлять клетками в закрытых системах значительно снижает риск возможной микробной и грибковой контаминации, а также позволяет не использовать форсунки для манипуляции клеточным материалом. При этом «акустические пинцеты» потребляют мощность приблизительно в 106 раз меньше, чем оптические пинцеты [94], работая в диапазоне частот, применяемом, в частности, в аппаратах ультразвуковой диагностики для визуализации плода в утробе матери [9В].
Для управления левитационной сборкой клеточного материала в жидкой среде не исключено одновременное использование неоднородного магнитного и акустического полей. При этом конструкт формируется в той области пространства, где в результате совместного действия гравитационного, магнитного и акустического полей образуется «магнито-акустическая ловушка», в которой гравитационные силы скомпенсированы, и тканевые сфероиды испытывают лишь действие сил, приближающих их друг к другу. Форма образующегося конструкта задается конфигурацией магнитно-акустического поля [99]. Описанный подход находится пока в стадии технологической разработки, так как требует программ для динамики изменения акустических и магнитных волн и специализированного оборудования.
Еще одной из разрабатываемых технологий является биопечать in situ, то есть замещение дефектов тканей и органов непосредственно в рамках оперативного вмешательства. Этот метод считается перспективным в виду возможного «физиологического» решения проблемы васкуляризации напечатанного конструкта за счет миграции в него прогениторных эндотелиальных
ЛИТЕРАТУРА:
1. Freedman D.H. Layer By Layer. MIT Technology Review 2011; 115(1): 50-3.
2. Wilson W.C. Jr., Boland T. Cell and organ printing 1: protein and cell printers. Anat. Rec. A Discov. Mol. Cell. Evol. Biol. 2003; 272(2): 491-6.
3. Mironov V.A., Boland T., Trusk T. et al. Organ printing: computer-aided jet-based 3D tissue engineering. Trends Biotechnol. 2003; 21(4): 157-61.
4. Coburn J., FDA Additive Manufacturing Working Group. Technical Considerations for Additive Manufactured Devices. In: FDA/RSNA Joint Meeting on 3D Printed Patient-specific Anatomic Models; 2017 Aug 31; Silver Spring, MD, USA; 2017. https://www.fda.gov/downloads/MedicalDe-vices/NewsEvents/WorkshopsConferences/UCM575719.pdf
клеток, а также прорастания в него капилляров из окружающей дефект ткани реципиента. Идея in situ биоприн-тинга впервые была предложена P. Campbell с соавт. в 2007 г. [99]. Однако с того времени было проведено лишь небольшое количество исследований из-за отсутствия интерактивного программного обеспечения для сканирования формы и глубины тканевого дефекта и биопечати на негоризонтальной поверхности. Кроме того специальные требования предъявляются к экстру-дируемым биологическим материалам, которые, в частности, должны быстро полимеризоваться в раневом дефекте без воздействия таких дополнительных факторов как УФ-излучение или химические сшивающие агенты. Тем не менее in situ прямой биопринтинг непосредственно в тканевом дефекте имеет ряд значимых преимуществ перед другими технологиями 30-биопечати: исключена как необходимость предварительного формования подложки, так и индукции дифференцировки стволовых или прогениторных клеток in vitro, которые сразу размещаются в естественное, богатое факторами роста микроокружение, обеспечивающее их органоти-пическую дифференцировку. Более того, при биопечати in situ можно достичь требуемой иерархии в расположении клеток разных типов внутри дефекта, в отличие от технологий трансплантации готовых конструктов, которые могут изменить форму в процессе набухания, сжатия и других деформаций.
Эксперименты по in situ биопечати пока немногочисленны, но подтверждают ее преимущества, сформулированные выше. Так, A. Skardal с соавт. (2012) продемонстрировали возможность струйной биопечати in situ фибробластами и кератиноцитами для замещения ожоговых ран [100]. V. Keriquel с соавт. (2010) опубликовали результаты удачных экспериментов по замещению дефектов костной ткани с использованием лазерной биопечати in situ [101].
Заключение
Таким образом, в целом технологии 30-биопринтинга активно развиваются и усложняются с привлечением новых физических воздействий, призванных обеспечить формирование органотипических тканевых эквивалентов, близких к исходным тканям или легко ремоделируемых организмом. Необходимым условием широкого распространения трехмерной биопечати является стандартизация спектра компьютерных платформ для 30-дизайна. В то же время программное обеспечение для планирования биопечати должно оставаться «гибким», то есть давать возможность использовать различные технические приемы и материалы с разными характеристиками. Разработка такого стандартизированного программного обеспечения, позволяющего создавать трехмерные модели, управляя элементами биопринтера, и адаптирующегося к компонентам биопечати, является одной из основных задач современного этапа развития 30-биопринтинга.
5. Mironov V.A., Kasyanov V.A., Marwald R.R. Organ printing: from bioprinter to organ biofabrication line. Curr. Opin. Biotechnol. 2011; 22: 667-73.
6. Rengier F., Mehndiratta A., von Tengg-Kobligk H. et al. 3D printing based on imaging data: review of medical applications. Int. J. Comput. Assist. Radiol. Surg. 2010; 5: 335-41.
7. Chen X., Li X., Xu L. et al. Development of a computer-aided design software for dental splint in orthognathic surgery. Sci. Rep. 2016; 14(6): 1-10.
8. Hesuani Y.D., Pereira F.D.A.S., Parfenov V. et al. Design and implementation of novel multifunctional 3D bioprinter. 3D Printing and Additive Manufacturing 2016; 3(1): 65-8.
9. Shafiee A., Atala A. Printing Technologies for Medical Applications. Trends Mol. Med. 2016; 22(3): 254-65.
10. Murphy S.V., Atala A. 3D bioprinting of tissues and organs. Nat. Bio-technol. 2014; 32(8): 773-85.
11. Amer B.D., Ibrahim T.O. Bioprinting Technology: A Current State-of-the-Art Review. J. Manuf. Sci. Eng. 2014; 136(6): 1-11.
12. Leberfinger A.N., Ravnic D.J., Dhawan A. et al. Concise Review: Bioprinting of Stem Cells for Transplantable Tissue Fabrication. Stem Cells Transl. Med. 2017; 6(10): 1940-8.
13. Barron J.A., Ringeisen B.R., Kim H. et al. Application of laser printing to mammalian cells. Thin Solid Films 2004; 453-454: 383-7.
14. Mezel C., Souquet A., Hallo L. et al. Bioprinting by laser-induced forward transfer for tissue engineering applications: jet formation modeling. Biofabrication 2010; 2(1): 1-7.
15. Ozbolat I., Yu Y. Bioprinting Towards Organ Fabrication: Challenges and Future Trends. IEEE Trans. Biomed. Eng. 2013; 60(3): 691-9.
16. Rocca M., Fragasso A., Liu W. et al. Embedded Multimaterial Extrusion Bioprinting. SLAS Technol. 2017; 1: 1-10.
17. Jakab K., Norotte C., Marga F. et al. Tissue engineering by self-assembly and bio-printing of living cells. Biofabrication 2010; 2: 1-14.
18. Peltola S.M., Melchels F.P., Grijpma D.W. et al. A review of rapid prototyping techniques for tissue engineering purposes. Ann. Med. 2008; 40: 268-80.
19. Wang S., Lee J.M., Yeong W.Y. Smart hydrogels for 3D Bioprinting. Int. J. Bioprint. 2015; 1(1): 3-14.
20. Chia H.N., Wu B.M. Recent advances in 3D printing of biomaterials. J. Biol. Eng. 2015; 9: 1-14.
21. Mandrycky C., Wang Z., Kim K. et al. 3D bioprinting for engineering complex tissues. Biotechnol. Adv. 2016; 34(4): 422-34.
22. Ozbolat I., Hospodiuk M. Current advances and future perspectives in extrusion-based bioprinting. Biomaterials 2016; 76: 321-43.
23. Zhu W., Ma X., Gou M. et al. 3D printing of functional biomaterials for tissue engineering. Curr. Opin. Biotechnol. 2016; 40: 103-12.
24. Heller M., Bauer H.K., Goetze E. et al. Materials and scaffolds in medical 3D printing and bioprinting in the context of bone regeneration. Int. J. Comput. Dent. 2016; 19(4): 301-21.
25. Hölzl K., Lin S., Tytgat L. et al. Bioink properties before, during and after 3D bioprinting. Biofabrication 2016; 8(3): 1-19.
26. Wang Y., Adokoh C.K., Narain R. Recent development and biomedical applications of self-healing hydrogels. Expert Opin. Drug Deliv. 2017; 23: 1-15.
27. Hakam M.S., Imani R., Abolfathi N. et al. Evaluation of fibrin-gelatin hydrogel as biopaper for application in skin bioprinting: An in-vitro study. Biomed. Mater. Eng. 2016; 27(6): 669-82.
28. Boyd-Moss M., Fox K., Brandt M. et al. Bioprinting and Biofabrication with Peptide and Protein Biomaterials. Adv. Exp. Med. Biol. 2017; 1030: 95-129.
29. Costa J.B., Silva-Correia J., Oliveira J.M. et al. Fast Setting Silk Fibroin Bioink for Bioprinting of Patient-Specific Memory-Shape Implants. Adv. Healthc. Mater. 2017; 6(22): 1-10.
30. Jungst T., Smolan W., Schacht K. et al. Strategies and Molecular Design Criteria for 3D Printable Hydrogels. Chem. Rev. 2016; 116(3): 1496-539.
31. Wtodarczyk-Biegun M.K., Del Campo A. 3D bioprinting of structural proteins. Biomaterials 2017; 134: 180-201.
32. Derby B. Printing and Prototyping of Tissues and Scaffolds. Science 2012; 338(6109): 921-6.
33. Fedorovich N.E., De Wijn J.R., Verbout A.J. et al. Three-dimensional fiber deposition of cell-laden, viable, patterned constructs for bone tissue printing. Tissue Eng. Part A 2008; 14: 127-33.
34. Fedorovich N.E., Schuurman W., Wijnberg H.M. et al. Biofabrication of osteochondral tissue equivalents by printing topologically defined, cell-laden hydrogel scaffolds. Tissue Eng. Part C: Methods 2012; 18: 33-44.
35. Gaetani R., Doevendans P., Metz C.H.G. et al. Cardiac tissue engineering using tissue printing technology and human cardiac progenitor cells. Biomaterials 2012; 33: 1782-90.
36. Lee J.S., Hong J.M., Jung J.W. et al. 3D printing of composite tissue with complex shape applied to ear regeneration. Biofabrication 2014; 6(2): 024103.
37. Poldervaart M.T., Wang H., van der Stok J. et al. Sustained release of BMP-2 in bioprinted alginate for osteogenicity in mice and rats. PLoS One 2013; 8(8): e72610.
38. Ye K., Felimban R., Traianedes K. et al. Chondrogenesis of infrapatellar fat pad derived adipose stem cells in 3D printed chitosan scaffold. PLoS One 2014; 9(6): e99410.
39. Duarte Campos D.F., Blaeser A., Weber M. et al.Three-dimensional printing of stem cell-laden hydrogels submerged in a hydrophobic high-density fluid. Biofabrication 2013; 5(1): 015003.
40. Markstedt K., Mantas A., Tournier I. et al. 3D Bioprinting Human Chondrocytes with Nanocellulose-Alginate Bioink for Cartilage Tissue Engineering Applications. Biomacromolecules 2015; 16(5): 1489-96.
41. Dana N., Parker V., Meredith M. et al. Photocrosslinkable hyaluro-nan as scaffold for articular cartilage repair. Ann. Biomed. Eng. 2004; 32: 391-7.
42. Skardal A., Zhang J., McCoard L. et al. Photocrosslinkable hyaluro-nan-gelatin hydrogels for two-step bioprinting. Tissue Eng. Part A 2010; 16: 2675-85.
43. Lee V., Singh G., Trasatti J.P. et al. Design and fabrication of human skin by three-dimensional bioprinting.Tissue Eng. Part C: Methods 2014; 20: 473-84.
44. Lee W., Lee V., Polio S. et al. On-demand three-dimensional freeform fabrication of multi-layered hydrogel scaffold with fluidic channels. Biotechnol. Bioeng. 2010; 105: 1178-86.
45. Lee W., Pinckney J., Lee V. et al. Three-dimensional bioprinting of rat embryonic neural cells. Neuroreport 2009; 20: 798-803.
46. Bertassoni L.E., Cardoso J.C., Manoharan V. et al. Direct-write bioprinting of cell-laden methacrylated gelatin hydrogels. Biofabrication 2014; 6(2): 024105.
47. Billiet T., Gevaert E., De Schryver T. et al. The 3D printing of gelatin methacrylamide cell-laden tissue-engineered constructs with high cell viability. Biomaterials 2014; 35(1): 49-62.
48. Wang X., Yan Y., Pan Y. et al. Generation of three-dimensional hepa-tocyte/gelatin structures with rapid prototyping system. Tissue Eng. 2006; 12: 83-90.
49. Gregor A., Hosek J. 3D printing methods of biological scaffolds used in tissue engineering. In: Mechanical Engineering And New High-Tech Products Development — MECAHITECH'11. Proceedings of International Conference On Innovations, Recent Trends And Challenges In Mechatronic; 2011; 3: 88-92.
50. Lee V., Lanzi A., Ngo H. et al. Generation of multi-scale vascular network system within 3D hydrogel using 3D Bio-printing technology. Cell. Mol. Bioeng. 2014; 7(3): 460-72.
51. Xu W., Wang X., Yan Y. et al. Rapid prototyping three-dimensional cell/gelatin/fibrinogen constructs for medical regeneration. J. Bioact. Com-pat. Polym. 2007; 22: 363-77.
52. Hockaday L., Kang K.H., Colangelo N.W. et al. Rapid 3D printing of anatomically accurate and mechanically heterogeneous aortic valve hy-drogel scaffolds. Biofabrication 2012; 4(3): 035005.
53. Wu W., De Coninckn A., Lewis J. Omnidirectional printing of 3D microvascular networks. Adv. Mater. 2011; 23: 78-83.
54. Fedorovich N.E., Wijnberg H.M., Dhert W.J. et al. Distinct tissue formation by heterogeneous printing of osteo- and endothelial progenitor cells. Tissue Eng. Part A 2011; 17: 2113-21.
55. Snyder J.E., Hamid Q., Wang C. et al. Bioprinting cell-laden matrigel for radioprotection study of liver by pro-drug conversion in a dual-tissue mi-crofluidic chip. Biofabrication 2011; 3(3): 034112.
56. Marchioli G., van Gurp L., van Krieken P.P. et al. Fabrication of three-dimensional bioplotted hydrogel scaffolds for islets of Langerhans transplantation. Biofabrication 2015; 7(2): 1-18.
57. Faulkner-Jones A., Fyfe C., Cornelissen D.J. et al. Bioprinting of human pluripotent stem cells and their directed differentiation into hepatocyte-like cells for the generation of mini-livers in 3D. Biofabrication 2015; 7: 1-13.
58. Horvath L., Umehara Y., Jud C. et al. Engineering an in vitro air-blood barrier by 3D bioprinting. Sci. Rep. 2015; 5: 1-8.
59. Owens C.M., Marga F., Forgacs G. et al. Biofabrication and testing of a fully cellular nerve graft. Biofabrication 2013; 5: 1-10.
60. Huang G.S., Tseng C.S., Linju Y.B. et al. Solid freeformfabricated scaffolds designed to carry multicellular mesenchymal stem cell spheroids for cartilage regeneration. Eur. Cell Mater. 2013; 26: 179-94.
61. Kudan Ye.V., Pereira F.D.A.S., Parfenov V.A. et al. Spreading of tissue spheroids from primary human fibroblasts on the surface of microfibrous electrospun polyurethane matrix (A scanning electron microscopic study). Morphology 2015; 148(6): 70-4.
62. Moldovan N.I., Hibino N., Nakayama K. Principles of the Kenzan Method for Robotic Cell Spheroid-Based Three-Dimensional Bioprinting. Tissue Eng. Part B: Rev. 2017; 23(3): 237-44.
63. Pérez-Pomares J.M., Foty R.A. Tissue fusion and cell sorting in embryonic development and disease: biomedical implications. Bioessays 2006; 28: 809-21.
64. Yamada K.M., Cucierman E. Modeling tissue morphogenesis and cancer in 3D. Cell 2007; 130: 601-14.
65. Kelm J.M., Djonov V., Ittner L.M. et al. Design of custom-shaped vascularized tissues using microtissue spheroids as minimal building units. Tissue Eng. 2006; 12: 2151-60.
66. Hamilton G.A., Westmorel C., George A.E. Effects of medium composition on the morphology and function of rat hepatocytes cultured as spheroids and monolayers. In vitro Cell. Dev. Biol. Anim. 2001; 37: 656-67.
67. Nyberg S.L., Hardin J., Amiot B. et al. Rapid, large-scale formation of porcine hepatocyte spheroids in a novel spheroid reservoir bioartificial liver. Liver Transpl. 2005; 11: 901-10.
68. Napolitano A.P., Dean D.M., Man A.J. et al. Scaffold-free three-dimensional cell culture utilizing micromolded nonadhesive hydrogels. BioTechniques 2007; 43: 494-500.
69. Chan H.F., Zhang Y., Ho Y.P. et al. Rapid formation of multicellular spheroids in double-emulsion droplets with controllable microenvironment. Sci. Rep. 2013; 3: 1-8.
70. Chua K.N., Lim W.S., Zhang P. et al. Stable immobilization of rat he-patocyte spheroids on galactosylated nanofiber scaffold. Biomaterials 2005; 26: 2537-47.
71. Lin R.Z., Chan H.Y. Recent advances in three-dimensional multicellular spheroid culture for biomedical research. Biotechnol. J. 2008; 3: 1172-84.
72. Ong C.S., Fukunishi T., Nashed A. et al. Creation of cardiac tissue exhibiting mechanical integration of spheroids using 3D bioprinting. J. Vis. Exp. 2017; 125(2): 1-5.
73. Kelm J.M., Breitbach M., Fischer G. et al. 3D Microtissue Formation of Undifferentiated Bone Marrow Mesenchymal Stem Cells Leads to Elevated Apoptosis. Tissue Eng. Part A 2011; 18(7-8): 692-702.
74. Bhang S.H., Lee S., Shin J.Y. et al. Efficacious and clinically relevant conditioned medium of human adipose-derivedstem cells for therapeutic an-giogenesis. Mol. Ther. 2014; 22(4): 862-72.
75. Jakab K., Neagu A., Mironov V. et al. Engineering biological structures of prescribed shape using self-assembling multicellular systems. PNAS USA 2004; 101: 2864-9.
76. Yanagi Y., Nakayama K., Taguchi T. et al. In vivo and ex vivo vivo methods of growing a liver bud through tissue connection. Sci. Rep. 2017; 7(1): 1-15.
77. Park I.S., Chung P.S., Ahn J.C. Angiogenic synergistic effect of adipose-derived stromal cell spheroids with low-level light therapy in a model of acute skin flap ischemia. Cells Tissues Organs 2016; 202(5-6): 307-18.
78. Kwon S.H., Bhang S.H., Jang H.K. et al. Conditioned medium of adipose-derived stromal cell culture in three-dimensional bioreactors for enhanced wound healing. J. Surg. Res. 2015; 194: 8-17.
79. Yamaguchi Y., Ohno J., Sato A. et al. Mesenchymal stem cell spheroids exhibit enhanced in-vitro and in-vivo osteoregenerative potential. BMC Biotechnol. 2014; 14: 1-10.
80. Ishihara K., Nakayama K., Akieda S. et al. Simultaneous regeneration of full-thickness cartilage and subchondral bone defects in vivo using a three-dimensional scaffold-free autologous construct derived from high-density bone marrow-derived mesenchymal stem cells. J. Orthop. Surg. Res. 2014; 9(98): 1-10.
81. Chatterjea A., Yuan H., Fennema E. et al. Engineering new bone via a minimally invasive route using human bone marrow-derived stromal cell aggregates, microceramic particles, and human platelet-richplasma gel. Tissue Eng. Part A 2013; 19(3-4): 340-9.
82. Murata D., Tokunaga S., Tamura T. et al. A preliminary study of osteochondral regeneration using a scaffold-free three-dimensional construct of porcine adipose tissue-derived mesenchymal stem cells. J. Orthop. Surg. Res. 2015; 10(35): 1-12.
83. Kuchler-Bopp S., Becavin T., Kokten T. et al. Three-dimensional microculture system for tooth tissue engineering. J. Dent. Res. 2016; 95: 657-64.
84. Tseng T.C., Hsu S.H. Substrate-mediated nanoparticle/gene delivery to MSC spheroids and their applications in peripheral nerve regeneration. Biomaterials 2014; 35: 2630-41.
85. Guo L., Ge J., Zhou Y. et al. Three-dimensional spheroid cultured mesenchymal stem cells devoid of embolism attenuate brain stroke injury after intra-arterial injection. Stem Cells Dev. 2014; 23: 978-89.
86. Ito A., Ino K., Hayashida M. et al. Novel methodology for fabrication of tissue-engineered tubular constructs using magnetite nanoparticles and magnetic force. Tissue Eng. 2005; 11(9-10): 1553-61.
87. Bratt-Leal A., Kepple K., Carpenedo R. et al. Magnetic manipulation and spatial patterning of multi-cellular stem cell aggregates. Integr. Biol. 2011; 3(12): 1224-32.
88. Ho V.H.B., Müller K.H., Barcza A. et al. Generation and manipulation of magnetic multicellular spheroids. Biomaterials 2010; 31(11): 3095-102.
89. Luciani N., Vicard D., Gazeau F. et al. Successful chondrogenesis within scaffolds, using magnetic stem cell confinement and bioreactor maturation. Acta Biomater. 2016; 37: 101-10.
90. Whatley B., Li X., Zhang N. et al. Magnetic-directed patterning of cell spheroids. J. Biomed. Mater. Res. Part A 2014; 102(5): 1537-47.
91. Tasoglu S., Yu C.H., Liaudanskaya V. et al. Magnetic Levitational Assembly for Living Material Fabrication. Adv. Healthc. Mater. 2015; 4(10): 1469-76.
92. Guo F., Mao Z., Chen Y. et al. Three-dimensional manipulation of single cells using surface acoustic waves. PNAS USA 2016; 113(6): 1522-7.
93. Zhou Y. The Application of Ultrasound in 3D Bio-Printing. Molecules 2016; 21(5): E590.
94. Bazou D. Biochemical properties of encapsulated high-density 3-D HepG2 aggregates formed in an ultrasound trap for application in hepa-totoxicity studies : Biochemical responses of encapsulated 3-D HepG2 aggregates. Cell Biol. Toxicol. 2010; 26(2): 127-41.
95. Guo F., Li P., French J. et al. Controlling cell-cell interactions using surface acoustic waves. PNAS USA 2015; 112(1): 43-8.
96. Friend J., Yeo L.Y. Surface acoustic wave microfluidics. Lab. Chip 2013; 13(18): 3626-49.
97. Li P., Mao Zh., Peng Zh. et al. Acoustic separation of circulating tumor cells. PNAS USA 2015; 112(16): 4970-5.
98. Sapozhnikov O.A., Bailey M.R. Radiation force of an arbitrary acoustic beam on an elastic sphere in a fluid. J. Acoust. Soc. Am. 2013; 133(2): 661-76.
99. Campbell P., Weiss L. Tissue engineering with the aid of inkjet printers. Expert Opin. Biol. Ther. 2007; 7(8): 1123-7.
100. Skardal A., Mack D., Kapetanovic E. et al. Bioprinted amniotic fluid-derived stem cells accelerate healing of large skin wounds. Stem Cells Transl. Med. 2012; 1(11): 792-802.
101. Keriquel V., Guillemot F., Arnault I. et al. In vivo bioprinting for computer- and robotic-assisted medical intervention: preliminary study in mice. Biofabrication 2010; 2(1): 1-8.
Поступила: 18.052018
