CC BY
15
4. Фшьтроперлгг кормовий для с/г тварин i птищ / Я. I. Кирилiв, Б. С. Барило, Б.Я. Кирилiв. ТУ У 15.7 - 00492990 - 001:2008.
5. Визначення загальних лiпiдiв за Фолчем: методики дослщжень з фiзiолоril i бюими сiльськогосподарських тварин / пiд ред. Н. Я. Довганя. Львiв: ВКП ВМС, 1998. С. 39, 40.
6. А.с. 397843. Способ определения активности протеиназ / К. А. Калунянц, Р. Н. Гребешова, Л. М. Лупова, Л. Г. Федорова. М., 1973. 4 с.
7. Довгань, Н.Я. Метод визначення амшол™чно1 активности методи визначення активной ферментних препарата i норми згодовування 1х тваринам : методичнi рекомендаци / Н.Я. Довгань, 1.В. Добрянський, В.Я. Дорда [та ш.]. 1987. С. 6-9.
8. Определение активности липазы: методы биохимического анализа: справоч. пособие / под ред. Б. Д. Кальницкого. Боровск, 1997. С. 24-26.
9. Матюшкин, В. Жир в рационе ремонтного молодняка кур / В. Матюшкин // Комбикорма. 2003. № 6. С. 44, 45.
10. Топорков, Н. Качество мяса бройлеров при использовании в комбикормах различных жиров / Н. Топорков // Птицеводство. 2006. N° 6. С. 27, 28.
11. Меерсон, Ф. З. Адаптация, стресс и профилактика: монография / Ф. З. Меер-сон. М.: Наука, 1981. 278 с.
12. Взаимотношения ферментативных функций поджелудочной железы и тонкой кишки при адаптивных процессах / А.М. Уголев, А.А. Груздков, Ю.Д. Зильбер [и др.] // Физиологический журнал СССР им. И. М. Сеченова. 1987. Т. 64. № 9. С. 1217-1228.
13. Барило, Б.С. Вплив перл^ на продуктившсть курчат-бройлерiв [Текст] / Б. С. Барило, Я. I. Кирилiв // Науковий вюник ЛНУВМ та БТ iменi С. З. Гжицького. 2008. Т. 10. № 2 (37). С. 3-9.
14. Барило, Б.С. Продуктившсть курчат-бройлерiв i якють продукци при додаванш до рацюну перлггу / Б. С. Барило, Я. I. Кирилiв // Науково-техшчний бюлетень 1БТ УААН. 2009. Вип. 10. № 1-2. С. 122-126.
УДК 577.118:636.4
НЕКОТОРЫЕ АСПЕКТЫ УГЛЕВОДНОГО ОБМЕНА У ПОРОСЯТ ПРИ СКАРМЛИВАНИИ ИМ КУЛЬТУРАЛЬНОЙ ЖИДКОСТИ ДРОЖЖЕЙ РОДА 8АССИАКОМУСЕ8 СЕЯЕУКЬАЕ С БИОКОМПЛЕКСАМИ ХРОМА
И.Я. МАКСИМОВИЧ, Р.Я. ИСКРА, В.В. СНИТИНСКИЙ Институт биологии животных УААН г. Львов, Украина, 79000
(Поступила в редакцию 25.01.2010)
Введение. Влияние микроэлементов на животный организм происходит главным образом через гормоны, ферменты и витамины. Хром относится к элементам, жизненно необходимым животным [1]. Основная его функция - действие с инсулином в процессах углеводного обмена. Он входит в структуру нуклеиновых кислот и, вероятно, щитовидной железы. Добавка хрома в виде хромпиколината увеличивает скорость клиренса глюкозы и уменьшает срок полураспада этого моносахарида [2]. Роль хрома в увеличении толерантности организма к глюкозе связана с механизмом действия инсулина [3,6,8]. Ранее считалось, что элемент связывается с инсулином и сульфагидрильными группами мембран, создавая переходный комплекс [4]. В позднее вышедших экспериментальных работах установлено низкомолекулярное хромсвязывающее вещество (ХСВ) - хроммодулин, которое активирует фосфотирозинфосфатазу в мембранах [5,7].
164
В организме человека и животных Сг6+ проявляет общетоксичное, нефротоксичное и гепатотоксичное действие. Токсичность хрома проявляется также в изменении иммунологичной реакции организма, снижении репаративных процессов в клетках, ингибировании ферментов, поражении печени, нарушении процессов биологического окисления, особенно цикла трикарбоновых кислот.
Цель работы - исследовать углеводный обмен у поросят при отъеме их от свиноматок и введении биокомплексов хрома, которые находятся в культуральной жидкости дрожжей рода ЗассЬаготюеБ сегеуь
Материал и методика исследований. Для выполнения задания была проведена серия экспериментов на поросятах большой белой породы при отъеме их от свиноматок живой массой 8,0-10,0 кг. Отъем поросят проводился в 30-дневном возрасте. Животные удерживались групповым методом, подкормка проводилась комбикормом вволю, начиная с 20-го дня жизни, со свободным доступом к воде.
Для проведения экспериментов было отобрано 3 группы поросят: контрольная и две экспериментальные. Контрольной группе поросят скармливали комбикорм, который в соответствии с нормами был обеспечен всеми необходимыми для жизнедеятельности животных микроэлементами и витаминами. Экспериментальным группам скармливали комбикорм с добавлением культуральной жидкости дрожжей, которую имел Сг в форме естественно синтезированных биокомплексов. Первая экспериментальная группа получала комбикорм с препаратом культуральной жидкости дрожжей, инкубированных с хроматом -
Сг6+
до полного его обновления до биокомплексов Сг3+ в дозе 250 мкг/кг комбикорма. Вторая экспериментальная группа получала комбикорм с препаратом культуральной жидкости дрожжей, инкубированных с неорганическим хромом
Сг3+ до синтеза биокомплексов Сг3+ в дозе
250 мкг/кг комбикорма.
Материалом для исследований служили пробы крови поросят, отобранные за 5 дней до отъема, на 3, 10, 20 и 30-й день после отъема. Эксперимент длился 40 дней с 20 до 60-дневного возраста. Полученные цифровые результаты обрабатывали статистически.
Результаты исследований и их обсуждение. Ученые предполагают, что энергетические потребности поросят раннего возраста на 80% обеспечиваются за счет углеводов. Известно, что в период постстрессовой адаптации главным источником энергии для поросят является глюкоза и аминокислоты с разветвленной цепью. Также известно, что при дополнительном попадании в организм животных хрома усиливаются процессы углеводного обмена. Поэтому была поставлена задача -изучить особенности углеводного обмена в стрессовом состоянии при добавлении хрома.
При исследовании концентрации глюкозы в плазме крови поросят обеих экспериментальных групп и контрольной не было установлено межгрупповой достоверной разницы за 5 дней до отъема.
Уже на 3-й день после отъема поросят от свиноматок в контрольной группе концентрация глюкозы в плазме крови увеличилась в сравнении с ее количеством до отъема. Это связано со стрессом животных, при котором в организме усиливаются катаболические процессы. У
поросят 1-й и 2-й экспериментальных групп в этот же возрастной период концентрация глюкозы в плазме крови достоверно уменьшилась в сравнении с контрольной группой животных соответственно на 15 и 14%, что говорит о понижении их стрессового состояния (табл. 1 ).
Таблица 1. Уровень глюкозы в плазме крови (ммоль/л, M±m, п=3)
Группы За 5 дней до отъема На 3-й день после отъема На 10-й день после отъема На 20-й день после отъема На 30-й день после отъема
Контрольная 4,88±0,46 7,48±0,24 6,48±0,42 6,09±0,10 5,65±0,07
1-я экспериментальная 5,73±0,12 6,32±0,16** 5,48±0,10** 5,34±0,17*** 5,43±0,04
2-я экспериментальная 4,94±0,14 6,42±0,07*** 5,47±0,05** 5,46±0,20** 5,43±0,05
**Р<0,01; ***Р<0,001.
Такое же положение сохраняется на 10-й и 20-й день после отъема поросят от свиноматок. Так, у поросят 1 -й экспериментальной группы в эти возрастные периоды концентрация глюкозы в плазме крови достоверно уменьшилась в сравнении с контрольной группой животных соответственно на 15 и 12%. На 10-й и 20-й день после отъема поросят 2-й экспериментальной группы в плазме их крови достоверно уменьшается концентрация глюкозы соответственно на 15 и 10% в сравнении с животными контрольной группы.
На 30-й день после отъема поросят от свиноматок в обеих экспериментальных группах животных и контрольной не установлено достоверной разницы в количестве глюкозы в плазме крови. Следует обратить внимание на то, что у животных обеих экспериментальных групп сохраняется тенденция к уменьшению количества исследуемого субстрата в плазме их крови в сравнении с поросятами контрольной группы в этот возрастной период.
Количество свободной глюкозы в клетке сравнительно невелико, но большая ее часть в клетках организма присутствует в фосфорили-рованной форме. Этот процесс катализируется ферментом гексокина-зой, которая и есть этим первым ферментом, запускающим гликолиз -расщепление простых сахаридов. Поэтому была поставлена цель - изучить изменение активности гексокиназы под влиянием биокомплексов хрома.
При исследовании активности гексокиназы в гемолизате эритроцитов крови поросят не было установлено межгрупповой достоверной разницы исследуемого фермента за 5 дней до отъема животных. Но уже на 3 -й день после отъема у поросят 1 -й экспериментальной группы наблюдалась тенденция к увеличению активности гексокиназы, а у поросят 2-й экспериментальной группы активность фермента достоверно увеличилась на 20% в сравнении с животными контрольной группы (табл. 2).
Таблица 2. Активность гексокиназы в эритроцитах крови (нмольNADPH/мин х мг белка, М±т, п=3)
Группы За 5 дней до отъема На 3-й день после отъема На 10-й день после отъема На 20-й день после отъема На 30-й день после отъема
Контрольная 1,85±0,06 1,57±0,21 1,33±0,10 1,38±0,09 1,38±0,09
1-я экспериментальная 1,84±0,08 1,84±0,07 1,51±0,20 1,56±0,09 1,40±0,19
2-я экспериментальная 1,54±0,02 1,88±0,12* 1,66±0,18 1,55±0,01 1,55±0,21
*Р<0,05.
На 10-й день после отъема поросят обеих экспериментальных групп наблюдалась тенденция к увеличению активности исследуемого фермента в гемолизате эритроцитов крови в сравнении с контрольной группой животных.
Такое же положение сохраняется на 20-й и 30-й день после отъема, а именно, наблюдалась тенденция к увеличению активности гексоки-назы в гемолизате эритроцитов крови поросят обеих экспериментальных групп в сравнении с животными контрольной группы.
В результате гликолиза получается пируват, который в свою очередь может превращаться в лактат или поддаваться дальнейшему окислению в цикле трикарбоновых кислот. Превращение пирувата в лактат катализируется ферментом лактатдегидрогеназой, изучение активности которой под влиянием биокомплексов хрома и являлось целью исследования.
Так, за 5 дней до отъема поросят от свиноматок активность лактат-дегидрогеназы в гемолизате эритроцитов крови у животных контрольной и обеих экспериментальных групп находилась приблизительно на одном уровне без достоверной разницы. Однако уже на 3-й день после отъема поросят от свиноматок наблюдалась тенденция к увеличению активности исследуемого фермента у животных 1 -й экспериментальной группы в сравнении с контрольной. У поросят 2-й экспериментальной группы на 3-й день после их отъема от свиноматок активность лактатдегидрогеназы достоверно увеличилась на 23% в сравнении с контрольной группой животных (табл. 3).
Таблица 3. Активность лактатдегидрогеназы в эритроцитах крови (нмольNAD/мин х мг белка, М±т, п=3)
Группы За 5 дней до отъема На 3-й день после отъема На 10-й день после отъема На 20-й день после отъема На 30-й день после отъема
Контрольная 12,74±1,59 10,63±0,46 8,07±0,03 4,74±0,23 8,61±0,83
1-я экспериментальная 9,68±0,40 11,63±0,49 10,15±0,02*** 6,47±0,29** 10,47±0,29
2-я экспериментальная 14,22±0,71 13,16±0,65* 11,57±0,78** 5,97±0,62 10,30±0,52
*Р<0,05; **Р<0,01; ***Р<0,001.
На 10-й день после отъема поросят от свиноматок в 1 -й и 2-й экспериментальных группах активность лактатдегидрогеназы достоверно
167
увеличилась на 25 и 43% соответственно в сравнении с контрольной группой животных.
На 20-й день после отъема у поросят 1 -й экспериментальной группы активность исследуемого фермента достоверно увеличилась на 36% в сравнении с животными контрольной группы. У поросят 2-й экспериментальной группы в этот возрастной период наблюдалась тенденция к увеличению активности лактатдегидрогеназы в сравнении с животными контрольной группы.
На 30-й день после отъема у поросят обеих экспериментальных групп наблюдалась тенденция к увеличению активности лактатдегид-рогеназы в гемолизате эритроцитов крови в сравнении с животными контрольной группы.
Увеличение активности лактатдегидрогеназы под влиянием хрома свидетельствует об усиленном гликолизе с последующим выделением энергии. При этом синтезируется большее количество лактата, который в свою очередь при поступлении в печень может превращаться назад в глюкозу.
Огромная роль в живом организме принадлежит фосфоглюконат-ному пути расщепления глюкозы, который не является главным путем расщепления данного метаболита. Главное его значение в большей части клеток организма базируется на том, чтобы генерировать в цитоплазме восстановитель в форме НАДФ*Н. Эта функция особенно важна для клеток, в которых интенсивно происходит синтез жирных кислот и стероидов. Другая не менее важная роль данного пути расщепления глюкозы в том, чтобы обеспечить потребности организма в пентозах, необходимых для синтеза нуклеиновых кислот. Поэтому была поставлена задача - изучить активность глюкозо-6-фосфатдегидрогеназы в эритроцитах крови поросят с целью выяснения пути расщепления глюкозы под влиянием поступления в организм поросят биокомплексов хрома.
Так, исследуя активность глюкозо-6-фосфатдегидрогеназы в гемо-лизате эритроцитов крови поросят, не было установлено межгрупповой достоверной разницы у животных обеих экспериментальных групп и контрольной на всех этапах эксперимента (табл. 4).
Таблица 4. Активность глюкозо-6-фосфатдегидрогеназы в эритроцитах крови (нмольNADPH/мин х мг белка, М±т, п=3)
Группы За 5 дней до отъема На 3-й день после отъема На 10-й день после отъема На 20-й день после отъема На 30-й день после отъема
Контрольная 6,559±0,099 5,386±0,169 5,370±0,155 4,770±0,226 4,770±0,226
1-я экспериментальная 5,921±0,281 5,160±0,572 5,370±0,330 4,434±0,236 4,434±0,236
2-я экспериментальная 6,263±0,224 6,229±0,282 5,476±0,093 4,315±0,147 4,315±0,147
Хотя здесь нужно сказать о тенденции к увеличению активности исследуемого фермента в гемолизате эритроцитов крови поросят 2-й экспериментальной группы на 3-й и 10-й день после отъема, что нужно
в дальнейшем детально исследовать, и свидетельствует о возможном использовании организмом поросят экспериментальных групп глюкозы как пластичного материала, или материала для синтеза восстановительных соединений.
Таким образом, полученные результаты исследований дают основание предположить возможным использование продуктов жизнедеятельности дрожжей, богатых биокомплексами с хромом как источником исследуемого микроэлемента в рационе свиней. В то же время не было установлено разницы в исследуемых показателях между животными обеих экспериментальных групп, что, в свою очередь, свидетельствует о полном восстановлении Cr6+ к Cr3+ микроорганизмами в процессе инкубирования и позволяет использовать препараты культу-ральной жидкости дрожжей, которые имеют биокомплексы с Cr3^ В настоящее время в промышленном производстве используются сплавы металлов, в состав которых и входит Cr6+. Поэтому актуальными будут исследования действия соединений, имеющих Cr6+, на жизнедеятельность микроорганизмов, на их способность редуцировать Cr к Cr3+ и возможное использование этих биокомплексов с хромом в кормлении животных.
Заключение. 1. При скармливании поросятам экспериментальных групп в период отъема от свиноматок культуральной жидкости дрожжей с биокомплексами хрома в их крови установлены меньшая концентрация глюкозы, большая активность лактатдегидрогеназы и гек-сокиназы.
2. По своим биологическим действиям на организм поросят куль-туральная жидкость дрожжей, инкубированных предварительно с хроматом (Cr6+), существенно не отличается от биологического действия культуральной жидкости дрожжей, инкубированных предварительно с неорганическим хромом (Cr3+).
ЛИТЕРАТУРА
1. Сштинський, В.В. Бюлопчна роль хрому в органiзмi людини i тварин /
B.В. Сштинський, Л.1. Сологуб, Г. Л. Антоняк, Д.М. Копачук, М. Г. Герасимiв // Укр. б^м. журн. 1999. Т. 71. № 2. С. 5-9.
2. Bunting, L.D. Influence of chromium picolinate on glucose usage and metabolic criteria in growing Holstein calves / L.D. Bunting, J.M. Fernandez, D.L. Thompson, L.L. Southern // J. Anim. Sci. 1994. Vol.72. №6. P.1591-1599.
3. Chromium activates glucose transporter 4 trafficking and enhances insulin-stimulated glucose transport in 3T3-L1 adipocytes via a cholesterol-dependent mechanism / G. Chen, P. Liu, GR. Pattar [et al.] // Mol Endocrinol. 2006. № 20(4). Р. 857-870.
4. Christian, G.D.E. A polarographic study of chromium-insulin-mitochondrial interaction / G.D.E. Christian, E.C. Knoblock, W.C. Purdy, W.A. Mertz // Biochim. Biophys. Acta, 1963. P.420-423.
5. Davis, C.M. Synthetic multinuclear chromium assembly activates insulin receptor kinase activity: functional model for low-molecular-weight chromium-binding substance /
C.M. Davis, A.C. Royer, J.B. Vincent // Inorg. Chem. 1997. P. 5316-5320.
6. Chromium picolinate supplementation attenuates body weight gain and increases insulin sensitivity in subjects with type 2 diabetes/ J. Martin, ZQ. Wang, XH. Zhang [et al.] // Diabetes Care. 2006. №2 29(8). Р.1826-1832.
7. Vincent, J.B. The biochemistry of chromium / J.B. Vincent // J.Nutr. 2000. Vol. 130. №4. P.715-718.
8. Wang, H. Cellular chromium enhances activation of insulin receptor kinase / H. Wang, A. Kruszewski, D.L. Brautigan // Biochemistry. 2005. № 44(22). Р.8167-8175.
