CC BY
276
УДК 577.1
Молекулярные механизмы действия системы общегеномной эксцизионной репарации нуклеотидов
И. О. Петрусева1, А. Н. Евдокимов12, О. И. Лаврик1,2,3*
'Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН, 630090,
Новосибирск, просп. Акад. Лаврентьева, 8
2Алтайский государственный университет Министерства образования и науки РФ, 656049, Барнаул, просп. Ленина, 61
3Новосибирский национальный исследовательский государственный университет Министерства образования и науки РФ, 630090, Новосибирск, ул. Пирогова, 2 *E-mail: [email protected] Поступила в редакцию 31.10.2013
РЕФЕРАТ Эксцизионная репарация нуклеотидов (NER) в клетках высших эукариот - многостадийный процесс, с помощью которого распознаются и удаляются из ДНК повреждения, вызывающие заметные нарушения ее регулярной структуры, такие, как УФ-повреждения и объемные химические аддукты. В клетках высших эукариот NER - универсальный путь удаления объемных повреждений. Нарушения в работе системы NER ассоциированы с появлением симптомов таких заболеваний, как пигментная ксеродерма, синдром Коккейна и трихотиодистрофия, которые характеризуются повышенной чувствительностью к УФ-облучению и высокой предрасположенностью к онкологическим заболеваниям (в случае пигментной ксеродермы), а также множественными системными неврологическими и иммунологическими аномалиями. Система NER эукариот удаляет из поврежденной цепи ДНК 24-32-звенные фрагменты с последующим восстановлением интактной двойной спирали с помощью репаративного синтеза и лигирования. В процесс NER вовлечено примерно 30 полипептидов. Существуют две ветви NER - репарация, сопряженная с транскрипцией (TCR), и общегеномная репарация (GGR), различающиеся типом белка-сенсора, который осуществляет первичное узнавание повреждения. В данном кратком обзоре рассмотрены современные представления о молекулярных механизмах, лежащих в основе процессов узнавания повреждений и их удаления из ДНК млекопитающих.
КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА молекулярные механизмы узнавания и удаления повреждений; факторы репарации; эксцизионная репарация нуклеотидов.
ВВЕДЕНИЕ
Эксцизионная репарация нуклеотидов (nucleotide excision repair, NER) - один из основных путей защиты клетки от различных структурно и химически различающихся повреждений ДНК. Эти повреждения представляют собой, как правило, объемные ковалентные аддукты, сформированные азотистыми основаниями в результате воздействия УФ-света, ионизирующих излучений, электрофильных химических мутагенов, некоторых лекарственных препаратов, а также химически активных эндогенных метаболитов, включая реакционноспособные производные кислорода и азота [1]. В клетках высших эукариот система NER с высокой точностью удаляет из ДНК 24-32-звенные фрагменты, содержащие поврежденное звено. Последующий репаративный синтез с использованием неповрежденной цепи в ка-
честве матрицы и лигирование возникшего одноцепочечного разрыва завершают процесс репарации ДНК. Идентифицированы основные гены, инактивированные в дефектных по NER клетках, определены кодируемые ими белковые факторы и ферменты. Известно, что процесс осуществляется за счет координированной работы примерно 30 белков, последовательно формирующих на ДНК комплексы переменного состава [1-3]. Выделяют два варианта NER, различающихся на уровне начального узнавания повреждения. GG-NER (global genome nucleotide excision repair) осуществляет поиск и удаление объемных повреждений во всем геноме, включая нетранскрибируемые участки и молчащий хроматин. TC-NER - репарация, сопряженная с транскрипцией (transcription-coupled nucleotide excision repair), происходит, когда повреждение транскри-
Неповрежденная ДНК
тп нтттп ПТТПТТТІТНТ
Повреждение^ ДНК
ЛигазаI или лигаза III
Рис. 1. Схема процесса общегеномной экс-цизионной репарации нуклеотидов
XPC-HR23B
PCNA
PolS
ЛигазаI или лигаза III
Ml..............(jf. I I
XPG
XPA
ERCC1-XPF
бируемой цепи ДНК ограничивает транскрипционную активность. ТС-ПЕИ инициируется остановкой РНК-полимеразы II при встрече с повреждением, расположенным в транскрибируемой цепи, в то время как за обнаружение повреждений в процессе GG-NЕR отвечает специализированный белковый фактор ХРС. На рис. 1 представлена схема процесса
GG-NER. Данные об основных белках - участниках процесса NER, представлены в таблице.
Нарушения в работе системы NER приводят к возникновению нескольких патологических состояний - пигментной ксеродермы (Xeroderma Pigmentosum, ХР), синдрома Коккейна (CS) и три-хотиодистрофии (TTD), для которых характерны
Белки, участвующие в процессе NER, и их функции
Фактор Субъеди- ница Ген Масса, кДа / (размер, а.о.) Функция, выполняемая в процессе ЫЕИ Взаимодействие с другими факторами
XPC HR23B hhr23b 43 / (409) Узнавание искаженной структуры ДНК TFПH ХРА DDB
XPC xpc 125 / (940)
CEN2 cen2 20 / (172)
DDB DDB1 ddbl 127 / (1140) Узнавание повреждения, взаимодействие с хроматином ХРС ИРА
DDB2 ddb2 48 / (428)
XPA XPA xpa 31 / (273) Структурная функция, связывание с поврежденной цепью ХРА ИРА TFПH ЕИСС1
RPA RPA70 rpa1 68 / (616) Связывание одноцепочечной ДНК ХРА XPG РСЫА^С
RPA32 rpa2 30 / (270)
RPA14 rpa3 14 / (121)
TFIIH XPB xpb 89 / (782) АТР-аза, минорная хеликазная активность 3'^5'-ДНК-хеликаза ХРА ХРС XPF XPG
XPD xpd 87 / (760) АТР-зависимая 5'^3'-ДНК-хеликаза; проверка наличия модификации
p62 gtf2h1 62 / (548) Коровая субъединица, стимулирует ХРВ
p44 gtf2h2 44 / (395) Коровая субъединица, стимулирует XPD
p34 gtf2h3 34 / (308) Связывание ДНК
p52 gtf2h4 52 / (462) Регуляторная субъединица для АТР-азной активности ХРВ, функционирующей в комплексе ТРНН
p8 LO ^ tí 8 / (71) Взаимодействие с р52, стимуляция АТР-азной активности ХРВ
Matl mnat1 36 / (309) Входит в состав САК-комплекса
Cdk7 cdk7 39 / (346) Фосфорилирует РНК-полимеразу II и другие субстраты
Циклин H ccnh 38 / (323) Регуляция клеточного цикла
XPF ERCC1 ercc1 33 / (297) Эндонуклеаза, катализирует образование одноцепочечного разрыва в ДНК с 5'-стороны от повреждения ХРА TFПH
XPF xpf 103 / (905)
XPG XPG xpg 133 / (1186) Эндонуклеаза, катализирует образование одноцепочечного разрыва в ДНК с 3'-стороны от повреждения TFПH ИРА РСЫА
RFC RFC1 rfc1 128 / (1148) АТР-зависимое присоединение РСЫА РСЫА ИРА
RFC2 rfc2 39 / (354)
RFC3 rfc3 41 / (356)
RFC4 rfc4 40 / (363)
RFC5 rfc5 38 / (340)
PCNA PCNA pcna 3х37 / (3х261) Фактор, обеспечивающий процессивность ДНК-полимераз RFС XPG РоЮ
Pol5 p125 p125 124 / (1107) ДНК-полимераза РСЫА
p66 p66 51 / (466)
p50 p50 51 / (469)
p12 p12 12 / (107)
Pole p261 p261 261 / (2286) ДНК-полимераза РСЫА
p59 p59 60 / (527)
p17 p17 17 / (147)
p12 p12 12 / (117)
Лигаза I Ligase I ligI 102 / (919) Лигирование одноцепочечного разрыва
Лигаза III Ligase III ligIII 103 / (862)
УФ-чувствительность и высокий риск развития онкологических заболеваний, а также к ряду нейроде-генеративных проявлений [4-6].
С латинским названием пигментной ксеродермы (Xeroderma Pigmentosum) связаны обозначения ряда генов, мутации и нарушение работы которых приводят к появлению симптомов заболевания, а также названия кодируемых этими генами белков (факторы ХРА-ХРЕ). ХР - синдром, характеризующийся фоточувствительностью, атрофией кожи, ее гиперпигментацией и высокой частотой возникновения индуцированного солнечным светом рака кожи. У больных XP повышен (по крайней мере, в 1000 раз) риск развития опухолей внутренних органов [6, 7]. Кроме того, заболевание часто ассоциировано с неврологическими нарушениями. Различные симптомы, наблюдаемые при ХР, характерны для пожилых людей, и отражают преждевременное старение, обусловленное накоплением нерепарированных объемных повреждений ДНК, в том числе некоторых окислительных [8-10].
УЗНАВАНИЕ ПОВРЕЖДЕНИЯ
Распознавание повреждения - ключевая стадия в инициации NER, определяющая скорость репарации [1, 2, 11]. К общим признакам, необходимым для первичного узнавания повреждения системами репарации, относятся искажение регулярной структуры двухцепочечной ДНК (дцДНК) и изменение ее стабильности. Наиболее часто системой эксци-зионной репарации нуклеотидов и оснований (base excision repair, BER) удаляются химические модификации азотистых оснований. Для NER наиболее характерно удаление из состава ДНК возникающих в результате УФ-облучения продуктов фотосшивок соседних пиримидиновых оснований, платиновых аддуктов, сшивок белок-ДНК, модификаций, вызванных взаимодействием с ДНК активных производных бенз[а]пирена, бензо[с]антрацена, ацетила-минофлуорена, а также других объемных аддуктов, в большей степени нарушающих регулярную двухцепочечную структуру ДНК, чем повреждения, ре-парируемые системой BER [12]. Тем не менее большинство субстратов эксцизионных систем репарации не вносят столь драматических структурных и термодинамических изменений в дцДНК, как двухцепочечные разрывы и межцепочечные сшивки. Поэтому выявление таких повреждений представляет специальную задачу для клетки, решение которой требует функционирования высокочувствительного механизма их распознавания. В отличие от BER, где узнавание и одновременно удаление поврежденного основания производит специализированная глико-зилаза, в случае NER узнавание повреждения и его
удаление осуществляют разные белки. Функции первичного узнавания всего спектра объемных повреждений в эукариотической системе NER выполняют универсальные белки-сенсоры. В случае ТС-NER это остановленная у повреждения транскрибирующая РНК-полимераза II; в GG-NER - комплексы фактора ХРС и гетеродимер DDB1-DDB2 (фактор XPE), ускоряющий репарацию УФ-повреждений [1, 2]. В целом распознавание повреждения в NER - сложно организованный процесс, в котором выделяют несколько этапов, осуществляемых целым набором белков, образующих в районе повреждения комплексы переменного состава. Процесс завершается формированием комплекса, готового к удалению поврежденного участка ДНК с помощью специализированных эндонуклеаз NER [1, 2].
Главный фактор, обеспечивающий стабильность регулярной спиральной структуры двухцепочечной ДНК, - комплементарные взаимодействия оснований. Объемное повреждение приводит к нарушению спаривания оснований и появлению в молекуле дцДНК флуктуирующего «одноцепочечного» участка (в англоязычной литературе определяется как «single stranded character»). Неповрежденная ДНК также не является статичной молекулой. Цепи ДНК находятся в постоянном тепловом движении, что обеспечивает небольшие быстрые изменения расстояния между комплементарными основаниями. Однако эти пико- и наносекундные колебания, существующие в отсутствие повреждения, вероятно, слишком кратковременны для того, чтобы их могли распознать факторы репарации. Методом молекулярного моделирования показано, что введение в ДНК объемного повреждения может приводить к появлению более существенных и долгоживущих «раскрытий» двойной спирали [13, 14]. Например, в районе циклобутан-пиримидинового димера такие флуктуации в структуре ДНК возникают в 25 раз более часто, нежели в неповрежденном дуплексе. Кроме того, радикально возрастает амплитуда колебаний, так как нарушается взаимодействие между комплементарными цепями ДНК. Динамические изменения, возникшие в результате повреждения основания, вызывают, главным образом, колебания участка неповрежденной цепи, комплементарного участку, содержащему повреждение, в то время как поврежденный фрагмент ДНК менее подвижен [15, 16]. Такие колебания могут служить сигналом для привлечения факторов репарации, осуществляющих начальный этап узнавания повреждения. О важной роли, которую в процессе узнавания играет интактная цепь ДНК, свидетельствовали также результаты ряда экспериментов, в частности, анализа эффективности специфической эксцизии c использованием модельных ДНК различ-
ной структуры, позволившие сформулировать концепцию о двухэтапном или состоящем из двух частей («bipartite») процессе узнавания в NER [15, 16]. Было показано, что белки системы NER, присутствующие в клеточном экстракте, могут инициировать репарацию в том случае, когда модельная ДНК содержит химическую модификацию и нарушение вторичной структуры. Так, например, эксцизия участка, содержащего объемный, но не нарушающий регулярную структуру ДНК-дуплекса С4'-пивалоильный аддукт дезоксирибозы, происходила только в том случае, когда он располагался в месте искусственно созданного короткого участка нарушения спаривания. Участки неспаренных оснований, не содержащие модификации, не являются субстратами специфической эксцизии, как не являются субстратами и структуры, содержащие химическую модификацию, введенную напротив петли, образованной немодифицированной цепью [16].
Поиску белков, ответственных за первичное узнавание повреждения и дальнейшее привлечение последующих факторов NER, посвящено большое число исследований. Хотя доказательства ключевой роли ХРС в инициации NER появились достаточно [17-19], результаты оценки сродства к поврежденной ДНК и анализа специфичности связывания с поврежденным субстратом позволяли отводить роль сенсора фактору XPA и его комплексам с RPA и ХРС [20-23]. С применением конфокальной микроскопии и несущих флуоресцентную метку белков показали, что XPC иммобилизуется в местах УФ-повреждений и в отсутствие XPA (XPA-дефектные клетки), тогда как в XPC-дефектных клетках XPA не связывается с поврежденными участками ДНК [3, 18]. Согласно биохимическим исследованиям, присутствие XPc необходимо для вовлечения остальных факторов в процесс GG-NER [17, 19, 24]. Для выяснения механизма первичного узнавания повреждения, которое ХРС осуществляет на фоне огромного количества интакт-ной ДНК, были применены различные подходы, в том числе методы визуализации, позволяющие следить за перемещением флуоресцентных белков в контексте хроматина в живой клетке. С использованием подхода FRAP/FLIP (fluorescence recovery after photobleaching/fluorescence loss in photobleaching) было показано, что динамика перемещений и способ внутриядерной локализации GFP-XPC отличаются от динамики и локализации других факторов NER (GFP-XPA, TFIIH-GFP). ХРС постоянно сканирует геномную ДНК в поисках повреждений. Сканирование происходит в режиме ассоциации-диссоциации с формированием множества короткоживущих комплексов. При встрече с поврежденными участками образуются более стабильные комплексы ХРС
с ДНК, после чего к поврежденному участку привлекаются другие факторы ПЕИ. Кроме того, ХРС постоянно экспортируется из ядра и импортируется обратно. Такой обмен ХРС в отсутствие повреждений поддерживает стационарный уровень его концентрации в ядре, предотвращая избыточное зондирование ДНК, способное препятствовать протеканию других процессов нуклеинового обмена. При любых воздействиях на клетку, приводящих к повреждению ДНК, скорость транспорта ХРС в цитоплазму снижается, ХРС накапливается в ядре, что способствует быстрому ответу системы репарации на генотоксическое воздействие. Наиболее выражен этот эффект при появлении повреждений, репарируемых ПЕИ. При этом обмен ХРС между ядром и цитоплазмой затрудняется на 6-8 ч, что заметно превышает время нахождения ХРС в составе комплексов ПЕИ. В качестве причины такой длительной остановки обмена обсуждается, в частности, медленная репарация некоторых типов УФ-повреждений [25]. Известно, что для эффективного узнавания УФ-повреждений ХРС необходимо участие белка-партнера - гетеродимера иУ'-ББВ [26-29].
Молекулярные основы взаимодействия ХРС с ДНК интенсивно изучаются. От знания деталей механизма первичного узнавания ДНК-субстрата сенсорным белком зависит понимание взаимосвязи между структурой повреждения и скоростью его удаления из ДНК, а также того, каким образом фактор ХРС находит поврежденные нуклеотиды на фоне огромного избытка неповрежденной ДНК. Значительному прогрессу в изучении устройства комплекса белка-сенсора с поврежденной ДНК способствовали рентгеноструктурные исследования комплекса Б^4 - дрожжевого ортолога ХРС. Анализ структуры кристаллов комплекса укороченной формы (а.о. 123-632) с белком Rad23 и гетеродуплексом, содержащим циклобутан-пиримидиновый димер, показал, что большой (трансглутаминазный, ТGD) домен Rad4 вместе с одной Р-шпилькой (ВИЮ1) образуют С-образную структуру, контактируя с 11 нуклеотидами неповрежденной дцДНК с 3'-стороны от повреждения. Другая часть Rad4 состоит из шпилечных доменов ВИЮ2 и ВИЮ3, формирующих, в основном, Ван-дер-Ваальсовы контакты с ДНК-субстратом вблизи повреждения. Длинная Р-шпилька, выступающая из ВИЮ3, внедрена в двойную спираль, вызывая перегиб остова ДНК. Происходит вытеснение из спирали не только сшитых пиримидинов, но и расположенных напротив оснований неповрежденной цепи. При этом белок не контактирует с повреждением, взаимодействуя лишь с двумя соседними основаниями и двумя расположенными напротив СPD. Каждое из неповрежденных оснований оказывается зажатым
между остатками ароматических аминокислот из мотива BHD2/BHD3 [30]. Такой способ взаимодействия с оцДНК типичен для ОВ^убдомена - структурного элемента, представленного в белках с повышенным сродством к одноцепочечной ДНК [31]. Полученная для Rad4 картина хорошо соответствует представлениям о способе взаимодействия белка ХРС с поврежденной ДНК, основанным на данных о его структуре, и результатах биохимических исследований. С применением метода атомной силовой микроскопии было показано, что связывание ХРС приводит к возникновению перегиба остова ДНК-дуплекса в районе повреждения с образованием угла ~140-130° [32]. Возникающий перегиб оси спирали поврежденной ДНК, как показано с помощью перманганатного футприн-тинга, сопровождается частичным плавлением дуплекса (примерно на 4-7 нуклеотидов) [33]. Сходство способов расположения факторов RAD4 и XPC на поврежденной ДНК подтверждается результатами экспериментов по фотопришивке этих белков к ДНК, содержащей объемную модификацию [34]. Очевидно, что именно такой способ взаимодействия ХРС с ДНК, «стратегия непрямой проверки» наличия структурных нарушений, приводящих к повышенному уровню колебаний неповрежденной цепи, является основой невероятно широкой субстратной специфичности системы GG-NER. В структуре ХРС человека обнаружен также трансглутаминазный домен и домен, близкий по структуре ОВ-субдомену фактора RPA, взаимодействующий с оцДНК с использованием «ароматического сенсора повреждений» - пары аминокислотных остатков Trp690 и Phe733 [35-37].
Эксперименты с применением FRAP, в которых были использованы укороченные с N- и C-концов формы ХРС, позволили выявить основной фрагмент ХРС, отвечающий за узнавание поврежденной ДНК. Оказалось, что фрагмент, составляющий фактически только 15% от полноразмерного ХРС (минимальный сенсор), способен распознавать УФ-повреждения в живых клетках. Минимальный сенсорный фрагмент проявляет предпочтение к гетеродуплексам и одноцепочечным олигонуклеотидам, распознает повреждения, используя сродство к участкам, водородные связи которых нарушены. Фрагмент состоит из BHD1, BHD2 и короткого мотива (25 аминокислотных остатков), расположенного между доменами BHD2 и BHD3 и уложенного в структуру, названную Р-витком (P-turn - поворот, виток). Эффективность работы минимального сенсора повреждений зависит от специфических свойств Р-витка [38, 39]. Этот короткий фрагмент полипептида способен как притягиваться к ДНК, так и отталкиваться от нее, что дает XPC возможность динамически взаимодействовать с ДНК в контексте генома и облегчает узнавание по-
вреждения, обеспечивая достаточную мобильность молекул белка-сенсора, сканирующих ДНК. Укороченный с С-конца ХРС, содержащий P-виток, сохраняет некоторую остаточную активность в репарации, что установлено с помощью метода реактивации клеток. Повышенную подвижность ХРС в ядрах живых клеток подтверждают результаты оценки динамики перемещений белка с использованием фотоотбеливания [24]. С использованием того же подхода было показано, что только в ядрах клеток, содержащих мутантные формы ХРС с сохраненным P-витком, наблюдалась быстрая иммобилизация ХРС после УФ-облучения. Стоит особо отметить, что полипептидный фрагмент, включающий BHD1 и BHD2, также действует как минимальный сенсор только при наличии Р-витка. Биохимические эксперименты показывают, что подвижность ХРС в ядре, определяемая этим элементом структуры, обусловлена отталкиванием молекулы белка от неповрежденной дцДНК. И наконец, в контексте полноразмерного ХРС динамическая роль P-витка подтверждена результатами сайт-направленного мутагенеза с заменой глутаминовой кислоты на лизин. Эта инверсия заряда была проведена в предположении, что она может уменьшать силы электростатического отталкивания между отрицательно заряженной боковой цепью белка и фосфатами в остове ДНК. Как и предполагалось, инверсия заряда увеличивала сродство мутантных молекул ХРС к неповрежденной ДНК, приводя к уменьшению их мобильности в ядре и снижая активность системы GG-NER. Таким образом, Р-виток играет ключевую роль в регуляции динамики взаимодействия ХРС с нормальным ДНК-дуплексом. Благодаря своей способности отталкиваться от ДНК, этот субдомен облегчает узнавание повреждения, придавая достаточную мобильность молекулам ХРС, находящимся в поисках повреждений в геноме [24, 35-38]. Нуклеопротеиновые интермедиаты, образующиеся при начальном скрининге, могут превращаться в прочный узнающий комплекс при связывании ХРС с аномально осциллирующим участком нативной цепи способом, при котором исключены прямые контакты ХРС с повреждением [29, 36-39].
В клетке ХРС существует в виде гетеротример-ного комплекса XPC-HR23B-Cen2 [1, 2, 18]. Субъединица HR23B обеспечивает стабильность, защиту от протеасомной деградации и стимуляцию ДНК-связывающей активности ХРС. Рекомбинантный гетеродимер ХРС-HR23В представляет собой прочный комплекс, который взаимодействует с различными типами повреждений in vitro и широко используется для проведения реакции NER в реконструированной системе [18, 40, 41]. Взаимодействие XPC-HR23B с поврежденной ДНК было проанализировано с при-
менением метода аффинной модификации. В качестве зондов использовали ДНК-дуплексы различной структуры, содержащие объемные модификации, в том числе фотоактивные фторхлоразидопири-дильные повреждения. Ряд модельных дуплексов содержал аналоги неповрежденных цепей, созданные с использованием нуклеотидных звеньев с 4-тио- и 5-йод-модифицированными основаниями - фотореагентами с нулевой длиной линкера [34, 42-44]. Использованы также дуплексы, содержащие платиновый аддукт [45]. Мишенью модификации во всех случаях была только большая субъединица ХРС. Второй высокомолекулярный нуклеопро-теиновый аддукт с меньшей электрофоретической подвижностью возникал в результате фотопришивки по различным аминокислотным остаткам ДНК-связывающей субъединицы ХРС [44]. Кроме того, продукт белок-белковых сшивок ХРС и НГ23В, который появляется после жесткого (254 нМ) и длительного (60 мин) УФ-облучения и выявляется с помощью вестерн-блотинга, не только не несет радиоактивной метки, но и образуется независимо от присутствия ДНК-зонда [45]. Отсутствие продуктов фотопришивки НГ23В к аналогам поврежденной ДНК указывало на то, что эта субъединица комплекса не участвует в непосредственных контактах с ДНК. Совсем недавно с использованием конфокальной микроскопии было показано, что в клетке НГ23В, в отличие от ХРС, не иммобилизуется на поврежденной ДНК, после связывания ХРС он высвобождается из комплекса [46].
Функции центрина-2 в ХРС-комплексе до конца не выяснены. Известно, однако, что присутствие этого белка повышает стабильность, может контролировать сродство/селективность связывания ДНК димером ХРС-НГ23В и вовлечение в процесс репарации фактора ТШН за счет взаимодействия с С-концевым фрагментом ХРС [35].
С нуклеопротеиновым комплексом, сформированным поврежденной ДНК и ХРС, связывается фактор ТШН, после чего начинается проверка статуса поврежденной ДНК как субстрата ПЕГ - наличия объемной химической модификации в обнаруженном ХРС участке ДНК с нарушенной регулярной структурой.
ПРОВЕРКА ПОВРЕЖДЕНИЯ И СБОРКА ГОТОВОГО К УДАЛЕНИЮ ПОВРЕЖДЕННОГО УЧАСТКА КОМПЛЕКСА
Фактор ТШН представляет собой многосубъеди-ничный комплекс, в состав которого входят две хе-ликазы - ХРВ и XPD, белки р62, р52, р44, р34 и р8, не обладающие ферментативной активностью, и комплекс СDK-активирующей киназы САК (циклин
Н, Cdk7, Matl). В 3D-модели TFIIH человека, созданной с использованием результатов электронномикроскопического анализа, основной набор белков формирует несколько удлиненную кольцеобразную структуру (16 х 12.5 х 7.5 нм) с отверстием, диаметр которого (2.6-3.4 нм) достаточен для того, чтобы вместить двухцепочечную спираль ДНК [47]. Со структурой, формируемой коровыми белками, через XPD соединен САК-субкомплекс, образуя выступ на внешней стороне кольца. Самая маленькая субъединица р8 (TTDA) также входит в состав кора. Зависимое от ХРС привлечение TFIIH к повреждению контролируется прежде всего непосредственными контактами с ХРВ и р62-субъединицей (рис. 2). Кольцеобразная структура TFIIH охватывает дцДНК с 5'-стороны от повреждения, при этом высвобождается киназный субкомплекс. Наиболее очевидным следствием присоединения TFIIH является раскручивание двойной спирали ДНК вокруг повреждения, катализируемое двумя специализированными хели-казами XPB (3'^5') и XPD (5'^3'). Формируется асимметричный участок разошедшихся цепей длиной примерно 27 нуклеотидов (22 нуклеотида с 5'-стороны от повреждения и 5 - с З'-стороны). Этот этап проходит с использованием энергии макроэргической связи ATP [48-51]. Механизм формирования одноцепочечных участков ДНК вокруг повреждения и проверки наличия модификации стал более понятным благодаря данным о структуре факторов XPB и XPD, полученным при изучении кристаллической структуры белков-аналогов из архей [52-54], и результатам анализа структуры С-концевого фрагмента ХРВ человека [53]. Анализ структуры кристаллов ХРВ Archaeo-globus fulgidus показал, что этот белок содержит два геликазных домена - HD1 и HD2, в которых располагаются семь консервативных геликазных мотивов. Выявлены также два новых структурных мотива -RED в HD1, который состоит из трех заряженных аминокислотных остатков Arg, Glu и Asp, и мотив «большой палец» (thumb-like motif ThM) в HD2, аналогичный найденному в Т7-ДНК-полимеразе. Аналоги человеческого XPD из трех разновидностей архей (Thermoplasma acidophilum, Sulfolobus tokodaii, S. acidocaldarius) содержат по четыре домена, включая HD1, HD2, Arch-домен и уникальный 4FeS-домен, содержащий Fe^S-кластер, впервые обнаруженный в структуре геликазы [54-56]. Детали механизма взаимодействия XPD с ДНК и структуру формируемых комплексов активно изучали на моделях рекомбинантных геликаз архей. Была создана модель взаимодействия XPD с ДНК, в соответствии с которой оцДНК связывается в бороздке, находящейся между доменами Arch и HD2, и проходит сквозь отверстие (пору) в глобуле, диаметр которой
достаточно велик для свободного продвижения ге-ликазы по ДНК. Можно было предполагать, что объемные аддукты, репарируемые системой ПЕГ, могут блокировать транслокацию XPD по расположенной таким образом оцДНК. Такое предположение согласуется, в частности, с ранее полученными данными
■ XPA
RED ■ XPB
■ XPC
■ XPD
■ XPG
■ RPA
I
Рис. 2. Схема двустадийного процесса узнавания повреждения
об ингибировании активности дрожжевого аналога XPD - геликазы rad3, при взаимодействии с объемным повреждением [57]. С использованием аналога XPD из Ferroplasma аcidarmanus, работающего в форме мономера, но близкого по структуре к белку человека, было показано, что хеликаза останавливается при встрече с повреждением в цепи, по которой транслоцируется в направлении 5'^3'. При этом, в отличие от хеликазной активности, которая ингибируется, у связавшегося с повреждением XPD сохраняется и даже возрастает АТР-азная активность. Кроме того, фермент диссоциирует от субстрата, если CPD расположен в комплементарной 3'^5'-цепи [58]. На основе данных, полученных при анализе кристаллических структур архейных аналогов XPD, неоднократно высказывалось предположение, что наличие соответствующей модификации в ДНК окончательно проверяется при связывании основания в кармане, расположенном на поверхности XPD, вблизи «туннеля» в структуре белка, через который протягивается цепь ДНК [54, 56, 58]. Окончательно подтвердить, что XPD-субъединица TFIIH выполняет функцию проверки наличия повреждения, позволили результаты изучения взаимодействия мутантных белков XPD человека с ДНК, содержащей УФ-повреждения. Мутации вводили в участок полипептида, располагающийся в месте перехода ДНК-связывающего канала в пору (а.о. Y192A и R196E). При этом аминокислотные остатки, непосредственно вовлеченные в хеликазную и АТР-азную активность, не затрагивались. Мутантные белки сохраняли способность раскручивать дцДНК, но не различали поврежденные и неповрежденные ДНК. При замене этих остатков снижалась способность XPD формировать белковые комплексы - стабильные интермедиаты узнавания. Таким образом, показано, что эти аминокислотные остатки входят во фрагмент полипептида, формирующего сенсорный карман белка XPD человека. Расположение кармана совпадает с расположением в аналоге из архея T. acidophilum [59]. В отличие от XPD, фактор ХРВ, продвигающийся по ДНК в направлении 3'^5', проявляет свойства скорее ATP-азы с минорной хеликазной активностью. В составе хеликазных доменов ХРВ впервые выявлены новые мотивы RED (в HD1) и Thumb (в HD2) [52-55]. Активность ХРВ стимулируется субъединицей р52 TFIIH [60]. Именно ХРВ первым связывается с изогнутой ДНК, находящейся в комплексе с ХРС. Взаимодействуя с небольшим участком дестабилизированной неповрежденной цепи дцДНК (примерно 5 нуклеотидов с 3'-стороны), ХРВ разворачивает один из двух хеликазных доменов на 170°, увлекая за собой ДНК, сводя хеликазные домены 1 и 2, соединенные подвижным неструктурированным фрагментом, вы-
полняющим роль шарнира, и формируя сайт связывания ATP. Затем при помощи короткого мотива RED, состоящего из заряженных аминокислот, ХРВ внедряется между цепями дцДНК, раскручивает ее примерно на 5 нуклеотидов в направлении 3'^5' и предварительно фиксирует TFIIH на ДНК. Кольцо TFIIH при этом наклоняется относительно оси спирали ДНК. При этом XPD получает возможность контактировать с участком поврежденной цепи, удаленным в 5'-сторону от повреждения примерно на 22 нуклеотида, и раскручивает ДНК в направлении 5'^3', передвигаясь вдоль цепи за счет энергии гидролиза ATP и формируя асимметричный «пузырь». При встрече с повреждением XPD останавливается. Происходит характерная для объемных модификаций иммобилизация XPD, а значит и TFIIH, на ДНК [50, 60, 61].
Если статус поврежденной ДНК как субстрата NER подтверждается появлением долгоживущей открытой нуклеопротеиновой структуры, включающей TFIIH, то начинается следующий этап репарации. Формируется более стабильный и протяженный комплекс, готовый к удалению поврежденного участка ДНК (англ. «preincision complex»). Происходит присоединение к комплексу факторов RPA и XPA, координированное взаимодействием между этими факторами и с субъединицами TFIIH.
RPA - трехсубъединичный белковый фактор, имеющий наибольшее сродство к одноцепочечным ДНК. RPA, участвующий во многих процессах метаболизма ДНК, представлен в клетке большим количеством копий [62]. Присутствие RPA необходимо для формирования «premcisюn»-комплекса и последующего удаления участка поврежденной ДНК [1]. Расположенные в субъединицах p70 и p32 RPA пять ДНК-связывающих доменов, обладающих различным сродством к субстрату, обеспечивают формирование с оцДНК комплексов с различной архитектурой и прочностью. Эти домены взаимодействуют с ДНК полярно (в направлении 5'^3') [63, 64]. В готовом к расщеплению комплексе RPA занимает примерно 30 нуклеотидов неповрежденной цепи напротив участка, содержащего повреждение, предохраняя ДНК от нелегитимной деградации и способствуя точному позиционированию эндонуклеаз XPG и ERCC1-XPF.
ХРА, как и ХРС, обладает повышенным сродством к ДНК с особенностями вторичной структуры, в частности, к индуцированным объемным повреждением изломам спирали ДНК, что ранее послужило основанием для рассмотрения этого фактора (или его комплекса с RPA) в качестве претендента на роль сенсора повреждения, либо белка-контролера наличия модификации [1, 65, 66]. Однако, в отличие
от ХРС, фактор ХРА взаимодействует предпочтительно с поврежденной цепью и обладает гораздо более низким сродством к ДНК-аналогам субстратов и интермедиатов ПЕГ [65, 66]. Небольшой и функционирующий в клетке в форме мономера ХРА имеет достаточно сложную доменную структуру. Анализ ДНК-связывающего фрагмента ХРА, в формирование которого вовлечены аминокислотные остатки с 98 по 219, проведенный с использованием ЯМР-спектроскопии, выявил на поверхности белка, ближе к С-концу ДНК-связывающего домена, положительно заряженную бороздку, состоящую примерно из 60 а.о. Геометрические параметры этой бороздки позволяют связывать как одноцепочечную, так и двухцепочечную ДНК [67, 68]. В структуре ДНК-связывающего домена ХРА выделяют кислый субдомен (остатки 105-129), содержащий «цинковый палец», и С-концевой субдомен (а.о. 138-209). При этом мотив «цинковый палец» не участвует в связывании с ДНК, он необходим для взаимодействия с ГРА [67]. С помощью сайт-направленного мутагенеза идентифицированы домены специфического взаимодействия ХРА с целым рядом коровых полипептидов ПЕГ: ГРА70, ГРА32 (П-концевой и центральный фрагменты ХРА), ЕГСС1 (короткий участок, прилегающий к П-концевому фрагменту ХРА) и ТFIIH (С-концевой фрагмент ХРА). Взаимодействие ХРА-ГРА способствует более эффективному связыванию с ДНК обоих факторов [65, 66, 69], а взаимодействие с белками комплекса, уже сформированного на ДНК, раскрытой вокруг повреждения, обеспечивает высокий уровень селективности. Такие свойства ХРА обусловлены особенностями его структуры, позволяющей легко менять конформацию и обеспечивающей эффективное взаимодействие с поврежденной ДНК в процессе формирования комплекса, готового к расщеплению. В настоящее время ХРА рассматривается прежде всего как сенсор аномального электростатического потенциала, возникающего при перегибах отрицательно заряженного сахарофосфатного остова ДНК. Исследования взаимодействия серии мутантных форм ХРА с модифицированными ДНК, проведенные с применением методов торможения в геле, фотопришивки к ДНК, содержащей арилазидную модификацию, позволили определить аминокислотные остатки, особенно важные для эффективного функционирования ХРА [70]. С помощью аффинной модификации идентифицирована также область поврежденной цепи ДНК, с которой контактирует ХРА. Использование серии ДНК-зондов с различным взаимным расположением имитирующего повреждение дезок-сиуридина, содержащего объемную модификацию на основе флуоресцеина и фотоактивного 5^^и, позволило показать, что большая часть контактов ХРА
с ДНК находится вблизи перехода оцДНК/дцДНК с 5'-стороны от повреждения [69]. Способность ХРА специфически взаимодействовать не только с ДНК, но и со многими белками ПЕГ (ГРА, ЕRСС1-XPF, ТFIIH, ХРС) определяет его важную структурную и функциональную роль в сборке готового к проведению двойной инцизии комплекса [71-74].
УДАЛЕНИЕ ИЗ ДНК ФРАГМЕНТА, СОДЕРЖАЩЕГО ПОВРЕЖДЕНИЕ
Фактор XPG, выполняющий в процессе репарации функции 3'-эндонуклеазы, привлекается к району повреждения независимо от ХРА и ГРА, через взаимодействие с ТFIIH [74-76]. Связывание XPG с ДНК и одновременное высвобождение ХРС завершают формирование на ДНК комплекса, готового к вырезанию поврежденного участка. XPG на этом этапе выполняет структурные функции, стабилизируя открытый комплекс, и не проявляет эндонуклеаз-ной активности. Детерминантой характера взаимодействия XPG с ДНК-субстратами в процессе ПЕГ служит переход оцДНК/дцДНК с 3'-стороны от повреждения. С использованием различных методик футпринтинга и метода торможения в геле было показано, что XPG, как и другие члены семейства флэп-эндонуклеазы 1, взаимодействует с двухцепочечным участком модельных структур через неспецифические контакты с фосфодиэфирным остовом (рис. 3). Эти контакты охватывают примерно 12 нуклеотидов обеих цепей и расположены с внешней стороны В-спирали ДНК. Дополнительные немногочисленные контакты XPG в одноцепочечных участках модельных субстратов (в поврежденной цепи это три контакта с фосфодиэфирным остовом, характер контактов XPG с неповрежденной цепью пока не выяснен) слабо влияют на связывание. При этом необходимым условием для проявления XPG эндонукле-азной активности является наличие одноцепочечного участка поврежденной цепи вблизи места связывания белка [77, 78].
Фактор XPF - структурно-специфичная эндонуклеаза, которая расщепляет ДНК в месте перехода дцДНК/оцДНК с 5'-стороны от повреждения и функционирует в ПЕГ в составе гетеродимера с белком ЕГСС1. Облигатный гетеродимер ЕГСС1-XPF вовлекается в комплекс через взаимодействие ЕГСС1 с ХРА и производит разрыв в поврежденной цепи с 5'-стороны от повреждения. В ЕRСС1-XPF выявлено несколько доменов, обеспечивающих его функционирование [79-83]. Показано, что обе субъединицы содержат вблизи С-концов домены спираль-шпилька-спираль (HhH), необходимые для формирования гетеродимера [84]. Активный центр XPF представляет собой консервативный нуклеазный
дцДНК
оцДНК
Область контакта ERCC1-XPF с ДНК
‘--1 г 1
дцДНК
5-
10-
15-
Область контакта XPG с ДНК
■ . Область взаимодействия XPF с неповрежденной цепью
4М< Область взаимодействия каталитического центра XPF с поврежденной цепью О Область взаимодействия ERCC1 с двухцепочечным участком ДНК 4 Участок сильного взаимодействия XPG с фосфатными группами ДНК
Участок слабого взаимодействия XPG с фосфатными группами ДНК н Поврежденная цепь ДНК ™ Неповрежденная цепь ДНК
Стрелками показаны места возможного расщепления цепи ДНК
Рис. 3. Схематическое изображение контактов XPF-ERCC1 и XPG с ДНК в районе повреждения
домен, расположенный рядом с доменом HhH [79]. Центральный домен ERCC1 структурно гомологичен нуклеазному домену XPF, однако вместо активного центра с кислыми остатками он содержит бороздку, выстланную остатками основных и ароматических аминокислот. Этот структурный элемент взаимодействует с ХРА, осуществляя связь между ERCC1-XPF и остальной машинерией NER [81, 83]. С использованием индивидуальных рекомбинантных доменов XPF, а также по данным изучения архей-ных XPF-белков установлено, что эти пять доменов участвуют во взаимодействии с ДНК [79-81]. Методами масс-спектрометрии, ЯМР-спектроскопии и in vitro-анализа связывания белка с ДНК определена структура комплекса С-концевого HhH-домена белка XPF с оцДНК в растворе [78]. Показано, что стабильный комплекс с оцДНК образует гомодимер HhH. При этом ДНК закручена вокруг белка так, что взаимодействия белок-ДНК располагаются вдоль фосфатного остова молекулы. Положительно заряженный участок во второй спирали одного из HhH-мотивов контактирует с фосфатным остовом оцДНК. Эти данные в сочетании с опубликованными ранее [85] позволили построить модель комплекса ERCC1-XPF, которая объясняет позиционирование эндонуклеазы на месте перехода дцДНК/оцДНК с 5'-стороны от повреждения. Согласно этой модели, HhH-домен ERCC1 взаимодействует с двухцепочечной частью ДНК-структуры. c поврежденной цепью ДНК контактирует нуклеазный домен XPF. Контакты с неповрежденной цепью осуществляют HhH-домены XPF и ERCC1 (рис. 3).
Роль С-концевых ДНК-связывающих доменов во взаимодействии гетеродимера с ДНК-субстратами была исследована с помощью мутационного анализа в контексте полноразмерного ERcc1-XPF. Оказалось, что мутации в одном домене не снижают заметно активность системы NER in vitro и in vivo. Нарушение работы системы NER происходит при введении мутаций в несколько доменов, причем существует иерархия важности отдельных доменов [84]. В присутствии каталитически неактивной XPG происходит катализируемое ERCC1-XPF расщепление поврежденной цепи ДНК с 5'-стороны (в 15-25 нуклеотидах от повреждения) с образованием свободной 3'-ги-дроксильной группы, необходимой для инициации репаративного синтеза и появления подвижного одноцепочечного фрагмента, содержащего повреждение. Происходящие изменения структуры белковонуклеинового комплекса дают возможность XPG проявлять каталитическую активность [78]. Затем происходит расщепление ДНК с 3'-стороны (в 3-9 нуклеотидах от повреждения), завершающее процесс эксцизии поврежденного участка. В структуре
XPG, остающегося связанным с ДНК некоторое время после эксцизии, имеются мотивы, обеспечивающие специфическое взаимодействие с РСПА (ядерный антиген пролиферирующих клеток). Предполагается, что XPG может способствовать эффективности и процессивности репаративного синтеза [1, 2].
РЕПАРАТИВНЫЙ СИНТЕЗ
Репаративный синтез и лигирование цепи ДНК осуществляют ферменты и белковые факторы, которые также участвуют в процессе репликации ДНК. Для синтеза ДНК необходимы ДНК-полимеразы б или е и факторы RFС, РСПА и ГРА. Комплекс RFС, состоящий из пяти разных субъединиц, способствует АТР-зависимому «нанизыванию» РСПА на ДНК вблизи 3'-конца фрагмента ДНК, фланкирующего брешь, которая образуется в результате эксцизии. РСПА - гомотримерный комплекс, формирующий кольцеобразную структуру, которая скользит вдоль ДНК и взаимодействует с ДНК-полимеразами, способствуя повышению процессивности этих ферментов [1].
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Процесс ПЕГ управляется множественными слабыми взаимодействиями между белками и ДНК-субстратами, а также белок-белковыми взаимодействиями в нуклеопротеиновых комплексах. После того как в процессе первичного узнавания поврежденного участка в эукариотических клетках формируется прочный комплекс ХРС/ДНК, ПЕГ осуществляется фактически репаросомой - состоящим из большого числа субъединиц комплексом переменного состава и архитектуры. Каждая из субъединиц этого комплекса по отдельности не обладает достаточным сродством и селективностью по отношению к субстрату - ДНК, содержащей объемное повреждение. Ситуация меняется при формировании в районе повреждения специфических белковых комплексов. Белки ПЕГ в этих комплексах объединены находящейся в процессинге ДНК. До момента формирования стабильной структуры, готовой к удалению повреждения, и начала эксцизии в пределах двух-трех витков ДНК должны быть точно позиционированы 18 полипептидов. Структура участвующих в ПЕГ белков обеспечивает как возможность контактов с объединяющим их субстратом - ДНК, так и возможность динамичных специфических белок-белковых взаимодействий, иногда взаимоисключающих. Смена контактов, которые может осуществлять один и тот же белок, - один из механизмов, регулирующих протекание процесса и производящих тонкую подстройку в репаративных комплексах, обеспечивая высокую точность протекания процесса эксцизионной репа-
рации нуклеотидов в ДНК. Изучение состава и архитектуры белково-нуклеиновых комплексов NER как in vitro, так и in vivo, требует применения широкого арсенала методов и модельных систем различной степени сложности. •
Работа поддержана РФФИ (грант № 12-04-00487а), РАН (программы фундаментальных исследований «Молекулярная и клеточная биология»), Министерством образования и науки РФ (НШ-420.2014.4).
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Gillet L.C., Schärer O.D. // Chem. Rev. 2006. V. 106. № 2.
P. 253-276.
2. Sugasawa K. // Mutat. Res. 2010. V. 685. № 1. P. 29-37.
3. Volker M., Mone M.J., Karmakar P., van Hoffen A., Schul W., Vermeulen W., Hoeijmakers J.H., van Driel R., van Zeeland A.A., Mullenders L.H. // Mol. Cell. 2001. V. 8. № 1. P. 213-224.
4. Lehmann A.R. // Biochimie. 2003. V. 85. P. 1101-1111.
5. Hanawalt P.C., Spivak G. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2008. V. 9. № 11. P. 958-970.
6. Friedberg E.C. // Nat. Rev. Cancer. 2001. V. 1. P. 22-33.
7. Hoeijmakers J.H. // Nature. 2001. V. 411. № 6835. P. 366-374.
8. Kuraoka I., Bender C., Romieu A., Cadet J., Wood R.D., Lindahl T. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. V. 97. № 8.
P. 3832-3837.
9. D'Errico M., Parlanti E., Teson M., de Jesus B.M., Degan P., Calcagnile A., Jaruga P., Bjoras M., Crescenzi M., Pedrini A.M., et al. // EMBO J. 2006. V. 25. № 18. P. 4305-4315.
10. Johnson K.A., Fink S.P., Marnett L.J. // J. Biol. Chem. 1997.
V. 272. № 17. P. 11434-11438.
11. Luijsterburg M.S., Bornstaedt G., von Gourdin A.M., Politi A.Z., Mone M.J., Warmerdam D.O., Goedhart J., Vermeulen W., van Driel R., Höfer T. // J. Cell Biol. 2010. V. 189. № 17.
P. 445-463.
12. Svilar D., Goellner E.M., Almeida K.H., Sobol R.W. // Antioxid. Redox Signal. 2011. V. 14. № 12. P. 2491-2507.
13. Yang W. // Cell Research. 2008. V. 18. № 1. P. 184-197.
14. Isaacs R.J., Spielmann H.P. // DNA Repair (Amst.). 2004. V. 3. № 5. P. 455-464.
15. Hess M.T., Schwitter U., Petretta M., Giese B., Naegeli H. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. № 13. P. 6664-6669.
16. Buterin T., Meyer C., Giese B., Naegeli H. // Chem. Biol. 2005. V. 12. № 8. P. 913-922.
17. Sugasawa K., Ng J., Masutani C., Iwai S., van der Spek P., Eker A., Hanaoka F., Bootsma D., Hoeijmakers Jan H.J. // Mol. Cell. 1998. V. 2. № 2. P. 223-232.
18. Rademakers S., Volker M., Hoogstraten D., Nigg A.L., Mone M.J., van Zeeland A.A., Hoeijmakers J.H., Houtsmuller A.B., Vermeulen W. // Mol. Cell Biol. 2003. V. 23. № 16. P. 5755-5767.
19. Sugasawa K., Shimuzu Y., Shigenori I., Iwai S., Hanaoka F. // DNA Repair. 2002. V. 12. № 1. P. 95-107.
20. Nocentini S., Coin F., Saijo M., Tanaka K., Egly J.M. // J. Biol. Chem. 1997. V. 272. № 37. P. 22991-22994.
21. Missura M., Buterin T., Hindges R., Hübscher U.,
Kasparkova J., Brabec V., Naegeli H. // EMBO J. 2001. V. 20.
№ 13. P. 3554-3564.
22. Hermanson-Miller I.L., Turchi J.J. // Biochemistry. 2002.
V. 41. № 7. P. 2402-2408.
23. Thoma B.S., Wakasugi M., Christensen J., Reddy M.C., Vasquez K.M. // Nucl. Acids Res. 2005. V. 33. № 9. P. 2993-3001.
24. Sugasawa K., Okamoto T., Shimizu Y., Masutani C., Iwai S., Hanaoka F. // Genes Dev. 2001. V. 15. № 5. P. 507-521.
25. Hoogstraten D., Bergink S., Ng J., Verbiest V.H., Luijsterburg M.S., Geverts B., Raams A., Dinant C., Hoeijmakers J.H., Vermeulen W., Houtsmuller A.B. // J. Cell Sci. 2008. V. 121. № 16.
P. 2850-2859.
26. Reardon J.T., Sancar A. // Genes Dev. 2003. V. 17. № 20.
P. 2539-2551.
27. Fitch M.E., Nakajima S., Yasui A., Ford J.M. // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. № 47. P. 46906-46910.
28. Sugasawa K., Okuda Y., Saijo M., Nishi R., Matsuda N., Chu
G., Mori T., Iwai S., Tanaka K., Hanaoka F. // Cell. 2005. V. 121. № 3. P. 387-400.
29. Scrima A., Konickova R., Czyzewski B.K., Kawasaki Y., Jeffrey P.D., Groisman R., Nakatani Y., Iwai S., Pavletich N.P., Thomä N.H. // Cell. 2008. V. 135. № 7. P. 1213-1223.
30. Min J.H., Pavletich N.P. // Nature. 2007. V. 449. № 7162.
P. 570-575.
31. Murzin A.G. // EMBO J. 1993. V. 12. № 3. P. 861-867.
32. Janicijevic A., Sugasawa K., Shimizu Y., Hanaoka F., Wijgers N., Djurica M., Hoeijmakers J.H., Wyman C. // DNA Repair (Amst.). 2003. V. 2. № 3. P. 325-336.
33. Mocquet V., Kropachev K., Kolbanovskiy M., Kolbanovskiy A., Tapias A., Cai Y., Broyde S., Geacintov N.E., Egly J.M. // EMBO J. 2007. V. 26. № 12. P. 2923-2932.
34. Krasikova Y.S., Rechkunova N.I., Maltseva E.A., Pestryakov P.E., Petruseva I.O., Sugasawa K., Chen X., Min J.H., Lavrik O.I. // J. Biol. Chem. 2013. V. 288. № 15. P. 10936-10947.
35. Bunick C.G., Miller M.R., Fuller B.E., Fanning E., Chazin W.J. // Biochemistry. 2006. V. 45. № 50. P. 14965-14979.
36. Maillard O., Solyom S., Naegeli H. // PLoS Biol. 2007. V. 5.
№ 4. e79.
37. Camenisch U., Trutlein D., Clement F.C., Fei J., Leitenstorfer A., Ferrando-May E., Naegeli H. // EMBO J. 2009. V. 28. № 16. P. 2387-2399.
38. Clement F.C., Camenisch U., Fei J., Kaczmarek N., Mathieu N., Naegeli H. // Mutat. Res. 2010. V. 685. № 1. P. 21-28.
39. Sugasawa K., Akagi J., Nishi R., Iwai S., Hanaoka F. // Mol. Cell. 2009. V. 36. № 4. P. 642-653.
40. Araki M., Masutani C., Takemura M., Uchida A., Sugasawa K., Kondoh J., Ohkuma Y., Hanaoka F. // J. Biol. Chem. 2001.
V. 276. № 22. P. 18665-18672.
41. Nishi R., Okuda Y., Watanabe E., Mori T., Iwai S., Masutani C., Sugasawa K., Hanaoka F. // Mol. Cell Biol. 2005. V. 25. № 13. P. 5664-5674.
42. Maltseva E.A., Rechkunova N.I., Gillet L.C., Petruseva I.O., Schärer O.D., Lavrik O.I. // Biochim. Biophys. Acta. 2007. V. 1770. № 5. P. 781-789.
43. Maltseva E.A., Rechkunova N.I., Petruseva I.O.,
Vermeulen W., Schärer O.D., Lavrik O.I. // Bioorg. Chem. 2008. V. 36. № 2. P. 77-84.
44. Евдокимов А.Н., Петрусева И.О., Пестряков П.Е., Лаврик О.И. // Биохимия. 2011. Т. 76. № 1. C. 188-200.
45. Neher T.M., Rechkunova N.I., Lavrik O.I., Turchi J.J. // Biochemistry. 2010. V. 49. № 4. P. 669-678.
46. Bergink S., Toussaint W., Luijsterburg M.S., Dinant C., Alekseev S., Hoeijmakers J.H., Dantuma N.P., Houtsmuller A.B., Vermeulen W. // J. Cell Biol. 2012. V. 196. № 6. P. 681-688.
47. Schultz P., Fribourg S., Poterszman A., Mallouh V., Moras D., Egly J.M. // Cell. 2000. V. 102. № 5. P. 599-606.
48. Araujo S.J., Nigg E.A., Wood R.D. // Mol. Cell Biol. 2001. V. 21. № 7. P. 2281-2291.
49. Oksenych V., de Jesus B.B., Zhovmer A., Egly J.M., Coin F. // EMBO J. 2009. V. 2В. № 19. P. 2971-2980.
50. Egly J.M., Coin F. // DNA Repair. 2011. V. 10. № 7. P. 714-721.
51. Compe E., Egly J.M. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2012. V. 13.
№ 6. P. 343-354.
52. Fan L., Arvai A.S., Cooper P.K., Iwai S., Hanaoka F., Tainer J.A. // Mol. Cell. 2006. V. 22. № 1. P. 27-37.
53. Hilario E., Li Y., Nobumori Y., Liu X., Fan L. // Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. 2013. V. 69. № 2. P. 237-246.
54. Wolski S.C., Kuper J., Hazelmann P., Truglio J.J., Croteau D.L., van Houten B., Kisker C. // PLoS Biol. 200В. V. 6. № 6. e149.
55. Fan L., Fuss J.O., Cheng Q.J., Arvai A.S., Hammel M.,
Roberts V.A., Cooper P.K., Tainer J.A. // Cell. 200В. V. 133. № 5. P. 789-800.
56. Kuper J., Wolski S.C., Michels G., Kisker C. // EMBO J. 2012. V. 31. № 2. P. 494-502.
57. Naegeli H., Modrich P., Friedberg E.C. // J. Biol. Chem. 1993. V. 268. № 14. P. 103В6—10392.
5В. Mathieu N., Kaczmarek N., Naegeli H. // Proc. Natl. Acad.
Sci. USA. 2010. V. 107. № 41. P. 17545-17550.
59. Mathieu N., Kaczmarek N., Rüthemann P., Luch A., Naegeli
H. // Curr. Biol. 2013. V. 23. № 3. P. 204-212.
60. Oksenych V., Coin F. // Cell Cycle. 2010. V. 9. № 1. P. 90-96.
61. Fan L. How two helicases work together within the TFIIH complex, a perspective from structural studies of XPB and XPD helicases. Berlin-Heidelberg: Higher Education Press and Springer-Verlag, 2013. V. 1. 6 p.
62. Fanning E., Klimovic V., Nager A.R. // Nucl. Acids Res. 2006. V. 34. № 15. P. 4126-4137.
63. De Laat W.L., Appeldoorn E., Sugasawa K., Weterings E., Jaspers N.G.J., Hoeijmakers J. // Genes Dev. 1998. V. 12. № 16. P. 2598-2609.
64. Kolpashchikov D.M., Khodyreva S.N., Khlimankov D.Y., Wold M.S., Favre A., Lavrik O.I. // Nucl. Acids Res. 2001. V. 29. № 2. P. 373-379.
65. Hey T., Lipps G., Krauss G. // Biochemistry. 2001. V. 40. № 9. P. 2901-2910.
66. Patrick S.M., Turchi J.J. // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. № 1В.
P. 16096-17101.
67. Ikegami T., Kuraoka I., Saijo M., Kodo N., Kyogoku Y., Morikawa K., Tanaka K., Shirakawa M. // Nat. Struct. Biol. 1998. V. 5. № В. P. 701-706.
6В. Buchko G.W., Ni S., Thrall B.D., Kennedy M.A. // Nucl. Acids Res. 1998. V. 26. № 11. P. 2779-2788.
69. Krasikova Y.S., Rechkunova N.I., Maltseva E.A., Petruseva
1.0., Lavrik O.I. // Nucl. Acids Res. 2010. V. 3В. № 22. P. 8083-В094.
70. Camenisch U., Dip R., Vitanescu M., Naegeli H. // DNA Repair (Amst.). 2007. V. 6. № 12. P. 1819-1828.
71. Missura M., Buterin T., Hindges R., Hübscher U., Kaspárková J., Brabec V., Naegeli H. // EMBO J. 2001. V. 20. № 13. P. 3554-3564.
72. Thoma B.S., Vasquez K.M. // Mol. Carcinog. 2003. V. 38. № 1. P. 1-13.
73. Iakoucheva L.M., Walker R.K., van Houten B., Ackerman E.J. // Biochemistry. 2002. V. 41. № 2. P. 131-143.
74. Park C.H., Sancar A. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V. 91. № 11. P. 5017-5021.
75. Riedl T., Hanaoka F., Egly J.M. // EMBO J. 2003. V. 22. № 19. P. 5293-5303.
76. Zotter A., Luijsterburg M.S., Warmerdam D.O., Ibrahim S., Nigg A., van Cappellen W.A., Hoeijmakers J.H., van Driel R., Vermeulen W., Houtsmuller A.B. // Mol. Cell Biol. 2006. V. 23. № 23. P. 8868-8879.
77. Hohl M., Thorel F., Clarkson S.G., Schärer O.D. // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 19500-19508.
78. Hohl M., Dunand-Sauthier I., Staresincic L., Jaquier-Gubler P., Thorel F., Modesti M., Clarkson S.G., Schärer O.D. // Nucl. Acids Res. 2007. V. 35. № 9. P. 3053-3063.
79. Enzlin J.H., Schärer O.D. // EMBO J. 2002. V. 21.
P. 2045-2053.
80. Tsodikov O.V., Enzlin J.H., Schärer O.D., Ellenberger T. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005. V. 102. № 32. P. 11236-11241.
81. Tsodikov O.V., Ivanov D., Orelli B., Staresincic L., Shoshani
1., Oberman R., Schärer O.D., Wagner G., Ellenberger T. // EMBO J. 2007. V. 26. № 22. P. 4768-4776.
82. Tripsianes K., Folkers G., Ab E., Das D., Odijk H., Jaspers N.G., Hoeijmakers J.H., Kaptein R., Boelens R. // Structure. 2005. V. 13. № 12. P. 1849-1858.
83. Tripsianes K., Folkers G.E., Zheng C., Das D., Grinstead J.S., Kaptein R., Boelens R. // Nucl. Acids Res. 2007. V. 35. № 17. P. 5789-5798.
84. Das D., Folkers G.E., van Dijk M., Jaspers N.G.J.,
Hoeijmakers J.H.J., Kaptein R., Boelens R. // Structure. 2012. V. 20. № 4. P. 667-675.
85. Su Y., Orelli B., Madireddy A., Niedernhofer L.J., Schärer O.D. // J. Biol. Chem. 2012. V. 287. № 26. P. 21846-21855.
