CC BY
109
and causes of preterm birth // Lancet. - 2008. - Vol. 371. - P.75-84.
20. GoldenbergR.L., GravettM.G., Iams J.D., etal. The preterm birth syndrome: issues to consider in creating a classification system // Am. J. Obstet. Gynecol. - 2012. - Vol. 206. - P.113-118.
21. Gravett M.G., Rubens C.E., Nunes T.M. Global report on preterm birth and stillbirth (2 of 7): discovery science // BMC Pregnancy Childbirth. - 2010. - Vol. 10. Suppl 1. - P.S2.
22. Gyamfi-Bannerman C., Fuchs K.M., Young O.M., et al. Nonspontaneous late preterm birth: etiology and outcomes // Am. J. Obstet. Gynecol. - 2011. - Vol. 205. - P.e451-456.
23. Kaprio J. M.R. Demographic trends in Nordic countries. In Multiple Pregnancy: Epidemiology, Gestation & Perinatal Conditions. - 2nd edition. -London: Taylor & Francis, 2005. -P.22-25.
24. Kalra S.K., Molinaro T.A. The association of in vitro fertilization and perinatal morbidity // Semin. Reprod. Med. -2008. - Vol. 26. - P.423-435.
25. Kent A.L., Wright I.M., Abdel-Latif M.E. Mortality and adverse neurologic outcomes are greater in preterm male infants // Pediatrics. - 2012. - Vol. 129. - P.124-131.
26. Lee S.E., Romero R., Park C.W., et al. The frequency and significance of intraamniotic inflammation in patients with cervical insufficiency // Am. J. Obstet. Gynecol. - 2008. - Vol. 198. - P.e631-638.
27. Lim J. W. The changing trends in live birth statistics in
Korea, 1970 to 2010 // Korean J. Pediatr. - 2011. - Vol. 54. - P.429-435.
28. Martin J.A., Hamilton B.E., Sutton P.D., et al. Births: final data for 2008 // Natl. Vital. Stat. Rep. - 2010. - Vol. 59. №1. - P.3-71.
29. Menon R. Preterm birth: a global burden on maternal and child health // Pathog. Glob. Health. - 2012. - Vol. 106. №3. -P.139-140.
30. Muglia L.J., Katz M. The enigma of spontaneous preterm birth // N. Engl. J. Med. - 2010. - Vol. 362. - P.529-535.
31. Mukhopadhaya N., Arulkumaran S. Reproductive outcomes after in-vitro fertilization // Curr. Opin. Obstet. Gynecol. - 2007.
- Vol. 19. - P. 113-119.
32. Patel R.R., Steer P., Doyle P., et al. Does gestation vary by ethnic group? A London-based study of over 122,000 pregnancies with spontaneous onset of labour // Int. J. Epidemiol. - 2004. -Vol. 33. - P.107-113.
33. Plunkett J., Muglia L.J. Genetic contributions to preterm birth: implications from epidemiological and genetic association studies // Ann. Med. - 2008. - Vol. 40. №3. - P.167-195.
34. Steer P. The epidemiology of preterm labour // BJOG. -2005. - Vol. 112. Suppl. 1. - P.1-3.
35. Zeitlin J., Saurel-Cubizolles M.J., De Mouzon J., et al. Fetal sex and preterm birth: are males at greater risk? // Hum. Reprod.
- 2002. - Vol. 17. - P.2762-2768.
Информация об авторах:
Семенов Юрий Алексеевич - к.м.н., главный врач Государственного бюджетного учреждения здравоохранения «Областной перинатальный центр», главный внештатный акушер-гинеколог Министерства здравоохранения Челябинской области; Чулков Василий Сергеевич - к.м.н., доцент кафедры факультетской терапии, 454092, г. Челябинск, ул. Воровского, 64, тел.: (351) 2536911, e-mail: [email protected]; Москвичева Марина Геннадьевна - д.м.н., проректор по дополнительному профессиональному образованию и взаимодействию с учебно-производственными базами, заведующий кафедрой общественного здоровья и здравоохранения факультета дополнительного образования; Сахарова Виктория Владислововна - к.м.н., заместитель министра здравоохранения Челябинской области.
Information About the Authors:
Semenov Yuri A. - MD, PhD, chief medical officer of the Regional Perinatal Center, the main freelance gynecologist Ministry of Health of the Chelyabinsk region; Chulkov Vasiliy S. - MD, PhD, Associate Professor of Faculty Therapy Department of South Ural State Medical University (Chelyabinsk), 454092, Chelyabinsk, Vorovsky str., 64 Phone: (351) 2536911, e-mail: vschulkov@rambler. ru; Moskvicheva Marina G. - MD, PhD, DSc, vice-rector for additional professional education and interaction with educational and industrial bases, Head of the Department of Public Health and Health Faculty of South Ural State Medical University; Sakharova Victoria Vladislovovna - MD, PhD, Deputy Minister of Health of the Chelyabinsk region.
© гуцол л.о., МИНАКИНА Л.Н., НЕПОМНЯЩИХ С.Ф., ЕГОРОВА И.Э.,ЯСЬКО М.В. - 2015 УДК 577.2
основные белки эксцизионной репарации нуклеотидов у человека
Людмила Олеговна Гуцол, Лилия Николаевна Минакина, Светлана Фёдоровна Непомнящих,
Ирина Эдуардовна Егорова, Михаил Владимирович Ясько (Иркутский государственный медицинский университет, ректор — д.м.н. проф. И.В. Малов)
Резюме. Главным механизмом, удаляющим массивные повреждения ДНК, является эксцизионная репарация нуклеотидов. Этот тип репарации активен как в нетранскрибируемых участках, так и в транскрибируемых участках ДНК. Механизм репарации не зависит от инициирующего фактора. На цепи ДНК в месте повреждения формируется TFIIH-комплекс, который поддерживает работу геликаз, раскручивающих спираль, и нуклеаз, осуществляющих разрез. Сшивание вновь синтезированного участка осуществляют лигазы: ДНК-лигаза I, ДНК-лигаза IIIa и XRCC1.
Ключевые слова: повреждения ДНК, NER, репарация ДНК, эксцизионная репарация нуклеотидов.
KEY NuCLEOTIDE ExCISION REPAIR PROTEINS IN HuMANS
L.O. Gutsol, L.N. Minakina, S.F. Nepomniashikh, I.E. Egorova, M.V. Yasko (Irkutsk State Medical University, Russia)
Summary. The main mechanism that removes massive DNA lesions is a nucleotide excision repair. This type of repair is active both in non-transcribed and in transcribed DNA sites. The repair mechanism does not depend on the initiating factor. TFIIH complex is formed on the DNA chain in vicinity of a lesion, and this complex supports functioning of helicase enzymes which unwind the DNA helix and nucleases which perform the incision. DNA ligase I, DNA ligase IIIa and XRCC1 perform fixing of the nick left after repair.
Key words: DNA damage, NER, DNA repair, nucleotide excision repair.
Универсальным механизмом репарации ДНК явля- excision repair, NER). NER одним и тем же набором ется эксцизионная репарация нуклеотидов (nucleotide ферментов может распознавать самые разнообразные
повреждения, искажающие спираль ДНК. При этом повреждения не обладают сходной химической структурой, но их объединяет то, что все они дестабилизируют двойную спираль ДНК и являются массивными [13].
Белки, реализующие NER, вначале распознают повреждение, затем раскручивают молекулу ДНК, удаляют олигонуклеотид, содержащий поврежденный нукле-отид, восстанавливают последовательность нуклеоти-дов на поврежденной нити и сшивают молекулу. Низкая специфичность этого вида репарации определяется тем, что удаляется не только модифицированный нуклеотид, а цепочка нуклеотидов, в ряду которых находится и поврежденный. Мутации некоторых белков, участвующих в NER, приводят к развитию пигментной ксеродермы, синдрому Коккейна и трихотиодистрофии. Эти заболевания дали названия некоторым группам ферментов, реализующим эксцизионную репарацию нуклеотидов: XP - xeroderma pigmentosum, TTD - trichothiodystrophy, CS - Cockayne syndrome.
На этапе распознавания повреждения различают два варианта эсцизионной репарации нуклеотидов: 1) NER, реализуемая по всему геному, и 2) NER, связанная с транскрипцией [8,11].
1) NER по всему геному - GG-NER (global genome nucleotide excision repair). При этом виде NER поиск и удаление объемных повреждений осуществляется во всем геноме, включая нетранскрибируемые участки и молчащий хроматин. GG-NER инициируется комплексом XPC/HR23B/CEN2 (XP complementation group C, Rad23 homolog B, Centrin-2, - белок XP с комплемента-ционной группой C; гомолог B белка Rad 23; центрин-2).
В этом комплексе HR23B и CEN2 являются вспомогательными белками, которые увеличивают сродство и прочность связывания XPC с поврежденной спиралью ДНК. Оба этих белка присутствуют в клетке в парциальном изобилии, и их истощение делает клетку чувствительной к ультрафиолету (УФ) [19]. Помимо этих белков, ДНК-связывающая способность XPC в целом коррелирует со степенью искажения спирали ДНК [24]. Белок HR23B, кроме структурной, имеет также и более специфическую функцию, стимулируя процесс опознания повреждений. После опознания повреждения HR23B диссоциирует от XPC [2,17].
Комплекс XPC/HR23B постоянно движется вдоль молекулы ДНК, распознает повреждения и служит основой, на которой осуществляется сборка ключевых факторов, реализующих удаление повреждения и репарацию этого участка. При этом элемент XPC распознаёт термодинамически неустойчивый участок молекулы [28].
XPC имеет два основных функциональных домена [16]. ДНК-связывающий домен, неспецифичный как к последовательности связываемой ДНК, так и к типу повреждения, состоит, в свою очередь, из трансглутамаза-гомологичного домена и ^-шпилька-домена (BHD1), заякоривающего белок на ДНК. Двойной в-шпилька-домен (BHD2/3) связывает неповреждённую нить ДНК, не вступая с повреждением в прямой контакт и вместо этого охватывая два нуклеотида, расположенные напротив повреждения. Этот «карман связывания» специфичен для неповреждённой ДНК и не мог бы вместить массивные аддукты. Таким образом, XPC прикрепляется только к неповреждённой нити ДНК. Такой характер связывания делает возможным для XPC связывать большое разнообразие структурно различных массивных повреждений [15].
2) NER, связанная с транскрипцией — TC-NER (transcription-coupled nucleotide excision repair). В этом случае поиск и удаление объемных повреждений осуществляется в транскрибируемых участках. Инициируется TC-NER остановкой рНК-полимеразы II перед повреждённым участком ДНК [7]. Затем белки CSA и CSB вытесняют РНК-полимеразу, освобождая место повреждения для белков NER [11]. Комплекс белков TFIIH способствует переключению с РНК-полимеразного комплекса на комплекс NER. При этом
транскрипционный аппарат не разрушается. После завершения репарации к цепи ДНК вновь присоединяются CSA и CSB и транскрипция РНК-полимеразным комплексом продолжается [30].
Независимо от способа распознавания повреждения и инициации репарации, процесс восстановления нативной структуры ДНК реализуется по одному механизму [8,11].
Рядом с поврежденным нуклеотидом собирается мультифункциональный транскрипционный фактор TFIIH (multi-functional transcription factor), состоящий из 10 белков [5]. Затем, две ассоциированные с TFIIH АТФ-зависимые геликазы XPB и XPD раскручивают спираль ДНК и образуют «пузырь» длиной примерно в 30 нуклеотидов по обеим сторонам от повреждения [7,11,29].
Как XPB, так и XPD являются каталитическими ферментами, служащими движущей силой всего TFIIH в NER. Роль остальных субъединиц также постепенно начинает проясняться. Показано, что p52 стимулирует активность XPB, а p44 тесно взаимодействует с XPD и также стимулирует его деятельность [3]. Неожиданно важной оказалась роль p8, самой маленькой из субъединиц. В её отсутствие нарушается разделение двойной спирали ДНК и присоединение XPA [4].
Присоединением XPD завершается сборка первичного комплекса NER. Далее к участку повреждения независимо друг от друга присоединяются XPA, RPA и XPG, а XPC-HR23B на этом этапе от комплекса отделяется. Центральным элементом комплекса теперь служит XPA [9]. Этот белок взаимодействует практически со всеми остальными и его вероятная роль заключается в том, чтобы все части комплекса NER находились на своих местах к тому моменту, как будет произведён надрез.
Особенно тесно XPA сотрудничает с белком RPA, связывающим однонитевую ДНК и состоящим из трех субъединиц (RPA70, RPA32 и RPA14). Считается, что XPA и RPA совместно связываются с ДНК [23]. Оптимальный участок связывания ДНК для RPA состоит примерно из 30 нуклеотидов, то есть как раз такой, какой подвергается вырезанию при NER. Полагают, что RPA прикрепляется к неповреждённой нити ДНК, и тем самым помогает двум эндонуклеазам ERCC1-XPF и XPG разместиться на их субстрате - повреждённой нити ДНК. RPA играет важную роль в координации событий эксцизии и репаративного синтеза [22].
После завершения сборки комплекса XPG производит разрез ДНК с 3'-конца, после чего он разрезает 5'-конец. С другой стороны, недавнее исследование предполагает, что первой разрез совершает как раз ERCC1-XPF, для чего ему требуется присутствие, но не активность XPG [6].
Это подтверждается сведениями о том, что репарационный синтез может начаться и пройти до половины длины заполняемого разрыва ещё до инцизии ДНК ферментом XPG [27].
Инцизия рестриктазой XPF оставляет свободную 3'-гидроксильную группу, от которой репликационный механизм может сразу начать репарационный синтез. Напротив, разрезание XPG оставляет после себя 5'-фос-фат, который не может служить началом для синтеза и необходим только на этапе лигирования [10].
Комплекс из TFIIH, XPA, RPA и XPG относительно устойчив и эксцизия запускается только после присоединения ERCC1-XPF, которая рекрутируется белком XPA [21].
После вырезания повреждённого олигонулеоти-да, он остаётся связанным с TFIIH. Затем TFIIH присоединяет АТФ, а от олигонуклеотида освобождается. Освободившийся олигонуклеотид связывается с RPA и впоследствии подвергается разложению [14].
На основании исследований in vitro считалось, что заполнение разрыва происходит с участием обычных факторов репликации: ДНК-полимераз б и £, скользящего «зажима» PCNA, пентамера RFC, который уста-
навливает «зажим» и RPA [1,25]. Недавние исследования показали, что этот процесс на самом деле более сложен. Первой неожиданностью оказалось участие подверженной частым ошибкам ДНК-полимеразы к. Предполагается, что она работает совместно с ДНК-полимеразой б. Совместно эти две полимеразы осуществляют приблизительно 50% NER. Остальные 50%, вероятно, производит ДНК-полимераза £.
Для того, чтобы принимать участие в NER, каждая из трёх ДНК-полимераз требует своих факторов-партнеров. Для активации полимеразы б необходимы RFC и PCNA. Для полимеразы к - PCNA и XRCC1 (белок, участвующий в BER). Для полимеразы £ - модифицированная форма RFC, содержащая Ctf18. Отличаются ли чем-либо функционально пути репарации с использованием различных ДНК-полимераз, пока неизвестно [20].
Механизм последней стадии процесса NER - лиги-рования разрыва, оставшегося после репарационного синтеза - зависит от пролиферационного статуса клетки. Первоначально считалось, что оно осуществляется только с помощью ДНК-лигазы I, но, как выяснилось, активное участие принимают также ДНК-лигаза IIIa и XRCC1. В клетках, находящихся в состоянии покоя, ДНК-лигаза IIIa и ДНК-полимераза б для NER абсолютно необходимы, а в реплицирующих клетках они также используются, тогда как ДНК-полимераза £ и ДНК-лигаза I используются исключительно в реплицирующих клетках [18].
Как и при всех операциях, совершаемых над ДНК, при NER необходима поддержка белков, модифицирующих хроматин, для получения доступа к нужным участ-
ЛИТЕРАТУРА
1. Araujo S.J., Tirode F., Coin F., et al. Nucleotide excision repair of DNA with recombinant human proteins: Definition of the minimal set of factors, active forms of TFIIH, and modulation by CAK // Genes Dev. - 2000. - Vol. 14. - P349-359.
2. Bergink S., Toussaint W., LuijsterburgM.S., et al. Recognition of DNA damage by XPC coincides with disruption of the XPC-RAD23 complex // J. Cell Biol. - 2012. - Vol. 196. - P.681-688.
3. Coin F., Oksenych V., Egly J.M. Distinct roles for the XPB/ p52 and XPD/p44 subcomplexes of TFIIH in damaged DNA opening during nucleotide excision repair // Mol. Cell. - 2007. -Vol. 26. - P.245-256.
4. Coin F., Oksenych V., Mocquet V., et al. Nucleotide excision repair driven by the dissociation of CAK from TFIIH // Mol. Cell.
- 2008. - Vol. 31. - P.9-20.
5. Compe E., Egly J.M. TFIIH: When transcription met DNA repair // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. - 2012. - Vol. 13. - P.343-354.
6. Fagbemi A.F., Orelli B., Scharer O.D. Regulation of endonuclease activity in human nucleotide excision repair // DNA Repair (Amst). - 2011. - Vol. 10. - P722-729.
7. Fousteri M., Mullenders L.H. Transcription-coupled nucleotide excision repair in mammalian cells: molecular mechanisms and biological effects // Cell Res. - 2008. - Vol. 18. №1. - P.73-84.
8. Gillet L.C., Scharer O.D. Molecular mechanisms of mammalian global genome nucleotide excision repair // Chem. Rev. - 2006. - Vol. 106. - P.253-276.
9. Gilljam K.M., Muller R., Liabakk N.B., et al. Nucleotide excision repair is associated with the replisome and its efficiency depends on a direct interaction between XPA and PCNA // PloS ONE. - 2012. - Vol. 7. - P.49-199.
10. Grasby J.A., Finger L.D., Tsutakawa S.E., et al. Unpairing and gating: Sequence-independent substrate recognition by FEN superfamily nucleases // Trends Biochem. Sci. - 2012. - Vol. 37. -P.74-84.
11. Hanawalt P.C., Spivak G. Transcription-coupled DNA repair: two decades of progress and surprises // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. - 2008. - Vol. 9. №12. - P.958-970.
12. Hara R., Sancar A. The SWI/SNF chromatin-remodeling factor stimulates repair by human excision nuclease in the mononucleosome core particle // Mol. Cell Biol. - 2002. - Vol. 22.
- P.6779-6787.
13. Hess M.T., Schwitter U., Petretta M., et al. Bipartite substrate discrimination by human nucleotide excision repair // Proc. Natl.
кам ДНК. В общем случае при этом требуется участие двух компонентов: модификатора хвостовых частей ги-стонов, чтобы уменьшить сродство гистонов к ДНК, и АТФ-зависимых ферментов, переформирующих хромосомы, чтобы иметь возможность перемещать гистоны вдоль ДНК [26].
Исследования показали, что, как и следовало ожидать, NER замедляется при полностью сформированных нуклеосомах, и может неспецифически усиливаться в присутствии перестраивающих хроматин ферментов класса SNF2/SFI2 [12].
В общих чертах механизм NER был известен уже к началу нашего века, однако исследования последнего десятилетия смогли значительно детализировать понимание разных стадий процесса, в особенности, касающихся сборки репаративного комплекса, опознания повреждений и роли NER в функционировании клетки в целом.
Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Прозрачность исследования. Исследование не имело спонсорской поддержки. Исследователи несут полную ответственность за предоставление окончательной версии рукописи в печать.
Декларация о финансовых и иных взаимодействиях. Все авторы принимали участие в разработке концепции и дизайна исследования и в написании рукописи. Окончательная версия рукописи была одобрена всеми авторами. Авторы не получали гонорар за исследование.
Работа поступила в редакцию: 22.05.2015. REFERENCES
Acad. Sci. - 1997. - Vol. 94. - P.6664-6669.
14. Kemp M.G., Reardon J.T., Lindsey-Boltz L.A., et al. Mechanism of release and fate of excised oligonucleotides during nucleotide excision repair // J. Biol. Chem. - 2012. - Vol. 287. -P.22889-22899.
15. Liu Y., Reeves D., Kropachev K., et al. Probing for DNA damage with beta-hairpins: Similarities in incision efficiencies of bulkyDNA adducts by prokaryotic and human nucleotide excision repair systems in vitro // DNA Repair (Amst). - 2011. -Vol. 10. - P.684-696.
16. Min J.H., Pavletich N.P. Recognition of DNA damage by the Rad4 nucleotide excision repair protein // Nature. - 2007. -Vol. 449. - P.570-575.
17. Mocquet V., Kropachev K., Kolbanovskiy M., et al. The human DNA repair factor XPC-HR23B distinguishes stereoisomeric benzo[a]pyrenyl-DNA lesions // EMBO J. - 2007.
- Vol. 26. - P.2923-2932.
18. Moser J., Kool H., Giakzidis I., et al. Sealing of chromosomal DNA nicks during nucleotide excision repair requires XRCC1 and DNA ligase III a in a cell-cycle-specific manner //Mol. Cell. -2007. - Vol. 27. - P.311-323.
19. Ng J.M., Vermeulen W., van der Horst G.T., et al. A novel regulation mechanism of DNA repair by damage-induced and RAD23-dependent stabilization of xeroderma pigmentosum group C protein // Genes Dev. - 2003. - Vol. 17. - P.1630-1645.
20. Ogi T., Limsirichaikul S., Overmeer R.M., et al. Three DNA polymerases, recruited by different mechanisms, carry out NER repair synthesis in human cells. // Mol. Cell. - 2010. - Vol. 37. -P.714-727.
21. Orelli B., McClendon T.B., Tsodikov O.V., et al. The XPA-binding domain of ERCC1 is required for nucleotide excision repair but not other DNA repair pathways // J. Biol. Chem. - 2010.
- Vol. 285. - P.3705-3712.
22. Overmeer R.M., Moser J., Volker M., et al. Replication protein A safeguards genome integrity by controlling NER incision events // J. Cell Biol. - 2011. - Vol. 192. - P.401-415.
23. Saijo M., Takedachi A., Tanaka K. Nucleotide excision repair by mutant xeroderma pigmentosum group A (XPA) proteins with deficiency in interaction with RPA // J. Biol. Chem.
- 2011. - Vol. 286. - P.5476-5483.
24. Schärer O.D. Nucleotide Excision Repair in Eukaryotes / Cold Spring Harb. Perspect. Biol. — 2013. - Vol. 5. №10. - P.1-20.
25. Shivji M.K., Podust V.N., Hubscher U., et al. Nucleotide excision repair DNA synthesis by DNA polymerase epsilon in the presence of PCNA, RFC, and RPA // Biochemistry. - 1995. - Vol. 34. - P.5011-5017.
26. Smerdon M.J., Lieberman M.W. Nucleosome rearrangement in human chromatin during UV-induced DNA-reapir [sic] synthesis // Proc. Natl. Acad. Sci. - 1978. - Vol. 75. - P.4238-4241.
27. Staresincic L., Fagbemi A.F., Enzlin J.H., et al. Coordination of dual incision and repair synthesis in human nucleotide excision repair // EMBO J. - 2009. - Vol. 28. - P.1111-1120.
28. Sugasawa K., Okamoto T., Shimizu Y., et al. A multistep damage recognition mechanism for global genomic nucleotide excision repair // Genes Dev. - 2001. - Vol. 15. - P.507-521.
29. Tapias A., Auriol J., Forget D., et al. Ordered conformational changes in damaged DNA induced by nucleotide excision repair factors. // J. Biol. Chem. - 2004. - Vol. 279. - P.19074-19083.
30. Van Oosterwijk M F., Versteeg A., Filon R., et al. The sensitivity of Cockayne's syndrome cells to DNA-damaging agents is not due to defective transcription-coupled repair of active genes // Mol. Cell Biol. - 1996. - Vol. 16. - P.4436-4444.
Информация об авторах:
Гуцол Людмила Олеговна - к.б.н., доцент кафедры патологической физиологии с курсом клинической иммунологии, e-mail: [email protected]; Минакина Лилия Николаевна - зав. кафедрой фармакологии, доцент, к.м.н.; Непомнящих Светлана Фёдоровна - старший преподаватель, к.м.н.; Егорова Ирина Эдуардовна - доцент, к.м.н.; Ясько Михаил Владимирович - доцент, к.м.н.
Information About the Authors:
Gutsol Lyudmila - PhD, Associate Professor; Department of Pathological Physiology with a course of Clinical Immunologi, e-mail: [email protected]; Minakina Liliya - MD, PhD, Associate Professor; Nepomnyasich Svetlana - MD, PhD, senior Lecture; Egorova Irina - MD, PhD, Associate Professor; Yasko Mihail - MD, PhD, Associate Professor.
© КОНДЮКОВА Н.В., РУТКОВСКАЯ Н.В., БАРБАРАШ О.Л. - 2015 УДК: 616.12-007.2-089.168:615.477.2
качество жизни - интегральный показатель эффективности лечения, возможности его использования у пациентов с пороками клапанов сердца
Наталья Владимировна Кондюкова, Наталья Витальевна Рутковская, Ольга Леонидовна Барбараш (Научно-исследовательский институт комплексных проблем сердечно-сосудистых заболеваний, Кемерово, директор - д.м.н. О.Л. Барбараш, лаборатория кардиоваскулярного биопротезирования,
зав. - к.м.н. Ю.Н. Одаренко)
Резюме. Обзор посвящен проблеме оценки качества жизни как интегрального показателя эффективности хирургической коррекции приобретенных пороков сердца. Возможность улучшения качества жизни реципиентов протезов клапанов сердца на фоне проводимых лечебно-профилактических мероприятий представляет собой дополнительный аргумент для повышения приверженности пациентов к рекомендованной терапии и играет ключевую роль в достижении целей первичной и вторичной профилактики сердечно-сосудистых заболеваний и их осложнений.
Ключевые слова: качество жизни, пороки сердца, протезы клапанов.
QUALITY OF LIFE AS AN INTEGRAL INDICATOR OF SUCCESSFUL TREATMENT, OPPORTUNITIES OF ITS USE IN PATIENTS WITH VALVULAR HEART DISEASE
N.V. Kondyukova, N.V. Rutkovskaya, O.L. Barbarash (Research Institute of complex problems of cardiovascular disease, Kemerovo, Russia)
Summary. The article presents a systematic review of the problems in the assessment of quality of life as an integral indicator of the efficient surgical treatment of patients with acquired heart disease. The possibility of improving the quality of life of heart valve recipients during ongoing treatment and prevention appears to be additional argument for increasing patients' compliance to treatment and plays a pivotal role in achieving the goals of primary and secondary prevention of cardiovascular diseases and their complications.
Key words: quality of life, heart disease, prosthetic valves.
Современная медицинская наука и практика находятся на достаточно высокой ступени своего развития. Обладая высокоточными и высокотехнологичными методами клинико-инструментальной диагностики и лечения, широким арсеналом фармакологических препаратов, в настоящее время можно эффективно повышать продолжительность жизни пациентов и возвращать их к активной трудовой деятельности. Традиционно принято оценивать эффективность результатов проведенного лечения, используя показатели продолжительности и качества жизни (КЖ) пациента. Однако далеко не всегда медикаментозные и хирургические методы лечения способны влиять на эти два важных критерия эффективности. Несмотря на удовлетворительные клинико-функциональные показатели, адекватное, с позиции врача, консервативное или хирургическое лечение, большинство пациентов не удовлетворены качеством своей жизни. Примером тому могут быть результаты использования статинов у пациентов с атеросклерозом.
Применение данных препаратов снижает атерогенные показатели крови, замедляет процесс прогрессирова-ния атеросклероза, уменьшает риск развития острых сосудистых событий и смерти, но субъективно не повышают КЖ пациентов. Нарушения липидного обмена относятся именно к такой патологии. В этой клинической ситуации они вынуждены оценивать эффективность проводимой терапии только с помощью лабораторного обследования [13,16], в отличие, например, от артериальной гипертензии или сахарного диабета, при которых пациент имеет возможность объективной оценки всех потенциальных эффектов препарата.
Показатель динамики КЖ на фоне проводимых лечебно-профилактических мероприятий может быть рассмотрен с позиции не только эффективности проводимого лечения, но и как аргумент для повышения приверженности пациентов к этой терапии. При этом высокий комплайнс играет ключевую роль в достижении целей первичной и вторичной профилактики сердечно-
