CC BY
0
I ГЕМАТОЛОГИЯ ИТРАНСФУЗИОЛОГИЯ | RUSSIAN JOURNAL OF HEMATOLOGY AND TRANSFUSIOLOGY (GEMATOLOGIYA I TRANSFUSIOLOGIYA) | 2024; TOM69; №2 |
Карпенко Д. В., Бигильдеев А. Е.
ВОСПАЛЕНИЕ СТИМУЛИРУЕТ СТВОЛОВУЮ СИСТЕМУ В МОДЕЛИ ОЧАГОВ ЭКТОПИЧЕСКОГО КРОВЕТВОРЕНИЯ
ФГБУ «НМИЦ гематологии» Минздрава России
Введение. Мезенхимные клетки (ЖК) являются компонентами различных тканей и органов млекопитающих. Стволовая система и ме-зенхимные стволовые клетки (ЖСК), в частности, отвечают за поддержание клеточного состава различных органов и тканей, и активируются при запросе на репарацию. Одной из моделей изучения стволовой системы и ЖК ¿n vivo является модель очагов эктопического кроветворения (ОЭК), формирующихся под капсулой почки мыши при имплантации фрагмента костного мозга. Ранее отмечалось, что в субле-тально облучённых реципиентах размер ОЭКувеличен. Аналогичный эффект наблюдается от системного введения ИЛ-ip.
Цель работы. Целью данной работы было проверить гипотезу о том, что системное воспаление может стимулировать рост кроветворной территории in vivo в модели ОЭК.
Материалы и методы. КЖ мышей-доноров трансплантировали под капсулу почки мыши-реципиента, как было описано ранее (10.3389/fcell.2022.993056). В качестве доноров были использованы нетрансгенные С57В1/6 мыши и трансгенные Nes-GFP (F1 от С57В1/6 х Nestin-GFP) мыши, для которых С57В1/6 является общей базовой линией. В качестве реципиентов были использованы мыши линии С57В1/6. Часть реципиентов была предварительно
иммунизирована в два этапа с использованием полного и неполного адъюванта Фрейнда, вместе с GFP или BSA или PBS. Через 42 дня после имплантации КЖ подсчитывали клеточность сформировавшихся очагов в камере Горяева.
Результаты и обсуждение. Были проанализированы данные по клеточности ОЭК в сериях экспериментов с иммунизацией (n=13 очагов) и без иммунизации (n=14 очагов). Иммунизация против GFP не приводила к уменьшению клеточности трансгенных ОЭК. Данные объединены в группы независимо от линии мыши-донора КЖ. В ОЭК, полученных в иммунизированных реципиентах, было отмеченоувеличение средней клеточности очага в2,3 раза (^=0,006).
Заключение. Мы выдвигаем предположение, что наблюдаемые ранееувеличения клеточности очагов под действием сублетального облучения и ИЛ1р, а также увеличение размера ОЭК в иммунизированных реципиентах могут иметь общий механизм, ассоциированный с системным воспалением. Стимуляция роста кроветворной территории под действием иммунизации ранее не демонстрировалась. Полученные результаты демонстрируют стимуляцию функции стволовой системы под действием воспалительного процесса на примере ОЭК.
Карпенко Д. В., Капранов Н. М., Бигильдеев А. Е.
ГИБРИДНЫЕ ОЧАГИ ЭКТОПИЧЕСКОГО КРОВЕТВОРЕНИЯ В НЕТРАНСГЕННЫХ МЫШАХ ЛИНИИ BIO ПОЗВОЛЯЮТ ВЫЖИВАНИЕ
КЛЕТОК, ЭКСПРЕССИРУЮЩИХИММУНОГЕННЫЙ МАРКЕР GFP
ФГБУ «НМИЦ гематологии» Минздрава России
Введение. Иммунные привилегии мезенхимных стволовых клеток (ЖСК) и других редких клеточных субпопуляций костного мозга (КЖ) у мышей были недавно продемонстрированы in vivo (10.3389/ fcell.2022.993056) с помощью модели очагов эктопического кроветворения. В этой модели КЖ трансгенных мышей-доноров Fl (С57В1/6 х Nestin-GFP) имплантировали под капсулу почки мышам-реципиентам нетрансгенной родительской линии С57В1/6 и показали формирование очагов и присутствие в них С045~0РР* ЖСК и CD45+GFP+ клеток через 42 дня после имплантации костного мозга. В описанной модели только малая доля клеток КЖ (0,10% ± 0,03%) экспрессирова-ла иммуногенный белок GFP. В линии мышей B10.GFP трансген экс-прессируется подуниверсальным промотором, что расширяет спектр клеточных популяций для исследования иммунных привилегий.
Цель работы. Расширить представления об иммунных привилегиях клеточных субпопуляций КЖ и возможности формирования очагов эктопического кроветворения мезенхимными клетками, несущими иммуногенный маркер.
Материалы и методы. В работе использовали мышей линий BIO и B10.GFP в возрасте 18—32 недель. Процедуру имплантации КМ под капсулу почки выполняли стандартно, как описано ранее (10.3389/fcell.2022.993056), с тем исключением, что перед имплантацией смешивали КМ 1 бедра BIO и B10.GFP (10 очагов в 5 реципиентах). Отрицательным контролем были очаги, полученные из 2 бёдер BIO в BIO реципиенте (4 очага в 2 реципиентах), а положительным контролем — полученные из 2 бёдер B10.GFP в B10.GFP реципиенте (4 очага в 2 реципиентах). Через 42 дня оценивали наличие очага
и подсчитывали его клеточность. Клетки КМ из бедер мыши-реципиента и клетки очагов окрашивали антителом к CD45 и анализировали содержание GFP+ клеток в CD45" и CD45+ субпопуляциях с помощью многоцветной проточной цитофлуориметрии (МПЦ).
Результаты и обсуждение. Гибридные очагиуспешно сформировались в 6/10 случаев, в группе положительного контроля сформировались 2/4 очагов, а в группе отрицательного контроля — 4/4. Не было выявлено статистически значимых отличий клеточности гибридных очагов (медиана 1,1 х 10б, диапазон 0,1—3,7 х 10б клеток в очаге) от контрольных сингенных очагов в BIO мышах (медиана 2,0 х 10б, диапазон 1,1—2,9 х 10б клеток в очаге). Пять очагов было использовано для оценки содержания GFP+ клеток с помощью МПЦ. CD45+GFP+ и CD45"GFP+ клетки наблюдали в 5/5 и 4/5 гибридных очагов, соответственно. В КМ всех мышей-реципиентов гибридных очагов наблюдали CD45+GFP+ клетки. Изучение клеток КМ от трансгенного донора показало наличие GFP" клеток.
Заключение. Мы показали возможность формирования гибридных очагов. В сформировавшихся очагах мы подтвердили наличие GFP+ клеток. Наличие GFP" клеток в KM B10.GFP не позволяет исключить возможность наличия таких трансгенных GFP" клеток в очаге и их вклада в формирование GFP+ популяции. Мы также отмечаем миграцию трансгенных клеток донора в КМ реципиента, где мы детектируем GFP+CD45+ клетки. Как итог, мы дополнили список моделей, в которых демонстрируются иммунные привилегии клеток в КМ. Представленные результаты создают основу для дальнейших исследований с использованием гибридной схемы посадки.
Карташова А. С., Февралева И. С., Кузьмина Е. А., Бидерман Б. В., Степанова Е.А., Большаков И. В., Челышева Е. Ю.,
Туркина А. Г., Судариков А. Б.
ОПРЕДЕЛЕНИЕ МУТАЦИЙ РЕЗИСТЕНТНОСТИ К ТЕРАПИИ ИНГИБИТОРАМИ ТИРОЗИНКИНАЗ В ХИМЕРНОМ ГЕНЕ BCR::ABLI ПРИ ХРОНИЧЕСКОМ МИЕЛОЛЕЙКОЗЕ МЕТОДОМ АЛЛЕЛЬ-СПЕЦИФИЧНОЙ ПОЛИМЕРАЗНОЙ ЦЕПНОЙ РЕАКЦИИ
ФГБУ «НМИЦ гематологии» Минздрава России Введение. Основная причина развития резистентности к терапии дальнейшей терапии. Чаще всего у больных ХМЛ резистентных ингибиторами тирозинкиназ (ИТК) у больных хроническим миело- к иматинибу встречаются мутации BCR::ABL1 Е255К (11—21%), F359V лейкозом (ХМЛ) — возникновение мутаций в домене ABL химер- (11%), M244V (10%), при которых эффективны ИТК 2 поколения, ного гена BCR::ABL1. Наличие некоторых мутаций влияет на выбор Значительную проблему составляет «панрезистентная» мутация
