CC BY
57
УДК 577.22
Биогенез эукариотических рибосом: 40S субъединица
А. А. Моралева1, А. С. Дерябин1*, Ю. П. Рубцов1, М. П. Рубцова1,2*, О. А. Донцова1,2,3 1Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН, Москва, 117997 Россия
2Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, Москва, 119991 Россия
3Сколковский институт наук и технологий, Москва, 121205 Россия
*E-mail: [email protected], [email protected]
Поступила в редакцию 29.07.2021
Принята к печати 11.02.2022
DOI: 10.32607/actanaturae.11540
РЕФЕРАТ Формирование эукариотических рибосом - это последовательное созревание рибосомных предшественников в ядрышке, нуклеоплазме и цитоплазме. Сотни факторов биогенеза рибосом обеспечивают точный процессинг и формирование третичной структуры рибосомных РНК, а также взаимодействие с ними рибосомных белков. Большая часть знаний о сборке рибосом получена в результате изучения клеток дрожжей, и долгое время считали, что механизмы биогенеза рибосом эукариот очень консервативны. Основные стадии биогенеза рибосом сходны в разных группах эукариот, однако у человека этот процесс значительно сложнее из-за большего размера рибосом и пре-рибосом, а также возникновения регуляторных путей, влияющих на их сборку и функцию. Множество факторов, необходимых для биогенеза именно рибосом человека, выявлено с помощью полногеномных скринингов на основе РНК-интерференции. В данном обзоре на примере 40S субъединицы рассмотрены ключевые аспекты биогенеза рибосом у дрожжей и человека. Механизмы, лежащие в основе этих различий, недостаточно изучены, потому что не существует эффективных методов характеристики пре-рибосомных комплексов человека. Мутации в генах, кодирующих рибосомные белки и факторы биогенеза рибосом, приводят к генетическим заболеваниям (рибосомопатиям), сборка рибосом регулируется онкогенными сигнальными путями, а дефекты биогенеза рибосом связаны с активацией опухолевых супрессоров, что делает задачу понимания механизмов биогенеза рибосом актуальной. КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА ядрышко, биогенез рибосом, рибосомопатии.
ВВЕДЕНИЕ
Рибосомы - это молекулярные РНК-белковые машины, обеспечивающие трансляцию генетической информации мРНК в белки. Рибосомы 80S эукариот общей массой 4.3 МДа состоят из двух субъединиц неравного размера ^ - константа седиментации). Малая субъединица (40S, или SSU) содержит одну молекулу 18S рРНК и 33 рибосомных белка (RPS, или S). Большая субъединица (60S, или LSU) состоит из трех молекул рРНК (25S/28S, 5^ и 5S) и, как правило, 47 белков (RPL, или L) [1-4]. Субъединицы содержат несколько функциональных областей, играющих разные роли в процессе трансляции (рис. 1); последовательности зрелых рРНК и общая структура рибосом эволюционно консервативны. Синтез рибосом - это фундаментальный для всех форм жизни процесс, и его эффективность определяет пролифе-ративный и секреторный статус клетки.
В процессе биосинтеза рибосом происходят транскрипция рибосомной ДНК (рДНК) и процес-
синг образующихся предшественников рРНК (пре-рРНК) в зрелые молекулы при участии факторов биогенеза рибосом (ФБР) и рибосомных белков (РБ), а также окончательная сборка всех компонентов в зрелые рибосомы. Только правильное протекание всех этих этапов приводит к формированию функциональных рибосом [5]. Наиболее сложным и интересным процессом является биогенез трех рРНК - 18S, 5.8S и 25S/28S, которые транскрибируются РНК-полимеразой I (Pol I) в виде одного длинного предшественника [6, 7]. Необходимость координации синтеза и процессинга рРНК послужила основанием для формирования специализированной структуры внутри ядра - ядрышка.
ЯДРЫШКО - ФАБРИКА СБОРКИ РИБОСОМ
Хромосомы эукариот обычно занимают определенные территории ядра, в которых гены кластеризованы для оптимального использования аппарата транскрипции [8]. Синтез предшественников рРНК
Малая субъединица
мРНК
Декодирующий центр
мРНК туннель
Большая субъединица
ептид
Туннель выхода полипептида
А
Пептидилтрансферазный центр
Р
Р
Е
Малая субъединица
Большая субъединица
Голова
Клюв
Вход в мРНК канал Плечо
Сайт декодирования
Пептидилтрансферазный цент
Выход из мРНК канала
Ножка L1
Платформа Спираль h44 Тело
Ножка Р1
Туннель выхода полипептида
Правая Левая ступня ступня
Рис. 1. Пространственное строение субъединиц рибосомы эукариот. На субъединицах подписаны основные функциональные области. В случае малой субъединицы это: (1) канал, в который уложена мРНК во время трансляции; (2) центр декодирования, где происходит спаривание кодона и антикодона, и (3) сайты связывания тРНК (сайты А, Р, Е). Сайт А (аминоацил) - место, занимаемое входящей аминоацил-тРНК, сайт Р (пептидил) - место, в котором находится тРНК с растущей полипептидной цепью (пептидил-тРНК), сайт Е (выход) - место, где происходит диссоциация тРНК от рибосомы. Основные функциональные домены большой субъединицы: (1) сайты связывания тРНК (А, Р и Е); (2) туннель выхода пептида, который простирается над телом субъединицы, и (3) пептидилтрансферазный центр (ПТЦ). ПТЦ отвечает за образование пептидной связи и располагается в начале туннеля выхода пептида, в консервативной области на границе раздела между двумя субъединицами, которая в основном состоит из рРНК. Сворачивание рРНК в третичные структуры и их ассоциация с рибосомными белками генерируют несколько характерных областей в каждой субъединице. В 40S - это Голова, Шея, Платформа, Тело, Левая ступня, Правая ступня, Плечо и Клюв, а также спираль h44 18S рРНК, в основании которой находится центр декодирования. Основные сайты связывания тРНК (А, Р и Е) расположены в интерфейсе (на поверхности). Входной туннель для мРНК расположен между головой и плечом. Выходной канал, место выхода 5'-конца мРНК, расположен между головой и платформой. Центр декодирования расположен на поверхности раздела и включает три домена от головы, плеча и спирали h44 18S рРНК. Основные особенности большой субъединицы - центральный выступ, ножка L1 и ножка Р1. Сайты связывания тРНК (А, Р и Е) расположены на стороне интерфейса вместе с ПТЦ. Последний примыкает ко входу в выходной туннель, из которого выходит растущая полипептидная цепь [24]
и ранние этапы сборки рибосом происходят в области ядра, называемой ядрышко. Структурными детерминантами ядрышка являются ядрышковые организаторы (ЯОР) - области/регионы хромосом, в которых сгруппировано множество копий генов рРНК.
Внутригеномное расположение ЯОР зависит от видовой принадлежности организма. У гаплоидных почкующихся дрожжей (Saccharomyces cerevisiae) ЯОР локализован на хромосоме 12. У человека ЯОР несут акроцентрические хромосомы 13, 14, 15, 21 и 22 [9-11]. Массивы генов рРНК человека расположены неравномерно на коротких плечах хромосом во вторичных перетяжках между центромерами и теломерами [12, 13]. При делении эукариот ядрышки собираются в конце митоза и остаются функционально активными на протяжении всей интерфазы, распадаясь в начале следующего митоза. Продукция рибосом изменяется в ходе клеточного цикла, достигая максимума в фазе G2 [14]. Морфология ядрышка существенно зависит от условий роста и физиологического статуса клетки [15]. Размер ядрышка коррелирует с пролиферативной активностью клетки; ядрышки быстроделящихся клеток крупнее, чем в клетках с низкой скоростью деления [16]. Объем ядрышка в большинстве опухолевых клеток увеличен по сравнению с клетками, из которых они образовались [17].
Ядрышко - самый крупный отдел ядра, не отделенный мембраной от нуклеоплазмы, его объем составляет 20-25% от объема ядра высших эукариот. По данным электронной микроскопии (ЭМ), более тонкие структуры в составе ядрышка соответствуют основным этапам биогенеза рибосом. Различают фибриллярный центр (ФЦ), плотный фибриллярный компонент (ПФК) и гранулярный компонент (ГК) (рис. 2).
Биогенез рибосом - это векторный процесс, который начинается с синтеза рРНК на границе ФЦ и ПФК, продолжается в ПФК и практически завершается в ГК. Таким образом, ФЦ содержат рДНК, а также субъединицы Pol I, ДНК-топоизомеразы I и фактор UBF [18]. В ПФК происходит синтез, а также ранние стадии процессинга рРНК. Так, фибрилларин, Nopp140 и малые ядрышковые РНК (мякРНК) участвуют в ранних стадиях процессин-га рРНК и локализуются в ПФК [18-21]. Мутация основного сайта фосфорилирования казеинкиназой CK2 (мажорного белка гранулярного компонента нуклеофозмина (NPM/B23) человека) приводит к отделению ГК от ФЦ/ПФК, что свидетельствует о переходе между этапами сборки пре-40S и пре-60S субъединиц рибосомы на границе ПФК и ГК.
Ядрышковая стадия сборки предшественников SSU и LSU у дрожжей, которая завершается экспортом в нуклеоплазму, занимает разное время. Так, SSU покидают ядрышко примерно через 10 мин после начала сборки, почти вдвое быстрее LSU [21-23]. Распределение этапов созревания рибосом по разным структурам в архитектуре ядрышка у высших эукариот не определено.
Недавно были предложены новые механизмы, управляющие образованием ядрышек на основании многофазной организации, обусловленной разделением фаз жидкость-жидкость [13]. Предполагается, что пре-рРНК рекрутирует определенные белки, что приводит к разделению фаз. Пространственное разделение, физические и композиционные особенности субнуклеолярных фаз могут оптимизировать процессинг пре-рРНК, обеспечивая направленный транспорт и иерархию процессов сборки пре-рибосом. Ранние стадии процессинга пре-рРНК и ковалентная модификация высококонсервативных остатков в составе рРНК (метилирование рибозы, оснований и псевдоуридилирование), которые существенны для структурной организации рибосомы и регуляции процесса трансляции [24-26], происходят в ПФК (рис. 2). Внешний ГК выполняет роль временного «карантина» для неправильно свернутых ядерных белков, которые накапливаются в стрессовых условиях [13, 27].
В протеоме ядрышек человека обнаружены гомологи ~90% дрожжевых белков ядрышка [28]. Классификация функций ядрышковых белков показывает, что ~30% из них связаны с биогенезом рибосом [29]. Нарушение регуляции функционирования ядрышковых белков может приводить к остановке клеточного цикла и апоптозу либо, наоборот, способствовать трансформации клеток и ускорять пролиферацию [30]. РБ также играют важную роль в процессе сборки, поскольку, как полагают, стабилизируют вторичную структуру рРНК, способствуя формированию третичных структур, компетентных для расщепления, и предотвращают неправильный фолдинг. РБ из клеток HeLa (32 белка) можно разделить на две категории в зависимости от их участия в ранних или поздних стадиях процессинга. Момент присоединения РБ к пре-рибосомам коррелирует с их вкладом на стадии расщепления РНК-предшественников [6]. Процессинг пре-рРНК является определяющим фактором формирования зрелых функциональных рибосом, и основное внимание в настоящем обзоре мы уделим именно последовательному созреванию продукта транскрипции Pol I - общего предшественника 18S, 5.8S и 25S/28S рРНК.
Л
Ро1 I Ро1 III Транскрипция Ро1 II
I
5' X 3
35S/47S Фолдинг Модификаци пре-рРНК Процессинг борка пре-
Ядрышко Ядро
Цитоплазма
ДкА^А
Трансляция
В
Ш
ршШЯИИ
Ш
; ' , Кодирующая область
Б
".' I Межгенныи спеисер
Д
UBTF
В23^РМ1
ПФК Гены рДН
ПФК
Шш
ПолимеразаI.
^ Фактор сборки ФЦ
предшественник 60Б О предшественник 40Б
с я
я Щ'Щг''
Рис. 2. Биогенез эукариотических рибосом. Л - общая схема [5]; Б - ядрышки клеток HeLa, фазовый контраст [18]; В - электронная микрофотография ядрышка клеток HeLa. Показаны: гранулярный компонент (ГК), фибриллярные центры (ФЦ) и плотный фибриллярный компонент (ПФК) [19]; Г - тандемные повторы генов ри-босомной и транскрибирующиеся рРНК ооцита тритона визуализированы по методу Миллера (http://www. cellimagelibrary.org); Д - взаимное расположение подотделов ядрышек человека [13]; Е - локализация факторов процессинга рибосом иВТР в ПФК и В23 в ГК ядрышек клеток человека А-43, окрашенных специфическими антителами (https://www.proteinatlas.org/)
Е
БИОГЕНЕЗ РИБОСОМ
Основные стадии процессинга и различия в строении предшественников рРНК дрожжей и человека
В результате транскрипции генов рРНК образуется предшественник пре-рРНК (35S в дрожжах, 478 в клетках человека), в состав которого входят последовательности 188, 5.88 и 258/288 рРНК, фланкированные внешними транскрибируемыми спейсе-
рами (5'-ЕТ8 и 3'-ЕТ8) и разделенные внутренними транскрибируемыми спейсерами (ГГ81, между 188 и 5.88; ГГ82, между 5.88 и 258/288) (рис. 3). При последовательном созревании пре-рРНК образуются РНК-интермедиаты. Сворачивание протяженных рРНК - сложная задача, поскольку размер позволяет этим молекулам находиться в альтернативных стабильных нефункциональных структурах. В отличие от относительно слабых взаимодействий, которые поддерживают пространственную структуру
белков (например, альфа-спиралей и бета-листов), примерно половина рРНК со сформированной третичной структурой состоит из прочных двойных спиралей в А-форме [13]. Поэтому нелогичным представляется существование протяженных не-транскрибируемых спейсеров ETS и ITS (около половины первичного транскрипта рРНК), которые только усложняют структуру предшественников рРНК. Роль внешних спейсеров, по-видимому, состоит в том, чтобы снизить вероятность мутаций рРНК в результате ошибок РНК-полимераз, которые чаще возникают в 5'- и З'-концевых частях транскрип-тов. Хотя последовательности спейсеров различаются, их концы эволюционно консервативны и складываются в несколько шпилечных структур [31]. Последовательности некодирующего спейсера ITS1 менее консервативны [32], что затрудняет предсказание сайтов расщепления даже у близких видов. Последовательности ITS1 млекопитающих обычно в 2-3 раза длиннее, они имеют намного более высокое содержание G + C, чем у дрожжей (мыши -70.1%; дрожжи - 35.2%) [33, 34].
Поскольку рРНК выполняет одновременно структурную и каталитическую функцию, то не удивительно, что ключевые аспекты созревания рибосом-ных субъединиц - это формирование структурных доменов в рРНК, сворачивание трехмерной структуры, а также сопутствующие этим процессам вырезание и удаление спейсеров из сложных РНП-комплексов. Кроме того, в состав предшественника большой субъединицы пре-60S должны быть включены 5S рРНК и ассоциированные с ней рибосомные белки (рис. 3) [6]. РНК-белковый состав комплексов рибосомных предшественников изучают с использованием комбинации биохимических подходов, в частности, нозерн-блотинга, быстрой амплификации концов кДНК (RACE) в сочетании с секве-нированием ДНК, вестерн-блотинга с антителами к РБ и ФСР, а также масс-спектрометрии и крио-электронной микроскопии (крио-ЭМ) высокого разрешения для характеристики элементов вторичной и третичной структуры. Сочетание этих методов позволило картировать основные сайты расщепления пре-рРНК у дрожжей, мыши и человека [6, 35] и определить белково-нуклеиновый состав и 3D-структуру отдельных комплексов.
Биогенез рибосом Saccharomyces cerevisiae, процессинг рРНК
Схема разрезания и укорочения концов пре-рРНК S. cerevisiae представлена на рис. 3А, Б. Rntl (гомолог РНКазы III) котранскрипционно гидролизу-ет 3'-ETS по сайту B0 в первичных транскриптах 35S пре-рРНК [35-38]. Последующее расщепление
по сайтам A0, A1 и А2 взаимосвязано (рис. 3Б), а в быстрорастущих клетках в 50-70% случаев происходит котранскрипционное расщепление в ITS1. Расщепление по A0, A1 и A2 осуществляет SSU-процессома, содержащая мякРНК U3. Эндонуклеазы Utp24 и Rcll гидролизуют пре-рРНК по сайтам A1 и А2 соответственно [39, 40]. Продукты 20S и 27SA2 далее формируют SSU и LSU соответственно. 20S выходит в цитоплазму, превращаясь в 18S после расщепления по сайту D нуклеазой Nobl (рис. 3).
Созревание пре-рРНК 27SA2 приводит к образованию альтернативных форм 27SB, отличающихся дополнительными 7-8 нуклеотидами на 5'-кон-це. Примерно 80% 27SA2 по сайту A3 расщепляет РНКаза MRP, а белки Ratl-Rail (Rrp17) укорачивают ее до сайта B1S (возможно, вместе с 5'-3'-экзо-нуклеазой Xrn1). Остальные 20% 27SA2 неизвестная РНКаза режет по сайту B1L, причем гидролиз по B1L и B2 происходит одновременно (рис. 3). В результате расщепления 27S B1S и B1L по сайту C2 внутри ITS2 образуются пре-рРНК 7S (предшественник 5.8S) и пре-рРНК 26S (предшественник 25S). РНК-экзосома, содержащая субъединицы Rrp6, Ngl2 и экзонуклеазу Rex, укорачивает пре-рРНК 7S до сайта E, соответствующего З'-концу 5.8S. Формирование З'-конца 5.8S рРНК завершается в цитоплазме, возможно с участием Ngl2, которому приписывают функцию нуклеазы, активной и в ядре, и в цитоплазме. В результате нарушения кинетики процессинга пре-рРНК в точках от A0 до A2 могут образовываться аберрантные рРНК, что происходит при нокдауне генов белков, необходимых для процессинга по сайту А3 пре-рРНК 27SA2: Cic1, Erb1, Nop7, Nop12 и Nop1 (рис. 3) [41]. Неоптимальные условия роста, а также мутации, влияющие на синтез SSU или LSU, влияют на порядок разрезания РНК [42], что приводит к накоплению и расщеплению пре-рРНК 35S сразу в сайте A3, но не в A0, A1 и A2, с образованием 23S, аберрантного продукта, который, по-видимому, не пригоден для созревания 18S рРНК [43].
Процессинг пре-рРНК и присоединение рибосом-ных белков требуют многих вспомогательных ФСР, в число которых входят РНК-хеликазы, рибонукле-азы, GTP-азы и ATP-азы, РНК-шапероны, а также белки, не обладающие ферментативной активностью [44]. Некоторые ФСР временно блокируют переходы между структурами предшественников субчастиц, предотвращая неправильную укладку рРНК или преждевременное связывание ФСР и РБ, необходимых на более поздних стадиях сборки. По мере структурного «созревания» субъединиц связывание ФСР имитирует присоединение факторов трансляции или субстратов (например, тРНК или мРНК) и,
л
Saccharomyces cerevisiae
35S пре-рРНК _(_
ITS1 1TS2
35S 33S 32 S
27БАз — 27SBs 7Ss m-
JBtL
I C2 1С
7Si а—
5.SS+30Sit- lax:«! 6.8S+30Sc»- l^«11 i.i.; T
6SS»
3S® la T
■ 25S 6SEI»
f вогвг
255
TD
6Sl а.
je* (e
,5.83s m5-8Si
Homo sapiens
ЗЕ С 2 4 4а 3'
Расщепление по сайту Е
J_J3 'v2_ 1
47S пре-рРНК _|_|_
ö'ETS
Расщепление по сайтам АО и 1
Путь 1
41$
III-
ITS1 ITS2
02
J-
Расщепление по сайту 2
G8S 23 S
f
16SE 12S
t 1
■
!ЯК 5.8S
Рис. 3. Схемы созревания транскрипта 35S пре-рРНК у дрожжей Saccharomyces (А) и транскрипта 47S пре-РНК человека (ß). Три из четырех рРНК: 18S, 5.8S и 25S (у дрожжей)/28S (у человека), синтезируются Pol I в виде одного длинного транскрипта. Кодирующие последовательности «зрелых» рРНК окружают 5'-, 3'-ETS, ITS1 и ITS2 некодирующие спейсеры. На схеме показано взаимное расположение известных и предсказанных сайтов расщепления. Б - процессинг пре-рРНК у почкующихся дрожжей. Г - упрощенная схема процессинга пре-рРНК у человека. Первичный транскрипт, 47S пре-рРНК, первоначально расщепляется на обоих концах молекулы, по сайтам 01 и 02, образуя предшественник 45S, который процессируется по двум альтернативным путям [6]. Обозначение «>» (например, C2>C1'>C1) обозначает последовательное укорачивание соответствующих 3'- или 5'-концов пре-рРНК с помощью нуклеаз
Б
ß
Г
блокируя связывание последних, исключает участие в инициации трансляции незрелых частиц.
Самый ранний крупный комплекс РНП-90S образуется котранскрипционно. Структуры ранних интермедиатов визуализированы при помощи методов крио-ЭМ [45, 46]. Одновременно с транскрипцией рРНК подвергается ковалентным модификациям, большинство из которых сгруппированы в функционально важных доменах и, как полагают, также обеспечивают формирование структуры рРНК [47]. В трехмерной структуре 80S рибосомы человека при помощи крио-ЭМ выявили модификации 130 отдельных положений рРНК (метилирований и псевдоуридинилирований) [48]. Псевдоуридинилирование осуществляют синтазы Cbf5 и Gаr1, ^р10 и Nhp2, относящиеся к классу Н/АСА мякРНП, а метилирование 2'-0-рибозы -белки, ассоциированные с С/О-Ьох мякРНК, такие,
как метилтрансфераза (фибрилларин у чело-
века), гетеродимер ^р56-^р58 и Snu13 [49, 50]. Внесение модификаций, вероятно, осуществляется во время транскрипции и первоначального сворачивания пре-рРНК, поскольку мякРНК более эффективно гибридизуются с частично развернутой пре-рРНК. Некоторые мякРНК, необходимые для сборки рибосом, не модифицируют пре-рРНК, а стабилизируют структуры, выгодные для сборки и созревания пре-рибосомных частиц. Предшественники субъединиц также модифицируют специфические метил-трансферазы [5, 51] и ацетилазы [52], не требующие участия мякРНК.
В сборке дрожжевых рибосом участвуют 19 РНК-хеликаз, включая хеликазы с DEAD-box и DEAH-Ьох, но их роль в этом процессе пока остается неясной [53]. Три хеликазы (Has1, М^4 и Ргр43) вовлечены в сборку обеих субъединиц [54, 55].
А
Дрожжи
ITS1
JÜ15L
ITS2
Человек
Д
Расщепление ITS2 по сайту С2
Расщепление 5'-конца 26S пре-рРНК
Пре-60S
jisäM&mz
«1 »2 » *4 шб «7 *3
5.8S рРНК
Пре-60S
Открытая конформация РНК-экзосомы
Присоединение Процессинг 7S РНК-экзосомы пре-рРНК
\1:г4
РНК-экзосома
Зрелые 25S, 5.8S рРНК
Рис. 4. Структура и созревание пре-рРНК дрожжей. А — 25S рРНК содержит шесть доменов (I—VI) вторичной структуры. 5.8S рРНК (показана черным) образует комплементарное взаимодействие с доменом I 25S рРНК (адаптировано из https://crw-site. chemistry.gatech.edu/). Б — схема вторичных структур ITS1 и 2 дрожжей и человека. Знаком «V» обозначены сайты расщепления. Предсказанные сайты отмечены знаками вопроса, подчеркиваниями обозначены сайты связыванияэкзонуклеазы у человека. В — модель процессинга ITS2 РНКазой PNK [49, 52]. Г — схема взаимодействия ядерной РНК-экзосомы с пре-60S [78]. Д — удаление ITS2 из частицы пре-60S путем действия ферментов процессинга РНК. Показаны промежуточные соединения во время удаления ITS2 [5]
Б
В
Энергетику процесса обеспечивают GTP-азы (Bmsl, Nogl, Nog2, Nugl, Lsgl и Efll), АТР-азы (Riol, Rio2 и Fap7) и ААА-АТРазы (Mdnl, Drgl и Rix7) [56]. Роль этих факторов заключается в поддержании необратимости процессов сборки.
Процессинг ITS2 дрожжей
ITS2 - структурный элемент, который служит основой для нескольких этапов сборки 60S, аналогично 5'-ETS на ранних стадиях созревания 18S рРНК. Удаление ITS2, расположенного между 5.8S и 25S рРНК, считается одним из наиболее сложных этапов сборки рибосом. Несмотря на небольшую длину (всего несколько сотен нуклеотидов), ITS2 дрожжей сильно структурирован и образует плотное консервативное ядро [57, 58]. Изучение структуры пре-рРНК in vivo показало, что ITS2 складывается в длинную шпилечную структуру, на самом конце стебля которой расположен участок расщепления С2 (рис. 4) [59]. Нарушения последовательности и структуры шпильки блокируют процессинг ITS2, указывая на огромное значение для сборки рибосом [60, 61]. Как следует из крио-ЭМ-структуры, у основания пре-60S ITS2 уложен в форме лап
при участии нескольких факторов сборки [62-64]. Предложена модель, согласно которой ITS2 рРНК и связанные с ней факторы биогенеза (№а3, ^р7, ЕгЬ1, Rlp7, ^р15) облегчают гибридизацию 5.88 и домена I 258 рРНК. Правильность этой модели подтверждается данными о том, что мутации в этих белках ингибируют процессинг 1Т82 на ранних стадиях [65-68].
Существует три фазы процессинга 1Т82: (1) расщепление и фосфорилирование сайта С2 комплексом Las1-Grc3; (2) гидролиз 5'-конца экзонуклеазой Rat1; (3) гидролиз 3'-конца РНК-экзосомой (рис. 4). Процессинг 1Т82 активирует тетрамерный комплекс ферментов из двух димеров эндонуклеазы семейства HEPN Las1 с полинуклеотидкиназой Grc3 (функционируют только в виде димеров, уровень белков коре-гулируется) [69]. ^Концевой домен HEPN содержит каталитический мотив RфxxxH (ф - это Н, D или N а х - любая аминокислота) [70]. Дефицит ортолога Las1 дрожжей, LAS1L (Las1-like) млекопитающих, приводит к ингибированию процессинга 1Т82 и пролиферации клеток [71]. Истощение клеток дрожжей по Las1 также блокирует процессинг 1Т82, что указывает на консервативность функций Las1 в про-
цессинге ITS2 у эукариот [69, 72]. Расщепление С2 и фосфорилирование являются связанными процессами, фосфорилирование препятствует повторному лигированию продуктов расщепления С2, 7S пре-рРНК с 2'-3'-циклофосфатом и 26S пре-рРНК с 5'-ги-дроксилом [60, 61, 73]. Grc3 рекрутирует 5' — 3' эк-зонуклеазу Rati (Xrn2 млекопитающих) к сайту C2 26S пре-рРНК [61, 74, 75]. Rat1/Xrn2 (не специфичная к определенной последовательности) гидролизует одноцепочечную РНК с концевым 5'-монофосфатом, в направлении 5' — 3' [76]. Дрожжевая Rat1 и активирующий ее кофактор, нуклеаза Rai1, образуют димерный комплекс, который связывает Las1-Grc3 через Grc3 [73] в пре-60S частицах [73, 76, 77]. Связь между Rat1-Rai1 и Grc3 достаточно слабая, что подразумевает дополнительные взаимодействия в сайте С2 [60, 73, 78]. Аминокислотные последовательности Grc3/Nol9 и Rat1/Xrn2 очень консервативны, что предполагает консервативность Grc3-зависимого рекрутирования Rat1 к сайту С2. Детали молекулярного взаимодействия Grc3/Nol9 с Rat1/Xrn2 неизвестны, что затрудняет понимание механизма укорочения 5'-конца ITS2.
РНК-экзосома гидролизует 3'-конец 7S пре-рРНК после разрезания 5'-конца ITS2 (рис. 4). РНК-экзосома представляет собой мультисубъединич-ный 3' — 5'-рибонуклеазный комплекс, гидролизу-ющий любые известные формы РНК [79, 80]. В ее составе выделяют ядро из 9 субъединиц (Exo-9), образующих двухслойное кольцо с центральным каналом (рис. 4) [78, 79, 81-83]. Ядро Exo-9 не обладает каталитической активностью и нуждается в многочисленных партнерах для деградации РНК. Каталитическая активность РНК-экзосомы зависит от фермента Rrp44, обладающего эндонуклеазной и 3' - 5'-экзонуклеазной активностью [84, 85]. Rrp44 связывает ядро Exo-9, образуя комплекс Exo-10 [79, 81], который взаимодействует с дополнительной 3' — 5' нуклеазой, Rrp6, формируя Exo-11 [82, 86-89]. Дополнительные белки Mpp6, Rrp47 и Rrp6 привлекают в экзосому кофактор Mtr4, который усиливает связывание комплекса с пре-рибосомами. Взаимодействие Mtr4 с Nop53 направляет Exo-11 к ITS2, а с Utp18 - к 5'-ETS (рис. 4Д) [90]. Хеликаза Mtr4 расплетает конец ITS2 в направлении 3' - 5' [91-93], обеспечивая Rrp44 возможность гидроли-зовать 3'-конец пре-рРНК 7S. Результирующий транскрипт кодирует 5.8S с довеском из 30 нукле-отидов ITS2 (рис. 4) [92, 94, 95]. Далее ITS2 расщепляет нуклеаза Rrp6, формируя 6S пре-рРНК [92]. Недавняя крио-ЭМ-структура РНК-экзосомы показала, что она претерпевает структурные перестройки при связывании с пре-60S [78, 96], образуя внутри ядра РНК-экзосомы канал, через который
78 пре-рРНК попадает в активный сайт экзонукле-азы Rrp44 [78, 95, 96] (рис. 4).
Процессинг рРНК человека
Процессинг 188 рРНК человека включает больше шагов, чем в клетках дрожжей [23, 35] (рис. 3). На первом этапе процессинга первичный транскрипт 478 (рис. 3) укорачивается с обоих концов по сайтам А0 (или 01) и 02 с высвобождением 5'-и 3'-ЕТ8, соответственно, и образованием предшественника 458 пре-рРНК (рис. 3), который затем укорачивается посредством двух альтернативных путей. В клетках человека расщепление 478 пре-рРНК в сайтах А0 и 02 скоординировано во времени. Нарушение этой координации приводит к накоплению интермедиата 468. 458 пре-рРНК процессируется с помощью параллельных путей (1 и 2) с образованием многочисленных промежуточных продуктов (рис. 3Г). Важную роль в процес-синге (помимо эндонуклеаз) играют также экзону-клеазы, укорачивающие рРНК с концов.
Часть молекул пре-рРНК человека расщепляется, по-видимому, котранскрипционно, как и в клетках дрожжей. Предполагается, что у млекопитающих пре-рРНК котранскрипционно расщепляется только по сайту А' [97]. Стоит отметить, что существуют условия, благоприятствующие одному из альтернативных путей. Например, мутации в и3 или и8 мякРНК нарушают порядок расщепления пре-рРНК [98]. Первое расщепление 478 пре-рРНК происходит по сайту 01, расположенному на несколько сотен нуклеотидов ниже старта транскрипции, в области связывания С/О мякРНК и3 в 5'-ЕТ8. Порядок расщепления предшественников зависит также от вида и типа клеток, физиологических условий и стадий клеточного цикла и нарушается при патологиях [6, 99-101].
Ключевые ФСР и РБ, участвующие в процессин-ге пре-рРНК, а также анализ различий в аппарате процессинга рРНК дрожжей и человека будут приведены при рассмотрении деталей сборки отдельных предшественников 88и и LSU.
Хотя синтез и созревание рРНК являются ключевыми событиями в биогенезе субъединиц рибосом, не меньшее значение имеют и другие аспекты этого процесса, такие, как включение в структуру на определенных этапах рибосомных белков, а также ФСР (рис. 5). В процессе сборки рибосом реализуются четыре основных принципа: (1) постепенное снижение конформационной свободы пре-рРНК; (2) последовательность и временная динамика связывания отдельных факторов сборки, обеспечиваемых молекулярной мимикрией и молекулярными переключателями; (3) необратимость ключевых кон-
рДНК Pol I
5.85
Ядрышко Ядро
Цитоплазма
3'-мажорный домен
5'-домен
npe-40S [20S]
80Б-подобные частицы eIF5B
Зрелая малая субъединица рибосом [80S]
UtplO
5'-ETS
VII ¡5' hinge IV
VlllB4ji-y hinge
JV Utp4-
II
UtpA
UtpB
Utpl3j_
U3 мякРНП
Mpp10-комплекс
U (plS
Utp6
Utp8 Utp9l lUtpl?
Utpl2
UtplS
Utpl Urp21
Utp7 Sofl Utp14
UtpC
SSU-процессома
Innp4
MpplQ
ft
Impï Dtp 14' 'Yltp? fRrp7
Рис. 5. Факторы и комплексы, участвующие в сборке малой субъединицы дрожжей. Показаны основные стадии созревания 40S субъединицы дрожжей. Сверху представлена рДНК, в которой выделены основные домены 18Б рРНК: 5'-ETS, ^1, 5'-домен, центральный домен, З'-мажорный, З'-минорный домены. Там же указаны сайты (АО, А1, D и А2). Ниже приведены промежуточные пре-рибосомные частицы: комплекс 5'-ETS, процессома SSU и пре-40S. Промежуточные компоненты комплексов пре-рРНК указаны в квадратных скобках под каждой частицей. На данном рисунке приведены факторы сборки рибосом и комплексы с известной структурой в виде изображений, структуры которых не установлены - в виде текстовых аббревиатур. Белки, которые присоединились к растущей процессоме SSU на более ранней стадии, показаны как «прозрачные», в отличие от новых, непрозрачных компонентов. Адаптировано из [44]
трольных точек, которая зависит от потребления энергии и ферментов, изменяющих длину и структуру РНК; (4) структурная и функциональная коррекция функциональных центров обеих рибосомных субчастиц.
Сборка 90S пре-рРНП
По мере выхода транскрипта из контакта с Pol I 5'-ETS рРНК складывается в структуры «стебель-петля», создавая платформу для присоединения ФСР, РБ, а также сворачивания четырех доменов SSU
Л
Центральный З'-мажорный
домен
5'-домен
домен
З'-мажорный домен
Helix 44 З'-минорный домен
Центральный домен
5'-домен
З'-минорный домен
Перераспределение доменов SSU
е
Зрелая 18S рРНК
5'-ETS
I. ' 'I
, - 5' Cipö u 10 е
HhIik Iii я Hell*
U - , ¿St*/
л си,, м I»
мякРНК U3
18S рРНК
5'-ETS
Котранскрипционный фолдинг
Пре-рибосома 90S
Комплекс 5'-ETS
Д
Pre-A1
Post-A1
Dis-A
Dis-B
Dis-C
Модуль ■T ■ Kre33
информация .
Sof1
З'-мажорный домен
Im pH
Bms! J Dimlf^
5'-доменч
Центральный домен
&
лен ^
Расщепление по сайту А1
Переход от 90S к пре-40S
Рис. 6. Схема доменных перестроек при созревании 40S субъединицы. А - 18S рРНК содержит три домена вторичной структуры: 5'-домен, центральный домен, З'-мажорный и З'-минорный домены (адаптировано из https://crw-site.chemistry. gatech.edu/); Б - схематическое изображение процессомы SSU (слева) и зрелой 18S (справа). Домены 18S представлены в виде геометрических фигур разного цвета: зеленый - 5'-домен, синий - центральный, желтый - З'-мажорный, красный прямоугольник - З'-минорный домен, розовая линия U3 РНК [13]; В - взаимодействия пар оснований между дрожжевой U3 мякРНК и 18S частью дрожжевой пре-рРНК. Три детально описанных взаимодействия между Box А и Box А' в мякРНК U3 и тремя сегментами 18S части пре-рРНК, которые участвуют в формировании структуры центрального псевдоузла в зрелой 18S рРНК [23, 35]; Г - модель образования 90S и ее превращения в npe-40S. Модули мякРНП UTP-A (желтый), UTP-B (голубой) и U3 (розовый) котранскрипционно связываются с 35S пре-рРНК. Дальнейшее уплотнение приводит к образованию 90S комплекса. Общая укладка 5'-домена 18S рРНК напоминает «зрелую» конформацию, но при трансформации npe-40S пре-рибосомы 90S в зрелую малую 40S субъединицу необходимы структурные перестройки в центральном, З'-мажорном (оранжевый) и З'-ми-норном (красный) доменах [23, 35]. Д - схема трансформации 90S в пре-40S при расщеплении А1. Модули факторов сборки и выбранные белки окрашены и помечены соответствующим образом. Хеликаза Dhr1 показана в виде хватающей руки
Б
В
Г
(рис. 6А). Поскольку эти структуры формируются котранскрипционно, они создают сайты посадки ряда комплексов ФСР, включая молекулярные ша-пероны UTP-A, UTP-B и мякРНК U3, обеспечивая упорядоченность сборки. На этом этапе основную роль играют шпилечные структуры, образуемые 5'-ETS (рис. 6А, Б) [44]. Значительная вариабельность первичных структур 5'-ETS и ITS разных видов свидетельствует о ключевой роли в биогенезе рибосом пространственной структуры, формируемой этими элементами [102]. Спариваясь с основаниями
рРНК, U3 мякРНК делает структуру рРНК жесткой. В крио-ЭМ-структуре 90S можно выделить частично выступающий комплекс З'-концевой части мякРНК U3 с основными факторами C/D-box (Nopl, Nop56, Nop58, Snu13, Rrp9). Одноцепочечная 5'-кон-цевая часть U3 глубоко проникает внутрь частицы SSU, гибридизуясь с короткими консервативными нуклеотидными последовательностями 18S рРНК и 5'-ETS (рис. 6Б). Этот процесс сопровождается образованием 5'- и 3'-петель и способствует выщепле-нию 18S пре-рРНК за счет образования Box A и Box
Таблица 1. Факторы сборки малой рибосомной субъединицы [44]
Факторы биогенеза рибосом компоненты SSU у Saccharomyces cerevisiae
Номер кластера Человек S. cerevisiae Функция
2 2 8 DDX47 Rrp3 ОЕАО-Ьох-хеликаза
6 2 2 DDX49 Dbp8 ОЕАО-Ьох-хеликаза
1 1 1 DDX42 Rok1 ОЕАО-Ьох-хеликаза
1 1 1 EIF4A3 Fal1 ОЕАО-Ьох-хеликаза
2 Rrp36 Rrp36 Структурный
11 11 MYBBP1A Pol5 То же
2 2 ABT1 Esf2 «
1 1 1 Esf1 Esf1 «
3 Utp23 Utp23 «
4 4 11 NOC2L Noc2 «
8 3 3 RBM19 Mrd1 «
2 C14orf21 Nop9 «
1 Rrp8 Rrp8 рРНК-метилтрансфераза
Компоненты H/ACA
2 Gar1 Gar1 Кофактор псевдоуридинсинтазы
2 2 Nhp2 Nhp2 Кофактор псевдоуридинсинтазы
Nop10 Nop10 Кофактор псевдоуридинсинтазы
Комплекс UtpA
2 2 2 CIRH1A Utp4 Структурный
2 2 5 WDR43 Utp5 То же
2 2 HEATR1 Utp10 «
1 1 1 Utp15 Utp15 «
5 5 2 WDR75 Utp17/Nan1 «
Комплекс UtpB
2 2 2 PWP2 Utp1/Pwp2 «
2 8 8 Utp6 Utp6 «
2 2 2 WDR3 Utp12 «
2 2 2 TBL3 Utp13 «
2 2 Utp18 Utp18 Структурный, несет мотив связывания экзосомы
2 2 2 WDR36 Utp21 Структурный
U3 snoRNP
2 2 2 Nop56 Nop56 ВохС/О мякРНП основной компонент
2 2 Nop58 Nop58 ВохС/О мякРНП основной компонент
2 2 2 FBL Nop1 ВохС/О мякРНП основной компонент
2 2 11 NHP2L1 Snu13 ВохС/О мякРНП основной компонент
2 2 2 Rrp9 Rrp9 Специфический фактор и3 мякРНК
Комплекс Mpp10
8 8 8 MPHOSPH10 Mpp10 Структурный
2 2 2 Imp3 Imp3 То же
Факторы биогенеза рибосом компоненты SSU у Saccharomyces cerevisiae
Номер кластера Человек S. cerevisiae Функция
2 2 8 Imp4 Imp4 «
Отдельные факторы
2 8 DCAF13 Sof1 «
8 8 8 WDR46 Utp7 «
2 2 DNTTIP2 Fcf2 «
2 2 8 FCF1 Utp24 А1, А2 нуклеаза
1 2 UTP3 Sas10/Utp3 Структурный, несет мотив связывания экзосомы
2 2 8 UTP11L Utp11 Структурный
5'-домен
2 2 8 AATF Bfr2 То же
2 2 8 N0L10 Enp2 «
2 2 2 NOL6 Utp22 «
Центральный домен
2 8 8 RRP7A Rrp7 «
8 8 4 PDCD11 Rrp5 «
1 2 Krr1 Krr1 «
1 2 BYSL Enp1 «
3'-главный домен
2 2 2 NOP14 Nop14 «
2 2 2 NOC4L Noc4 «
7 7 7 Rrp12 Rrp12 «
1 NAT10 Kre33 Цитозин ацетилтранс-фераза/хеликаза
1 2 2 Bms1 Bms1 GTP-аза
2 2 Rcl1 Rcl1 Структурный
1 1 EMG1 Emg1/Nep1 рРНК-метилтрансфераза
4 4 4 RSL1D1 Utp30 Структурный
6 6 6 Pno1 Pno1 То же
2 2 8 Utp20 Utp20 «
8 8 4 UTP14A Utp14 Оhr1-связывание
Rrt14 «
Faf1 «
Dhr1 ОЕАН-Ьох-хеликаза
2 Nob1 Nob1 Нуклеаза сайта О
5 5 DHX33 Dhr2 ОЕАН-Ьох-хеликаза
1 DHX35
1 1 C1orf107 Utp25 Структурный
10 10 10 WBSCR22 Bud23 рРНК-метилтрансфераза
TRMT112 Trm112 Адаптор метилтранс-феразы
9 9 9 Ltv1 Ltv1 Структурный
4 Tsr1 Tsr1 То же
4 RIOK1 Rio1 «
10 RIOK2 Rio2 «
CSNK1A1 Hrr25 Казеинкиназа
4 8 DIMT1L Dim1 рРНК-деметилаза
A' [44, 103-109] (рис. 6Б). Непосредственная близость этих сайтов к 5'-области U3 мякРНК обеспечивает критическое пространственное ограничение, задающее топологию созревающей частицы. Комплекс, содержащий свернутый 5'-ETS 18S пре-рРНК с не-расщепленным сайтом А1 и ранние РБ, внедряется в структуру, образованную факторами биогенеза (~60 белков) и мякРНК U3 (рис. 6, табл. 1). Для своевременного расщепления в сайтах А1 и А2 необходимо зависящее от U3 формирование конформации 35S пре-рРНК, которая препятствует образованию центрального псевдоузла - характерной структуры, расположенной в центре декодирования в зрелой 18S рРНК (рис. 6). Ряд ранних ФСР (Utp11, Sas10, Mpp10 и Fcf2) (рис. 5) ограничивают домены пре-рРНК внутри частицы, связываясь либо с белком, либо с элементами РНК. В 90S пре-рибосоме только 5'-домен имеет конформацию, близкую к зрелой, и, соответственно, содержит РБ (рис. 6). Центральный домен виден только частично, а 3'-концевые домены невозможно распознать в структуре 90S. Таким образом, сворачивание зарождающейся 18S рРНК происходит в направлении от 5'- к 3'-концу, но блокируется на промежуточных стадиях, которые требуют привлечения дополнительных ФСР (рис. 5, 6). В структуре 90S субчастицы обнаружена GTP-аза Bms1. Считается, что этот фермент после гидролиза GTP инициирует конформационные изменения, необходимые для процессинга пре-рРНК и превращения 90S в пре-40S субчастицу. В соответствии с этой гипотезой, Bms1 расположен на границе раздела ряда доменов пре-^S, контактируя с несколькими ФСР, стабилизирующими переходную структуру 90S (рис. 5).
Приблизительно 18 из 60 ФСР в частице 90S представляют собой Р-пропеллерные белки, служащие основой для межбелковых взаимодействий, которые обычно формируются в процессе образования макромолекулярных комплексов [110]. Кроме того, несколько белков с повторами Trp и Asp (WD) в составе 90S связываются непосредственно со специфическими сайтами рРНК. Другая большая группа ФСР 90S - это а-спиральные белки. Большие белки Utp20 (~220 кДа) и Utp10 (~180 кДа) связаны друг с другом, достигая отдаленных областей на частице 90S своими длинными а-спиралями. Например, Utp10 простирается от основания 90S, где расположен 5'-ETS, до вершины 90S (5'-домен), где он связывается с Utp20, обернутым вокруг головы частицы 90S (рис. 5, 6). Такие отдаленные контакты облегчают связь между различными областями и/или способствуют распознаванию кон-формации, общей для согласования этапов созревания [5]. Некоторые факторы биогенеза 90S частично или полностью развернуты. Эти полипептиды нахо-
дятся как на поверхности, так и глубоко погружены в структуру 908 субчастиц. В качестве типичного примера можно привести Мрр10, который, наматываясь вокруг 908, контактирует с 1тр3, 1тр4, Bms1, Шр12, Шр13 (иТР-В) и некоторыми частями 188 рРНК (рис. 5, 6). Аналогично, ^р14 своими длинными N и С-концевыми участками связывает ^с4, Emg1 и Rcl1. Эти элементы не только стабилизируют комплекс 908, но и участвуют в дальних взаимодействиях и/или в конформационном зондировании [5].
Последний этап преобразования 908 - стадия отделения комплекса пре-408. Этот шаг тесно связан с расщеплением предшественника 358 по сайтам А1 и А2 на первом этапе пути биогенеза предшественника большой субчастицы 608. Интересно, что Шр24 расположен близко к сайту А1 в частице 908, но не может выполнять свою функцию, потому что другой ФСР, 8оП, маскирует сайт расщепления А1. Таким образом, для перехода пре-рибосомы 908 на следующую стадию сборки требуются значительные конформационные перестройки, вызванные взаимодействием с ней новых ФСР (например, хеликаз) и/или гидролизом макроэргических связей. В частице 908 присутствует несколько дополнительных ферментов, например, ацетилтрансфераза К^33 или метилтрансферазы ^р1 и Emg1. Несмотря на то что РНК-хеликазы вовлечены в структурные перестройки РНК, включая диссоциацию мякРНК, в 908 комплексе они отсутствуют. Можно предположить, что переход 908 в пре-408 стимулируется хеликазой О^1/Ест16, так как показано, что она нарушает спаривание оснований между мякРНК и3 и пре-рРНК и участвует в отщеплении 5'-ЕТ8 [111, 112]. Многие факторы связывают пре-рРНК временно и только до расщепления по сайту А2. К ним относят небольшие РНК (и14, snR10 и snR30 [113, 114]) и белки, которые связаны с каждым из субдоменов 188 рРНК [115-117], хотя их роль в настоящее время мало понятна фис. 5).
Взаимодействие белков, таких, как Мрр10, Шр11 и Sas10 (рис. 5), и спаривание оснований мякРНК и3 с 5'-ЕТ8 и 188 рРНК (&ис. 5) обеспечивают дополнительную устойчивость частицы, преимущественно действуя как локальные стабилизаторы структурных элементов РНК [31, 44]. Белки, содержащие спиральные повторы ^ор14, ^с4, Rrp5, Шр10 и Шр20) и играющие в основном структурную роль, а также некоторые ферменты, такие, как метилтрансфераза Emg1 [118], ацетилтранс-фераза-хеликаза &е33 [52] и GTP-аза Bms1 [31, 52], расположены во внешних областях процессомы 88и. Временной порядок, в котором ферменты действуют на инкапсулированные пре-188 рРНК, еще предстоит определить.
Переход от 90S пре-рРНП к 40S пре-рРНП. Отделение 5'-ETS
Ингибирование РНК-экзосомы в результате мутации в Utp18 [53] или остановка сборки 90S на укороченной c З'-конца пре-рРНК [46, 119, 120] стабилизируют комплекс 5'-ETS РНК с UTP-A, UTP-B, U3 мякРНК и рядом других факторов биогенеза, отделяемый на этапе перехода от 90S к пре-40S субчастице [5, 53]. Деградация 5'-ETS РНК-экзосомой должна приводить к рециркуляции факторов биогенеза [90, 91].
Дальнейшие этапы созревания требуют координированного расщепления по сайту A1 5'-ETS и A2 ITS1, что служит сигналом к разделению 18S рРНК и 5.8S/25S рРНК (рис. 6) [5, 36, 44].
Диссоциация факторов обеспечивает возможность образования контактов между четырьмя доменами 18S рРНК, что уплотняет структуру (рис. 6). Крио-ЭМ-структуры, показывающие переход от 90S к пре-40S, позволили выявить семь промежуточных состояний пре-рибосомных частиц Pre-A1, Post-A1, Dis-C, Dis-A и Dis-B, последовательно сменяющих друг друга в процессе биогенеза (рис. 6Д) [121].
В состоянии Pre-A1 наблюдается позиционирование спирали h21 пре-^S рРНК в ее зрелое/ правильное положение (рис. 6Д). Одновременно с расщеплением по сайту A1 изменения структуры приводят к образованию промежуточного продукта Post-A1. Последовательная диссоциация нескольких модулей факторов сборки через промежуточные состояния Dis-C, Dis-A и Dis-B приводит к постепенному упрощению комплекса при сохранении основных взаимодействий в 90S субчастице. Вероятно, решающий шаг в демонтаже промежуточного продукта 90S зависит от степени созревания доменов пре-40S, что отражается в степени его уплотнения. Уплотнение рРНК происходит в результате ремо-делирования структуры рРНК и РНП, что делает возможным образование центра декодирования [44]. Степень уплотнения может быть сигналом разборки каркаса 5'-ETS, что видно из структур, предшествующих расщеплению A1 [90]. Это предположение согласуется c зависимостью расщепления A1 от активности хеликазы Mtr4, возможно, ремодели-рующей 5'-ETS [103]. Поворот и смещение спиралей РНК, начинающиеся в 3'-области 5'-ETS, делают возможным перемещение Pno1 и h45 и, одновременно, присоединение хеликазы Dhr1, которая формирует часть спирали h1 рРНК, необходимой для разрезания A1 эндонуклеазой Utp24. Этот сложный процесс сопутствует диссоциации нескольких факторов, дальнейшей дестабилизации промежуточного 90S комплекса и вытеснения 5'-ETS. В результате происходит высвобождение РНК-белковых комплексов и образование пре-40S (рис. 5) [121].
Экспорт пре-40S частиц
Внутри 908 комплекса образуется пре-рРНК 208 (рис. 3), которая содержит 188 рРНК и часть ГТ81. Пре-рРНК 208 является компонентом самых ранних пре-408 частиц. Пре-408 связываются с несколькими ФСР - белком ядрышка Tsr1 и цитоплазматиче-скими белками Ltv1, Rio2 и ^Ь1 (рис. 5) - и быстро транспортируются в цитоплазму. Из-за большого размера пре-рибосомы перемещаются через ядерные поры по одной. Кариоферин Сгт1/Хро1 при участии Ran/Gsp1 переносит их в цитоплазму GTP-зависимым способом [122]. Rrp12 вместе с Сгт1 связывается с 908 и участвует в процес-синге 358 пре-рРНК по сайту А0 [123]. Снижение количества Rrp12 либо Сгт1 вызывает накопление пре-408 комплекса в нуклеоплазме [124]. По крайней мере три ФСР: Dim2, Ltv1 и Rio2, присутствующие в пре-408 частицах, содержат предсказанные или функциональные сигналы экспорта из ядра, но ни один из них по отдельности не является необходимым для экспорта. Функции других факторов, участвующих в экспорте субъединиц пре-408, на настоящий момент не установлены.
Процессинг пре-40S субчастиц в цитоплазме
Частицы пре-408, согласно данным, полученным биохимическими и структурными методами, имеют относительно простой состав ФСР при переходе к зрелой структуре 188 рРНК. Первая структура частицы пре-408, полученная при помощи крио-ЭМ, выявила почти сформированные 5'- и центральный (платформенный) домены, тогда как З'-домен (области «головы» и «клюва») еще не достиг зрелой конформации. Пре-408 субчастица, попавшая в цитоплазму, содержит семь ФСР, способствующих событиям позднего созревания (рис. 7). В цитоплазме происходят два основных события: структурные перестройки, формирующие «клюв», и расщепление 208 пре-рРНК по сайту D эндонуклеазой ^Ь1. Они тесно связаны с механизмами контроля качества и проверкой функциональных центров, которые гарантируют, что рибосом-ные субъединицы трансляционно компетентны [125]. Созреванию «клюва» способствует высвобождение ФСР и факторов экспорта, стабильное присоединение нескольких рибосомных белков и конформацион-ная перестройка, результатом которой является формирование сайта декодирования. Фосфорилирование белков Ltv1 и Епр1 киназой Нгг25 позволяет им вытеснить и правильно разместить зрелый белок Rps3, что способствует №Ь1-зависимому расщеплению 208 пре-рРНК по сайту D [122].
Данные крио-ЭМ частиц пре-408 дрожжей и человека выявили значительное структурное подобие позиций ассоциированных поздних ФСР, которые за-
л
Дрожжи
Человек
Enphid Dim1C> Pnol f
Первичный транскрипт
Факторы Tsrl : позднего процессинга
Ltvl 1 / Rio2 : Nobl;
Расщепление А0, А1, А2
Ядрышко
Enpl
Pnol " Плотный фибриллярный компонент
Ядрышко Пре-^S
Первичный транскрипт
Ранние пре-40S частицы
Ш
Ядрышко Гранулярный компонент
Оз
Нуклеоплазма Нуклеоплазма
Zt
Цитоплазма
°Оч
оО по сайту D
Tsr1
Факторы
позднего
процессинга
Ltv1 Rio2 Nob1
Цитоплазма
Расщепление
•о о * *
релые 40S
Зрелые 40S
40S пре-рРНК
Ltv1 Enp1 Rio2 Tsr1 Dim1
Процессинг 20S пре-рРНК
T
80S-подобная частица
ITS1 Nob1 Pnol Rio 1 eIF5B
Зрелая 40S малая субъединица
Б
Рис. 7. Поздние стадии созревания субъединиц рибосом человека и дрожжей и субклеточная локализация основных участников сборки. Л - промежуточные продукты пре-рибосомы 40S у дрожжей S. cerevisiae (слева) и у человека H. sapiens (справа). Стабильное выявление двух дополнительных пре-рРНК (30S и 21S) в клетках человека указывает на то, что существуют по крайней мере две отдельные стадии раннего созревания, которые не наблюдаются у дрожжей. Сходные составы цитоплазматических частиц пре-40S предполагают сходство позднего созревания у дрожжей и человека. Б - схема контроля качества цитоплазматической субъединицы пре-40S. Указаны только факторы сборки с известными сайтами связывания [125]
нимают функционально важные сайты и блокируют формирование функциональных рибосом [5, 126-128]. В частности, ФСР Tsr1, Епр1, Rio2 и Рпо1/От2 совместно контролируют неполностью сформированные сайты в составе пре-408: центр декодирования и мРНК-связывающую канавку (рис. 7). На ранних этапах Епр1 и занимают сайт связывания рибосомного е810 в З'-мажорном домене («голова» и «клюв»), диссоциируя при фосфорилировании про-теинкиназой Нгг25 [5, 129-131]. Диссоциация Епр1/ Ltv1 приводит к присоединению е831 и перемещению С-концевого домена и83, что стабилизирует взаимодействие между «телом» и «головой» 408 [132]. Механизм своевременного расщепления 208 пре-рРНК эндонуклеазой ^Ь1 может быть объяснен с помощью крио-ЭМ-структур. РНК-связывающий белок Рпо1 маскирует сайт расщепления на 3'-кон-це зрелой 188 рРНК. Конформационная перестройка и взаимодействие пре-408 субчастицы со зрелой 608 субчастицей являются проверочными шагами, необходимыми для взаимодействия с ^Ь1, осуществляющей превращение 208 пре-рРНК в 188 рРНК [5, 38, 133-137]. Крио-ЭМ-анализ поздних пре-408 частиц человека подтверждает модель, в которой Rio1-АТP взаимодействует с рибосомным белком RPS26, вытесняя Dim2 с 3'-конца 208 пре-рРНК. В результате, пре-рРНК становится доступной для взаимодействия
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Ban N., Nissen P., Hansen J., Moore P.B., Steitz T.A. // Science. 2000. V. 289. № 5481. P. 905-920.
2. Jenner L., Melnikov S., de Loubresse N.G., Ben-Shem A., Iskakova M., Urzhumtsev A., Meskauskas A., Dinman J., Yusupova G., Yusupov M. // Curr. Opin. Struct. Biol. 2012. V. 22. № 6. P. 759-767.
3. Klinge S., Voigts-Hoffmann F., Leibundgut M., Ban N. // Trends Biochem. Sci. 2012. V. 37. № 5. P. 189-198.
4. Melnikov S., Ben-Shem A., Garreau De Loubresse N., Jenner L., Yusupova G., Yusupov M. // Nat. Struct. Mol. Biol.
2012. V. 19. № 6. P. 560-567.
5. Baßler J., Hurt E. // Annu. Rev. Biochem. 2019. V. 88. № 1. P. 281-306.
6. Mullineux S.T., Lafontaine D.L.J. // Biochimie. 2012. V. 94. № 7. P. 1521-1532.
7. Hadjiolov A.A., Nikolaev N. // Prog. Biophys. Mol. Biol. 1978. V. 31. P. 95-144.
8. Misteli T. // Sci. Am. 2011. V. 304. № 2. P. 66-73.
9. van Sluis M., McStay B. // Curr. Opin. Cell Biol. 2017. V. 46. P. 81-86.
10. Mangan H., Gailin M., McStay B. // FEBS J. 2017. V. 284. № 23. P. 3977-3985.
11. Henderson A.S., Warburton D., Atwood K.C. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1972. V. 69. № 11. P. 3394-3398.
12. Németh A., Längst G. // Trends Genet. 2011. V. 27. № 4. P. 149-156.
13. Correll C.C., Bartek J., Dundr M. // Cells. 2019. V. 8. № 8. P. 869.
14. Wang F., Ying C., Shang G., Jiao M., Hongfang Z. // Micron.
2013. V. 49. P. 15-20.
с эндонуклеазой Nobl. Гидролиз ATP и высвобождение ADP приводят к диссоциации комплекса Riol и 40S субъединицы. Механизм блокировки с двумя ключами - Riol и RPS26 - гарантирует согласованность преобразования частиц в компетентные для трансляции 40S субчастицы [138]. Координация образования 80S-подобной частицы с окончательным созреванием 18S рРНК гарантирует, что только правильно собранные 40S субчастицы будут участвовать в трансляции.
Таким образом, несмотря на обилие данных, полученных для S. сerevisiae, и высокую консервативность биогенеза рибосом у эукариот, архитектура процесссинга общего для обеих субъединиц 90S предшественника и предшественника малой 40S субъединицы у высших эукариот претерпела значительные изменения, детали которых еще предстоит изучить.
Дальнейшее описание биогенеза большой 60S субъединицы будет представлено в следующей части обзора. •
Работа выполнена при поддержке гранта РФФИ № 20-04-00796 А «Анализ белково-нуклеинового состава интермедиатов сборки рибосомных субчастиц в генетически модифицированных клетках человека».
15. DiMario P.J. // Int. Rev. Cytol. 2004. V. 239. P. 99-178.
16. Thiry M., Lafontaine D.L.J. // Trends Cell Biol. 2005. V. 15. № 4. P. 194-199.
17. Montanaro L., Trere D., Derenzini M. // Am. J. Pathol. 2008. V. 173. № 2. P. 301-310.
18. Olson M.O.J. The Nucleolus. New York, NY. Springer New York, 2011. 414 c.
19. Dragon F., Compagnone-Post P.A., Mitchell B.M., Porwancher K.A., Wehner K.A., Wormsley S., Settlage R.E., Shabanowitz J., Osheim Y., Beyer A.L., et al. // Nature. 2002. V. 417. № 6892. P. 967-970.
20. Grandi P., Rybin V., Baßler J., Petfalski E., Strauß D., Marzioch M., Schäfer T., Kuster B., Tschochner H., Tollervey D., et al. // Mol. Cell. 2002. V. 10. № 1. P. 105-115.
21. Pöll G., Braun T., Jakovljevic J., Neueder A., Jakob S., Woolford J.L., Tschochner H., Milkereit P. // PLoS One. 2009. V. 4. № 12. P. 8249.
22. Henras A.K., Plisson-Chastang C., O'Donohue M.F., Chakraborty A., Gleizes P.E. // Wiley Interdiscip. Rev. RNA. 2015. V. 6. № 2. P. 225-242.
23. Rabl J., Leibundgut M., Ataide S.F., Haag A., Ban N. // Science. 2011. V. 331. № 6018. P. 730-736.
24. Laptev I., Shvetsova E., Levitskii S., Serebryakova M., Rubtsova M., Bogdanov A., Kamenski P., Sergiev P., Dontsova O. // RNA Biol. 2020. V. 17. № 4. P. 441-450.
25. Laptev I., Shvetsova E., Levitskii S., Serebryakova M., Rubtsova M., Zgoda V., Bogdanov A., Kamenski P., Sergiev P., Dontsova O. // Nucleic Acids Res. 2020. V. 48. № 14.
P. 8022-8034.
26. Frottin F., Schueder F., Tiwary S., Gupta R., Körner R., Schlichthaerle T., Cox J., Jungmann R., Hartl F.U., Hipp M.S.
// Science. 2019. V. 365. № 6451. P. 342-347.
27. Andersen J.S., Lam Y.W., Leung A.K.L., Ong S.-E., Lyon C.E., Lamond A.I., Mann M. // Nature. 2005. V. 433. № 7021. P. 77-83.
28. Boisvert F.-M., van Koningsbruggen S., Navascués J., Lamond A.I. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2007. V. 8. № 7. P. 574-585.
29. Moraleva A., Magoulas C., Polzikov M., Hacot S., Mertani H.C., Diaz J.-J., Zatsepina O. // Cell Cycle. 2017. V. 16. № 20. P. 1979-1991.
30. Barandun J., Chaker-margot M., Hunziker M., Molloy K.R., Chait B.T., Klinge S. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2017. V. 24.
№ 11. P. 944-953.
31. Coleman A.W. // PLoS One. 2013. V. 8. № 11. P. 79122.
32. Wang M., Anikin L., Pestov D.G. // Nucleic Acids Res. 2014. V. 42. № 17. P. 11180-11191.
33. Grisendi S., Mecucci C., Falini B., Pandolfi P.P. // Nat. Rev. Cancer. 2006. V. 6. № 7. P. 493-505.
34. Tomecki R., Sikorski P.J., Zakrzewska-Placzek M. // FEBS Lett. 2017. V. 591. № 13. P. 1801-1850.
35. Woolford J.L., Baserga S.J. // Genetics. 2013. V. 195. № 3. P. 643-681.
36. Allmang C., Tollervey D. // J. Mol. Biol. 1998. V. 278. № 1. P. 67-78.
37. Lebaron S., Schneider C., van Nues R.W., Swiatkowska A., Walsh D., Böttcher B., Granneman S., Watkins N.J., Tollervey D. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2012. V. 19. № 8.
P. 744-753.
38. Bleichert F., Granneman S., Osheim Y.N., Beyer A.L., Baserga S.J. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006. V. 103. № 25. P. 9464-9469.
39. Horn D.M., Mason S.L., Karbstein K. // J. Biol. Chem. 2011. V. 286. № 39. P. 34082-34087.
40. Granneman S., Petfalski E., Tollervey D. // EMBO J. 2011. V. 30. № 19. P. 4006-4019.
41. Osheim Y.N., French S.L., Keck K.M., Champion E.A., Spasov K., Dragon F., Baserga S.J., Beyer A.L. // Mol. Cell. 2004. V. 16. № 6. P. 943-954.
42. Venema J., Tollervey D. // Annu. Rev. Genet. 1999. V. 33. P. 261-311.
43. Klinge S., Woolford J.L. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2019. V. 20. № 2. P. 116-131.
44. Kos M., Tollervey D. // Mol. Cell. 2010. V. 37. № 6. P. 809-820.
45. Zhang L., Wu C., Cai G., Chen S., Ye K. // Genes Dev. 2016. V. 30. № 6. P. 718-732.
46. Sharma S., Lafontaine D.L.J. // Trends Biochem. Sci. 2015. V. 40. № 10. P. 560-575.
47. Natchiar S.K., Myasnikov A.G., Kratzat H., Hazemann I., Klaholz B.P. // Nature. 2017. V. 551. № 7681. P. 472-477.
48. Kiss T., Fayet-Lebaron E., Jády B.E. // Mol. Cell. 2010. V. 37. № 5. P. 597-606.
49. Watkins N.J., Bohnsack M.T. // Wiley Interdiscip. Rev. RNA. 2012. V. 3. № 3. P. 397-414.
50. Sharma S., Yang J., Watzinger P., Kötter P., Entian K.D. // Nucleic Acids Res. 2013. V. 41. № 19. P. 9062-9076.
51. Sharma S., Langhendries J.L., Watzinger P., Kotter P., Entian K.D., Lafontaine D.L.J. // Nucleic Acids Res. 2015. V. 43. № 4. P. 2242-2258.
52. Kornprobst M., Turk M., Kellner N., Cheng J., Flemming D., Kos-Braun I., Kos M., Thoms M., Berninghausen O., Beckmann R., et al. // Cell. 2016. V. 166. № 2. P. 380-393.
53. Rodríguez-Galán O., García-Gómez J.J., De la Cruz J. // Biochim. Biophys. Acta - Gene Regul. Mech. 2013. V. 1829. № 8. P. 775-790.
54. Martin R., Straub A.U., Doebele C., Bohnsack M.T. // RNA Biol. 2013. V. 10. № 1. P. 4-18.
55. Kressler D., Hurt E., Bergler H., Baßler J. // Biochim.
Biophys. Acta - Mol. Cell Res. 2012. V. 1823. № 1. P. 92-100.
56. Schultz J., Maisel S., Gerlach D., Müller T., Wolf M. // RNA. 2005. V. 11. № 4. P. 361-364.
57. Joseph N., Krauskopf E., Vera M.I., Michot B. // Nucleic Acids Res. 1999. V. 27. № 23. P. 4533-4540.
58. Burlacu E., Lackmann F., Aguilar L.C., Belikov S., van Nues R. , Trahan C., Hector R.D., Dominelli-Whiteley N., Cockroft S.L., Wieslander L., et al. // Nat. Commun. 2017. V. 8. № 1. P. 714.
59. Pillon M.C., Sobhany M., Borgnia M.J., Williams J.G., Stanley R.E., Baker D. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2017. V. 114. № 28. P. 5530-5538.
60. Fromm L., Falk S., Flemming D., Schuller J.M., Thoms M., Conti E., Hurt E. // Nat. Commun. 2017. V. 8. № 1. P. 1-11.
61. Wu S., Tutuncuoglu B., Yan K., Brown H., Zhang Y., Tan
D., Gamalinda M., Yuan Y., Li Z., Jakovljevic J., et al. // Nature. 2016. V. 534. № 7605. P. 133-137.
62. Sanghai Z.A., Miller L., Molloy K.R., Barandun J., Hunziker M., Chaker-Margot M., Wang J., Chait B.T., Klinge S. // Nature. 2018. V. 556. № 7699. P. 126-129.
63. Kater L., Thoms M., Barrio-Garcia C., Cheng J., Ismail S., Ahmed Y.L., Bange G., Kressler D., Berninghausen O., Sinning I., et al. // Cell. 2017. V. 171. № 7. P. 1599-1610.
64. van Nues R.W., Rientjes J.M.J., Morre S.A., Mollee E., Planta R.J., Venema J., Raue H.A. // J. Mol. Biol. 1995. V. 250. № 1. P. 24-36.
65. van der Sande C.A.F.M., Kwa M., van Nues R.W., van Heerikhuizen H., Raue H.A., Planta R.J. // J. Mol. Biol. 1992. V. 223. № 4. P. 899-910.
66. Gadal O., Strauss D., Petfalski E., Gleizes P.E., Gas N., Tollervey D., Hurt E. // J. Cell Biol. 2002. V. 157. № 6. P. 941-951.
67. Adams C.C., Jakovljevic J., Roman J., Harnpicharnchai P., Woolford J.L. // RNA. 2002. V. 8. № 2. P. 150-165.
68. Castle C.D., Sardana R., Dandekar V., Borgianini V., Johnson A.W., Denicourt C. // Nucleic Acids Res. 2013. V. 41. № 2. P. 1135-1150.
69. Anantharaman V., Makarova K.S., Burroughs A.M., Koonin
E.V., Aravind L. // Biol. Direct. 2013. V. 8. № 1. P. 8-15.
70. Castle C.D., Cassimere E.K., Lee J., Denicourt C. // Mol. Cell. Biol. 2010. V. 30. № 18. P. 4404-4414.
71. Schillewaert S., Wacheul L., Lhomme F., Lafontaine D.L.J. // Mol. Cell. Biol. 2012. V. 32. № 2. P. 430-444.
72. Gasse L., Flemming D., Hurt E. // Mol. Cell. 2015. V. 60. № 5. P. 808-815.
73. Wang M., Pestov D.G. // Nucleic Acids Res. 2011. V. 39. № 5. P. 1811-1822.
74. Geerlings T.H., Vos J.C., Raue H.A. // RNA. 2000. V. 6. № 12. P. 1698-1703.
75. Stevens A., Poole T.L. // J. Biol. Chem. 1995. V. 270. № 27. P. 16063-16069.
76. Xiang S., Cooper-Morgan A., Jiao X., Kiledjian M., Manley J.L., Tong L. // Nature. 2009. V. 458. № 7239. P. 784-788.
77. Pillon M.C., Lo Y.H., Stanley R.E. // DNA Repair (Amst.). 2019. V. 9. № 81. P. 102653.
78. Chlebowski A., Lubas M., Jensen T.H., Dziembowski A. // Biochim. Biophys. Acta - Gene Regul. Mech. 2013. V. 1829. № 6-7. P. 552-560.
79. Januszyk K., Lima C.D. // Curr. Opin. Struct. Biol. 2014. V. 24. № 1. P. 132-140.
80. Lykke-Andersen S., Tomecki R., Jensen T.H., Dziembowski A. // RNA Biol. 2011. V. 8. № 1. P. 61-66.
81. Liu Q., Greimann J.C., Lima C.D. // Cell. 2006. V. 127. № 6. P. 1223-1237.
82. Zinder J.C., Lima C.D. // Genes Dev. 2017. V. 31. № 2. P. 88-100.
83. Schneider C., Leung E., Brown J., Tollervey D. // Nucleic Acids Res. 2009. V. 37. № 4. P. 1127-1140.
84. Lorentzen E., Conti E. // Methods Enzymol. 2008. V. 447. P. 417-435.
85. Wasmuth E.V., Januszyk K., Lima C.D. // Nature. 2014. V. 511. № 7510. P. 435-439.
86. Cristodero M., Böttcher B., Diepholz M., Scheffzek K., Clayton C. // Mol. Biochem. Parasitol. 2008. V. 159. № 1. P. 24-29.
87. Dziembowski A., Lorentzen E., Conti E., Séraphin B. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2007. V. 14. № 1. P. 15-22.
88. Makino D.L., Schuch B., Stegmann E., Baumgärtner M., Basquin C., Conti E. // Nature. 2015. V. 524. № 7563. P. 54-58.
89. Thoms M., Thomson E., Baßler J., Griesel S., Hurt E. // Cell. 2015. V. 162. P. 1029-1038.
90. De la Cruz J., Kressler D., Tollervey D., Linder P. // EMBO J. 1998. V. 17. № 4. P. 1128-1140.
91. Allmang C., Kufel J., Chanfreau G., Mitchell P., Petfalski E., Tollervey D. // EMBO J. 1999. V. 18. № 19. P. 5399-5410.
92. Jia H., Wang X., Anderson J.T., Jankowsky E. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2012. V. 109. № 19. P. 7292-7297.
93. Allmang C., Petfalski E., Podtelejnikov A., Mann M., Tollervey D., Mitchell P. // Genes Dev. 1999. V. 13. № 16. P. 2148-2158.
94. Kummer E., Ban N. // Biochemistry. 2018. V. 57. № 32. P. 4765-4766.
95. Schuller J.M., Falk S., Fromm L., Hurt E., Conti E. // Science. 2018. V. 360. № 6385. P. 219-222.
96. Sloan K.E., Bohnsack M.T., Schneider C., Watkins N.J. // RNA. 2014. V. 20. № 4. P. 540-550.
97. Langhendries J.L., Nicolas E., Doumont G., Goldman S., Lafontaine D.L.J. // Oncotarget. 2016. V. 7. № 37. P. 59519-59534.
98. Hadjiolova K.V., Nicoloso M., Mazan S., Hadjiolov A.A., Bachellerie J.P. // Eur. J. Biochem. 1993. V. 212. № 1. P. 211-215.
99. Gerbi SA, Borovjagin AV. Pre-Ribosomal RNA Processing in Multicellular Organisms. Madame Curie Bioscience Database. Austin, TX: Landes Bioscience, 2000-2013.
100. Belin S., Beghin A., Solano-Gonzàlez E., Bezin L., Brunet-Manquat S., Textoris J., Prats A.C., Mertani H.C., Dumontet C., Diaz J.J. // PLoS One. 2009. V. 4. № 9. P. 7147.
101. Coleman A.W. // Trends Genet. 2015. V. 31. № 3. P. 157-163.
102. Sun Q., Zhu X., Qi J., An W., Lan P., Tan D., Chen R., Wang B., Zheng S., Zhang C., et al. // eLife. 2017. V. 6. e22086.
103. Cheng J., Kellner N., Berninghausen O., Hurt E., Beckmann R. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2017. V. 24. № 11. P. 954-964.
104. Dutca L.M., Gallagher J.E.G., Baserga S.J. // Nucleic Acids Res. 2011. V. 39. № 12. P. 5164-5180.
105. Puchta O., Cseke B., Czaja H., Tollervey D., Sanguinetti G., Kudla G. // Science. 2016. V. 352. № 6287. P. 840-844.
106. Beltrame M., Henry Y., Tollervey D. // Nucleic Acids Res. 1994. V. 22. № 20. P. 5139-5147.
107. Marmier-Gourrier N., Cléry A., Schlotter F., Senty-Ségault V., Branlant C. // Nucleic Acids Res. 2011. V. 39. № 22. P. 9731-9745.
108. Barandun J., Hunziker M., Klinge S. // Curr. Opin Struct. Biol. 2018. V. 49. P. 85-93.
109. Rout M.P., Field M.C. // Annu. Rev. Biochem. 2017. V. 86. P. 637-657.
110. Zhu J., Liu X., Anjos M., Correll C.C., Johnson A.W. // Mol. Cell. Biol. 2016. V. 36. № 6. P. 965-978.
111. Sardana R., Liu X., Granneman S., Zhu J., Gill M., Papoulas O., Marcotte E.M., Tollervey D., Correll C.C., Johnson A.W. // PLoS Biol. 2015. V. 13. № 2. e1002083.
112. Hierlmeier T., Merl J., Sauert M., Perez-Fernandez J., Schultz P., Bruckmann A., Hamperl S., Ohmayer U., Rachel R., Jacob
A., et al. // Nucleic Acids Res. 2013. V. 41. № 2. P. 1191-1210.
113. De La Cruz J., Karbstein K., Woolford J.L. // Annu. Rev. Biochem. 2015. V. 84. P. 93-129.
114. Krogan N.J., Peng W.T., Cagney G., Robinson M.D., Haw R., Zhong G., Guo X., Zhang X., Canadien V., Richards D.P., et al. // Mol. Cell. 2004. V. 13. № 2. P. 225-239.
115. McCann K.L., Charette J.M., Vincent N.G., Baserga S.J. // Genes Dev. 2015. V. 29. № 8. P. 862-875.
116. Ferreira-Cerca S., Pöll G., Gleizes P.E., Tschochner H., Milkereit P. // Mol. Cell. 2005. V. 20. № 2. P. 263-275.
117. Shi Z., Fujii K., Kovary K.M., Genuth N.R., Röst H.L., Teruel M.N., Barna M. // Mol. Cell. 2017. V. 67. № 1. P. 71-83.
118. Chaker-Margot M., Hunziker M., Barandun J., Dill B.D., Klinge S. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2015. V. 22. № 11. P. 920-923.
119. Hunziker M., Barandun J., Petfalski E., Tan D., Delan-Forino C., Molloy K.R., Kim K.H., Dunn-Davies H., Shi Y., Chaker-Margot M., et al. // Nat. Commun. 2016. V. 7. № 12090. P. 1-10.
120. Cheng J., Lau B., La Venuta G., Ameismeier M., Berninghausen O., Hurt E., Beckmann R. // Science. 2020. V. 369. № 6509. P. 1470-1476.
121. Hutten S., Kehlenbach R.H. // Trends Cell Biol. 2007. V. 17. № 4. P. 193-201.
122. Moriggi G., Nieto B., Dosil M. // PLoS Genet. 2014. V. 10. № 12. e1004836.
123. Nieto B., Gaspar S.G., Moriggi G., Pestov D.G., Bustelo X.R., Dosil M. // Nat. Commun. 2020. V. 11. № 1. P. 156.
124. Nerurkar P., Altvater M., Gerhardy S., Schütz S., Fischer U., Weirich C., Panse V.G. // Int. Rev. Cell Mol. Biol. 2015.
V. 319. P. 107-140.
125. Strunk B.S., Loucks C.R., Su M., Vashisth H., Cheng S., Schilling J., Brooks C.L., Karbstein K., Skiniotis G. // Science.
2011. V. 333. № 6048. P. 1449-1453.
126. Larburu N., Montellese C., O'Donohue M.F., Kutay U., Gleizes P.E., Plisson-Chastang C. // Nucleic Acids Res. 2016. V. 44. № 17. P. 8465-8478.
127. Johnson M.C., Ghalei H., Doxtader K.A., Karbstein K., Stroupe M.E. // Structure. 2017. V. 25. № 2. P. 329-340.
128. Schäfer T., Maco B., Petfalski E., Tollervey D., Böttcher B., Aebi U., Hurt E. // Nature. 2006. V. 441. № 7093. P. 651-655.
129. Ghalei H., Schaub F.X., Doherty J.R., Noguchi Y., Roush W.R., Cleveland J.L., Elizabeth M., Karbstein K. // J. Cell Biol. 2015. V. 208. № 6. P. 745-759.
130. Mitterer V., Gantenbein N., Birner-Gruenberger R., Murat G., Bergler H., Kressler D., Pertschy B. // Sci. Rep. 2016. V. 6. № 1. P. 1-11.
131. Scaiola A., Peña C., Weisser M., Böhringer D., Leibundgut M., Klingauf-Nerurkar P., Gerhardy S., Panse V.G., Ban N. // EMBO J. 2018. V. 37. № 7. e98499.
132. Turowski T.W., Lebaron S., Zhang E., Peil L., Dudnakova T., Petfalski E., Granneman S., Rappsilber J., Tollervey D. // Nucleic Acids Res. 2014. V. 42. № 19. P. 12189-12199.
133. Strunk B.S., Novak M.N., Young C.L., Karbstein K. // Cell.
2012. V. 150. № 1. P. 111-121.
134. Ferreira-Cerca S., Kiburu I., Thomson E., Laronde N., Hurt E. // Nucleic Acids Res. 2014. V. 42. № 13. P. 8635-8647.
135. Belhabich-Baumas K., Joret C., Jády B.E., Plisson-Chastang C., Shayan R., Klopp C., Henras A.K., Henry Y., Mougin A. // Nucleic Acids Res. 2017. V. 45. № 18. P. 10824-10836.
136. Ghalei H., Trepreau J., Collins J.C., Bhaskaran H., Strunk
B.S., Karbstein K. // Mol. Cell. 2017. V. 67. № 6. P. 990-1000.
137. Plassart L., Shayan R., Montellese C., Rinaldi D., Larburu N., Pichereaux C., Lebaron S., O'donohue M.-F., Kutay U., Marcoux J., et al. // eLife. 2021. V. 10. e61254.
138. Sleeman J.E. // Philos. Trans. A. Math. Phys. Eng. Sci. 2004. V. 362. № 1825. P. 2775-2793.
