CC BY
91
ОБЗОРЫ
УДК 577.29
Особенности процессинга теломеразных РНК дрожжей и человека
М. П. Рубцова1'2'3*, Д. П. Василькова1, Ю. В. Нарайкина34, О. А. Донцова123 Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, химический факультет, 119991, Москва, Ленинские горы, 1, стр. 3
2Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, Научно-исследовательский институт физико-химической биологии им. А.Н. Белозерского, 119991, Москва, Ленинские горы, 1,стр. 40
3Сколковский институт науки и технологий, 143026, Москва, территория инновационного центра «Сколково», ул. Нобеля, 3
4Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, факультет биоинженерии
и биоинформатики, 119991, Москва, Ленинские горы, 1, стр. 73
*E-mail: [email protected]
Поступила в редакцию 28.07.2016
Принята к печати 13.09.2016
РЕФЕРАТ Теломераза - один из ключевых компонентов аппарата поддержания длины концов линейных хромосом эукариот - теломер. В результате удаления затравки, используемой для репликации ДНК, линейные хромосомы укорачиваются в каждом раунде деления. На концах линейных хромосом находятся специальные повторяющиеся теломерные последовательности, которые предотвращают потерю генетической информации в результате недорепликации. В соматических клетках высших эукариот теломеры укорачиваются, пока не становятся настолько короткими, что уже не могут выполнять свою функцию. В таких обстоятельствах клетка претерпевает кризис и, как правило, погибает. В редких случаях происходит активация теломеразы, и клетка приобретает неограниченный потенциал деления. Некоторые клетки (половые, эмбриональные, стволовые, а также соматические клетки с высоким пролиферативным потенциалом) поддерживают теломеразную активность, необходимую им для выполнения своих функций. В большинстве соматических клеток теломераза не активна. Для активности теломеразы in vitro необходимы два основных компонента - теломеразная обратная транскриптаза и теломеразная РНК. Реактивация теломеразы в раковых клетках происходит в результате восстановления экспрессии гена обратной транс-криптазы. Экспрессия теломеразной РНК в большинстве клеток человека конститутивна, что позволяет предполагать другие функции этой РНК, еще недостаточно изученные. Настоящий обзор посвящен биогенезу теломеразных РНК дрожжей и человека. Мы решили остановиться именно на этих организмах ввиду того, что в последние годы произошел прорыв в изучении процессинга теломеразных РНК разных видов дрожжей и человека.
КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА процессинг, сплайсинг, теломераза, теломеразная РНК, транскрипция, экзосома. СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ TER - теломеразная РНК; hTR - теломеразная РНК человека; TLC1 - теломеразная РНК Saccharomyces cerevisiae; TERT - теломеразная обратная транскриптаза; мяРНК - малые ядерные РНК.
ВВЕДЕНИЕ
Теломераза представляет собой рибонуклеопроте-идный комплекс, содержащий обратную транскрип-тазу (TERT) - белковую субъединицу, обеспечивающую полимеразную активность, и теломеразную РНК (TER) [1, 2]. Теломеразная РНК содержит матрицу для синтеза теломер, а также выполняет важную архитектурную функцию, действуя как структурный каркас для формирования активного фермента [3]. В формировании активного цен-
тра теломеразы участвуют разные элементы сложной пространственной структуры теломеразной РНК, которые способствуют эффективному добавлению нуклеотидов в процессе синтеза теломерного повтора, а также транслокации фермента на тело-мере, необходимой для процессивного синтеза длинной теломерной последовательности [4]. С разными доменами теломеразной РНК взаимодействуют дополнительные белковые факторы, необходимые для ее стабилизации, эффективной сборки и регу-
Теломеразная РНК человека
связывания белка Ku
' Матричный участок Псевдоузел
■ Stem-terminus element (STE)
■ Видоспецифичный РНК-стабилизирующий элемент
р Участок связывания ISm-белков
В
Теломеразная РНК S. pombe
Участок
связывания
Sm-белков
Рис. 1. Структура теломеразных РНК. А - схематическое изображение вторичной структуры теломеразной РНК человека. Б - схематическое изображение вторичной структуры теломеразной РНК S. cerevisiae. В - схематическое изображение вторичной структуры теломеразной РНК S. ротЬе
ляции активности фермента, локализации и транспорта внутри клетки.
СТРУКТУРА ТЕЛОМЕРАЗНЫХ РНК
Теломеразные РНК дрожжей и млекопитающих, несмотря на высокую степень вариации как размеров, так и нуклеотидных последовательностей, содержат четыре консервативных структурных элемента, необходимых для образования и функционирования фермента [5 — 11]. Матричный участок, как следует из его названия, служит матрицей для синтеза тело-мер [3], псевдоузел участвует в позиционировании матричного участка в активном центре фермента [12] и вместе со STE-элементом (stem-terminus element) взаимодействует с TERT, а видоспецифичный З'-концевой элемент обеспечивает стабильность теломеразной РНК [13] и необходим для правильной внутриклеточной локализации теломеразной РНК [14-16] (рис. 1).
ПРОЦЕССИНГ И ЛОКАЛИЗАЦИЯ ТЕЛОМЕРАЗНЫХ РНК
Процессинг и локализация теломеразной РНК
Saccharomyces cerevisiae (TLC1)
В процессе транскрипции РНК-полимераза II синтезирует две формы теломеразной РНК: длинную полиаденилированную и короткую неполиаденили-рованную. Судьба длинной полиаденилированной формы в настоящий момент плохо изучена. Известно, что доля этой формы составляет 10% от всей теломеразной РНК клетки, но она не поддерживает активность теломеразы [17]. Предполагается, что длинная полиаденилированная теломеразная РНК может процессироваться до зрелой каталитически активной формы. Известно, что экспрессия TLC1 дрожжей S. cerevisiae под контролем сильного промотора (pGal4), направляющего экспрессию белок-кодирующих генов, приводит к накоплению полиа-
денилированной формы, но не влияет на содержание неполиаденилированной, а нарушение системы по-лиаденилирования блокирует образование полиаде-нилированной формы и сильно снижает количество зрелой TLC1 в клетке [17, 18]. Эти данные позволяют предполагать, что длинный полиаденилированный первичный транскрипт может подвергаться про-цессингу с образованием зрелой теломеразной РНК, хотя экспериментальных данных, подтверждающих такой механизм, до сих пор не получено.
В клетках дрожжей в образовании двух форм первичного транскрипта теломеразной РНК принимают участие разные транскрипционные комплексы, ассоциированные с РНК-полимеразой II. РНК-полимераза II на стадии инициации транскрипции образует комплекс с факторами терминации и про-цессинга, т.е. промотор определяет механизм терми-нации. Оказалось, что полиаденилированная и непо-лиаденилированная формы первичного транскрипта теломеразной РНК S. cerevisiae образуются независимо. Нарушение сигналов полиаденилирования приводит к исчезновению длинной полиаденилиро-ванной формы TLC1, но не влияет на образование неполиаденилированной зрелой формы [18]. TLC1 ассоциирована с факторами терминации транскрипции Nrd1-Nab3-Sen1, характерными для некодирующих РНК [19]. В З'-концевой области гена TLC1 находятся участки связывания факторов терминации Nab3 и Nrd1, делеция которых приводит к накоплению полиаденилированного первичного транскрипта [18, 19]. Известно, что факторы терминации Nrd1, Nab3 и Sen1 ассоциированы с комплексом, состоящим из РНК-полимеразы II, кеп-связывающего комплекса (CBP80, CBP20), экзосомы и TRAMP [20]. В состав TRAMP входят белки TRF4/5 (неканоническая поли(А)-полимераза), Air1/2 (РНК-связывающий белок) и РНК-хеликаза MTR4 [21, 22]. TRF4 добавляет короткую олиго(А)-последовательность, создавая неструктурированный З'-конец таких некодирующих РНК, как малые ядерные, ядрышковые и TLC1, который может процессироваться экзосомой [18, 23-26]. Работу экзосомы ограничивают Sm-белки, ассоциированные с З'-концевым участком зрелой теломеразной РНК. Если экзосома не встречает на своем пути преграды в виде комплекса Sm-белков, то она полностью деградирует малые ядерные и ядрышковые РНК, а также теломеразную РНК [27] (рис. 2).
Локализация в клетке и сборка активного теломеразного комплекса S. cerevisiae Один из важных этапов биогенеза теломеразной РНК и самой теломеразы - правильная внутриклеточная локализация их компонентов (рис. 2). Как уже сказано, первичный транскрипт теломеразной РНК
как дрожжей, так и человека подвергается котран-скрипционному процессингу с последующим созреванием или деградацией при помощи экзосомы. При правильном созревании теломеразная РНК S. cerevisiae оказывается в ядрышке, где происходит гиперметилирование ее кепа ферментом Tgs1 [28]. Триметилированная процессированная форма TLC1 экспортируется из ядра системой ядерно-цитоплаз-матического транспорта [29]. За экспорт теломеразной РНК отвечают Crm1/Xpo1, а также факторы экспорта мРНК Mex67 и Dbp5/Rat8. В цитоплазме теломеразная РНК образует комплекс с белковыми субъединицами теломеразы Est1, Est2 и Est3, после чего факторы импорта в ядро, Mtr10 и Kap122, переносят фермент обратно в ядро [29-31], где в поздней S-фазе он взаимодействует с теломерами и удлиняет их.
Процессинг теломеразных РНК делящихся дрожжей
Теломеразная РНК претерпела в процессе эволюции значительные изменения, которые коснулись как структуры, так и механизма процессинга. В настоящий момент не остается сомнений, что у всех организмов теломеразная РНК синтезируется в виде длинного предшественника, правильный процессинг которого приводит к появлению зрелой каталитически активной теломеразной РНК. Теломеразная РНК участвует в тонкой регуляции состояния клетки, поэтому для правильного функционирования те-ломеразной РНК ее количество в клетке необходимо поддерживать на физиологическом уровне. В делящихся дрожжах (Schizosaccharomycetes) [32], дрожжах Hansenula polymorha (Saccharomycetaceae) [33] и других грибах (Sordariaceae, Trichocomaceae) [34] предшественник теломеразной РНК синтезируется РНК-полимеразой II в виде полиаденилированного транскрипта (рис. 3). Первичный транскрипт тело-меразной РНК в клетках этих организмов содержит два экзона, интрон и поли(А)-последовательность на 3'-конце. Процессинг первичного транскрипта осуществляет сплайсосома. В результате первой стадии сплайсинга (разрезание в 5'-участке сплайсинга) образуется зрелая форма теломеразной РНК. Впервые процессинг, осуществляемый сплайсосомой, был обнаружен в клетках дрожжей Schizosaccharomyces pombe [32]. Как известно, сплайсинг является стро-гокоординированным процессом, все стадии которого протекают очень быстро и в строго определенном порядке. На первой стадии 2'-гидроксильная группа аденозина в точке ветвления, находящейся в середине участка ветвления, атакует 5'-концевой участок сплайсинга по сахарофосфатному остову. В результате образуется интермедиат, имеющий структу-
Est2
• a-ßGppp (CH3)3Gppp
Dbp5
Рис. 2. Модель процессинга и локализации теломеразной РНК S. cerevisiae
ру лассо, где 5'-конец интрона присоединен к точке ветвления через 2'-5'-связь. Освободившаяся 3'-ги-дроксильная группа 5'-концевого экзона атакует З'-концевой участок сплайсинга, что приводит к соединению экзонов и выщеплению интрона в виде ла-риата. В состав сплайсосомы входят малые ядерные РНК (мяРНК) U1, U2, U4, U5 и U6, которые за счет комплементарных взаимодействий с разными участками пре-мРНК направляют и обеспечивают быстрое и точное прохождение сплайсинга [35]. Оказалось, что замедление сплайсинга предшественника TER после эффективной первой стадии обусловлено особенностями регуляторных участков самой теломе-разной РНК [32, 36]. В S. pombe расстояние между точкой ветвления и 3'-концевым участком сплайсинга теломеразной РНК равно 22 нуклеотидам [32], что примерно в 2 раза больше, чем у большинства интронов этого организма [37]. Укорочение интрона до 14 нуклеотидов приводит к полному сплайсингу
и деградации теломеразной РНК [32]. Дальнейший анализ участков сплайсинга выявил интересные особенности [31, 35]. Оказалось, что неполная ком-плементарность 5'-концевого участка сплайсинга Ш мяРНК [32], высокая степень комплементарности участка ветвления и и2 мяРНК, большое расстояние между точкой ветвления и З'-концевым участком сплайсинга, а также слабый полипиримидиновый тракт синергично снижают скорость перехода ко второй стадии сплайсинга [36]. В процессинге теломеразной РНК ротЬе участвуют белки РгР22 и РгР43, являющиеся хеликазами с DExD/H-боксом [36]. Эти белки, используя энергию гидролиза АТР, высвобождают интермедиаты сплайсинга при замедлении второй стадии (лигирование экзонов). Таким образом происходит высвобождение сплайсосомы, застывшей на интермедиатах, когда переход ко второй стадии сплайсинга затруднен [38]. Мутации, ингибирующие АТР-азную активность этих белков, значительно
Рис. 3. Модель процессинга теломеразной РНК S. pombe
увеличивают содержание полностью сплайсирован-ной формы TER1 [36].
Известно, что с теломеразной РНК дрожжей S. cerevisiae связаны Sm-белки [39], которые также взаимодействуют с и1, и2, и4 и и5 мяРНК [40, 41]. Участок связывания Sm-белков расположен в нескольких ну-клеотидах от З'-конца зрелой формы [39]. В клетках S. pombe сплайсосома разрезает TER1 на расстоянии одного нуклеотида от участка связывания Sm-белков, что может нарушать стабильность этого комплекса. Оказалось, что Sm-белки взаимодействуют с поли-аденилированным предшественником TER1 и способствуют его разрезанию сплайсосомой [42]. Smd2 привлекает Tgs1, который осуществляет посттранскрипционное гиперметилирование TER1 с образованием 2,2,7-триметилгуанозинового 5'-кепа. После
разрезания и гиперметилирования TER1 Sm-белки диссоциируют и замещаются Lsm-белками (рис. 3), которые защищают теломеразную РНК от деградации экзосомой [42].
Впоследствии выяснилось, что другие виды делящихся дрожжей, а также грибов поддерживают процессинг теломеразной РНК путем разрезания предшественника сплайсосомой. У S. cryophilius и S. octoporus 5'-концевой участок сплайсинга содержит цитозин в третьем положении, что стабилизирует взаимодействие с U6 мяРНК на первой стадии и замедляет переход ко второй [43]. У Aspergillus sp. и Neurospora crassa первый нуклеотид 5'-концево-го участка сплайсинга - аденин - важен для высвобождения процессированного продукта после первой стадии сплайсинга [33, 42]. Предполагается, что об-
Хгп1
цитоплазма
Л л
г« а .
сборка теломеразного ^омплекса
ф. ^ П
Рис. 4. Модель процессинга и локализации теломеразной РНК человека
разование неканонических взаимодействий между первым и последним гуанозином в интроне необходимо для позиционирования 3'-концевого участка сплайсинга во второй реакции трансэтерифика-ции и лигирования экзонов [44], а замена гуанозина на аденин в теломеразных РНК, наиболее близких к общему предку грибов семейств Рег1готусоЫпа и Тар^тотусоЫпа, препятствует образованию правильной трехмерной структуры и приводит к остановке сплайсинга после первой реакции трансэте-рификации и последующей диссоциации застывшей сплайсосомы [34, 36, 43].
Кардинальные различия в механизме процессинга теломеразных РНК у эволюционно-родственных организмов не влияют на строгий контроль количества и качества теломеразной РНК в клетке. В клетках дрожжей экзосома деградирует неправильно про-цессированную теломеразную РНК так же, как РНК, не образовавшую комплекс с белками, регулирующими ее локализацию и активность.
Процессинг и локализация теломеразной РНК человека
Теломеразные РНК дрожжей и человека значительно различаются длиной и структурой, однако при этом сохраняется консервативность основных элементов, важных для формирования и функционирования теломеразного комплекса. Зрелая тело-меразная РНК человека (hTR) состоит из 451 нукле-отида [45]. Транскрипцию гена hTR осуществляет РНК-полимераза II [46]. Промотор гена hTR достаточно хорошо картирован, а терминаторная область изучена плохо [47]. Предполагается, что сначала образуется первичный транскрипт, длина которого до сих пор не определена. Удлиненную до 541 нукле-отида форму теломеразной РНК человека выявили первоначально методом обратной транскрипции с последующей ПЦР-амплификацией [45]. Более свежие данные, полученные методом высокопроизводительного секвенирования, свидетельствуют о существовании первичного транскрипта теломеразной РНК
длиной до 1451 нуклеотида [48]. 3'-Концевой домен теломеразной РНК человека образует структуру, схожую со структурами, общими для РНК семейства Н/АСА [49]. Эта структура состоит из двух шпилек, соединенных одноцепочечной петлей H, и содержит одноцепочечный мотив 5'-АСА-3', находящийся в 3 нуклеотидах от 3'-конца зрелой теломеразной РНК (рис. 1). Н/АСА-шпильки ассоциированы с набором из четырех белков: дискерина, NHP2, NOP10 и GAR1 [13]. Н/АСА-шпилька и белки, связанные с ней, обеспечивают стабильность теломеразной РНК, так же как и других Н/АСА-РНК. Известно, что Н/АСА-РНК служат гидами при направленном псевдоури-дилировании рибосомных РНК, но мишень теломе-разной РНК не определена, поэтому Н/АСА-мотиву в ее составе отводится только стабилизирующая функция.
Совмещение методов глубокого секвенирования и определения 3'-конца РНК (3'-RACE) позволило выявить гетерогенность 3'-конца теломеразной РНК человека [50]. Оказалось, что 3'-концевая последовательность может содержать от одного до семи дополнительных нуклеотидов, соответствующих геномной последовательности, и короткий олиго(А)-участок (1-10 нуклеотидов). Таким образом, можно заключить, что теломеразная РНК синтезируется в виде удлиненного предшественника, который процесси-руется с образованием промежуточной олигоадени-лированной формы.
Известно, что мяРНК, содержащие Н/АСА-мотивы, подвергаются процессингу при помощи экзосомы [51]. В клетках млекопитающих экзосо-му к ее субстрату привлекают несколько белковых комплексов. Известно, что комплекс TRAMP (TRF4, ZCCHC7 и MTR4) участвует в деградации некодиру-ющих РНК и аберрантных транскриптов в ядрышке. Для этого белок TRF4 олигоаденилирует транскрипт, что служит сигналом для деградации экзосомой [51, 52]. Комплекс NEXT (RBM7, ZCCHC8 и MTR4) привлекает экзосому на активно транскрибируемые РНК и так называемые PROMoter uPstream Transcripts (PROMPTs), синтез которых начинается перед промоторами кодирующих генов [53, 54]. NEXT взаимодействует с кеп-связывающим комплексом (CBC), образуя комплекс CBCN и осуществляя ко-транскрипционный кеп-зависимый 3'-процессинг или деградацию РНК в ядре [54-57].
Инактивирующие мутации в гене PARN1, кодирующем поли(А)-рибонуклеазу 1, были обнаружены недавно у больных с выраженными проявлениями дискератоза, заболевания, связанного с короткими теломерами [58]. Оказалось, что нарушения в функционировании, а также нокдаун гена PARN1 приводят к снижению общего количества теломеразной
РНК в клетках при увеличении доли непроцессиро-ванной олигоаденилированной РНК [16, 47, 58, 59]. В группе Baumann обнаружили, что сплайсостатин А, ингибитор сплайсинга, не влияет на процессинг теломеразной РНК человека [48], в то время как изо-гинкгетин, который блокирует работу не только сплайсосомы, но и экзосомы [55], ингибирует процес-синг этой РНК, приводя к накоплению 3'-удлиненной формы. В клетках со сниженным содержанием белка RRP40, основного компонента экзосомы, а также ассоциированных с ней двух нуклеаз - RRP6 и DIS3 -происходит накопление удлиненной с 3'-конца и зрелой форм теломеразной РНК и снижение количества олигоаденилированной формы. Зрелая теломераз-ная РНК накапливается и при нокдауне компонента микропроцессора DGCR8. Оказалось, что DGCR8 участвует в привлечении экзосомы к мяРНК и те-ломеразной РНК, регулируя таким образом их общее количество в клетке [60]. Нокдаун компонентов NEXT, а также комплекса СВС способствует накоплению 3'-удлиненной формы теломеразной РНК [48]. Белок TRF4, компонент TRAMP, а также канонические поли(А)-полимеразы PAPa и РАРу осуществляют олигоаденилирование предшественника теломеразной РНК [61]. Интересно, что олигоадени-лирование теломеразной РНК белком TRF4 способствует ее деградации, а PAPa/y участвует в процес-синге с образованием зрелой теломеразной РНК [61]. Олигоаденилированную форму теломеразной РНК человека стабилизирует PABPN1 (ядерный поли(А)-связывающий белок 1), который стимулирует синтез поли(А)-последовательности и привлекает PARN, способствуя созреванию hTR. Свободная олиго(А)-последовательность, не защищенная PABPN1, служит сигналом деградации РНК комплексом TRAMP с экзосомой [61].
Одну из важных ролей в процессинге теломераз-ной РНК человека играют белки, взаимодействующие с доменом Н/АСА. Дискерин, N0P10, NHP2, NAF1 и GAR1 являются РНК-шаперонами, и их взаимодействие с теломеразной РНК в ходе процес-синга стабилизирует ее, предотвращая деградацию экзосомой. Дискерин защищает теломеразную РНК от деградации ядерной 3'-5'-экзосомой. Нокдаун дис-керина и мутации, нарушающие связывание тело-меразной РНК с этим белком, приводят к снижению количества зрелой формы теломеразной РНК в клетках, тогда как нокдаун дискерина и PARN1 вызывают накопление теломеразной РНК в цитоплазмати-ческих тельцах, названных cyTER (cytoplasmic TER). Деградация теломеразной РНК с 5'-конца, осуществляемая декепирующим белком DCP2 и 5'-3'-экзо-нуклеазой XRN1 [16], также свидетельствует о ци-топлазматической локализации теломеразной РНК.
Суммируя данные по процессингу теломеразной РНК человека, можно предложить общую схему ее синтеза и созревания (рис. 4). Первичный транскрипт во время синтеза РНК-полимеразой II кепи-руется и взаимодействует с дискерином, NOP10, NHP2 и NAF1, которые стабилизируют и защищают РНК от деградации [62]. Часть теломеразной РНК, с которой связан дискерин и другие шапероны, претерпевает процессинг с образованием зрелой формы. Для этого комплекс NEXT c экзосомой привлекается СВС-комплексом и укорачивает длинный предшественник в ядре до тех пор, пока не встречает преграду в виде комплекса белков, связанных с мотивом Н/АСА [48]. Такой продукт содержит от одного до семи дополнительных нуклеотидов на З'-конце. Ядерные поли(А)-полимеразы PAPa, PAPy и TRF4, компонент ассоциированного с экзосомой ядрышко-вого комплекса TRAMP, олигоаденилируют такой субстрат [48, 60]. Олигоаденилированный предшественник взаимодействует с PABPN1 [60], который защищает его от дальнейшей деградации, а также привлекает PARN1 [16, 48, 59, 60]. PARN1 аккуратно укорачивает олиго(А)-последовательность и оставшиеся дополнительные нуклеотиды, образуя зрелую форму теломеразной РНК. Первичный транскрипт, который не образовал комплекс с дискерином и другими шаперонами, подвергается деградации комплексом TRAMP с экзосомой. Некоторая часть первичного транскрипта экспортируется из ядра в цитоплазму, где декепируется белком DCP2 и подвергается деградации цитоплазматической 5'-3'-эк-зонуклеазой XRN1 [16].
Известно, что в опухолевых клетках линии HeLa теломеразная РНК накапливается в тельцах Кахаля. В структуре теломеразной РНК выделяют участок, так называемый САВ-бокс, отвечающий за ее локализацию в тельцах Кахаля, где происходит взаимодействие теломеразы с теломерой [63]. Мутации в САВ-боксе [14], так же как и мутации в белке TCAB1 [64], нарушают локализацию теломеразной РНК человека в тельцах Кахаля. TCAB1 взаимодействует с САВ-боксом теломеразной РНК и обеспечивает ее локализацию в тельцах Кахаля [64]. И мутации, и отсутствие ТСАВ1 не влияют на ферментативную активность теломеразы, но препятствуют ее локализации в тельцах Кахаля и на те-ломерах [65]. Вероятно, hTERT может образовать комплекс с hTR как в ядре, так и в цитоплазме, но в локализации теломеразы на теломере участвуют тельца Кахаля и непосредственно теломеразная РНК.
В последних работах по изучению процессинга и локализации теломеразных РНК дрожжей и человека показано, что количество теломеразной РНК
в клетке находится под очень строгим контролем. Предполагается, что процессинг и деградация тело-меразной РНК являются конкурирующими процессами, баланс которых регулирует количество тело-меразной РНК в клетке. Обнаружение теломеразной РНК в цитоплазме ставит новые вопросы. Непонятно, необходима ли эта стадия для процессинга или сборки теломеразы или теломеразная РНК человека выполняет в клетке альтернативные функции, некоторые из которых описаны ранее [66].
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Теломераза поддерживает пролиферативный потенциал клеток, что делает ее одним из важнейших объектов изучения старения и трансформации клетки. Нарушения в функционировании теломе-разы приводят к развитию опухолей и теломеропа-тий. Один из основных компонентов теломеразы -теломеразная РНК, ген которой экспрессируется в большинстве типов клеток на протяжении всей жизни. Экспрессия гена hTERT, кодирующего второй компонент теломеразы, тонко регулируется, и активация фермента зависит от появления белка hTERT в клетке. Механизм синтеза и процессинга теломеразной РНК привлекает внимание ученых уже больше 10 лет, а за последнее время произошел настоящий прорыв в изучении этой важной стадии биогенеза теломеразы. Одной из наиболее важных особенностей процессинга теломеразных РНК является тонкая регуляция количества этой молекулы в клетке. Как у дрожжей, так и у человека в процес-синге теломеразной РНК участвует экзосома, которая быстро деградирует РНК, не защищенную РНК-шаперонами. Оказывается, большая часть продукта транскрипции гена теломеразной РНК деградирует в процессе биогенеза. Нарушения процессинга приводят к деградации теломеразной РНК, что вызывает развитие ряда заболеваний, относящихся к теломе-ропатиям.
Несмотря на прогресс в понимании механизмов процессинга теломеразной РНК, остаются вопросы, ответы на которые пока не найдены. Полное и детальное понимание как механизмов функционирования, так и биогенеза теломеразы позволит разработать новые подходы к терапии заболеваний, развитие которых связано с нарушениями системы поддержания теломер. •
Работа по изучению механизмов процессинга теломеразных РНК осуществлена при поддержке РФФИ (грант № 14-04-01637 А), работа по анализу внутриклеточной локализации
теломеразных РНК выполнена при поддержке РНФ (грант № 16-14-10047).
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Greider C.W., Blackburn E.H. // Cell. 1987. V. 51. № 6. P. 887-898.
2. Morin G.B. // Cell. 1989. V. 59. № 3. P. 521-529.
3. Shippen-Lentz D., Blackburn E.H. // Science. 1990. V. 247. № 4942. P. 546-552.
4. Blackburn E.H., Collins K. // Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2011. V. 3. № 5. a003558.
5. Theimer C.A., Feigon J. // Curr. Opin. Struct. Biol. 2006. V. 16. № 3. P. 307-318.
6. Egan E.D., Collins K. // RNA. 2012. V. 18. № 10. P. 1747-1759.
7. Schmidt J.C., Cech T.R. // Genes Dev. 2015. V. 29. № 11. P. 1095-1105.
8. Zhang Q., Kim N.-K., Feigon J. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2011. V. 108. № 51. P. 20325-20332.
9. Qi X., Li Y., Honda S., Hoffmann S., Marz M., Mosig A., Podlevsky J.D., Stadler P.F., Selker E.U., Chen J.J.-L. // Nucl. Acids Res. 2013. V. 41. № 1. P. 450-462.
10. Webb C.J., Zakian V.A. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2008. V. 15. № 1. P. 34-42.
11. Eвфратов С.А., Смекалова Е.М., Головин А.В., Логвина Н.А., Зверева М.Э., Донцова О.А. // Acta Naturae. 2014. Т. 6. № 2. С. 41-47.
12. Niederer R.O., Zappulla D.C. // RNA. 2015. V. 21. № 2. P. 254-261.
13. Fu D., Collins K. // Mol. Cell. 2003. V. 11. № 5. P. 1361-1372.
14. Jady B.E., Bertrand E., Kiss T. // J. Cell Biol. 2004. V. 164. № 5. P. 647-652.
15. Kiss T., Fayet-Lebaron E., Jady B.E. // Mol. Cell. 2010. V. 37. № 5. P. 597-606.
16. Shukla S., Schmidt J.C., Goldfarb K.C., Cech T.R., Parker R. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2016. V. 23. № 4. P. 286-292.
17. Chapon C., Cech T.R., Zaug A.J. // RNA 1997. V. 3. № 11. P. 1337-1351.
18. Смекалова Е.М., Шубернецкая О.С., Зверева М.Э., Громен-ко Е.В., Рубцова М.П., Донцова О.А. // Биохимия. 2012. Т. 77. № 10. С. 1350-1361.
19. Jamonnak N., Creamer T. J., Darby M.M., Schaughency P., Wheelan S.J., Corden J.L. // RNA. 2011. V. 17. № 11. P. 20112025.
20. Noël J.-F., Larose S., Abou Elela S., Wellinger R.J. // Nucl. Acids Res. 2012. V. 40. № 12. P. 5625-5636.
21. Vasiljeva L., Buratowski S. // Mol. Cell. 2006. V. 21. № 2. P. 239-248.
22. Porrua O., Libri D. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2015. V. 16. № 3. P. 190-202.
23. Jia H., Wang X., Anderson J.T., Jankowsky E. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2012. V. 109. № 19. P. 7292-7297.
24. Jia H., Wang X., Liu F., Guenther U.-P., Srinivasan S., Anderson J.T., Jankowsky E. // Cell. 2011. V. 145. № 6. P. 890-901.
25. Wyers F., Rougemaille M., Badis G., Rousselle J.-C., Dufour M.-E., Boulay J., Régnault B., Devaux F., Namane A., Séraphin B., et al. // Cell. 2005. V. 121. № 5. P. 725-737.
26. Houseley J., LaCava J., Tollervey D. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2006. V. 7. № 7. P. 529-539.
27. Coy S., Volanakis A., Shah S., Vasiljeva L. // PLoS One. 2013. V. 8. № 6. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/ PMC3675052/.
28. Mouaikel J., Verheggen C., Bertrand E., Tazi J., Bordonné R. // Mol. Cell. 2002. V. 9. № 4. P. 891-901.
29. Gallardo F., Olivier C., Dandjinou A.T., Wellinger R.J., Chartrand P. // EMBO J. 2008. V. 27. № 5. P. 748-757.
30. Ferrezuelo F., Steiner B., Aldea M., Futcher B. // Mol. Cell. Biol. 2002. V. 22. № 17. P. 6046-6055.
31. Wu H., Becker D., Krebber H. // Cell Rep. 2014. V. 8. № 6. P. 1630-1638.
32. Box J.A., Bunch J.T., Tang W., Baumann P. // Nature. 2008. V. 456. № 7224. P. 910-914.
33. Smekalova E.M., Malyavko A.N., Zvereva M.I., Mardanov A.V., Ravin N.V., Skryabin K.G., Westhof E., Dontsova O.A. // RNA. 2013. V. 19. № 11. P. 1563-1574.
34. Qi X., Rand D.P., Podlevsky J.D., Li Y., Mosig A., Stadler P.F., Chen J.J.-L. // Nat. Commun. 2015. V. 6. P. 6105.
35. Wahl M.C., Will C.L., Lührmann R. // Cell. 2009. V. 136. № 4. P. 701-718.
36. Kannan R., Hartnett S., Voelker R.B., Berglund J.A., Staley J.P., Baumann P. // Genes Dev. 2013. V. 27. № 6. P. 627-638.
37. Zhang M.Q., Marr T.G. // Nucl. Acids Res. 1994. V. 22. № 9. P. 1750-1759.
38. Semlow D.R., Staley J.P. // Trends Biochem. Sci. 2012. V. 37. № 7. P. 263-273.
39. Seto A.G., Zaug A.J., Sobel S.G., Wolin S.L., Cech T.R. // Nature. 1999. V. 401. № 6749. P. 177-180.
40. Raker V.A., Plessel G., Lührmann R. // EMBO J. 1996. V. 15. № 9. P. 2256-2269.
41. Patel S.B., Bellini M. // Nucl. Acids Res. 2008. V. 36. № 20. P. 6482-6493.
42. Tang W., Kannan R., Blanchette M., Baumann P. // Nature. 2012. V. 484. № 7393. P. 260-264.
43. Kannan R., Helston R.M., Dannebaum R.O., Baumann P. // Nat. Commun. 2015. V. 6. P. 6104.
44. Parker R., Siliciano P.G. // Nature. 1993. V. 361. № 6413. P. 660-662.
45. Feng J., Funk W.D., Wang S.S., Weinrich S.L., Avilion A.A., Chiu C.P., Adams R.R., Chang E., Allsopp R.C., Yu J. // Science. 1995. V. 269. № 5228. P. 1236-1241.
46. Egan E.D., Collins K. // Mol. Cell. Biol. 2012. V. 32. № 13. P. 2428-2439.
47. Zhao J.Q., Hoare S.F., McFarlane R., Muir S., Parkinson E.K., Black D.M., Keith W.N. // Oncogene. 1998. V. 16. № 10. P. 1345-1350.
48. Tseng C.-K., Wang H.-F., Burns A.M., Schroeder M.R., Gaspari M., Baumann P. // Cell Rep. 2015. V. 13. № 10. P. 2232-2243.
49. Mitchell J.R., Collins K. // Mol. Cell. 2000. V. 6. № 2. P. 361371.
50. Goldfarb K.C., Cech T.R. // BMC Mol. Biol. 2013. V. 14. P. 23.
51. Berndt H., Harnisch C., Rammelt C., Stöhr N., Zirkel A., Dohm J.C., Himmelbauer H., Tavanez J.-P., Hüttelmaier S., Wahle E. // RNA. 2012. V. 18. № 5. P. 958-972.
52. Rammelt C., Bilen B., Zavolan M., Keller W. // RNA. 2011. V. 17. № 9. P. 1737-1746.
53. LaCava J., Houseley J., Saveanu C., Petfalski E., Thompson E., Jacquier A., Tollervey D. // Cell. 2005. V. 121. № 5. P. 713-724.
54. Ntini E., Järvelin A.I., Bornholdt J., Chen Y., Boyd M., J0r-gensen M., Andersson R., Hoof I., Schein A., Andersen P.R., et al. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2013. V. 20. № 8. P. 923-928.
55. Andersen P.R., Domanski M., Kristiansen M.S., Storvall
H., Ntini E., Verheggen C., Schein A., Bunkenborg J., Poser
I., Hallais M., et al. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2013. V. 20. № 12. P. 1367-1376.
56. Lubas M., Christensen M.S., Kristiansen M.S., Domanski M., Falkenby L.G., Lykke-Andersen S., Andersen J.S., Dziem-bowski A., Jensen T.H. // Mol. Cell. 2011. V. 43. № 4. P. 624-637.
57. Lubas M., Andersen P.R., Schein A., Dziembowski A., Kudla G., Jensen T.H. // Cell Rep. 2015. V. 10. № 2. P. 178-192.
58. Tummala H., Walne A., Collopy L., Cardoso S., de la Fuente
J., Lawson S., Powell J., Cooper N., Foster A., Mohammed S., et al. // J. Clin. Invest. 2015. V. 125. № 5. P. 2151-2160.
59. Moon D.H., Segal M., Boyraz B., Guinan E., Hofmann I., Cahan P., Tai A.K., Agarwal S. // Nat. Genet. 2015. V. 47. № 12. P. 1482-1488.
60. Macias S., Cordiner R.A., Gautier P., Plass M., Caceres J.F. // Mol. Cell. 2015. V. 60. № 6. P. 873-885.
61. Nguyen D., Grenier St-Sauveur V., Bergeron D., Dupuis-Sandoval F., Scott M.S., Bachand F. // Cell Rep. 2015. V. 13. № 10. P. 2244-2257.
62. Egan E.D., Collins K. // Mol. Cell. Biol. 2010. V. 30. № 11. P. 2775-2786.
63. Cristofari G., Adolf E., Reichenbach P., Sikora K., Terns R.M., Terns M.P., Lingner J. // Mol. Cell. 2007. V. 27. № 6. P. 882-889.
64. Venteicher A.S., Abreu E.B., Meng Z., McCann K.E., Terns R.M., Veenstra T.D., Terns M.P., Artandi S.E. // Science. 2009. V. 323. № 5914. P. 644-648.
65. Stern J.L., Zyner K.G., Pickett H.A., Cohen S.B., Bryan T.M. // Mol. Cell. Biol. 2012. V. 32. № 13. P. 2384-2395.
66. Рубцова М.П., Василькова Д.П., Малявко А.Н., Нарайкина Ю.В., Зверева М.Э., Донцова О.А. // Acta Naturae. 2012. Т. 4. № 2. С. 44-61.
