CC BY
14
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЕ СТАТЬИ УДК 577.352.465; 576.32/.36
Роль адаптерного белка MIM в актин-зависимой регуляции эпителиальных натриевых каналов (ENaC)
Л. С. Шуйский1,2*, В. В. Левченко2, Ю. А. Негуляев1,3, А. В. Старущенко2, Д. В. Илатовская2,4 Институт цитологии РАН, 194064, Россия, Санкт-Петербург, Тихорецкий просп., 4 2Department of Physiology, Medical College of Wisconsin, 8701 Watertown Plank Road, Milwaukee, WI 53226, USA
3Санкт-Петербургский политехнический университет Петра Великого, кафедра медицинской
физики, 195251, Россия, Санкт-Петербург, Политехническая ул., 2
4Medical University of South Carolina, Department of Medicine, Division of Nephrology, 96
Jonathan Lucas St, MSC 629 CSB 822, Charleston, SC 29425, USA
*E-mail: [email protected]
Поступила в редакцию 09.11.2017
Принята к печати 03.04.2018
РЕФЕРАТ Эпителиальные натриевые каналы (ENaC) располагаются на апикальной мембране клеток различных эпителиев, в частности, в собирательных трубочках почки, где обеспечивают тонкую регуляцию ре-абсорбции ионов натрия. Динамические перестройки актинового цитоскелета являются одним из основных механизмов регуляции активности ENaC. В этот процесс вовлечены актинсвязывающие белки кортактин и комплекс Arp2/3, которые уменьшают вероятность открытого состояния канала; однако до сих пор неизвестны конкретные звенья регуляции активности ENaC. Мы предположили, что одним из компонентов регуляции может быть адаптерный белок MIM (missing-in-metastasis), обладающий доменами связывания с Р1Р2-богатыми участками плазматической мембраны, микрофиламентами, GTP-азами Rac (домен IMD), а также кортактином (домен PRD) и G-актином (домен WH2). Вовлечение белка MIM в актин-зависимую регуляцию ENaC изучали с использованием метода локальной фиксации потенциала (patch-clamp) в конфигурации whole-cell на модели временной трансфекции клеток линии CHO. Котрансфекция субъединиц ENaC с белком MIM или его мутантными формами привела к уменьшению плотности ENaC-опосредованного тока. Временная трансфекция клеток разными формами белка MIM выявила важную роль доменов PRD и WH2 в индукции перестроек актинового цитоскелета. Результаты электрофизиологических исследований и окрашивание актинового цитоскелета дают основание предполагать, что белок MIM, вероятно, входит в состав мультибелкового комплекса, отвечающего за актин-зависимую регуляцию активности ENaC.
КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА ENaC, MIM, кортактин, комплекс Arp2/3, актиновый цитоскелет.
СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ ENaC - эпителиальный натриевый канал; mENaC - эпителиальный натриевый канал мыши; MIM (missing-in-metastasis) - адаптерный белок; mtssl - ген, кодирующий белок MIM.
ВВЕДЕНИЕ
В эпителиальных клетках микрофиламенты (МФ, фибриллярный актин, или F-актин) вовлечены в регуляцию клеточных контактов, образование ламел-лоподий и филоподий, модуляцию активности ионных каналов и другие процессы [1, 2]. Актиновый цитоскелет прямо или опосредованно (при участии актинсвязывающих белков) связан с цитоплазмати-ческими участками ионных каналов и регулирует их воротные свойства, встраивание, интернализацию и др. [3-11]. Показано прямое взаимодействие акти-нового цитоскелета с эпителиальными натриевыми
каналами (ENaC) [11-14], водными каналами аква-порин 2 (AQP2) [15-17], каналами «муковисцидоза» (CFTR) [18-20] и др. Реорганизация актинового ци-тоскелета влияет на активность ионных каналов [7, 21-24]. Действие цитохалазина Д приводит к увеличению вероятности открытого состояния (Р ) ENaC [10]. Предполагается, что именно короткие микрофиламенты, а не глобулярный G-актин или длинные фибриллы F-актина, регулируют активность различных ионных каналов [5, 10, 25, 26].
Ионные каналы Е^С, относящиеся к суперсемейству DEG/ENaC (дегенерины/эпителиальные натри-
евые каналы), экспрессируются в различных органах и тканях человека и животных (эпителии почки, легких, кишечника и др.) и обеспечивают направленный перенос ионов натрия от апикальной мембраны к базолатеральной. Отличительной чертой каналов суперсемейства DEG/ENaC является блокирование диуретиком амилоридом в наномолярной концентрации [27]. Согласно современным представлениям, функциональный канал ENaC образован тремя субъединицами - а, в, у в соотношении 1 : 1 : 1 [28, 29]. В почке ENaC экспрессируется в эпителиальных клетках собирательных трубочек и опосредует регулируемую реабсорбцию ионов натрия, играя важную роль в поддержании водно-солевого гомеостаза и в регуляции давления крови [30, 31]. Обнаружена колокализация ENaC с актиновыми филаментами [14, 32] и актинсвязывающими белками (анкирин, спектрин и др. [33]). Показано взаимодействие канала с S^-доменом а-спектрина за счет богатого пролином участка на С-конце а-субъединицы ENaC [25, 33, 34]. Существующая модель регуляции ENaC постоянно дополняется новыми данными - недавно было выявлено, что в доставке ENaC на апикальную мембрану клеток в собирательных трубочках почки участвует цитоскелетсвязывающий белок анки-рин G [35]. Нами предложена модель, согласно которой кортактин (через комплекс Arp2/3) является связующим звеном между каналом и цитоскелетом клеток собирательных трубочек почки мыши [36]. Взаимодействие ENaC с цитоскелетом через адап-терные белки играет важную функциональную роль в регуляции реабсорбции натрия в дистальном отделе нефрона.
В 2002 году был открыт адаптерный белок MIM (missing-in-metastasis, отсутствующий при метаста-зировании), продукт гена mtssl (metastasis suppressor 1, супрессор метастазирования). Этот актинсвя-зывающий белок, как изначально предполагалось [37], значим при метастазировании некоторых видов злокачественных новообразований. MIM обнаружен как транскрипт, отсутствующий в клеточной линии метастатического рака молочной железы (клеточная линия SKBR3) и клеточных линиях метастатической аденокарциномы предстательной железы (LNCaP и PC3) [37-39]. Предполагалось, что MIM может функционировать как супрессор метастази-рования [37], однако однозначного мнения на этот счет не сложилось [40, 41]. Обнаружено, что повышение экспрессии MIM коррелирует с некоторыми видами злокачественной трансформации, например при меланоме и плоскоклеточном раке головы и шеи [42, 43]. Повышение экспрессии MIM коррелирует с прогрессированием гепатокарциномы [44]. MIM включает в себя несколько важных доменов,
242 363
SRD
612 730
PRD
[ IMD 1 254
IC
731 WH2 748
Рис. 1. Доменная структура белка MIM мыши (ген mtssl, UniProt Q8R1S4). Домен IMD cвязывает акти-новые филаменты, PIPj-богатые участки мембраны, малые GTP-азы Rac, участвует в димеризации белка. Домен SRD содержит сайты фосфорилирования по тирозину. Домен PRD связывается с кортактином и тирозинфосфатазой дельта. Домен WH2 связывает G-актин
которые, по всей видимости, играют ключевую роль во взаимодействии с другими белками (см. рис. 1). Так, N-концевой домен IMD (IRSp53-MIM homology domain) связывает актиновые филаменты, обогащенные Р1Р2-участки мембраны, малые GTP-азы Rac и участвует в димеризации белка. Домен SRD (serine rich domain) содержит сайты фосфорилирования по тирозину; домен PRD (proline rich domain) связывается с кортактином и тирозинфосфатазой дельта; С-концевой домен WH2 (WASP homology domain 2) связывает G-актин. Предположительно, MIM вовлечен в регуляцию актинового цитоскелета посредством двух независимых актинсвязывающих доменов: IMD и WH2 [37, 39]. Показана колокализация MIM с кортактином, и вероятное их взаимодействие с помощью пролин-богатого домена белка (PRD) MIM [45]. MIM участвует в перестройках цитоскелета [38, 45, 46] - повышенная экспрессия MIM сопровождается формированием актин-богатых протрузий, наподобие раффлов и микрошипиков [47]. В клетках эпителия почки мыши MIM колокализуется с комплексом Arp2/3, где он может опосредовать сборку актиновых филаментов [48, 49]. Функционально активный белок собирается, по-видимому, в гомодиме-ры, и важную роль в этом процессе играет домен IMD [50]. MIM экспрессируется в почке эмбрионов мыши в области ветвящихся собирательных трубочек, ту-бул и гломерул [51]. Значительная экспрессия MIM обнаружена в кортикальном слое почек новорожденных мышей, слабая - в мозговой области. Мыши с нарушением гена mtssl (MIM-/-) рождались здоровыми, но к 5 месяцу жизни почки примерно половины животных содержали большие и многочисленные кисты, проявляя признаки аутосомно-доминантной поликистозной болезни почек [51]. MIM модулирует взаимодействие между цитоскелетом и плазматической мембраной, способствуя поддержанию клеточных контактов в эпителии почки [52]. Учитывая
N
важную роль белка MIM в функционировании клеток эпителия почки, возникает вопрос об участии данного белка в регуляции активности ENaC. Задачей нашей работы было изучение вовлечения белка MIM в актин-зависимую регуляцию ENaC и расширение модели регуляции ENaC актинсвязывающими белками.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Клеточные линии
В работе использована клеточная линия CHO (Chinese Hamster Ovary cells) - иммортализованная клеточная линия, полученная на основе эпителиальных клеток яичников китайского хомяка (CHO-K1, Американская коллекция клеточных культур). Клетки культивировали в чашках Петри в среде DMEM, содержащей 10% сыворотки крови плодов коровы и 80 мкг/мл гентамицина.
Временная трансфекция
В работе использованы плазмиды, кодирующие: а-, в-, Y-субъединицы mENaC [36, 53] и различные формы белка MIM мыши (предоставлены доктором Lappalainen и доктором Zhao [45, 49, 54]). MIM full - полноценный белок; MIM PH - химерный белок, в котором инактивированный домен IMD конъ-югирован с доменом PH (pleckstrin homology - домен, гомологичный плекстрину) фосфолипазы C дельта 1 (PLCD1), с нарушением способности димеризо-ваться; MIM APRD - белок с делецией домена PRD (Д617-727), не взаимодействует с кортактином; MIM AWH2 - белок с делецией домена WH2 (Д746-759), не полимеризующий G-актин; MIM/IMD-L - плаз-мида кодирует только длинный вариант сплайсинга отдельного домена IMD, который не способен взаимодействовать с GTP-азами Rac (остальная часть белка отсутствует). Все MIM-плазмиды кодируют белок мыши, они основаны на векторе pEGFP-N5. Вся информация по созданию плазмид приведена в ранее опубликованных статьях [49, 54]. Перестройки актинового цитоскелета анализировали с использованием временной трансфекции клеток различными плазмидами, кодирующими белок MIM и его му-тантные формы, контролем служила трансфекция GFP. Для электрофизиологических экспериментов клетки высевали на покровные стекла 4 х 4 мм так, чтобы в день трансфекции плотность монослоя составляла 50-60%. За 24 ч до экспериментов проводили временную трансфекцию а-, в-, у-субъединицами mENaC (соотношение 1 : 1 : 1) вместе с различными формами белка MIM. Весовое соотношение плазмид-ной ДНК: а-mENaC - 0.33 мкг, в-mENaC - 0.33 мкг, Y-mENaC - 0.33 мкг (суммарно 1 мкг плазмид, кодирующих mENaC), GFP в контроле - 1 мкг, MIM
(любой вариант имел GFP-метку) - 1 мкг. Суммарно на одну временную трансфекцию - 2 мкг плазмидной ДНК. Все эксперименты проводили на клетках линии СНО с использованием трансфицирующего реагента PolyFect (Qiagen). Маркером успешной трансфекции в контроле служила плазмида, кодирующая GFP.
Визуализация актинового цитоскелета фиксированных клеток
Фиксацию и окрашивание трансфицированных клеток линии CHO проводили по стандартному протоколу [36]. Клетки высевали на покровные стекла (12 х 12 мм), на следующий день промывали PBS, фиксировали в течение 10 мин при комнатной температуре 3.7% формальдегидом. Далее клетки перфорировали 0.1% Triton X-100 (5 мин, комнатная температура), инкубировали в 2-мкМ растворе родамина-фаллоидина в течение 15 мин при 37°С (Sigma-Aldrich). Ядра окрашивали красителем Hoechst-33342 (5 мкг/мл, инкубация 5 мин, комнатная температура) и закрепляли на предметном стекле при помощи среды Vectashield (Vector Laboratories). После добавления каждого реагента (предварительно растворены в PBS) следовала промывка раствором PBS. Визуализацию осуществляли с помощью конфокального микроскопа Nikon A-1R, объектив х100, цифровое увеличение. Использовали лазеры с длинами волн возбуждения 405 нм (Hoechst-33342, максимум эмиссии 461 нм), 488 нм (GFP, максимум эмиссии 509 нм) и 561 нм (родамин-фаллоидин, максимум эмиссии 565 нм). Анализ и обработку изображений проводили в программном обеспечении ImageJ.
Электрофизиология
Интегральные токи регистрировали с помощью метода локальной фиксации потенциала (patch-clamp) в конфигурации whole-cell. Для определения максимального значения ENaC-опосредованного интегрального тока эксперименты проводили в условиях постоянного протока жидкости в камере (shear-stress); для определения минимального значения в конце эксперимента ENaC-опосредованный интегральный ток блокировали добавлением ами-лорида (10 мкМ). В работе использовали усилитель Axopatch 200B (Molecular Devices, Sunnyvale, CA, США), связанный посредством АЦП-ЦАП Digidata 1440A с компьютером с установленным программным обеспечением pClamp 10.2 (Molecular Devices). Во время проведения экспериментов использовали фильтр Бесселя 1 кГц. Записи токов получены в условиях фиксации напряжения с использованием ранее апробированного протокола [36] (схема подачи потенциала в эксперименте показана на рис. 3В): поддерживаемый потенциал +40 мВ, далее линей-
ное уменьшение с +60 мВ до -100 мВ (рамп, продолжительность 500 мс). Активность ENaC определяли как значение плотности тока (ток, нормализованный на электрическую емкость клетки) при потенциале -80 мВ. Для анализа использовали клетки со значением электрической емкости в интервале 6^10 пФ (электрическую емкость клетки компенсировали перед экспериментом). В качестве отрицательного контроля использовали котрансфекцию а-, Р-, y-ENaC и плазмиды, кодирующей GFP (основана на векторе pEGFP), по весовому соотношению плаз-мидной ДНК (1 мкг (а-, Р-, y-mENaC) и 1 мкг GFP). Внутриклеточный раствор (в мМ): 120 CsCl, 5 NaCl, 5 EGTA, 2 MgCl2, 2 Mg-АТР, 40 HEPES/Трис; pH 7.4. Внеклеточный раствор (в мМ): 140 LiCl, 2 MgCl2, 10 HEPES/Трис, pH 7.4. Статистическая обработка результатов Все результаты представлены в виде среднее ± стандартная ошибка среднего. Для анализа использовали непарный тест Стьюдента, рассчитанный в программном обеспечении Microcal Origin 6.1 (Microcal Software). Различия с p < 0.05 считали статистически значимыми.
GFP
MIM full
MIM PH
ilr't □ ■: ; / J* VI ж -д Ш »" ■
И 111 v* и Ш \ ШШл у . г В III 4P Al
II И
MIM APRD MIM AWH2
РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
Влияние различных мутантных форм белка MIM на структуру актинового цитоскелета
Нами изучено влияние белка MIM (доменная структура представлена на рис. 1) на организацию актинового цитоскелета и активность ENaC. Действие белка MIM и его мутантов на актиновый цитоскелет анализировали на фиксированных клетках линии CHO, окрашенных родамином-фаллоидином. Структура актинового цитоскелета в клетках, трансфициро-ванных полноценным белком MIM (рис. 2, MIM full), изменялась по сравнению с контрольной трансфек-цией GFP (рис. 2, GFP) - наблюдалось утолщение пучков актиновых филаментов в примембранной области, индуцировалось образование выступов клеточной мембраны (микрошипиков). Трансфекция химерным белком (рис. 2, MIM PH) привела к схожим изменениям структуры актинового цитоскелета, в то время как трансфекция белком с делецией про-лин-богатого домена (не взаимодействующего с кор-тактином; рис. 2, MIM APRD) или белком с делецией домена WH2 (не способен полимеризовать G-актин; рис. 2, MIM AWH2) не вызвала подобных изменений. Трансфекция длинного варианта сплайсинга отдельного домена IMD белка MIM (не способен взаимодействовать с GTP-азами Rac; рис. 2, MIM/IMD-L) приводила к неравномерному распределению ак-тинового цитоскелета в сравнении с трансфекцией полноценным белком. Наши результаты согласу-
Рис. 2. Организация актинового цитоскелета после трансфекции различными мутантными формами белка MIM. Изображения актинового цитоскелета, полученные с помощью конфокального микроскопа (представлены типичные микрофотографии из трех независимых экспериментов): фиксированные клетки линии CHO после временной трансфекции плазмида-ми, кодирующими разные формы белка MIM (каждая плазмида построена на векторе pEGFP). GFP — контрольная трансфекция; MIM full - полноценный белок; MIM PH - химерный белок, инактивированный домен IMD конъюгирован с доменом PH PLCD1, нарушена способность димеризоваться; MIM APRD - белок с делецией домена PRD (A617-727), не взаимодействует с кортактином; MIM AWH2 - белок с делецией домена WH2 (A746-759), не полимеризует G-актин; MIM/IMD-L - длинный вариант сплайсинга отдельного домена IMD (остальная часть белка отсутствует), не способен взаимодействовать с GTP-азами Rac.
I - Канал эмиссии родамина-фаллоидина (красный).
II - увеличенные изображения выбранных участков: сверху - флуоресценция родамина-фаллоидина, снизу - совмещенное изображение. III - совмещенное изображение эмиссии GFP (зеленый), родамина-фал-лоидина (красный) и Hoechst-33342 (краситель нуклеиновых кислот, синий)
ются с данными, полученными на клеточной линии фибробластов 3Т3 [38], где трансфекция MIM-GFP приводила к появлению аномальных червеобразных (worm-like) актиновых структур и уменьше-
Рис. 3. Влияние различных мутант-ных форм белка MIM на плотность интегрального амилорид-чувстви-тельного натриевого тока. Клетки линии CHO котрансфицированы тремя субъединицами mENaC вместе с GFP(контроль) либо mENaC вместе с различными формами белка MIM. А - суммирующая гистограмма плотностей тока, полученных в электрофизиологических экспериментах с использованием метода локальной фиксации потенциала в конфигурации whole-cell (n - число независимых экспериментов; * - p < 0.05). Б - записи типичных ENaC-опосредованных интегральных токов (ENaC - амплитуда тока, А -добавление амилорида в концентрации 10 мкМ). В - схема подачи потенциала в эксперименте
А
е
п
300 250
200
с о н т о л
С
150 100
50
Б
Контроль (ENaC
vs контроль
ENaC+MIM WT
A
ENaC
A
ENaC
ENaC+MIM PH A
ENaC+MIM APRD
A
ENaC
ENaC
ENaC+MIM AWH2 ENaC+MIM/IMD-L A
A
ENaC
ENaC 100пА/пф|_
100 мс
Схема подачи потенциала в эксперименте
0
В
нию стресс-фибрилл. Сходные перестройки акти-нового цитоскелета наблюдали после трансфекции MIM/IMD-L (длинный вариант отдельного домена IMD) при изучении домена IMD в клетках линии U2OS [49]. Высказано предположение, что это происходит вследствие искривления плазматической мембраны. Таким образом, выявленные в нашем исследовании перестройки актинового цитоскелета связаны с доменами PRD и WH2 белка MIM. В связи с тем, что своим пролин-богатым доменом PRD MIM взаимодействует с кортактином, можно предположить, что белок MIM модулирует кортактин-зависимую и Агр2/3-опосредованную полимеризацию актина [52], важную для реализации различных клеточных функций, в том числе для образования клеточных выростов [49].
Влияние белка MIM на опосредованный ENaC интегральный ток
Динамические перестройки актинового цитоскелета являются одним из механизмов регуляции активности ENaC [14, 32]. Согласно данным, полученным нами на клеточной линии эпителия почки мыши, в регуляцию ENaC вовлечены актинсвязывающие белки кортактин и комплекс Arp2/3 [36]. Экспрессия белка MIM обнаружена в отделе почки, где экспрес-сируется ENaC, и установлена его колокализация с кортактином и белками, образующими комплекс Arp2/3 [45, 52]. В электрофизиологических экспериментах получены следующие значения плотности интегрального ENaC-опосредованного тока (пА/пФ):
в контроле - 271.2 ± 18.3, после котрансфекции с MIM full - 69.6 ± 11.9, с MIM PH - 48.9 ± 7.8, с MIM APRD - 178.0 ± 19.3, с MIM AWH2 - 146.0 ± 19.4, с MIM/IMD-L - 82.7 ± 19.8. Суммарный график и примеры записей токов представлены на рис. 3А,Б. Как представлено на рис. 3А, ENaC-опосредованный ток был значительно ниже, когда субъединицы канала были трансфицированы совместно с MIM full. Кроме того, мы показали, что все протестированные нами мутанты значительно снижали активность канала по сравнению с контролем, в котором канал экс-прессировался без белков MIM. Однако мутантные формы MIM (APRD и AWH2) оказывали самое слабое влияние на плотность интегрального тока. Таким образом, мы можем предположить, что белок MIM (вместе с актинсвязывающими белками кортактином и комплексом Arp2/3) вовлечен в актин-опосредованную регуляцию ENaC. На основании полученных данных выдвинута гипотеза (рис. 4), согласно которой многофункциональный адаптерный белок MIM участвует в цитоскелет-опосредованной регуляции ENaC.
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Давление крови в организме прямо зависит от гоме-остаза ионов натрия (Na+); контроль этого процесса осуществляют почки за счет реабсорбции Na+ и воды при помощи различных ионных каналов и транспортеров, в том числе эпителиальных натриевых каналов (ENaC), в альдостерон-чувствительном дис-тальном отделе нефрона. Снижение вероятности от-
Na+ Na+ n ENaC
N
Рис. 4. Предложенная схема актин-зависимой регуляции ENaC с участием актинсвязывающих белков MIM, кортактина и белков, входящих в комплекс Arp2/3
крытого состояния ENaC, как показано ранее [36], может происходить вследствие кортактин-зависи-мой и Агр2/3-опосредованной реорганизации акти-нового цитоскелета, однако точный механизм регуляции активности ENaC актиновым цитоскелетом и адаптерными белками до конца не изучен. Новым участником многокомпонентной модели регуляции ENaC, возможно, является адаптерный белок MIM. С использованием метода локальной фиксации по-
тенциала удалось определить, что MIM участвует в цитоскелет-опосредованной регуляции активности ENaC, и показать важную роль доменов PRD и WH2. Полученные изображения актинового цитоскелета подтверждают участие белка MIM в процессах организации актинового цитоскелета. Таким образом, активность ENaC регулируется перестройками ак-тинового цитоскелета при участии сложноорганизо-ванного мультибелкового комплекса, который может включать в себя помимо кортактина и комплекса Arp2/3 также MIM (рис. 4). Изучение тонкой регуляции работы этого комплекса важно для понимания молекулярных механизмов, которые могут лежать в основе многих патофизиологических состояний.
Авторы благодарят Dr. Xi Zhan (University of Maryland School of Medicine) и Dr. Pekka Lappalainen (University of Helsinki) за предоставленные плазмиды для работы с белком MIM. Мы также благодарим И.О. Васильеву, В.И. Чубинского-Надеждина, Е.А. Морачевскую
(Институт цитологии РАН) и Ю. Полину (Медицинский университет Южной Каролины) за критические комментарии, учтенные при написании данной статьи.
Работа поддержана грантами National Heart, Lung, and Blood Institute (R35 HL135749 and R01 HL108880) и National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Disease (R00 DK105160).
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Janmey P.A. // Physiol. Rev. 1998. V. 78. № 3. P. 763-781.
2. Le Clainche C., Carlier M.F. // Physiol. Rev. 2008. V. 88. № 2. P. 489-513.
3. Wang Q., Zheng W., Wang Z., Yang J., Hussein S., Tang J., Chen X.Z. // PLoS One. 2015. V. 10. № 4. P. e0123018.
4. Sudarikova A.V., Tsaplina O.A., Chubinskiy-Nadezhdin V.I., Morachevskaya E.A., Negulyaev Y.A. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2015. V. 461. № 1. P. 54-58.
5. Karpushev A.V., Ilatovskaya D.V., Staruschenko A. // BMC Res. Notes. 2010. V. 3. P. 210.
6. Alli A.A., Bao H.F., Liu B.C., Yu L., Aldrugh S., Montgomery D.S., Ma H.P., Eaton D.C. // Am. J. Physiol. Renal Physiol. 2015. V. 309. № 5. P. F456-463.
7. Sasaki S., Yui N., Noda Y. // Biochim. Biophys. Acta. 2014. V. 1838. № 2. P. 514-520.
8. Rooj A.K., Liu Z., McNicholas C.M., Fuller C.M. // Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2015. V. 309. № 5. P. C308-319.
9. Karpushev A.V., Levchenko V., Ilatovskaya D.V., Pavlov T.S., Staruschenko A. // Hypertension. 2011. V. 57. № 5. P. 996-1002.
10. Karpushev A.V., Ilatovskaya D.V., Pavlov T.S., Negulyaev Y.A., Staruschenko A. // PLoS One. 2010. V. 5. № 1. P. e8827.
11. Shin S.H., Lee E.J., Hyun S., Chun J., Kim Y., Kang S.S. // Cell Signal. 2012. V. 24. № 3. P. 641-651.
12. Jovov B., Tousson A., Ji H.L., Keeton D., Shlyonsky V., Ripoll
P.J., Fuller C.M., Benos D.J. // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. № 53. P. 37845-37854.
13. Copeland S.J., Berdiev B.K., Ji H.L., Lockhart J., Parker S., Fuller C.M., Benos D.J. // Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 2001. V. 281. № 1. P. C231-240.
14. Mazzochi C., Bubien J.K., Smith P.R., Benos D.J. // J. Biol. Chem. 2006. V. 281. № 10. P. 6528-6538.
15. Noda Y., Horikawa S., Katayama Y., Sasaki S. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2004. V. 322. № 3. P. 740-745.
16. Noda Y., Sasaki S. // Biochim. Biophys. Acta. 2006. V. 1758. № 8. P. 1117-1125.
17. Moeller H.B., Praetorius J., Rutzler M.R., Fenton R.A. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010. V. 107. № 1. P. 424-429.
18. Rogan M.P., Stoltz D.A., Hornick D.B. // Chest. 2011. V. 139. № 6. P. 1480-1490.
19. Cantiello H.F. // Exp. Physiol. 1996. V. 81. № 3. P. 505-514.
20. Chasan B., Geisse N.A., Pedatella K., Wooster D.G., Teintze M., Carattino M.D., Goldmann W.H., Cantiello H.F. // Eur. Biophys. J. 2002. V. 30. № 8. P. 617-624.
21. Negulyaev Y.A., Vedernikova E.A., Maximov A.V. // Mol. Biol.Cell. 1996. V. 7. № 12. P. 1857-1864.
22. Negulyaev Y.A., Khaitlina S.Y., Hinssen H., Shumilina E.V., Vedernikova E.A. // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. № 52. P. 40933-40937.
23. Chubinskiy-Nadezhdin V.I., Sudarikova A.V., Nikolsky N.N.,
Morachevskaya E.A. // Dokl. Biochem. Biophys. 2013. V. 450. P. 126-129.
24. Chubinskiy-Nadezhdin V.I., Negulyaev Y.A., Morachevskaya E.A. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2011. V. 412. № 1. P. 80-85.
25. Cantiello H.F., Stow J.L., Prat A.G., Ausiello D.A. // Am. J. Physiol. 1991. V. 261. № 5 Pt 1. P. C882-888.
26. Staruschenko A., Negulyaev Y.A., Morachevskaya E.A. // Biochim. Biophys. Acta. 2005. V. 1669. № 1. P. 53-60.
27. Kleyman T.R., Cragoe E.J., Jr. // Semin. Nephrol. 1988. V. 8. № 3. P. 242-248.
28. Staruschenko A., Adams E., Booth R.E., Stockand J.D. // Biophys. J. 2005. V. 88. № 6. P. 3966-3975.
29. Canessa C.M., Schild L., Buell G., Thorens B., Gautschi I., Horisberger J.D., Rossier B.C. // Nature. 1994. V. 367. № 6462. P. 463-467.
30. Garty H., Palmer L.G. // Physiol Rev. 1997. V. 77. № 2. P. 359-396.
31. Alvarez de la Rosa D., Canessa C.M., Fyfe G.K., Zhang P. // Annu. Rev. Physiol. 2000. V. 62. P. 573-594.
32. Mazzochi C., Benos D.J., Smith P.R. // Am. J. Physiol. Renal. Physiol. 2006. V. 291. № 6. P. F1113-1122.
33. Rotin D., Bar-Sagi D., O'Brodovich H., Merilainen J., Lehto V.P., Canessa C.M., Rossier B.C., Downey G.P. // EMBO J. 1994. V. 13. № 19. P. 4440-4450.
34. Smith P.R., Saccomani G., Joe E.H., Angelides K.J., Benos D.J. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. V. 88. № 16. P. 69716975.
35. Klemens C.A., Edinger R.S., Kightlinger L., Liu X., Butterworth M.B. // J. Biol. Chem. 2017. V. 292. № 1. P. 375-385.
36. Ilatovskaya D.V., Pavlov T.S., Levchenko V., Negulyaev Y.A., Staruschenko A. // FASEB J. 2011. V. 25. № 8. P. 2688-2699.
37. Lee Y.G., Macoska J.A., Korenchuk S., Pienta K.J. // Neoplasia. 2002. V. 4. № 4. P. 291-294.
38. Mattila P.K., Salminen M., Yamashiro T., Lappalainen P. // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. № 10. P. 8452-8459.
39. Machesky L.M., Johnston S.A. // J. Mol. Med. (Berl.). 2007. V. 85. № 6. P. 569-576.
40. Nixdorf S., Grimm M.O., Loberg R., Marreiros A., Russell P. J., Pienta K.J., Jackson P. // Cancer Lett. 2004. V. 215. № 2. P. 209-220.
41. Bompard G., Sharp S.J., Freiss G., Machesky L.M. // J. Cell. Sci. 2005. V. 118. Pt. 22. P. 5393-5403.
42. Dawson J.C., Bruche S., Spence H.J., Braga V.M., Machesky L.M. // PLoS One. 2012. V. 7. № 3. P. e31141.
43. Mertz K.D., Pathria G., Wagner C., Saarikangas J., Sboner A., Romanov J., Gschaider M., Lenz F., Neumann F., Schreiner W., et al. // Nat. Commun. 2014. V. 5. P. 3465.
44. Ma S., Guan X.Y., Lee T.K., Chan K.W. // Hum. Pathol. 2007. V. 38. № 8. P. 1201-1206.
45. Lin J., Liu J., Wang Y., Zhu J., Zhou K., Smith N., Zhan X. // Oncogene. 2005. V. 24. № 12. P. 2059-2066.
46. Yamagishi A., Masuda M., Ohki T., Onishi H., Mochizuki N. // J. Biol. Chem. 2004. V. 279. № 15. P. 14929-14936.
47. Woodings J.A., Sharp S.J., Machesky L.M. // Biochem. J. 2003. V. 371. Pt 2. P. 463-471.
48. Lee S.H., Kerff F., Chereau D., Ferron F., Klug A., Dominguez R. // Structure. 2007. V. 15. № 2. P. 145-155.
49. Mattila P.K., Pykalainen A., Saarikangas J., Paavilainen V.O., Vihinen H., Jokitalo E., Lappalainen P. // J. Cell. Biol. 2007. V. 176. № 7. P. 953-964.
50. Cao M., Zhan T., Ji M., Zhan X. // Biochem. J. 2012. V. 446. № 3. P. 469-475.
51. Xia S., Li X., Johnson T., Seidel C., Wallace D.P., Li R. // Development. 2010. V. 137. № 7. P. 1075-1084.
52. Saarikangas J., Mattila P.K., Varjosalo M., Bovellan M., Hakanen J., Calzada-Wack J., Tost M., Jennen L., Rathkolb B., Hans W., et al. // J. Cell. Sci. 2011. V. 124. Pt 8. P. 1245-1255.
53. Staruschenko A., Pochynyuk O.M., Tong Q., Stockand J.D. // Biochim. Biophys. Acta. 2005. V. 1669. № 2. P. 108-115.
54. Zhao H., Pykalainen A., Lappalainen P. // Curr. Opin. Cell. Biol. 2011. V. 23. № 1. P. 14-21.
