CC BY
277
УДК 575.22:571.27:616-006.441:616-035.1 ШИФР СПЕЦИАЛЬНОСТЬ
https://doi.org/10.30895/2221-996X-2018-18-3-140-149 03.01.06 Биотехнология (в том числе бионанотехнологии)
Редактирование генома и биомедицинские клеточные продукты: современное состояние, безопасность и эффективность
А. А. Горяев1*, М. В. Савкина1, К. М. Мефед1, В. П. Бондарев1, В. А. Меркулов1, В. В. Тарасов2
1 Федеральное государственное бюджетное учреждение «Научный центр экспертизы средств медицинского применения» Министерства здравоохранения Российской Федерации, Петровский б-р, д. 8, стр. 2, Москва, 127051, Российская Федерация
2 Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования Первый Московский государственный медицинский университет им. И. М. Сеченова Министерства здравоохранения Российской Федерации,
Трубецкая ул., д. 8, стр. 2, Москва, 119991, Российская Федерация
Успехи в технологиях ex vivo редактирования генома человека позволили разработать новые подходы в лечении генетических, онкологических, инфекционных и других заболеваний, в том числе с использованием биомедицинских клеточных продуктов. Но, несмотря на быстрое развитие данных технологий и большое количество проводимых клинических исследований во многих странах мира, только 4 препарата (Strimvelis, Zalmoxis, Kymriah и Yescarta), содержащие ex vivo генно-модифицированные клетки человека, разрешены к применению в странах Европейского союза и США. В данной работе рассмотрены три перспективные технологии (ZFN, TALEN и CRISPR), позволяющие легко и эффективно проводить редактирование генома в необходимых сайтах, тем самым создавая платформу для дальнейшего развития генной инженерии клеток человека. Описана технология получения химерных антигенных рецепторов (CAR). Также приведены сведения об эффективности и безопасности одобренных препаратов: Strimvelis, содержащего ауто-логичные CD34+-клетки, ex vivo трансдуцированные ретровирусным вектором с геном аденозиндезамина-зы, Zalmoxis, содержащего модифицированные аллогенные Т-клетки, а также двух препаратов Kymriah и Yescarta, содержащих аутологичные T-клетки с химерными антигенными рецепторами к антигену CD19, предназначенных для лечения CD19+ гематологических злокачественных новообразований. Ключевые слова: биомедицинские клеточные продукты (БМКП); клеточная терапия; генная терапия; химерный антигенный рецептор; редактирование генома; ZFN; TALEN; CRISPR
Для цитирования: Горяев АА, Савкина МВ, Мефед КМ, Бондарев ВП, Меркулов ВА, Тарасов ВВ. Редактирование генома и биомедицинские клеточные продукты: современное состояние, безопасность и эффективность. БИОпрепараты. Профилактика, диагностика, лечение. 2018;18(3):140-149. https://doi.org/10.30895/2221-996X-2018-18-3-140-149 *Контактное лицо: Горяев Артем Анатольевич; Goryaev@expmed.ru
Genome-Editing and Biomedical Cell Products: Current State, Safety and Efficacy
A. A. Goryaev1*, M. V. Savkina1, K. M. Mefed1, V. P. Bondarev1, V. A. Merkulov1, V. V. Tarasov2
1 Scientific Centre for Expert Evaluation of Medicinal Products
8/2 Petrovsky Blvd, Moscow 127051, Russian Federation
2 I. M. Sechenov First Moscow State Medical University,
8/2 Trubetskaya St., Moscow 119991, Russian Federation
Advances in ex vivo technologies of human genome editing have made it possible to develop new approaches to the treatment of genetic, oncological, infectious and other diseases, which may involve the use of biomedical cell products. However, despite the rapid development of these technologies and a large number of clinical trials conducted in many countries around the world, only 4 products (Strimvelis, Zalmoxis, Kymriah and Yescarta) containing ex vivo genetically modified human cells are authorised for use in the European Union and the United States of America. This paper considers three promising technologies (ZFN, TALEN and CRISPR) that allow for easy and effective editing of the genome at the sites of interest, thereby creating a platform for further development of the genetic engineering of human cells. It describes the technology of engineering chimeric antigen receptors (CARs). It also provides data on the efficacy and safety of the approved products: Strimvelis which contains autologous CD34+ cells transduced ex vivo with a retroviral vector containing adenosine deaminase gene, Zalmoxis which contains modified allogeneic T-cells, and two products: Kymriah and Yescarta which contain autologous T-cells with CARs to CD19 antigen, intended for the treatment of CD19+ hematological malignancies. Key words: biomedical cell products (BMCP); cell therapy; gene therapy; chimeric antigen receptor; genome editing; ZFN; TALEN; CRISPR
For citation: Goryaev AA, Savkina MV, Mefed KM, Bondarev VP, Merkulov VA, Tarasov VV. Genome-editing and biomedical cell products: current state, safety and efficacy. BlOpreparaty. Profilaktika, diagnostika, lech-enie = BlOpreparations. Prevention, Diagnosis, Treatment. 2018;18(3):140-149. https://doi.org/10.30895/2221-996X2018-18-3-140-149
Corresponding author: Artem A. Goryaev; Goryaev@expmed.ru
С-)]
В последние десятилетия появились новые генно-инженерные методы, которые позволяют проводить коррекцию мутаций, добавление или инактивацию генов в различных организмах и отличаются высокой точностью и эффективностью. Одной из важных возможностей, которые дали такие технологии редактирования генома, является создание новых подходов в лечении наследственных, приобретенных или инфекционных заболеваний человека [1-4]. При этом редактирование генома человека может осуществляться in vivo, когда генно-инженерные конструкции вводятся напрямую в организм человека, или ex vivo — выделенные клетки подвергаются генной модификации вне организма человека. In vivo редактирование генома человека не рассматривается в данном обзоре, так как такие препараты относятся к геннотерапевтическим лекарственным препаратам и регулируются Федеральным законом от 12.04.2010 г. № 61-ФЗ «Об обращении лекарственных средств» [5]. Ex vivo модификации генома происходят в культивируемых клетках человека, что относит их к биомедицинским клеточным продуктам (БМКП), которые регулируются Федеральным законом от 23 июня 2016 г. № 180-ФЗ «О биомедицинских клеточных продуктах» [6]. Необходимо отметить, что в большинстве стран мира препараты, полученные с помощью in vivo и ex vivo редактирования генома, относятся к генной терапии [7, 8].
Цель работы — описание перспективных технологий редактирования генома ZFN, TALENs и CRISPR/Cas9, возможности их ex vivo применения в лечении различных заболеваний, а также оценка безопасности и эффективности разрешенных к применению препаратов, содержащих ex vivo генетически-модифицированные клетки человека.
Технологии редактирования генома
Для успешного редактирования генома необходимо введение сайт-специфического двухцепочечного разрыва ДНК, который репарируется клеткой с помощью гомологичной рекомбинации или негомологичным соединением концов. Гомологичная рекомбинация в присутствии «донорного» фрагмента ДНК, имеющего гомологичные последовательности к последовательностям, прилегающим к двухцепочечному разрыву ДНК, может приводить к коррекции гена или же вставке необходимого гена. При негомологичном соединении концов происходят случайные вставки или делеции («indel») на месте двухцепочечного разрыва ДНК, что приводит к сдвигу рамки считывания и нокауту гена. Также негомологичное соединение концов при наличии «донорного» фрагмента ДНК может приводить к небольшим вставкам в хромосому [1, 3, 9].
Для введения сайт-специфического двухцепочечного разрыва ДНК в клетках человека в настоящее время используются различные технологии, в том числе классические методы генной инженерии, мегануклеазы («хоуминг»-эндонуклеазы семейства LAGLIDADG) и другие, но такие подходы отличаются сложностью, малой специфичностью и низкой эффективностью. На сегодняшний день наиболее перспективными являются высокоспецифичные системы ZFN, TALEN и CRISPR [2, 10-12].
ZFN
ZFN (от англ. Zinc-Finger Nuclease) представляют собой класс химерных белков, состоящих из ДНК-связывающих доменов и каталитической субъединицы эндонуклеазы Fokl (рис. 1). ДНК-связывающий домен получил название «цинковый палец», так как третичная структура, стабилизированная ионом цинка, похожа на «палец». Один «цинковый палец» узнает определенный триплет за счет 4 аминокислотных остатков в положении 1, 2, 3 и 6 а-спирали, и, изменяя данные
аминокислотные остатки, можно создавать новые «цинковые пальцы» к новым триплетам. Комбинируя несколько «цинковых пальцев», можно создавать конструкции, которые будут с высокой специфичностью связываться с необходимой последовательностью ДНК. Нуклеаза Fokl способна к внесению двухцепочечного разрыва только в составе гомодимера, поэтому подбирают специфические целевые сайты на разных цепях ДНК (рис. 1) [2, 11, 13, 14].
TALEN
TALEN (от англ. Transcription Activator-Like Effector Nucleases) основан на использовании высокоспецифичных ДНК-связывающих белков, подобных активаторам транскрипции, или TALE, и каталитического домена нуклеазы Fokl. ДНК-связывающий домен TALE состоит из тандемных повторов из 33-34 аминокислотных остатков. Каждый повтор является высококонсервативным, за исключением вариабельных аминокислотных остатков в позициях 12 и 13, отвечающих за связывание с конкретным нуклеотидом: аспарагин и глицин с тимином; гистидин и аспарагиновая кислота с цитозином; аспарагин и изолейцин с аденином; два аспарагина с гуанином или аденином. Таким образом, комбинируя 4 домена TALE, можно легко собрать конструкцию, распознающую необходимую последовательность ДНК (рис. 1) [2, 11, 13, 16].
CRISPR
В отличие от ZFN и TALEN, при использовании которых для каждого проекта необходимо создание сложных конструкций ДНК-связывающих доменов и нуклеазы Fokl, система CRISPR (от англ. Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeat) состоит всего из двух элементов: CRISPR-ассоциированная нуклеаза (Cas), например Cas9, и гидовая РНК (gRNA) (рис. 1) [2, 9, 11, 13, 17]. Гидовая РНК (gRNA) представляет собой химеру из крисперной crRNA (CRISPR РНК), содержащей спейсерную последовательность, комплементарную необходимому сайту ДНК, и транс-активирующей tracrRNA (trans-activating CRISPR RNA), которые соединены с помощью олигорибонуклеотид-ного линкера для формирования структуры «петля-стебель». Обычно в качестве нуклеазы используют Cas9, которая содержит два эндонуклеазных домена RuvC и HNH. RuvC домен разрезает некомплементарную спейсеру нить ДНК, в то время как HNH — комплементарную, образуя двухцепочечный разрыв вблизи от PAM мотива (Protospacer adjacent motif) [9, 18]. Также в качестве нуклеазы могут использоваться и другие белки, например Cpfl [19]. Считается, что CRISPR/Cas9 по сравнению с другими системами редактирования генома обладает повышенной нецелевой «off-target» активностью, которая выражается в возможности внесения изменений вне выбранного ло-куса. Тем не менее простота конструирования системы CRISPR/ Cas9 и возможность множественного введения модификаций в геном [12] являются причинами ее широкого применения.
По данным Европейской базы данных клинических исследований (www.clinicaltrialsregister.eu) и сайта ClinicalTrials.gov (www.clinicaltrials.gov), в мире зарегистрировано около 1000 клинических исследований (КИ) с использованием ex vivo генно-модифицированных клеток человека. Анализ предварительных данных некоторых КИ позволяет предположить возможность скорой регистрации таких препаратов. Так, компанией Sangamo Therapeutics (США) были продемонстрированы значимые результаты возможности применения технологии ZFN при лечении ВИЧ [20]. В ходе КИ NCT00842634 (открытое нерандамизиро-ванное неконтролируемое) 12 ВИЧ-положительным пациентам, получавшим высокоактивную антиретровирусную терапию (ВААРТ), однократно вводились аутологичные CD4t-лимфоциты
Рис. 1. Механизм действия систем редактирования генома ZFN, TALEN и CRISPR/Cas9 [14, 15]. А — ZFN. «Цинковый палец» распознает три нуклеотида, FokI при димеризации вызывает двухцепочечный разрыв ДНК; Б — TALEN. Каждый домен TALE распознает один нуклеотид, FokI при димеризации вызывает двухцепочечный разрыв ДНК; В—CRISPR/Cas9. Для распознавания «целевой» ДНК используется гидовая РНК (gRNA), состоящая из crRNA с ДНК-связывающей последовательностью (спейсер) и tracrRNA. Cas9 содержит два каталитических домена RuvC и HNH, вносящих разрывы на разных цепях ДНК. PAM — короткий NGG мотив, необходимый для связывания Cas9 и внесения двухцепочечного разрыва ДНК.
Fig. 1. The mechanism of ZFN, TALEN and CRISPR/Cas9 genome editing systems [14, 15]. А — ZFN. A zinc finger recognizes three nucleotides, FokI dimerization causes DNA double strand break; Б — TALEn. Each TALE domain recognizes one nucleotide, FokI dimerization causes DNA double strand break; В — CRISPR/Cas9. A guide RNA (gRNA), consisting of crRNA with a DNA-binding sequence (spacer) and tracrRNA, is used for recognition of target DNA. Cas9 contains two catalytic domains RuvC and HNH, which cleave different DNA strands. PAM — is a short NGG motif, which is essential for Cas9 binding and DNA double strand break.
с «редактированным» геном CCR5. Внесение делеции в трансмембранный домен гена CCR5 приводит к нарушению проникновения ВИЧ в Т-клетки. После введения генно-модифи-цированных клеток у всех пациентов повышалось количество CD4t-клеток в крови, а средний период полувыведения модифицированных Т-клеток составлял 48 недель, что позволило части пациентов отказаться от ВААРТ [21].
Также одним из перспективных направлений применения технологий редактирования генома является создание генно-инженерных Т-лимфоцитов, кодирующих химерный антигенный рецептор, или CAR (от англ. Chimeric Antigen Receptor) [1]. Введение CAR в Т-лимфоциты позволяет «нацеливать» их на выбранные антигены клеток, например, антигены раковых клеток, а специфическое рецепторное взаимодействие CAR
с опухолевыми антигенами приводит к активации, пролиферации лимфоцитов и к гибели раковой клетки [22, 23].
CAR состоит из нескольких доменов (рис. 2). Антигенра-спознающий элемент (scFv) состоит из вариабельных областей L и Н цепей иммуноглобулина и необходим для связывания со специфичным антигеном на поверхности клеток-мишеней. Для облегчения связывания с антигеном и возможности отклонения в различные стороны scFv связан со спейсером, обычно представляющим собой иммуноглобулиноподобные СН2-СН3 (Fc) домены IgG, либо спейсерным доменом CD4 или CD8. Для закрепления CAR на поверхности лимфоцита используется трансмембранный домен, состоящий из одного трансмембранного участка CD3Z, CD4, CD8, OX40 или H2-Kb. Внутриклеточная часть CAR состоит из костимулирующего домена (один
или несколько доменов CD28, CD27, 4-1BB), необходимого для обеспечения пролиферации и выживания T-лимфоцитов, продукции цитокинов, а также сигнального домена (CD3Z), активирующего лимфоцит [23-26].
В последние годы для создания CAR T-клеток активно используют технологии TALEN и CRISPR. В 2017 г. в США были начаты два КИ (UCART123) с использованием аллогенных CAR T-клеток, направленных против CD^^to^ для лечения бла-стического плазмоцитоидного дендритного клеточного новообразования и острого миелоидного лейкоза. В Китае проходят несколько КИ, в которых оценивается безопасность и эффективность CAR, направленных против PD-1 солидных опухолей. В Российской Федерации, по данным сайта ClinicalTrials.gov, зарегистрировано только одно КИ I/II фазы (NCT03467256), которое будет проводиться ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр детской гематологии, онкологии и иммунологии им. Дмитрия Рогачева» Минздрава России. В ходе КИ планируется оценить безопасность и эффективность применения аутологичных CAR T-клеток для лечения рефрактерного и рецидивирующего В-клеточного острого лимфобластного лейкоза (ОЛЛ) на 18 пациентах в возрасте от 3 месяцев до 25 лет [27].
Зарегистрированные препараты, содержащие ex vivo
генно-модифицированные клетки человека
Несмотря на большое количество проводимых КИ, на сегодняшний день в мире ни один препарат, полученный с помощью технологий ZFN, TALEN и CRISPR, не разрешен к применению. Вместе с тем в странах Европейского союза и США разрешены к применению 4 препарата: Strimvelis, Zalmoxis, Kymriah, Yescarta, содержащие ex vivo генно-модифицирован-ные клетки человека.
Strimvelis
В 2016 г. Европейское агентство по лекарственным препаратам (European Medicines Agency, EMA) разрешило к применению лекарственный препарат Strimvelis, содержащий аутологичные CD34+ клетки, ex vivo трансдуцированные ретро-вирусным вектором, кодирующим аденозиндезаминазу (АДА). Strimvelis показан для лечения пациентов с тяжелой комбинированной иммунной недостаточностью (ТКИН), обусловленной дефицитом аденозиндезаминазы, для которых не найден совместимый донор [28].
Наиболее эффективным способом лечения АДА-ТКИН является трансплантация гемопоэтических стволовых клеток (ТГСК) от полностью совместимого по HLA (от англ. Human Leucocyte Antigens) донора, однако вероятность найти такого донора среди родных братьев или сестер составляет менее 25 %. При использовании ТГСК от частично совместимого неродственного донора выживаемость пациента составляет менее 68 %. Остальным пациентам обычно назначаются заместительная ферментная терапия, внутривенное введение иммуноглобулинов, интенсивная антибактериальная, противогрибковая и противовирусная терапии [29, 30].
Применение Strimvelis дает возможность обходить ограничение в доступности совместимых доноров, при этом он противопоказан людям, которые болеют или болели лейкемией или миелодисплазией, инфицированным ВИЧ, гепатитами B и C, а также пациентам, которым ранее проводилась генная терапия. Безопасность и эффективность Strimvelis была изучена в трех КИ (AD1115611, n = 12; AD1117054/AD1117056, n = 3; AD1117064, n = 3) на 18 детях с АДА-ТКИН в возрасте от 0,5 до 6,1 года (медианный возраст 1,7 года). Из 18 пациентов,
включенных в КИ, 15 ранее получали лечение аденозиндеза-миназой, конъюгированной с ПЭГ, четверым была проведена неудачная ТГСК. Всем пациентам в течение двух дней перед применением Strimvelis проводили кондиционирование бу-сульфаном, обладающим цитостатическим действием на ми-елоидные клетки, после которого они получали однократную внутривенную инфузию в диапазоне доз (0,9—18,2)106 CD34t клеток на 1 кг массы тела [28, 31, 32].
Средняя продолжительность наблюдения составила 6,9 года (от 2,3 до 13,4 года), в течение которого выжили 100 % пациентов. Применение Strimvelis приводило к восстановлению иммунитета: уменьшалась степень инфицирования, увеличивалась продукция иммуноглобулинов, 58 % испытуемых прекращали внутривенное введение иммуноглобулина, появлялся гуморальный ответ на вакцинацию, нормализовались популяция Т-клеток CD4+ и CD8+ клеток) и тимопоэз с устойчивой способностью к пролиферации Т-клеток [32].
Безрецидивная выживаемость, определяемая как выживание без необходимости повторного введения ПЭГ-АДА или ТГСК, составила 86 %. Три пациента возобновили долгосрочное лечение ПЭГ-АДА из-за плохого восстановления иммунитета, один из них получил вторую дозу Strimvelis (лечение не было успешным), а двум другим была проведена успешная ТГСК от братьев и сестер, родившихся после начала КИ.
Учитывая небольшую выборку пациентов, участвовавших в КИ, выявленные нежелательные реакции (НР) не могут дать полной перспективы в отношении характера и частоты таких событий. Наиболее частыми НР были лихорадка, инфекции
Раковая клетка
Антиген распознающий элемент (scFvs)
Спейсер
Трансмембранный домен
Костимулирующий домен
Сигнальный домен Т-клетка
Рис. 2. Структура химерного антигенного рецептора (CAR) [25, 26]. Пояснения указаны в тексте.
Fig. 2. The structure of a chimeric antigen receptor (CAR) [25, 26]. Explanations are provided in the text.
верхних дыхательных путей, гастроэнтерит и диарея. Часть НР (анемия, нейтропения, повышенное давление и др.) были связаны с применением бусульфана. Пятнадцать пациентов сообщили о 39 серьезных нежелательных реакциях (СНР), среди которых были пневмония, инфекции мочевыводящих путей, гастроэнтерит. Никакие СНР не были смертельными или связаны с Strimvelis. Также в период проведения КИ сообщалось о различных аутоиммунных реакциях (наличие анти-нуклеарных антител, аутоиммунная гемолитическая анемия, аутоиммунная апластическая анемия, аутоиммунный гепатит, аутоиммунная тромбоцитопения и синдром Гийена — Барре). Помимо одного сообщения об аутоиммунной апластической анемии, все НР регистрировались в период от 3 месяцев до 3 лет после введения Strimvelis. Считается, что часть выявленных побочных реакций связана с восстановлением иммунитета в силу их характера и сроков. Также за все время наблюдений не зарегистрированы случаи онкологических заболеваний [28, 32].
Zalmoxis
Zalmoxis состоит из генетически модифицированных ал-логенных Т-клеток, экспрессирующих «суицидный» ген тими-динкиназы вируса простого герпеса (HSV-TK) и усеченный ген низкоаффинного рецептора фактора роста нервов (ALNGFR). Тимидинкиназа вируса простого герпеса фосфорилирует ган-цикловир в трифосфатное соединение, которое конкурентно ингибирует встраивание дезоксигуанозина трифосфата в ДНК, что приводит к гибели клетки. Ген ALNGFR используется для идентификации трансдуцированных клеток [33].
Zalmoxis предназначен в качестве дополнительной терапии при гаплоидентичной трансплантации гемопоэтических стволовых клеток (гаплоТГСК) взрослым с высоким риском гематологических злокачественных новообразований. Введение ex vivo генетически модифицированных Т-клеток пациентам, перенесшим гаплоТГСК, должно помочь организму восстановить иммунитет, повысить успех трансплантации и поддержать долгосрочный противораковый эффект. Восстановление иммунитета вызвано необходимостью снижения заболеваемости бактериальными, грибковыми и вирусными инфекциями пациентов после гаплоТГСК, так как полная регенерация Ти В-клеток происходит в течение 2 лет (в зависимости от возраста и предшествующего лечения), также на восстановление влияет иммуносупрессивная терапия для профилактики реакции «трансплантат против хозяина» (РТПХ) [34, 35].
Введение аллогенных Т-клеток также может вызывать РТПХ, но за счет введенного «суицидного» гена HSV-TK и применения ганцикловира/валганцикловира реакцию можно контролировать или избегать [36].
Zalmoxis получил условное разрешение EMA на продажу в 2016 г. (Conditional Marketing Authorisation) на основании завершенного КИ TK007 (I/II фаза, NCT00423124) и продолжающегося TK008 (III фаза, NCT00914628), окончательный отчет о котором будет представлен к концу 2022 г. В качестве контрольной группы сравнения использовали данные 140 пациентов из базы Европейской группы по трансплантации крови и костного мозга (European Group for Blood and Marrow Transplantation, EBMT), которым была проведена гаплоТГСК [33].
Эффективность оценивалась по восстановлению иммунитета (первичная) и определялась как число (%) пациентов, у которых количество Т-клеток (CD3+) было равно или больше 108/л (и/или CD4t-клеток >5-108/л и/или CD8t-клеток >5-108/л). Также оценивались общая и безрецидивная выживаемость, инфекционная заболеваемость, острая и долгосрочная токсичность, связанные с инфузиями Zalmoxis [33].
Для проведения КИ TK007 (NCT00423124) были отобраны 52 пациента с различными злокачественными заболеваниями кроветворной системы, из которых 22 были исключены по причине ранней смерти, отторжения трансплантата или длительного введения ганцикловира или иммуносупрессивной терапии [37]. Остальным 30 пациентам были проведены от одной до четырех инфузий Zalmoxis в рекомендуемой дозе 1107 клеток/кг. Восстановление иммунитета наблюдалось у 23 из 30 пациентов, или 77 % (95 % ДИ: 59-88), в течение первых 23 сут (диапазон 13-42 сут) от даты проведения инфузии. Концентрация Т-клеток (CD3+) не достигла установленного уровня у пациентов, которым вводились по 3 или 4 инфузии. Также наблюдалась тенденция более медленного восстановления уровня CD4t-клеток по сравнению с CD8t-клетками. Общая выживаемость в течение первого года составляла 40 %, 2 лет — 30 % и 5 лет — 27 %. Частота смертности без рецидивов составила 50 % (±7 %) через 1 год и 5 лет. Кумулятивная смертность без рецидивов у 23 пациентов с восстановленным иммунитетом составила 17 % (4 % связаны с инфекционными заболеваниями), по сравнению с 76 % смертностью (38 % от инфекций) у 29 пациентов из группы сравнения. Количество инфекционных заболеваний было ниже у пациентов с восстановленным иммунитетом (n = 23) по сравнению с пациентами, у которых не было зарегистрировано восстановление иммунитета (n = 7), что также приводило к снижению смертности — 17 и 71 % соответственно [33, 37].
В ходе КИ было зарегистрировано 603 НР, из которых по степени тяжести 8,6 % были умеренными, 23,9 % — средней тяжести, 34,5 % — тяжелыми и 14,3 % — опасными для жизни. Считается, что только 24 (3,9 %) НР связаны с введением ex vivo генно-модифицированных клеток. Наиболее частые НР (249 из 603) были вызваны инфекционными заболеваниями, 35 % из которых связаны с реактивацией цитомегаловиру-са. Из получавших лечение, у 10 пациентов развилась острая и у 1 — хроническая РТПХ, которые не привели к гибели. Десяти пациентам проводили лечение ганцикловиром, что приводило к значительному сокращению количества циркулирующих ALNGFR T-клеток. СНР были связаны с цитомегаловирусной инфекцией (42 %), рецидивирующими лейкозами (21 %) и пневмонией (12 %).
22 (73 %) из 30 пациентов, получавшие генетически модифицированные Т-клетки, умерли во время исследования по сравнению с 21 (95 %) из 22 пациентов контрольной группы. Необходимо отметить, что высокая частота смертности связана с тем, что у пациентов, участвующих в КИ, были опасные для жизни гематологические злокачественные новообразования, для которых отсутствуют методы лечения [33].
Kymriah
Kymriah является первым препаратом аутологичной Т-клеточной иммунотерапии, одобренным Управлением по контролю за качеством пищевых продуктов и лекарственных препаратов США (Food and Drug Administration, FDA). Препарат состоит из аутологичных генно-модифицированных Т-клеток, в геном которых введен ген, кодирующий CAR к CD19 злокачественных и нормальных В-лимфоцитов (табл. 1). При связывании антиген распознающего элемента, представляющего собой одноцепочечный фрагмент мышиного антитела, с антигеном CAR передает сигнал для стимулирования Т-клеток, их экспансии, активации, цитотоксической и цитолитической активности, что приводит к гибели CD19t-клеток [38].
Kymriah показан пациентам в возрасте до 25 лет с острым лимфобластным лейкозом из B-линейных предшественников (ВП-ОЛЛ) с повторными рецидивами или рефрактерной
Таблица 1. Одобренные препараты, содержащие ex vivo генно-модифицированные клетки человека Table 1. Authorised products containing ex vivo genetically modified human cells
Наименование Характеристика препаратов
Strimvelis Zalmoxis Kymriah Yescarta
Производитель GlaxoSmithKline р1с*, Италия MolMed SpA, Италия Novartis, США Kite Pharma, США
Тип продукта Аутологичный Аллогенный Аутологичный Аутологичный
Клетки CD34+-клетки Т-клетки Т-клетки Т-клетки
Векторная система Ретровирус Ретровирус Лентивирус Ретровирус
Экспрессиру-емый ген Аденозиндезами-наза Низкоаффинный рецептор фактора роста нервов (ДLNGFR) и тимидинкиназа вируса простого герпеса (HSV-TK) CAR к CD19 CAR к CD19
Доза от 2-106 до 20-106 клеток/кг 1-107 клеток/кг от 0,2106 до 5-106 клеток/кг пациентам с массой до 50 кг; от 0,1-106 до 2,5-10в клеток/кг пациентам с массой более 50 кг 2-106 клеток/кг, максимальная доза 2108 клеток/ кг в 68 мл
Показания Лечение пациентов с тяжелым комбинированным иммунодефицитом, вызванным недостаточностью аденозиндезами-назы Дополнительная терапия при гаплоТГСК у взрослых с высоким риском гематологических злокачественных новообразований До 25 лет: лечение острого лимфо-бластного лейкоза из B-линейных предшественников, который является рефрактерным или во втором или более позднем рецидиве; Взрослые пациенты: лечение рецидивирующей или рефрактерной диффузной В-крупноклеточной лимфомы после двух или более линий терапии Лечение рецидивирующей или рефрактерной диффузной В-крупно-клеточной лим-фомы после двух или более линий терапии
Страна (год регистрации) ЕС (2016) ЕС (2016) США (2017); ЕС (2018) США (2017); ЕС (2018)
*С 2018 г. права переданы компании Orchard Therapeutics, Великобритания.
формой (r/r), а также взрослым пациентам с r/r диффузной В-крупноклеточной лимфомой (ДБККЛ), получавшим две или более линий терапий [39].
В открытом неконтролируемом КИ NCT02228096, проведенном на 63 пациентах, средний возраст которых составил 12 лет (3-23 года), оценивалась эффективность Kymriah при ВП-ОЛЛ по достижению полной ремиссии (ПР) в течение 3 месяцев после инфузии препарата, продолжительности ПР и доле пациентов с ПР с минимальной остаточной болезнью (МОБ). Среди 63 пациентов, все из которых были МОБ-негативными, ПР достигли 40 (63 %), частичной ремиссии (ЧР) — 12 (19 %) (табл. 2). Вторичная конечная точка по продолжительности ответа не была достигнута (диапазон от 1,2 до 14,1 месяца). Среди 52 пациентов, достигших ПР или ЧР, у 13 отмечалось развитие рецидива, из них трое впоследствии умерли после лечения Kymriah, и двое — после начала другой терапии. Таким образом, коэффициент развития рецидива составил 75,4 % (95 % ДИ: 57,2-86,7) через 6 месяцев и 63,8 % (95 % ДИ: 41,579,4) через 12 месяцев [38, 40].
Оценку эффективности Т-клеточной иммунотерапии у пациентов с ДБККЛ, которые ранее получали более двух линий химиотерапии, включая ритуксимаб и антрациклин, или с рецидивами после аутологичной ТГСК, осуществляли в ходе открытого неконтролируемого КИ NCT02445248. Исследование проводили в 10 странах Северной Америки, Европы, Австралии и Японии на 106 пациентах, получивших Kymriah [41]. Эффективность оценивалась по частоте объективного ответа (ЧОО) и длительности ответа (ДО) (табл. 3). Из 68 пациентов 50 % имели полный или частичный ответ, при этом среднее время до первого ответа на Kymriah со-
ставило 0,9 месяца (0,7-3,3 месяца). Средняя ДО не была достигнута [38, 39, 42].
Учитывая эффективность Т-клеток, модифицированных CAR, применение Kymriah связанно с высокими рисками развития СНР, в том числе жизнеугрожающих состояний, среди которых синдром высвобождения цитокинов (Cytokine release syndrome, CRS), нейротоксичность, нейтропения, цитопения, продолжающаяся более 28 сут, инфекции и гипогаммаглобу-линемия.
Таблица 2. Данные эффективности лечения r/r ВП-ОЛЛ препаратом Kymriah [38]
Table 2. Data on the efficacy of treatment of refractory or relapsed (r/r) B-cell precursor acute lymphoblastic leukemia (BP-ALL) by Kymriah [38]
Показатель эффективности Количество пациентов (n = 63)
ПР/ЧР (95 % ДИ) 52 (83 %) (71-91)
ПР 40 (63 %)
ЧР 12 (19 %)
ПР или ЧР с МОБ (95 % ДИ) 52 (83 %) (71-91)
Медиана (месяцы) продолжительности ремиссии (95 % ДИ) Не достигнута (7,6-НО)
Примечание. ПР — полная ремиссия; ЧР — полная ремиссия с неполным восстановлением показателей крови; МОБ — минимальная остаточная болезнь (негативная); НО — невозможно оценить.
Таблица 3. Сравнение частоты и длительности ответов при лечении r/r ДБККЛ препаратами Kymriah и Yescarta [38, 43] Table 3. Comparison of the frequency and duration of responses in the treatment of refractory or relapsed (r/r) diffuse large B-cell lymphoma by Kymriah and Yescarta [38, 43]
Препарат
Частота ответа Kymriah Yescarta
Количество пациентов
[n = 68] [n = 101]
ЧОО (ПО+ЧО) (95 % ДИ) 34 (50 %) (37,6-62,4) 73 (72 %) (62-81)
Частота полного ответа (ПО) (95 % ДИ) 22 (32 %) (21,5-44,8) 52 (51 %) (41-62)
Частота частичного ответа (ЧО) (95 % ДИ) 12 (18 %) (9,5-28,8) 21 (21 %) (13-30)
ДО (в месяцах) Количество пациентов
[n = 34] [n = 73]
Медиана ДО (95 % ДИ) НО (5,1-НО) 9,2 (5,4-НО)
ДО, если лучший ответ это ПО (95 % ДИ) НО (10,0-Н0) НО (8,1-НО)
ДО, если лучший ответ это ЧО (95 % ДИ) 3,4 (1,0-Н0) 2,1 (1,3-5,3)
Примечание. 95 % ДИ — 95 % доверительный интервал; НО — невозможно оценить; ЧОО — частота объективного ответа; ПО — полный ответ; ЧО — частичный ответ; ДО — длительность ответа.
CRS, включая смертельные или опасные для жизни реакции, развивался у 54 (79 %) пациентов с r/r ОЛЛ и 78 (74 %) с r/r ДБККЛ. Лечение CRS проводилось тоцилизума-бом и/или кортикостероидами (например, метилпреднизо-лон). Среднее время до разрешения CRS составляло 8 сут (диапазон 1-36). В двух КИ было зафиксировано пять смертей в течение 30 сут после инфузии Kymriah: два пациента с r/r ОЛЛ умерли с CRS и прогрессирующей лейкемией или внутричерепным кровоизлиянием, у 3 пациентов с r/r ДБККЛ был CRS в условиях стабильного прогрессирующего заболевания. Основными проявлениями CRS были лихорадка (92 %), гипотония (67 %), гипоксия (20 % ОЛЛ, 35 % ДББКЛ) и тахикардия (30 % ОЛЛ, 14 % ДББКЛ), также CRS был связан с печеночной, почечной и сердечной недостаточностью и коагулопатией [38, 39].
У 49 (72 %) пациентов с ОЛЛ и 62 (58 %) с ДББКЛ наблюдалась неврологическая токсичность, выражавшаяся в головной боли (37 и 21 %), энцефалопатии (34 и 16 %), делирии (21 и 6 %), тревожности (13 и 9 %), нарушении сна (10 и 9 %), головокружении (6 и 11 %), треморе (9 и 7 %) и периферической невропатии (4 и 8 %), а также единичными случаями судорог, мутизма и афазии [38]. Также СНР были связаны с развитием инфекционных заболеваний (55 %), которые привели к смерти 3 пациентов, фебрильной нейтропении или вирусной реактивации гепатита B [38, 39].
Yescarta
Препарат Yescarta также является препаратом аутологич-ной Т-клеточной иммунотерапии, содержащим CAR к CD19 антигену. Он предназначен для лечения пациентов с r/r ДБККЛ, включая первичную медиастинальную В-крупноклеточную лимфому (ПМВКЛ) и фолликулярную лимфому, после двух или более линий терапии [43, 44].
В открытом неконтролируемом КИ NCT02348216 из 111 пациентов, подвергшихся лейкаферезу, 101 была проведена инфузия Yescarta, девяти другим пациентам не проводилось
лечение из-за прогрессирующего заболевания или серьезных побочных реакций после лейкафереза. Средний возраст пациентов составил 58 лет (23-76), 76 % которых были с ДБККЛ, 16 % — с фолликулярной лимфомой и 8 % — с ПМВКЛ. Среднее количество предшествующих методов лечения составляло 3 (1-10), 77 % пациентов имели рефрактерность, а у 21 % был рецидив в течение 1 года после аутологичной ТГСК. После инфузии Yescarta ЧОО составила 72 %, а среднее время ответа — 0,9 месяца (0,8-6,2 мес). Из 52 пациентов, достигших ПО, 14 изначально имели стабильное заболевание. Медиана длительности ответа составила 9,2 месяца (табл. 3) [44]. Длительность ответа была значительно больше у пациентов с полной ремиссией по сравнению с пациентами с частичной ремиссией. Среди пациентов, достигших ПО, ДО не была достигнута (8,1-НО), тогда как оценочная медиана ДИ среди пациентов с ЧО составила всего 2,1 месяца (1,3-5,3 мес) [43, 45].
У 108 пациентов (7 из фазы I КИ и 101 из фазы II КИ), которых лечили Yescarta, СНР наблюдались у 56 (52 %), выражавшиеся CRS, неврологической токсичностью, серьезными инфекционными заболеваниями, фебрильной нейтропенией, длительной цитопенией и гипогаммаглобулинемией. В КИ было зарегистрировано 34 случая смерти пациентов, из которых 30 — от прогрессирующего заболевания, а 4 были связаны с применением препарата (в соответствии с анализом FDA). Среднее время начала CRS составляло 2 сут (1-12), а среднее время до его разрешения — 7 сут (2-58). CRS проявлялся лихорадкой, гипотонией, тахикардией, гипоксией и ознобом. СНР включали сердечную аритмию (включая фибрилляцию предсердий и желудочковую тахикардию), остановку сердца, сердечную и почечную недостаточность, синдром капиллярной утечки, гипотензию, гипоксию и синдром активации макрофагов и гемофагоцитарный лимфогистиоцитоз. Тоцилизумаб получали 45 % пациентов с CRS. Среднее время возникновения неврологической токсичности составляло 4 сут (1-43), которая продолжалась в среднем 17 сут. У одного пациента была от-
мечена длительная энцефалопатия продолжительностью до 173 сут. Наиболее распространенные проявления неврологической токсичности включали энцефалопатию, головную боль, тремор, головокружение, афазию, делирий, бессонницу и беспокойство. Проявления неврологической токсичности компенсировали поддерживающей терапией и/или кортикостерои-дами. Также в связи с тем, что Yescarta активна в отношении нормальных В-клеток, пациентам с гипогаммаглобулинемией внутривенно вводился препарат гамма-глобулина [43, 44].
Несмотря на высокую эффективность лечения Kymriah и Yescarta, существуют опасения относительно долгосрочной эффективности в связи со снижением терапевтических эффектов после 6 месяцев и возможностью развития устойчивости раковых клеток к CAR Т-клеткам. Поэтому для данных препаратов необходимо продолжение долгосрочных исследований эффективности и безопасности.
Заключение
Таким образом, показана возможность, безопасность и эффективность лечения с использованием клеток человека с ex vivo редактированным геномом. Тем не менее некоторые вопросы остаются нерешенными, в том числе долгосрочная эффективность и безопасность, наличие серьезных и жизне-угрожающих побочных эффектов, наличие нецелевой («offtarget») активности. Одним из способов повышения безопасности применения могло бы быть добавление механизмов, контролирующих экспрессию генов или жизнеспособность модифицированных клеток. Например, компания Bellicum разработала технологии GoCAR-T и CaspaCIDe®. В GoCAR-T двойной ко-стимулирующий домен разделен на два домена, один из которых (MyD88/CD40) перенесен на отдельно располагающийся «молекулярный переключатель», регулируемый римидуци-дом. За счет такого разделения ко-стимулирующего домена можно контролировать активацию и пролиферацию Т-клеток путем введения пациенту различного количества римидуцида [46]. В технологии CaspaCIDe® домен связывания химического индуктора димеризации связан с сигнальным доменом каспа-зы-9, которая активируется при связывании с римидуцидом, что приводит к апоптозу клетки [47]. Контролирование активности Т-клеток, содержащих CAR, позволит не только повысить безопасность терапии, но и, возможно, повысить ее эффективность за счет увеличения времени циркулирования модифицированных клеток.
Также важным фактором широкого распространения терапии с использованием технологий редактирования генома является экономическая составляющая, связанная со сложностью технологического процесса производства, высокой стоимостью препаратов (Strimvelis — € 594 000, Yescarta — $ 350 000, Kymriah — $ 475 000), возможностью проведения лечения только в медицинских учреждениях, обладающих специально обученным персоналом.
Несмотря на существующие проблемы, быстрый прогресс в технологиях редактирования генома и культивирования клеток человека, в том числе и возможность появления новых технологий генной инженерии, а также успехи в КИ являются источником оптимизма для будущего этой области и широкого распространения новых методов лечения заболеваний человека.
Благодарности. Работа выполнена в рамках государственного задания ФГБУ «НЦЭСМП» Минздрава России № 056-00023-18-02 на проведение прикладных научных исследований (номер государственного учета НИР AAAA-A18-118021590045-2).
Acknowledgments. The study reported in this publication was carried out as part of a publicly funded research project No. 056-00023-18-02 and was supported by the FSBI «SCEEMP» of the Ministry of Health of Russia (R&D public accounting No. AAAA-A18-118021590045-2).
Информация об отсутствии конфликта интересов.
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов, требующего раскрытия в данной статье.
Conflict of interest. Authors declare no conflict of interest requiring disclosure in this article.
Литература / References
1. Maeder ML, Gersbach CA. Genome-editing technologies for gene and cell therapy. Mol Ther. 2016;24(3):430-46. https://doi.org/10.1038/mt.2016.10
2. Cai M, Yang Y. Targeted genome editing tools for disease modeling and gene therapy. Curr Gene Ther. 2014;14(1);2— 9. https://doi.org/10.2174/156652321402140318165450
3. Perez-Pinera P, Ousterout DG, Gersbach CA. Advances in targeted genome editing. Curr Opin Chem Biol. 2012;16(3-4):268-77. https://doi.org/10.1016Zj.cbpa.2012.06.007
4. Wirth T, Parker N, Yla-Herttuala S. History of gene therapy. Gene. 2013;525(2);162-9. https://doi.org/10.1016/j.gene.2013.03.137
5. Федеральный закон Российской Федерации от 12 апреля 2010 г. № 61-ФЗ «Об обращении лекарственных средств». [Federal Law of the Russian Federation of April, 12, 2010, No. 61-FZ «On Circulation of Medicines» (In Russ.)]
6. Федеральный закон Российской Федерации от 23 июня 2016 г. № 180-ФЗ «О биомедицинских клеточных продуктах». [Federal Law of the Russian Federation of June, 23, 2016, No. 180-FZ «On Biomedical Cell Product» (In Russ.)]
7. Directive 2001/83/EC of the European Parliament and of the Council of 6 November 2001 on the Community Code Relating to Medicinal Products for Human Use.
8. US Food and Drug Administration. Application of Current Statutory Authorities to Human Somatic Cell Therapy Products and Gene Therapy. Federal Register. 1993;58(197):53248-51. Available from: https://www.fda.gov/downloads/Biologic-sBloodVaccines/SafetyAvailability/UCM148113.pdf
9. Nemudryi AA, Valetdinova KR, Medvedev SP, Zakian SM. TALEN and CRISPR/Cas genome editing systems: tools of discovery. Acta Naturae. 2014;6(3):19-40.
10. He Z, Proudfoot C, Whitelaw CB, Lillico SG. Comparison of CRISPR/Cas9 and TALENs on editing an integrated EGFP gene in the genome of HEK293FT cells. Springerplus. 2016;5(1):814. https://doi.org/10.1186/s40064-016-2536-3
11. Germini D, Tsfasman T, Zakharova VV, Sjakste N, Lipinski M, Vassetzky Y. A comparison of techniques to evaluate the effectiveness of genome editing. Trends Biotechnol. 2018; 36(2):147-59. https://doi.org/10.1016/j.tibtech.2017.10.008
12. Guha TK, Wai A, Hausner G. Programmable genome editing tools and their regulation for efficient genome engineering. Comput Struct Biotechnol J. 2017;15:146-60. https://doi. org/10.1016/j.csbj.2016.12.006
13. Gaj T, Gersbach CA, Barbas III CF. ZFN, TALEN and CRIS-PR/Cas-based methods for genome engineering. Trends Biotechnol. 2013;31(7):397-405. https://doi.org/10.1016/j. tibtech.2013.04.004
14. Carroll D. Genome engineering with zinc-finger nucleases. Genetics. 2011;188(4):773-82. https://doi.org/10.1534/ge-netics.111.131433
15. Chen KY, Knoepfler PS. To CRISPR and beyond: the evolution of genome editing in stem cells. Regen Med. 2016;11(8):801-16. https://doi.org/10.2217/rme-2016-0107
16. Li T, Huang S, Jiang WZ, Wright D, Spalding MH, Weeks DP, Yang B. TAL nucleases (TALNs): hybrid proteins composed of TAL effectors and FokI DNA-cleavage domain. Nucleic Acids Res. 2011;39(1):359-72. https://doi.org/10.1093/nar/gkq704
17. Jinek M, Chylinski K, Fonfara I, Hauer M, Doudna JA, Charpentier E. A programmable dual-RNA-guided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity. Science. 2012;337(6096):816-21. https://doi.org/10.1126/science.1225829
18. Jiang F, Doudna JA. CRISPR-Cas9 structures and mechanisms. Annu Rev Biophys. 2017;46:505-29. https://doi.org/10.1146/annurev-biophys-062215-010822
19. Kleinstiver BP, Tsai SQ, Prew MS, Nguyen NT, Welch MM, Lopez JM, et al. Genome-wide specificities of CRISPR-Cas Cpf1 nucleases in human cells. Nat Biotechnol. 2016;34(8):869-74. https://doi.org/10.1038/nbt.3620
20. Kwarteng A, Ahuno ST, Kwakye-Nuako G. The therapeutic landscape of HIV-1 via genome editing. AIDS Res Ther. 2017;14:32. https://doi.org/10.1186/s12981-017-0157-8
21. Tebas P, Stein D, Tang WW, Frank I, Wang SQ, Lee G, et al. Gene editing of CCR5 in autologous CD4 T cells of persons infected with HIV. N Engl J Med. 2014;370(10):901-10. https://doi.org/10.1056/NEJMoa1300662
22. Ghobadi A. Chimeric antigen receptor T cell therapy for Non-Hodgkin Lymphoma. Curr Res Transl Med. 2018;66(2):43-9. https://doi.org/10.1016Zj.retram.2018.03.005
23. Kulemzin SV, Kuznetsova VV, Mamonkin M, Taranin AV, Gorchakov AA. Engineering chimeric antigen receptors. Acta Naturae. 2017;9(1):6-14.
24. Harris DT, Kranz DM. Adoptive T Cell Therapies: A comparison of T cell receptors and chimeric antigen receptors. Trends Pharmacol Sci. 2016;37(3):220-30. https://doi. org/10.1016/j.tips.2015.11.004
25. Jackson HJ, Rafiq S, Brentjens RJ. Driving CAR T-cells forward. Nat Rev Clin Oncol. 2016;13(6):370-83. https://dx.doi. org/10.1038%2Fnrclinonc.2016.36
26. Fesnak AD, June CH, Levine BL. Engineered T Cells: The promise and challenges of cancer immunotherapy. Nat Rev Cancer. 2016;16(9):566-81. https://doi.org/10.1038/nrc.2016.97
27. CD19 T-CAR for treatment of children and young adults with r/r B-ALL (NCT03467256). Available from: https://clinicaltrials. gov/ct2/show/NCT03467256?term=NCT03467256&rank=1
28. Annex I — summary of product characteristics. In: Strimvelis: EPAR — product information. EMA. Available from: http://www. ema.europa.eu/docs/en_GB/document_library/EPAR_-_ Product_Information/human/003854/WC500208199.pdf
29. Booth C, Gaspar HB, Thrasher AJ. Treating immunodeficiency through HSC gene therapy. Trends Mol Med. 2016;22(4):317-27. https://doi.org/10.1016/j.molmed.2016.02.002
30. Aiuti A, Ficara F, Cattaneo F, Bordignon C, Roncarolo MG. Gene therapy for adenosine deaminase deficiency. Curr Opin Allergy Clin Immunol. 2003;3(6):461-6.
31. Cicalese MP, Ferrua F, Castagnaro L, Pajno R, Barza-ghi F, Giannelli S, et al. Update on the safety and efficacy of retroviral gene therapy for immunodeficiency due to ad-enosine deaminase deficiency. Blood. 2016;128(1):45-54. https://doi.org/10.1182/blood-2016-01-688226
32. Cicalese MP, Ferrua F, Castagnaro L, Rolfe K, De Boev-er E, Reinhardt RR, et al. Gene therapy for adenosine de-aminase deficiency: a comprehensive evaluation of short-and medium-term safety. Mol Ther. 2018;26(3):917-31. https://doi.org/10.1016/j.ymthe.2017.12.022
33. Assessment report. Zalmoxis (EMA/CHMP/589978/2016). EMA; 2016.
34. Li HW, Sykes M. Emerging concepts in haematopoietic cell transplantation. Nat Rev Immunol. 2012;12(6):403-16. https://doi.org/10.1038/nri3226
35. Atilla E, Atilla PA, Bozdag SC, Demirer T. A review of infectious complications after haploidentical hematopoietic stem cell transplantations. Infection. 2017;45(4):403-11. https://doi.org/10.1007/s15010-017-1016-1
36. Greco R, Oliveira G, Stanghellini MT, Vago L, Bondan-za A, Peccatori J, et al. Improving the safety of cell therapy with the TK-suicide gene. Front Pharmacol. 2015;6:95. https://doi.org/10.3389/fphar.2015.00095
37. Ciceri F, Bonini C, Stanghellini MT, Bondanza A, Traversari C, Salomoni M, et al. Infusion of suicide-gene-engineered donor lymphocytes after family haploidentical haemopoietic stem-cell transplantation for leukaemia (the TK007 trial): a non-randomised phase I-II study. Lancet Oncol. 2009;10(5):489-500. https://doi.org/10.1016/S1470-2045(09)70074-9
38. Summary basis for regulatory action — KYMRIAH. FDA; 2018. Available from: https://www.fda.gov/downloads/ BiologicsBloodVaccines/CellularGeneTherapyProducts/Ap-provedProducts/UCM606836.pdf
39. Package insert — KYMRIAH. FDA. Available from: https:// www.fda.gov/downloads/BiologicsBloodVaccines/Cellular-GeneTherapyProducts/ApprovedProducts/UCM573941.pdf
40. Maude SL, Pulsipher MA, Boyer MW, Grupp SA, Davies SM, Phillips CL, et al. Efficacy and safety of CTL019 in the first US phase II multicenter trial in pediatric relapsed/refractory acute lymphoblastic leukemia: results of an interim analysis. Blood. 2016;128(22):2801. Available from: http://www. bloodjournal.org/content/128/22/2801/tab-figures-only
41. Study of Efficacy and Safety of CTL019 in Adult DLBCL Patients (JULIET) (NCT02445248). Available from: https://clini-caltrials.gov/ct2/show/NCT02445248
42. Schuster SJ, Bishop MR, Tam C, Waller EK, Borchmann P, Mcguirk J, et al. Global pivotal phase 2 trial of the CD19-targeted therapy CTL019 in adult patients with relapsed or refractory (r/r) diffuse large B-cell lymphoma (DLBCL) — an interim analysis. Hematological Oncology. 2017;35(S2):27. https://doi.org/10.1002/hon.2437_6
43. Summary basis for regulatory action — YESCARTA. FDA; 2017. Available from: https://www.fda.gov/downloads/ BiologicsBloodVaccines/CellularGeneTherapyProducts/Ap-provedProducts/UCM584335.pdf
44. Package insert — YESCARTA. FDA. Available from: https:// www.fda.gov/downloads/BiologicsBloodVaccines/Cellular-GeneTherapyProducts/ApprovedProducts/UCM581226.pdf
45. Neelapu SS, Locke FL, Bartlett NL, Lekakis LJ, Miklos DB, Jacob-son CA, et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. N Engl J Med. 2017;377(26):2531-44. https://doi.org/10.1056/NEJMoa1707447
46. Wilkins O, Keeler AM, Flotte TR. CAR T-cell therapy: progress and prospects. Hum Gene Ther Methods. 2017;28(2):61-6. https://doi.org/10.1089/hgtb.2016.153
47. Zhou X, Di Stasi A, Tey S-K, Krance RA, Martinez C, Leung KS, et al. Long-term outcome and immune reconstitution after haploidentical stem cell transplant in recipients of allodepleted-T-cells expressing the inducible Caspase-9 safety transgene. Blood. 2014;123(25):3895-905. https:// doi.org/10.1182/blood-2014-01-551671
Об авторах
Горяев Артем Анатольевич, канд. биол. наук, заместитель начальника управления экспертизы противобакте-риальных МИБП Центра экспертизы и контроля МИБП ФГБУ «НЦЭСМП» Минздрава России, ORCID: http://orcid. огд/0000-0003-1620-6233
Савкина Мария Владимировна, канд. биол. наук, эксперт 1 категории управления экспертизы противобакте-риальных МИБП Центра экспертизы и контроля МИБП ФГБУ «НЦЭСМП» Минздрава России, ORCID: http://orcid. огд/0000-0002-8527-2157
Мефед Кирилл Михайлович, канд. биол. наук, главный эксперт лаборатории вирусных вакцин Испытательного центра экспертизы качества МИБП ФГБУ «НЦЭСМП» Минздрава России, ORCID: http://orcid.org/0000-0003-1755-6649
Бондарев Владимир Петрович, д-р мед. наук, профессор, директор Центра экспертизы и контроля МИБП ФГБУ «НЦЭСМП» Минздрава России, ORCID: http://orcid. огд/0000-0001-6472-6386
Меркулов Вадим Анатольевич, д-р мед. наук, профессор, заместитель генерального директора по экспертизе лекарственных средств ФГБУ «НЦЭСМП» Минздрава России, ORCID: http://orcid.org/0000-0003-4891-973X
Тарасов Вадим Владимирович, канд. фарм. наук, доцент, директор Института фармации и трансляционной медицины ФГАОУ ВО Первый МГМУ им. И. М. Сеченова Минздрава России (Сеченовский Университет)
Поступила 29.05.2018 Принята к публикации 09.08.2018
Authors
Artem A. Goryaev, Candidate of Biological Sciences, Deputy Head of the Division for Expert Evaluation of Antibacterial Medicinal Immunobiological Products of the Centre for Evaluation and Control of Medicinal Immunobiological Products of the FSBI «SCEEMP» of the Ministry of Health of Russia, ORCID: http://orcid.org/0000-0003-1620-6233
Maria V. Savkina, Candidate of Biological Sciences, 1st Professional Category Expert of the Division for Expert Evaluation of Antibacterial Medicinal Immunobiological Products of the Centre for Evaluation and Control of Medicinal Immunobiologi-cal Products of the FSBI «SCEEMP» of the Ministry of Health of Russia, ORCID: http://orcid.org/0000-0002-8527-2157
Kirill M. Mefed, Candidate of Biological Sciences, Chief Expert of the Laboratory of Viral Vaccines of the Testing Centre for Evaluation of Medicinal Immunobiological Products' Quality of the FSBI «SCEEMP» of the Ministry of Health of Russia, ORCID: http://orcid.org/0000-0003-1755-6649
Vladimir P. Bondarev, Doctor of Medical Sciences, Professor, Director of the Centre for Evaluation and Control of Medicinal Immunobiological Products of the FSBI «SCEEMP» of the Ministry of Health of Russia, ORCID: http://orcid.org/0000-0001-6472-6386
Vadim A. Merkulov, Doctor of Medical Sciences, Professor, Deputy Director-General for Medicinal Products" Evaluation of the FSBI «SCEEMP» of the Ministry of Health of Russia, OR-CID: http://orcid.org/0000-0003-4891-973X
Vadim V. Tarasov, Candidate of Pharmaceutical Sciences, Assistant Professor, Director of the Institute of Pharmacy and Translational Medicine of FSAEI HE I.M. Sechenov First MSMU MOH Russia (Sechenovskiy University)
Received 29 May 2018 Accepted 9 August 2018
