CC BY
168
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ МЕДИЦИНА
УДК 616.89:612.018
К. З. Шаинидзе, Н. С. Новикова, Е. А. Корнева
ОРЕКСИН-СОДЕРЖАЩИЕ НЕЙРОНЫ ГИПОТАЛАМУСА ПРИ СТРЕССЕ И НЕКОТОРЫХ ФОРМАХ ПАТОЛОГИИ
Учреждение Российской академии медицинских наук НИИ экспериментальной медицины СЗО РАМН, Санкт-Петербург
В процессе жизнедеятельности человек постоянно подвергается действию эмоциональных, физических, психологических нагрузок, которые инициируют развитие стрессорных реакций, важнейшими компонентами которых являются изменения уровня гормонов, цитокинов и нейромедиаторов. Показано, что ограничение подвижности, охлаждение животных и комбинированный стресс (ограничение подвижности в сочетании с охлаждением) вызывают ярко выраженную стрессорную реакцию, инициируя значительные изменения содержания в плазме крови катехоламинов, глюко-кортикоидов и цитокинов [1, 2].
Рассмотрению вопроса о влиянии стресса на организм посвящено большое количество работ, и, несмотря на длительный период исследования данной проблемы, ее актуальность не утрачивается по настоящее время. Появление прецизионных методов исследования позволило выявить неизвестные ранее механизмы нейроиммуноэндо-кринных взаимодействий при стрессе, а также причастность различных нейромедиаторов к регуляции процессов реализации реакций мозга на стрессорные воздействия. Недавно открытые нейромедиаторы орексин А и Б, как было показано в ряде работ, могут принимать участие в процессах реализации реакций мозга на стрессорные воздействия, однако вопрос остается малоизученным.
Орексин-содержащие нейроны локализованы в перифорникальной зоне латерального гипоталамического поля [3]. Аксоны этих нейронов проецируются в различные области головного и спинного мозга, в том числе, в гипоталамические структуры, вовлеченные в регуляцию реакций мозга на стрессорные воздействия (паравентри-кулярное, дорзомедиальное аркуатное ядра гипоталамуса; голубое пятно, заднее ги-поталамическое поле) [4-6]. На мембранах этих структур показан высокий уровень содержания рецепторов к орексинам [4-6]. Установлено, что орексины А и В принимают участие в модулировании функций нейроэндокринной системы, инициируя прием пищи [7, 8], активизируя моторную активность [9] и энергетический обмен, прово-
© К. З. Шаинидзе, Н. С. Новикова, Е. А. Корнева, 2011
цируя состояние бодрствования и угнетая обе фазы сна [10-12], регулируя циркадные изменения температуры тела [13]. Также показано, что орексин-содержащие нейроны гипоталамуса могут повышать активность симпатической нервной системы, и участвовать в регуляции ответных реакций на стресс [14, 15]. Таким образом, очевидно, что орексин-содержащие нейроны гипоталамуса играют важную роль в инициации многих физиологических процессов, связанных с затратами энергии. Также стоит отметить и суточную вариабельность процесса синтеза орексина в орексин-содержащих нейронах гипоталамуса. Концентрации орексина и м-РНК препроорексина в клетках достигают максимальных значений в начале светового дня и снижаются к концу светового дня [16].
Подчеркивая важную роль орексин-содержащих нейронов гипоталамуса в регуляции различных физиологических процессов, можно отметить, что при различных нарушениях функций системы орексин-эргических клеток мозга развиваются некоторые формы патологий. Так, например, было установлено, что при недостаточности эндогенного орексина развивается нарколепсия, приступы которой могут провоцироваться различными стрессорными воздействиями, часто требующими повышенной физической активности [17].
Установлено, что механизм поддержания состояния бодрствования включает в себя участие многих регуляторных систем ЦНС (холинэргические нейроны базальных ядер переднего мозга, гистаминэргические нейроны ядер заднего гипоталамуса, серотонинэргические нейроны дорзального ядра шва, холинэргические нейроны области покрышки моста, норадренэргические нейроны синего пятна). Орексин-со-держащие нейроны образуют проекции во все центры бодрствования в центральной нервной системе, вызывая деполяризацию нейронов, локализованных в этих областях [18-20]. Показано, что выброс орексина, вызывая деполяризацию норадренэргических нейронов синего пятна [21], способствует поддержанию мышечного тонуса при бодрствовании, а, деполяризуя гистаминэргические нейроны тубермаммилярных ядер гипоталамуса [22], препятствует отключению сознания в данном состоянии. Нарушение данных взаимодействий является одной из главных причин возникновения нарколепсии и катаплексии (мышечная атония). Приступы нарколепсии и катаплексии провоцируются переживанием сильных стрессогенных эмоций, выражение которых требует активных кратковременных энергетических затрат и участия лимбической системы (смех, возбуждение, смущение, страх, гнев, физические упражнения, испуг). Часто нарколепсия, как заболевание, сопровождается такими недугами, как эндокринно-вегетативные нарушения, артериальная гипотония, ожирение, лимфоцитоз, эозинофи-лия, амимия [24]. Течение нарколепсии хроническое, однако, показано, что с возрастом интенсивность заболевания снижается. Стоит отметить, что мужчины страдают нарколепсией чаще.
Большое количество исследователей считают, что нарколепсия у человека является аутоиммунным заболеванием [17] и вызывается наличием группы генов лейкоцитарного антигена человека (^А). Однако, несмотря на большой объем работ, посвященных изучению данного заболевания, вопрос об этиологии нарколепсии у человека остается открытым.
Помимо данного механизма развития этого заболевания, существуют и генетические нарушения, связанные с мутацией гена ORX рецептора 2 (у собак), вызывающие генетическую форму нарколепсии [17]. В настоящий момент получены эксперимен-
тальные модели данных форм заболевания, изучение которых позволило установить важные различия в клинической картине генетической и аутоиммунной форм нарколепсии. Человеческая форма нарколепсии была получена с помощью разрушения орексин-содержащих нейронов у животных [24]. В данном случае наблюдались ожирение, анорексия, снижение локомоторной активности, отсутствие привыкания к наркотическим препаратам, снижение реакции на стресс [24]. Гипертермическая реакция на стресс у таких животных отсутствовала [25]. У ноккаутных по гену препроорексина животных (генетическая форма нарколепсии) снижались уровень локомоторной активности, частота сердечных сокращений, артериальное давление, отсутствовало привыкание к наркотическим препаратам, наблюдалась анорексия, однако вес животных оставался в пределах нормы. Также как и при человеческой нарколепсии выявлялась сниженная реакция на стресс [26].
Таким образом, можно заключить, что недостаточность системы орексин-со-держащих нейронов является серьезным нарушением и приводит к возникновению хронических заболеваний. Стоит отметить, что при генетической форме, связанной с нарушением лиганд-рецепторного взаимодействия, многие нарушения носят менее выраженный характер (например, ожирение), что может свидетельствовать о наличии компенсаторных регуляторных механизмов, развивающихся еще в начале жизни. При недостаточности орексинэргической системы, вызванной аутоиммунными процессами, приводящими к постепенному разрушению орексин-содержащих нейронов в гипоталамусе, ухудшение клинических проявлений и появление дополнительных симптомов может быть связано с участием в регуляции данных функций других биологически активных веществ, синтезирующихся в нейронах, содержащих орексин (ди-норфин, NARP, галанин и др.).
В настоящее время также активно изучается вопрос о роли орексина в патогенезе таких заболеваний как хорея Хантингтона [27], болезнь Паркинсона [28], синдром обструктивного сонного апноэ [29], диабет II типа [30, 31]. При некоторых формах тяжелой черепно-мозговой травмы также обнаруживается снижение концентраций орек-сина и атрофия орексин-содержащих нейронов у больных [32].
Подводя итог, следует отметить, что недостаточность орексинэргической системы не приводит к гибели и проявляется, главным образом, внезапными приступами, вызванными резким снижением выброса орексина, необходимого для поддержания состояния бодрствования. Данные приступы, как уже отмечалось выше, провоцируются эмоциогенными стрессорными стимулами. Данный аспект подтверждает важную роль системы орексин-содержащих нейронов в механизмах реализации реакций мозга на стресс.
В настоящее время вопрос участия данных нейромедиаторов в регуляции стрес-сорной реакции активно изучается. С помощью иммунногистохимического метода выявления c-Fos белка и орексина А в клетках мозга установлена избирательность реакции орексин-содержащих нейронов при различных стресс-индуцирующих воздействиях. Показано, что данные воздействия приводят к активации доли орексин-содержащих нейронов гипоталамуса, которая варьируется в зависимости от силы и длительности применяемого воздействия [7, 33-35]. При охлаждении и ограничении подвижности молодых крыс показано увеличение количества c-Fos-позитивных орек-син-содержащих клеток гипоталамуса на 15 и 24% соответственно [14, 15], тогда как применение болевого раздражения активирует более 90% орексин-позитивных нейро-
нов гипоталамуса [35]. Однако изменения интенсивности синтеза м-РНК препроорек-сина не столь однозначны: при ограничении подвижности, охлаждении, гипогликемии и ограничении питания количество м-РНК препроорексина возрастает, тогда как при реакциях страха — напротив снижается [14, 15, 33, 35]. По-видимому, избирательность реагирования орексин-содержащих нейронов на стрессорные воздействия разного рода, может быть связана с функциональными различиями популяции орексин-содер-жащих нейронов гипоталамуса.
Показано, что орексины могут влиять на секрецию многих гормонов гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой системы. Данные эффекты могут осуществляться как при помощи нейронных связей с данными структурами, так и напрямую через гипофиз (орексин-содержащие нейроны найдены также и в медиальной эминенции [36, 37], а м-РНК обоих рецепторов к орексину обнаружена в передней и промежуточной долях гипофиза [36, 38] показали, что на мембранах ацидофильных клеток аденогипофиза, синтезирующих соматостатин, экспрессируются рецепторы OXj, тогда как на мембранах клеток промежуточной части и базофильных клетках аденогипофиза, синтезирующих адренокортикотропный гормон (АКТГ), — рецепторы OX2. Орексины и рецепторы к ним были найдены в небольших количествах в задней доле гипофиза. В целом м-РНК к обоим типам рецепторов синтезируется в областях мозга, вовлеченных в регуляцию нейроэндокринных взаимодействий [39]. Рецепторы к орексину и мРНК пре-проорексина обнаруживаются и на мембранах клеток структур мозга, вовлеченных в регуляцию реакций на стрессорные воздействия (паравентрикулярное ядро гипоталамуса (PVH), дорзомедиальное ядро гипоталамуса (DMH), аркуатное ядро гипоталамуса (ARC), заднее гипоталамическое поле (PH), супрахиазматическое ядро гипоталамуса (SCN), супраоптическое ядро гипоталамуса (SON), гиппокамп) [39].
Внутрижелудочковое введение орексина А приводит к увеличению концентрации КРГ, АКТГ, кортикостерона, вазопрессина и адреналина в плазме крови у крыс [14, 40-46]. По мнению некоторых исследователей, секреция КРГ может быть обусловлена повышением уровня NPY, действующего на Yj рецепторы [43, 45], что указывает на возможную связь NPY и орексина. Орексины могут стимулировать секрецию КРГ in vitro [46], а применение антагониста к рецепторам КРГ блокирует повышение корти-костерона в плазме крови крыс, вызванное внутрижелудочковым введением орексина [42, 47]. С другой стороны, на культуре клеток аденогипофиза крыс показано, что орексины ингибируют КРГ-стимулированную секрецию АКТГ [47].
Орексины также стимулируют секрецию кортизола [48-50] и альдостерона [48, 51] у крыс и свиней, подобный эффект показан и на культуре ткани надпочечников человека, что позволило прийти к заключению о независимости механизмов стимуляции секреции кортизола и альдостерона в этих условиях от действия АКТГ [49, 50]. Увеличение количества кортикостерона и кортизола в плазме крови может быть обусловлено также повышением концентрации цАМФ и возможно зависит от нее (у крыс [49], и у человека [50]). Объединяя эти данные, некоторые исследователи полагают, что орексин А и АКТГ запускают схожие реакции, увеличивающие уровень секреции глю-кокортикоидных гормонов [50]. В работе Jaszberenyi [43] на культуре ткани надпочечников крыс показано, что введение в культуру орексина А не приводит к повышению секреции глюкокортикоидов. Недельное в/в введение орексина А или B крысам вызывает повышение концентраций альдостерона и кортикостерона в плазме крови, однако содержание КРГ и АКТГ не изменяется [48]. Внутрижелудочковое введение орексина
А повышает интенсивность секреции адреналина и норадреналина надпочечниками [52], подобный эффект наблюдается и в культуре тканей надпочечников свиней [51].
Повышение секреции основных стрессорных нейромедиаторов и гормонов, вызванное действием орексина, позволяет говорить о возможном участии орексин-со-держащих нейронов в механизмах регуляции стресс-индуцированных реакций организма. Эти данные согласуются с работами, в которых описаны поведенческие реакции животных на внутрижелудочковое введение орексина А. Например, грумминг и оборонительное поведение, вызванные данным воздействием, являются типичными для генерализованной стресс-реакции [14, 53-55]. Применение антагониста к рецепторам ОХ1 SB-334867 [53], а также к рецепторам КРГ, дофамина и серотонина [53, 56, 57] отменяет стресс-подобную реакцию, вызванную внутрижелудочковым введением орексина А [55].
По мнению ряда исследователей, при оценке степени вовлеченности орексин-со-держащих нейронов гипоталамуса в регуляцию стрессорного ответа важно дифференцировать такие эффекты орексинов как усиление моторной активности и бодрствования от типичных стрессорных поведенческих реакций [58].
Перечисленные факты свидетельствуют в пользу участия системы орексин-со-держащих нейронов и самого орексина в регуляции реакций мозга на стрессорные воздействия, однако этот вопрос остается малоизученным. В нашей лаборатории при помощи современных методов исследования были подробно изучены особенности реагирования орексин-содержащих нейронов гипоталамуса крыс на ограничение подвижности и охлаждение. На первом этапе исследования были установлены особенности реагирования системы орексин-содержащих нейронов гипоталамуса на ограничение подвижности и охлаждение на фоне ограничения подвижности. Для реализации данной задачи анализировали динамику экспрессии гена препроорексина во время и после стрессорных воздействий. Исследования проводились на крысах-самцах породы Wistar. Животные были поделены на три экспериментальные группы: интактные животные, животные, которым ограничивали подвижность в течение часа и животные, которых на фоне часового ограничения на 20 минут помещали в холод на -20°С. Опыты проводились в одно и то же время, в 11 часов утра. Взятие материала проводили через 20, 40, 60, 90, 120 минут от начала опыта.
На втором этапе проводили иммуногистохимический анализ орексин-содержа-щих нейронов гипоталамуса в тех временных параметрах, на которых были выявлены наиболее значительные изменения.
Для определения реакции орексин-содержащих нейронов гипоталамуса крыс на применяемые стрессорные воздействия проводили исследование динамики изменения синтеза орексина косвенно по изменению уровня экспрессии гена препроорек-сина. Интенсивность экспрессии гена препроорексина имеет ультрадианный ритм (рис. 1). У интактных животных в период с 11-40 до 12-00 часов в клетках гипоталамуса крыс происходит постепенное увеличение экспрессии гена препроорексина. Относительный уровень экспрессии гена препроорексина у интактных животных в 12-00 был в 3,6 раза выше по сравнению с ее уровнем у интактных животных в 11-40. Затем в 12-30 уровень экспрессии гена препроорексина значительно снижался (в 8 раз) и снова возрастал к 13-00.
1,2
1,0
0,8
0,6
0,4
0,2
0,0
#
** ## ■ ** # ■ * ■
I н I _
1 * і
11:40
12:00
12:30
13:00
Рис. 1. Относительный уровень экспрессии гена препроорексина в гипоталамусе крыс породы '^э1аг при ограничении подвижности и охлаждении.
По оси ординат — ^) — уровень экспрессии гена препроорексина в гипоталамусе крыс; по оси абсцисс (X) — время опыта.
Группы животных: 1 — интактные; подвергнутые: 2 — ограничению подвижности, 3 — ограничению подвижности и охлаждению.
*р < 0.05, **р < 0.005 по сравнению с уровнем экспрессии гена препроорексина в гипоталамусе у интактных животных, взятых в опыт в предыдущий срок; р < 0.05, р < 0.005 по сравнению с уровнем экспрессии гена препроорексина в гипоталамусе у интактных животных; ■ р < 0.05 по сравнению с уровнем экспрессии гена препроорексина в гипоталамусе у животных, подвергнутых ограничению подвижности.
Анализ интенсивности экспрессии гена препроорексина в гипоталамусе крыс при данных воздействиях показал, что наиболее значительные изменения уровня экспрессии гена препроорексина в клетках гипоталамуса наблюдается через час после воздействий.
Сравнение данных, полученных в результате анализа экспрессии гена препро-орексина в клетках гипоталамуса крыс при данных воздействиях, позволяет заключить, что наиболее значительные изменения интенсивности его экспрессии наблюдаются сразу и через час после окончания действия стрессорных стимулов. Поэтому в следующей серии экспериментов иммуногистохимический анализ реакции орексин-содержащих нейронов гипоталамуса крыс на ограничение подвижности и комбинированное воздействие (ограничение подвижности и охлаждение) проводили через час после их окончания.
Иммуногистохимический анализ проводили по трем показателям:
1. Общее количество орексин-позитивных нейронов на срезе мозга 26-32 уровня согласно атласу Swanson.
2. Количество орексин-позитивных нейронов, локализованных в структурах гипоталамуса на срезах мозга 28-32 уровня согласно атласу Swanson (латеральное, заднее поля гипоталамуса, дорзомедиальное ядро гипоталамуса).
3. Количество орексин-позитивных нейронов, локализованных в зонах структур гипоталамуса на срезах мозга 28-32 уровня согласно атласу Swanson.
Орексин-содержащие нейроны характеризуются разнообразием форм: сферическая, эллипсоидная, треугольная (рис. 2).
Рис. 2. Орексин-позитивные нейроны перифорникальной зоны гипоталамуса крысы породы 'Шзіаг.
На микрофотографиях представлен участок латерального гипоталамического поля, с орексин-содержащими нейронами (Х40). Меченые нейроны имеют темно-коричневую окраску.
У интактных животных нейроны заполнены орексиновыми гранулами, имеют четко окрашенные контуры. Показано, что орексин-содержащие нейроны локализованы, главным образом, в перифорникальной области латерального гипоталамического поля (КНА). Небольшое количество их также представлено в паравентрикулярном (PVN), дорзомедиальном ^МН) ядрах и заднем поле гипоталамуса (PH) (рис. 3). В гипоталамусе интактных крыс орексин-содержащие нейроны расположены в структурах, представленных на срезах мозга с 25 по 32 уровни (рис. 4). Максимальное количество орексин-позитивных клеток располагается в структурах, локализованных на срезах мозга 28-го, 29-го, 30-го уровней (рис. 4).
Рис. 3. Локализация орексин-содержащих нейронов в дорзомедиальном ядре гипоталамуса ^МН) (А, В, С) и заднем гипоталамическом поле (PH) ф, Е).
А, D — схемы фронтальных срезов мозга с орексин-содержащими нейронами, которые обозначены точками; В, С, Е — микрофотографии выделенных на схеме зон (В, Е х10, С х40). А, В, С — срез мозга 28 уровень; D, Е — срез мозга 31 уровень.
Рис. 4. Распределение орексин-содержащих нейронов в структурах гипоталамуса интактных крыс породы Wistar [25 по 32 уровень срезов мозга по атласу Swanson L. W].
Точками обозначены орексин-содержащие нейроны. 1-8 — схемы фронтальных срезов гипоталамуса с 25-32 уровни соответственно по атласу [Swanson’s, 2004].
У животных после ограничения подвижности происходит снижение степени иммунореактивности орексин-позитивных нейронов в структурах гипоталамуса, расположенных на 28 уровне среза мозга крыс, что проявляется в снижении степени визуализации орексин-позитивных нейронов, локализованных в этой области и соответственно уменьшении количества определяемых орексин-позитивных нейронов. То есть значительная часть орексин-позитивных клеток на срезах мозга у животных экспериментальной группы содержит меньше орексина в сравнении с его содержанием в орек-син-позитивных клетках гипоталамуса интактных животных, что на срезах проявлялось снижением общего количества нейронов, в которых иммуногистохимически выявляли
орексин. При анализе общего количества иммунореактивных орексин-содержащих нейронов у экспериментальных животных после ограничения подвижности определено изменение степени иммунореактивности орексин-содержащих нейронов (табл. 1).
Таблица 1. Общее количество орексин-содержащих нейронов гипоталамуса крыс, локализованных на срезе мозга определенного уровня, при ограничении подвижности и сочетанном применении ограничения подвижности и охлаждения
Животные (п-6) Средние значения количества орексин-позитивных нейронов в структурах, представленных на срезе мозга конкретного уровня
28 29 30 31 32
Интактные 116,1±5,3 106,5±5,6 76,1±4,7 49,5±3,6 18,7±2,8
Подвергнутые ограничению подвижности 95,9±6,2* 108,0±7,6 85,1±6,3 58,9±2,8* 19,3±2,6
Подвергнутые ограничению подвижности и охлаждению 126,1±5,1 114,7±14,3 81,5±4,9 51,6±6,5 24,2±3,7
Примечание. Уровни срезов мозга указаны в соответствии с атласом мозга крыс Swanson’s, 1992.* — P<0,05; степень достоверности различий между средним количеством орексин-позитивных нейронов, расположенных на определенном срезе, в гипоталамусе интактных и подвергнутых воздействию животных; — P<0,005 степень достоверности различий между количеством орексин-позитивных нейронов, расположенных на определенном срезе в гипоталамусе животных, подвергнутых ограничению подвижности и ограничению подвижности и охлаждению.
Как видно из таблицы, в структурах гипоталамуса, локализованных на срезах, относящихся к 28 уровню мозга крыс, иммунореактивность орексин-содержащих нейронов снижена на 17%. В противоположность этому на срезах мозга 31 уровня, выявлено увеличение количества орексин-позитивных нейронов на 19% (рис. 5). При комбинированном воздействии — ограничении подвижности и охлаждении — у экспериментальных животных на 31% повышается количество орексин-позитивных нейронов в структурах гипоталамуса, расположенных на срезах мозга 28-го уровня (рис. 5).
Рис. 5. Количество орексин-позитивных нейронов в перифорникальной зоне гипоталамуса крыс через 1 час после окончания ограничения подвижности и охлаждения. По оси ординат — (Y) — абсолютное количество орексин-позитивных нейронов на срезе; по оси абсцисс (X) — уровни срезов мозга крыс по атласу Swanson L. W.
Группы животных: 1 — интактные; подвергнутые: 2 — ограничению подвижности, 3 — ограничению подвижности и охлаждению.
*р < 0.05 по сравнению с количеством орексин-позитивных клеток у интактных животных; р < 0.005 по сравнению с количеством орексин-позитивных клеток у животных через час после ограничения подвижности.
В структурах гипоталамуса, локализованных на 31 уровне среза мозга крыс, наблюдается тенденция к снижению степени иммунореактивности орексин-содержащих нейронов (13%). Изменений иммунореактивности орексин-содержащих нейронов в структурах гипоталамуса, расположенных на 29, 30 и 32 уровнях срезов, не выявлено.
Как уже было отмечено выше, орексин-содержащие нейроны в основном расположены в LHA, DMH, PH. Для оценки особенностей распределения орексин-содержащих нейронов в гипоталамусе был произведен подсчет орексин-позитивных нейронов, локализованных в разных структурах (рис. 6).
Рис. 6. Количество орексин-позитивных нейронов, локализованных в латеральном гипоталами-ческом поле (LHA), дорзомедиальном ядре гипоталамуса (DMH), заднем гипоталамическом поле (PH) крыс через 1 час после ограничения подвижности и охлаждения.
По оси ординат — (Y) — количество орексин-позитивных нейронов в конкретных структурах, расположенных срезе мозга определенного уровня; по оси абсцисс (X) — уровни срезов мозга крыс по атласу Swanson L. W.
Группы животных: 1 — интактные; подвергнутые: 2 — ограничению подвижности, 3 — ограничению подвижности и охлаждению.
*р < 0,05 по сравнению с количеством орексин-позитивных клеток у интактных животных; p < 0,05, p < 0,005 по сравнению с количеством орексин-позитивных клеток у животных через час после ограничения подвижности.
Дифференцированное определение количества орексин-позитивных клеток в исследуемых структурах гипоталамуса позволило установить, что после ограничения подвижности животных иммунореактивность орексин-содержащих нейронов, локализованных в LHA на срезах мозга 28-го уровня (рис. 6) снизилась на 17% по сравнению с их количеством у интактных животных. После применения комбинированного воздействия количество орексин-содержащих нейронов, локализованных в LHA на срезах мозга 28-го уровня, повысилось на 29% по сравнению с их количеством у животных после ограничения подвижности (рис. 6).
В области DMH на срезах мозга 29-го уровня количество орексин-позитивных нейронов после ограничения подвижности животных повысилось на 39% по сравнению с их количеством у интактных животных (рис. 6). В DMH на срезах 31 уровня количество орексин-позитивных нейронов в этих условиях повышается на 138% по сравнению с их количеством орексин-позитивных нейронов у животных контрольной группы. После применения комбинированного воздействия количество визуализированных орексин-содержащих нейронов, локализованных в DMH на срезах мозга 28-го уровня, увеличилось на 65% (рис. 6).
Анализ количества орексин-позитивных клеток в различных зонах определенных структур гипоталамуса ^НА, DMH, PH, PVH) позволил установить, что их количество изменяется по-разному в различных зонах одних и тех же структур после стрес-сорных воздействий.
Анализ количества орексин-содержащих клеток, локализованных в определенных зонах структур гипоталамуса, в расположенных срезах мозга 28-го уровня, позволил выявить снижение иммунореактивности нейронов только в LHAd на 31% через 1 час после окончания ограничения подвижности (рис. 7). Применение комбинированного воздействия привело к повышению степени иммунореактивности орексин-содер-жащих нейронов, локализованных на срезах мозга 28-го уровня, которое наблюдается в зонах LHAd (59%), DMH (65%), LHAjd (41%) (рис. 7). В тех же структурах мозга, локализованных на срезах мозга крыс 29-го уровня, количество орексин-позитивных нейронов гипоталамуса после ограничения подвижности животных оставалось без изменений.
Однако, при анализе изменений иммунореактивности орексин-содержащих нейронов в различных зонах тех же структур после данного воздействия, выявлены различия. В LHA на срезах мозга 28-го уровня количество иммунореактивных орексин-со-держащих нейронов увеличивалось на 76% в области LHAs, тогда как в области LHAm происходило снижение числа орексин-позитивных клеток на 63% (рис. 7).
В структурах гипоталамуса крыс, локализованных на срезах мозга 29-го уровня, после применения комбинированного воздействия изменения отмечаются в области LHAm, в которой количество иммунореактивных орексин-содержащих нейронов увеличивается на 135% (рис. 7). Количество орексин-позитивных клеток, представленных в структурах гипоталамуса на срезах мозга 31-го уровня, после ограничения подвижности повысилось на 19%, главным образом, за счет увеличения степени иммунореактивности орексин-содержащих нейронов в дорзальной части PH на 41% (рис. 7). В дорзальной части PH степень иммунореактивности орексин-содержащих нейронов, расположенных на срезах мозга 31-го уровня крыс, понизилась на 39%. Однако, в области DMH количество орексин-позитивных нейронов повысилось на 138%. Таким образом, можно заключить, что изменение иммунореактивности орексин-содержащих нейро-
нов гипоталамуса крыс, как при ограничении подвижности, так и при сочетанном применении ограничения подвижности и охлаждения, происходит преимущественно в структурах дорзальной части перифорникальной области гипоталамуса (рис. 7). Иммунореактивность орексин-содержащих нейронов гипоталамуса, локализованных в структурах под сводом головного мозга, не изменяется.
Рис. 7. Изменение иммунореактивности орексин-позитивных нейронов в зонах определенных структур гипоталамуса крыс.
По оси ординат — (Y) — количество орексин-позитивных нейронов в структурах, расположенных на срезе; по оси абсцисс (X) — зоны и структуры гипоталамуса, согласно по атласу Swanson L. W.
Группы животных: 1 — интактные, подвергнутые: 2 — ограничению подвижности, 3 — ограничению подвижности и охлаждению.
*р < 0,05 по сравнению с количеством орексин-позитивных клеток у интактных животных; p < 0,05, p < 0,005 по сравнению с количеством орексин-позитивных клеток у животных через час после ограничения подвижности.
Сравнение литературных данных с полученными нами результатами позволяет заключить, что в процесс реализации ответа мозга на стрессорные стимулы вовлекается только часть орексин-содержащих нейронов. Анализ количества орексин-позитив-ных клеток в различных зонах определенных структур гипоталамуса (ЬИЛ, ЭМИ, PH, PVH) позволил установить, что их количество изменяется по-разному в различных зонах одних и тех же структур после стрессорных воздействий.
Сочетанное применение ограничения подвижности и охлаждения через 1 час после окончания воздействия приводит к восстановлению снижающегося при ограничении подвижности количества орексин-позитивных нейронов до показателей, ха-
рактерных для количества этих нейронов у интактных животных в части LHAd, расположенной на срезах мозга 28-го уровня, а также в LHAm и PH на срезах мозга 29-го и 31-го уровней соответственно. Однако повышенным количество орексин-позитив-ных нейронов остается в таких зонах как ЭМШ, LHAjd, локализованных на срезах мозга 28-го уровня, в LHAs и ЭМШ, локализованных на срезах мозга 29-го уровня, а также в ЭМШ, локализованной на срезах мозга 31-го уровня (рис. 8).
Рис. 8. Изменение иммунореактивности орексин-позитивных нейронов в структурах и зонах гипоталамуса крыс, на срезах, соответствующих 28-31 уровням.
1-4 — после ограничения подвижности; 5-8 — после ограничения подвижности и охлаждения. Штриховкой обозначены структуры и зоны гипоталамуса крыс (по атласу Swanson L. W. ), в которых наблюдается увеличение иммунореактивности орексин-позитивных нейронов, темно-серым — ее уменьшение.
Сопоставление данных, полученных в результате изучения экспрессии гена пре-проорексина, с данными иммуногистохимического анализа иммунореактивности орексин-содержащих нейронов гипоталамуса позволяет заключить, что наблюдаемое после ограничения подвижности увеличение уровня м-РНК препроорексина в структурах гипоталамуса сопровождается увеличением количества орексин-позитивных нейронов, локализованных в структурах PH, DMHa, и верхней части LHA. Однако, несмотря на повышенный синтез м-РНК препроорексина в гипоталамусе крыс при ограничении подвижности, иммунореактивность орексин-содержащих нейронов, локализованных в LHAs и LHAd, значительно снижается.
Синтез м-РНК препроорексина при комбинированном воздействии — ограничении подвижности и охлаждении — снижается по сравнению с его уровнем у животных после ограничения подвижности, и соответствует показателям, характерным для интенсивности синтеза м-РНК препроорексина у интактных животных. Таким образом, при комбинированном воздействии (ограничение подвижности и охлаждение) наблюдается нивелирование выявляемых после ограничения подвижности изменений уровня экспрессии гена препроорексина в структурах гипоталамуса.
Анализ полученных данных позволяет полагать, что наблюдаемые через 1 час после примененных стрессорных воздействий изменения, связаны с динамикой интенсивности синтеза м-РНК препроорексина в гипоталамусе крыс, так и по-видимому изменением скорости процесса утилизации орексина А в орексин-содержащих нейронах. Изменение соотношения интенсивности синтеза и утилизации орексина А в орек-син-содержащих нейронах гипоталамуса проявляется снижением или повышением степени их иммунореактивности через 1 час после примененных экспериментальных воздействий.
Повышение уровня экспрессии гена препроорексина в клетках гипоталамуса при одновременном снижении иммунореактивности орексин-содержащих нейронов, локализованных в определенных структурах и зонах гипоталамуса, в условиях ограничения подвижности и его сочетанного применения с охлаждением, свидетельствует о нарушении баланса между синтезом и потреблением орексина в этих нейронах и их вовлеченности в процессы реализации реакций мозга на примененные стрессорные воздействия.
Таким образом, анализ данных свидетельствует о существовании функциональных различий популяций орексин-содержащих нейронов, не выявляемых при простой количественной оценке орексин-позитивных нейронов, расположенных в определенных структурах на срезах мозга конкретного уровня. Подробное картирование орек-син-позитивных нейронов, локализованных в различных структурах и зонах гипоталамуса, при ограничении подвижности и ограничении подвижности на фоне охлаждения позволило установить морфофункциональную дискретность системы орексин-содержащих нейронов гипоталамуса, участвующих в процессе реализации ответа на данные виды стрессорных воздействий.
Особо стоит отметить, что изменение иммунореактивности орексин-содержа-щих нейронов, расположенных в структурах гипоталамуса, вовлеченных в систему регуляции теплопродукции (LHA, БМ^ PH), дает основание допустить возможность участия орексин-содержащих нейронов в процессах терморегуляции. Предположение о том, что орексин-содержащие нейроны гипоталамуса могут быть вовлечены в терморегуляцию, согласуются с новыми литературными данными. Показано, что у мышей, ноккаутных по гену препроорексина, отсутствовали циркадные изменения температуры тела [13]. В ряде работ показано, что эффект действия орексина на температуру тела может зависеть как от состояния животного, так и от способа и места введения орексина в организм животного [59-66]. Разные дозы орексина могут вызывать как повышение, так и понижение температуры тела животного [59-64]. Наряду с данными, свидетельствующими о действии орексина на процесс терморегуляции, известны и данные о контролирующем действии коры на терморегуляционный эффект орекси-на: подавление активности коры во фронтальной области блокирует повышение температуры тела, вызванное внутрижелудочковым введением орексина А [63].
На основании многочисленных литературных данных можно также допустить, что орексин-содержащие нейроны могут быть вовлечены в регуляцию лихорадки. Показано, что внутрижелудочковое введение орексина А снижает лихорадку, вызванную введением LPS [64], а у здоровых животных, напротив, вызывает повышение температуры тела, подавляемое предварительным введением индометацина (ингибитора синтеза простагландина Е2) [59, 67]. Известно, что данный вид простагландинов опосредует внутриклеточное действие пирогенов и цитокинов в гипоталамусе при форми-
ровании продромального синдрома. Провоспалительные цитокины, секретируемые в ответ на введение антигенов различной природы, проникая через гематоэнцефали-ческий барьер, активируют ЦНС, а также афферентные волокна блуждающего нерва. ЦНС, в свою очередь, активирует комплекс реакций, получивших название «sickness behavior» и включающих в себя повышение температуры, анорексию, затаивание, социальное избегание и сонливость. Как уже было отмечено выше, орексин-содержащие нейроны принимают участие в регуляции моторной активности, циркадных ритмов, пищевого поведения, восприятия боли, регуляции температуры тела, а потому могут косвенным образом участвовать в регуляции продромального синдрома. При внутривенном введении LPS снижается синтез м-РНК препроорексина в гипоталамусе, аппетит и моторная активность животного [68]. Показано снижение иммунореактивности орексин-содержащих нейронов гипоталамуса через 6 часов после внутривенного введения LPS [69]. Активация же орексин-содержащих нейронов гипоталамуса крыс, вызванная пищевой депривацией, подавляется внутривенным введением LPS [68].
Ограничение подвижности в сочетании с охлаждением животного является сильным стрессорным стимулом, вызывающим дисфункцию как нервной, так и иммунной системы [1, 2, 70, 71], а реакции орексин-содержащих нейронов гипоталамуса, выявленные при ограничении подвижности и охлаждении, могут свидетельствовать об их вовлечении в механизмы реализации нейроиммунных взаимодействий.
Подводя итог, стоит отметить, что изучение возможного участия орексин-содер-жащих нейронов гипоталамуса в регуляции реакций ЦНС на стрессорные воздействия являются важным этапом в формировании представлений о данной нейромедиатор-ной системе. Дальнейшее исследование стресс-индуцированных изменений, приводящих к нарушению нейроиммуноэндокринных взаимодействий, позволит установить возможные пути коррекции данных нарушений на фоне заболеваний, связанных с недостаточностью системы орексин-эргических клеток мозга.
Литература
1. Pacak Karel and Palkovits Miklos. Stressor Specificity of Central Neuroendocrine Responses: Implications for Stress-Related Disorders // Endocrine Reviews. 2001. Vol. 22(4). P. 502-548.
2. Sheridan J., FengN., Bonneau R. et al // J. Neuroimmunol. 1991. Vol. 31, № 2. P. 245-255.
3. Lecea De L., KilduffT. S., Peyron C. et al. The hypocretins: hypothalamus-specific peptides with neuroexcitatory activity // Proc. Natl. Acad. Sci USA. 1998. Vol. 95. P. 322-327.
4. Date Y., Ueta Y., Yamashita H., Yamaguchi H. et al. Orexins, orexigenic hypothalamic peptides, interact with autonomic, neuroendocrine and neuroregulatory systems.//Proc Natl Acad Sci USA. 1999. Vol. 96. P. 748-753.
5. Peyron, C, Tighe D. K, van den Pol A. N. et al. Neurons containing hypocretin (orexin) project to multiple neuronal systems // J Neurosci. 1998. Vol. 18. P. 9996-10015.
6. Horvath T. L., Peyron C., Diano S., Ivanov A. et al. Hypocretin (orexin) activation and synaptic innervation of the locus coeruleus noradrenergic system // J Comp Neurol. 1999. Vol. 415. P. 145-159.
7. Moriguchi T., Sakurai T., Nambu T. et al. Neurons containing orexin in the lateral hypothalamic area of the adult rat brain are activated by insulin-induced acute hypoglycemia // Neurosci Lett. 1999. Vol. 264. P. 101-104.
8. Yamanaka A., Tsujino N., Funahashi H. et al. Orexins activate histaminergic neurons via the orexin 2 receptor // Biochem Biophys Res Commun. 2002. Vol. 290. P. 1237-1245.
9. Martins P. J. F., D’Almeida, V., Pedrazzoli. et al. Increased hypocretin-1 (Orexin-A) levels in cerebrospinal fluid of rats after short-term forced activity // Regul. Pept. 2004. Vol. 117. P. 155-158.
10. Chemelli R. M., Willie J. T., Sinton C. M. et al. Narcolepsy in orexin knockout mice: molecular genetics of sleep regulation // Cell. 1999. Vol. 98. P. 437-451.
11. Bourgin P., Huitron-Resendiz S., Spier A. D. et al. Hypocretin-1 modulates rapid eye movement sleep through activation of locus coeruleus neurons // J Neurosci. 2000. 20. Vol. 7760. P. 7765.
12. Methippara M. M., Alam M. N., Szymusiak R. et al. Effects of lateral preoptic area application of orexin-A on sleep-wakefulness // Neuroreport. 2000. Vol. 11. P. 3423-3426.
13. Mochizuki Takatoshi, Elizabeth B. Klerman, Takeshi Sakurai/ et al. Elevated body temperature during sleep in orexin knockout mice // Am J Physiol Regulatory Integrative Comp Physiol. 2006. Vol. 291. P. 533-540.
14. Ida T., Nakahara K., Murakami T. Possible involvement of orexin in the stress reaction in rats // Biochem. Byophys. Res. Commun. 2000. Vol. 270. P. 318-323.
15. Sakamoto F., Yamada S., and Ueta Y. Centrally administered orexin-A activates corticotrophin-realising factor (CRF)-containing neurons in the hypothalamic paraventricular nucleus and central amygdaloid nucleus of rats: possible involvement of central orexins on stress-activated centrall CRF neurons // Regul. Pept. 2004. Vol. 118. P. 248-256.
16. Taheri S., Sunter D., Dakin C. et al. Diurnal variation in orexin A immunoreactivity and prepro-orexin mRNA in the rat central nervous system // Neurosci Lett. 2000. Vol. 279. P. 109-112.
17. Mignot E., Taheri S., Nishino S. et al. Sleeping with the hypothalamus: emerging therapeutic targets for sleep disorders // Nature Neuroscience. 2002. Vol. 5. P. 1071-1075.
18. Eriksson K. S., Sergeeva O., Brown R. E. et al. Orexin/hypocretin excites the histaminergic neurons of the tuberomammillary nucleus // J Neurosci. 2001. Vol. 21. P. 9273-9279.
19. Marcus J. N., Aschkenasi C. J., Lee C. E. et al. Differential expression of orexin receptors 1 and 2 in the rat brain // J Comp Neurol. 2001. Vol. 435. P. 6-25.
20. Trivedi P., Yu H., MacNeil D. J. et al. Distribution of orexin receptor mRNA in the rat brain // FEBS Lett. 1998. Vol. 438. P. 71-75.
21. Pace-Schott E. F. The neurobiology of sleep: genetics, cellular physiology and subcortical networks / E. F. Pace-Schott, J. A. Hobson // Nat. Rev. Neurosci. 2002. Vol. 3. P. 591-605.
22. Huang Z. L., Qu W. M., Li W. D. et al. Arousal effect of orexin A depends on activation of the histaminergic system // Proc Natl Acad Sci. USA. 2001. Vol. 98. P. 9965-9970.
23. Green Phillip M., Michael J. Stillman. et al. Narcolepsy: Signs, Symptoms, Differential Diagnosis, and Management // Arch Fam Med. 1998. Vol. 7. P. 472-478.
24. Hara Junko, Beuckmann Carsten T., Nambu Tadahiro. et al. Genetic Ablation of Orexin Neurons in Mice Results in Narcolepsy, Hypophagia, and Obesity // Neuron. 2001. Vol. 30. P. 345-354.
25. Kuwaki N. et al. Lack of handling stress-induced hyperthermia in orexin neuron-ablated mice // The FASEB Journal. Vol. 23 (1). P. 788.18.
26. Chemelli R. M., Willie J. T., Sinton C. M., Elmquist J. K. et al. Narcolepsy in orexin knockout mice: molecular genetics of sleep regulation // Cell. 1999. Vol. 98. P. 437-451.
27. Asa Peterse'n, Joana Gill, Marion L. C. et al. Orexin loss in Huntington’s disease // Human Molecular Genetics. 2005. Vol. 14, No 1. P. 39-47.
28. Kenichi Yasuia, Yuichi Inoueb, Takashi Kanbayashic. et al. CSF orexin levels of Parkinson’s disease, dementia with Lewy bodies, progressive supranuclear palsy and corticobasal degeneration // Journal of the Neurological Sciences. Vol. 250, Issues 1-2, 1 December 2006, P. 120-123.
29. Shigeru Sakurai, Tsuguo Nishijima, Susumu Takahashi. et al. Low Plasma Orexin-A Levels Were Improved by Continuous Positive Airway Pressure Treatment in Patients With Severe Obstructive Sleep Apnea-Hypopnea Syndrome // Chest 2005;127;731-737.
30. Eva Göncz, Carsten Grötzinger, Marily Theodoropoulou. et al. Orexin-A inhibits glucagon secretion and proglucagon gene expression // Endocrine Abstracts. 2007. 14 OC9.3.
31. Cai Jiaqiang; Cooke Fiona E; Sherborne Bradley S. et al. Antagonists of the orexin receptors // Expert Opinion on Therapeutic Patents, Volume 16, Number 5, May 2006, P. 631-646(16).
32. Baumann C. R., Stocker R., Imhof H. G. et al. Hypocretin-1 (orexin A) deficiency in acute traumatic brain injury. Neurology 2005; 65: 147-9.
33. Kurose T., Ueta Y., Yamamoto Y. et al. Effects of restricted feeding on the activity of hypothalamic Orexin (OX)-A containing neurons and OX2 receptor mRNA level in the paraventricular nucleus of rats // Regul Pept. 2002. Vol. 104. P. 145-151.
34. Estabrooke I. V., McCarthy M. T., Ko E. et al. Fos expression in orexin neurons varies with behavioral state // J Neurosci. 2001. Vol. 21. P. 1656-1662.
35. Zhu L., Onaka T., Sakurai T. et al. Activation of orexin neurons after noxious but not conditioned fear stimuli in rat // Neuroendocrinol. 2002. Vol. 13 (10). P. 1351-1353.
36. Date Y., Mondal M. S., Matsukura S. et al. Distribution of orexin/hypocretin in the rat median eminence and pituitary // Brain Res Mol Brain Res. 2000. Vol. 76. P. 1-6.
37. Mondal M. S., Nakazato M., Date Y. et al. Widespread distribution of orexin in rat brain and its regulation upon fasting // Biochem Biophys Res Commun. 1999. Vol. 256. P. 495-499.
38. Blanco M., M. Lopez, T. Garcia-Caballero. et al. Cellular localization of orexin receptots in human pituitary // J Clin Endocrinol Metab. 2001. № 86. P. 1616-1619.
39. Marcus J. N., Aschkenasi C. J., Lee C. E. et al. Differential expression of orexin receptors 1 and 2 in the rat brain // J Comp Neurol. 2001. Vol. 435. P. 6-25.
40. Al-Barazanji, K. A., Wilson S., Baker J. et al. Central orexin-A activates hypothalamic-pituitary-adrenal axis and stimulates hypothalamic corticotropin releasing factor and arginine vasopressin neurones in conscious rats // Neuroendocrinol. 2001. Vol. 13. P. 421-424.
41. Hagan J. J., Leslie R. A., Patel S. et al. Orexin A activates locus coeruleus cell firing and increases arousal in the rat // Proc Natl Acad Sci USA. 1999. Vol. 96. P. 10911-10916.
42. Jaszberenyi M., Bujdoso E., Pataki I. et al. Effects of orexins on the hypothalamic-pituitary-adrenal system // J Neuroendocrinol. 2000. Vol. 12. P. 1174-1178.
43. Jaszberenyi M., Bujdoso E., Telegdy G. The role of neuropeptide Y in orexin-induced hypothalamic-pituitary-adrenal activation // J Neuroendocrinol. 2001. Vol. 13. P. 438-441.
44. Jones D. N., Gartlon J., Parker F. et al. Effects of centrally administered orexin-B and orexin-A: a role for orexin-1 receptors in orexin-B-induced hyperactivity // Psychopharmacology (Berl). 2001. Vol. 153. P. 210-218.
45. Russell S. H., Small C. J., Sunter D. et al. Chronic intraparaventricular nuclear administration of orexin A in male rats does not alter thyroid axis or uncoupling protein-1 in brown adipose tissue.// Regul Pept. 2002. 104. P. 61-68.
46. Russell S. H., Kim M. S., Small C. J. et al. Central administration of orexin A suppresses basal and domperidone stimulated plasma prolactin // J Neuroendocrinol. 2000. Vol. 12. P. 1213-1218.
47. Samson W. K., Taylor M. M., Follwell M. et al. Orexin actions in hypothalamic paraventricular nucleus: physiological consequences and cellular correlates // Regul Pept. 2002. Vol. 104. P. 97-103.
48. Malendowicz, L. K., Hochol A., Ziolkowska A. et al. Prolonged orexin administration stimulates steroid-hormone secretion, acting directly on the rat adrenal gland // Int J Mol Med. 2001. Vol. 7. P. 401404.
49. Malendowicz, L. K., Tortorella C., Nussdorfer G. G. et al. Orexins stimulate corticosterone secretion of rat adrenocortical cells, through the activation of the adenylate cyclase-dependent signaling cascade // J Steroid Biochem Mol Biol. 1999. Vol. 70. P. 185-188.
50. Mazzocchi G., Malendowicz L. K., Gottardo L. et al. Orexin A stimulates cortisol secretion from human adrenocortical cells through activation of the adenylate cyclase-dependent signaling cascade // J Clin Endocrinol Metab. 2001. Vol. 86. P. 778-782.
51. Nanmoku T., Isobe K., Sakurai T. et al. Effects of orexin on cultured porcine adrenal medullary and cortex cells // Regul Pept. 2002. Vol. 104. P. 125-130.
52. Shirasaka T., Nakazato M., Matsukura S. et al. Sympathetic and cardiovascular actions of orexins in conscious rats // Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 1999. Vol. 277. P. 1780-1785.
53. Duxon M. S., Stretton J., Starr K. et al. Evidence that orexin-A-evoked grooming in the rat is mediated by orexin-1 (OX1) receptors, with downstream 5-HT2C receptor involvement // Psychopharmacology. 2001. Vol. 153. P. 203-209.
54. Espana R. A., Baldo B. A., Kelley A. E. et al. Wake-promoting and sleep-suppressing actions of hypocretin (orexin): basal forebrain sites of action // Neuroscience. 2001. Vol. 106. P. 699-715.
55. Ida T., Nakahara K., Katayama T. et al. Effect of lateral cerebroventricular injection of the appetite-stimulating neuropeptide, orexin and neuropeptide Y, on the various behavioral activities of rats // Brain Research. 1999. Vol. 821. P. 526-529.
56. Matsuzaki I., Sakurai T., Kunii K. et al. Involvement of the serotonergic system in orexin-induced behavioral alterations in rats // Regul Pept. 2002. 104. P. 119-123.
57. Nakamura T., Uramura K., Nambu T. et al. Orexin-induced hyperlocomotion and stereotypy are mediated by the dopaminergic system // Brain Res. 2000. Vol. 873. P. 181-187.
58. Burlet S., Tyler C. J., and Leonard C. S. Direct and indirect excitation of laterodorsal tegmental neurons by Hypocretin/Orexin peptides: implications for wakefulness and narcolepsy // J Neurosci. 2002. Vol. 22. P. 2862-2872.
59. Monda M., Viggiano A., Mondola P. et al. Inhibition of prostaglandin synthesis reduces hyperthermic reactions induced by hypocretin-1/orexin A. // Brain Res. 2001. Vol. 909. P. 68-74.
60. Monda M., Viggiano A., Mondola P. et al. Haloperidol reduces the sympathetic and thermogenic activation induced by orexin A. // Neurosci Res 2003. Vol. 45. P. 17-23.
61. Monda M., Viggiano A., Mondola P. et al. A paradoxical effect of orexin A: the hypophagia induced by hyperthermia // Brain Res. 2003. Vol. 961. P. 220-228.
62. Monda M., Viggiano A., Mondola P. et al. Cortical spreading depression blocks the hyperthermic reaction induced by orexin A. // Neuroscience. 2004. Vol. 123. P. 567-574.
63. Monda M., Viggiano A., Mondola P. et al. Clozapine blocks the hyperthermia induced by orexin A in the rat // Physiol Res. 2004. Vol. 53. P. 507-513.
64. Jaszberenyi M., Bujdoso E., Kiss E. et al. The role of NPY in the mediation of orexin-induced hypothermia // Regul. Pept. 2002. Vol. 104. Р. 55-59.
65. Digby J. E., Chen J., Tang J. Y. et al. Orexin receptor expression in human adipose tissue: effects of orexin-A and orexin-B // Journal of Endocrinology. 2006. 191. 129-136.
66. Szekely M., Petervari E., Balasko M. et al. Effects of orexins on energy balance and thermoregulation // Regul Pept. 2002. Vol. 104(1-3). P. 47-53.
67. Yang Y. L. and Lu K. T. Effects of orexin-A on rat thermoregulation: the roles of prostaglandin E2 // Proceedings of the Australian Physiological and Pharmacological Society 2008.
68. Becskei C., Hernadfalvy N. D., Arsenijevic T. A. et al. Inhibitory effects of LPS on hypothalamic nuclei involved in the control of food intake // Elsevier Ltd. 2007. Vol. 125. P. 222-228.
69. Perekrest S. V., Abramova T. V., Novikova N. S. et al. Changes in immunoreactivity of orexin-A-positive neurons after an intravenous lipopolysaccharide injection // Medical Science Monitoring. 2008. Vol. 14, № 4.
70. Rybakina E. G., Shanin S. N., Kozinets I. A. et al. Cellular mechanisms of cold stress-related im-munosupression and the action of interleukin 1 // INT. J. TISS. REAC. XIX. 1997. Vol. 3/4. P. 135-140.
71. Корнева Е. А., Шхинек Э.К. Гормоны и иммунная система. Л., 1988. 251 с.
Статья поступила в редакцию 15 апреля 2011 г.
