CC BY
29
Сер. 11. 2009. Вып. 3
ВЕСТНИК САНКТ-ПЕТЕРБУРГСКОГО УНИВЕРСИТЕТА
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ МЕДИЦИНА
УДК 612.017; 615.37
Т. В. Абрамова1, С. В. Перекрест1, Н. С. Новикова1, Ю. В. Лоскутов1, К. З. Шаинидзе1, В. Роджерс2, Е. А. Корнева1
МОРФОФУНКЦИОНАЛЬНЫЕ ИЗМЕНЕНИЯ ОРЕКСИН-СОДЕРЖАЩИХ НЕЙРОНОВ ГИПОТАЛАМУСА ПРИ ВВЕДЕНИИ ЛИПОПОЛИСАХАРИДА, СОЧЕТАННОМ С ЭЛЕКТРОМАГНИТНЫМ ОБЛУЧЕНИЕМ КОЖИ ВОЛНАМИ КРАЙНЕ ВЫСОКОЙ ЧАСТОТЫ
Научно-исследовательский институт экспериментальной медицины РАМН, Санкт-Петербург 2Институт биоинформационных исследований, Вэйн, Филадельфия, США
Как известно, функции нервной и иммунной систем тесно связаны и взаимозависимы. Установлены структуры гипоталамуса, вовлеченные в процесс центральной регуляции функций иммунной системы. Так, электростимуляция латеральной области гипоталамуса ^НА) усиливает цитотоксическую активность натуральных киллерных ^К) клеток селезенки [1, 2]. Нейроны LHA связаны полисинаптически с нейронами, иннерви-рующими селезенку [3] и красный костный мозг [4]. Кроме того, нейроны гипоталамиче-ских структур, в том числе в LHA, активируются в первые часы после введения антигенов различной природы: стафилококкового энтеротоксина В [5, 6], столбнячного анатоксина [7], липополисахарида (ЛПС) [8-11], бычьего сывороточного альбумина [10, 11].
Орексины — нейромедиаторы, участвующие в регуляции различных физиологических процессов (поддержании энергетического баланса, регуляции цикла сон — бодрствование, пищевого поведения, ответных реакций на стрессорные воздействия и механизмы восприятия боли) [12-18]. Большинство орексин-содержащих нейронов локализовано в LHA [19]. Показано снижение степени иммунореактивности орексин-содержащих клеток при внутрибрюшинном введении циклофосфамида или внутривенном введении (в/в) ЛПС [20, 21]. Выявлено увеличение экспрессии мРНК препроорексина в LHA через 4 ч после введения ЛПС [22]. Комплекс приведенных данных, а также высокая плотность отростков орексин-содержащих нейронов [19] и наличие рецепторов к орексинам [23-25] на мембранах нейронов гипоталамических структур, участвующих в регуляции иммунно-логических процессов [26, 27], на мембранах стволовых клеток (CD34+), клеток селезенки, надпочечников, печени [28-30] свидетельствуют в пользу возможного участия системы орексин-содержащих нейронов в регуляции функций иммунной системы.
Введение ЛПС вызывает изменение концентрации различных цитокинов в крови [31], которые влияют на клетки иммунной и нервной систем, в частности, на нейроны гипоталамуса [32], принимающие участие в регуляции иммунологческих процессов [33].
© Т. В. Абрамова, С. В. Перекрест, Н. С. Новикова и др., 2009
Введение ЛПС сопровождается повышением температуры тела, отказом от пищи, затаиванием, сонливостью. Не исключено, что реакции на введение ЛПС в определенной мере опосредованы изменением активации орексин-содержащих нейронов гипоталамуса, так как эти нейроны участвуют в регуляции пищевого поведения, цикла сон — бодрствование, восприятия боли и уровня энергетического обмена [16, 34]. Кроме того, показано, что через 2 и 4 ч после в/в введения ЛПС иммунореактивность орексин-содержащих нейронов не изменяется, однако через 6 ч происходит снижение степени иммунореактивности орексин-содержащих нейронов в структурах LHA, расположенных на срезах мозга, соответствующих 28-30 уровням [21]. Авторы предполагают, что данные феномены, возможно, связаны с изменением баланса синтеза и потребления орексина в орексин-содержащих нейронах в период развития индуктивной фазы иммунного ответа.
Одной из важных задач современной нейроиммунофизиологии является изучение механизмов действия различных химических и физических факторов, модулирующих интенсивность защитных функций организма. Электромагнитное облучение кожи в диапазоне крайне высоких частот широко используется в медицинской практике и оказывает положительный эффект при различных видах патологии. Так, КВЧ-облучение кожи продлевает действие анестезии [35], оказывает анальгизирующий эффект [36] и влияет на функции иммунной системы [37, 38]. Показано, например, что КВЧ-облучение кожи активирует натуральные киллерные клетки селезенки [39], а также восстанавливает их цитотоксическую активность, сниженную в результате электроболевого раздражения [40]. Эти процессы коррелируют с изменением алгоритма реакций клеток гипоталами-ческих структур, принимающих участие в центральной регуляции функций иммунной системы [41]. Предполагается, что КВЧ-облучение влияет на процессы взаимодействия нервной, эндокринной и иммунной систем [42] и характер его эффекта зависит от исходного функционального состояния этих систем [43-45].
Целью данного исследования являлось изучение реакции орексин-содержащих нейронов на введение ЛПС, сочетанное с КВЧ-облучением кожи, что позволит судить о возможности коррекции антиген-индуцированной перестройки активности орексин-содержащих нейронов с помощью КВЧ-воздействия.
Материалы и методы исследования. Проведены исследования на 19 крысах-самцах породы Wistar весом 250-300 г. Животных содержали в условиях вивария при комнатной температуре с 12-часовым циклом свет/темнота, свободным доступом к воде и пище. В течение недели животных адаптировали к экспериментальным условиям, помещая в пластиковые контейнеры, при этом задние лапы животных были фиксированы.
В качестве антигена использовали ЛПС (Sigma, L2880) в дозе 500 мкг/кг. По данным литературы эта доза является высокой, субсептической [46-48]. Ранее было показано, что через 6 ч после в/в введения 200 мкл раствора ЛПС в дозе 500 мкг/кг веса животного происходит снижение иммунореактивности орексин-содержащих нейронов [21], поэтому мы применили ту же схему введения антигена.
Источником КВЧ-облучения служил генератор электромагнитного поля (Г4-141, работающий в диапазоне частот 37-53 ГГц, с длиной волны 7,1 мм и мощностью 20 мВт). Крысы были облучены в 3-х точках в области коленных суставов и шеи [40] два раза по 45 мин до и после в/в введения ЛПС.
В исследовании были использованы животные, подвергнутые: ложному КВЧ-облучению и однократной в/в инъекции физиологического раствора (n = 5) — группа 1; КВЧ-облучению до и после в/в введения физиологического раствора (n = 5) — группа 2;
ложному облучению и однократной в/в инъекции ЛПС в дозе 500 мкг/кг веса животного (n = 4) — группа 3; КВЧ-облучению до и после в/в введения ЛПС в дозе 500 мкг/кг веса животного (n = 5) — группа 4.
Через 6 ч после инъекции физиологического раствора или ЛПС, наркотизированного фенобарбиталом (в/б 60 мкг/кг веса), животным проводили интракардиальную перфузию физиологическим раствором, содержащим гепарин (10 ед/мл), а затем фиксирующим раствором (100 мл 4 %-ного параформальдегида на 0,1 М фосфатно-солевом буфере (PBS) и 0,2 %-ной пикриновой кислоты, рН 7,4). Через 1 ч после перфузии мозг извлекали и погружали на 1 ч в свежий фиксирующий раствор. Затем мозг помещали в формалин с 15 %-ным раствором сахарозы на 12 ч при температуре +4 0С. Перед приготовлением замороженных фронтальных срезов мозг отмывали 20 %-ным раствором сахарозы на PBS в течение 2 ч.
Поскольку количество орексин-содержащих нейронов гипоталамуса широко варьирует на срезах мозга одного уровня [21], изготавливали максимально возможное количество серийных срезов (60-65 срезов толщиной 30 мкм), соответствующих 26-31-му уровням мозга (по атласу Swanson) [49]. Выявление орексин-содержащих нейронов гипоталамуса осуществляли авидин-биотиновым методом. В качестве первых антител использовали кроличьи антитела к орексину А (1:5000) (Sigma), в качестве вторых — моноклональные антикроличьи иммуноглобулины (клон RG-16), конъюгированные с биотином (1:1000) (Sigma), детекцию которых проводили с помощью авидин-пероксидазной метки (Sigma). Визуализацию иммуногистохимической реакции осуществляли 0,02 %-ным раствором 3'3-диаминобензидина, содержащим 0,001 % перекиси водорода, в течение 15 мин. Затем срезы монтировали на предметные стекла и заключали канадским бальзамом (Sigma).
Рассчитывали среднее количество орексин-содержащих нейронов в структурах, расположенных на каждом срезе мозга. Анализ полученных показателей проводили с помощью стандартных статистических методов.
Результаты исследования. При действии раздражителей различной природы в орексин-содержащих нейронах может происходить изменение баланса синтеза и потребления орексина, что приводит к изменению степени их иммунореактивности, наблюдаемой в эксперименте. Если количество орексина в нейронах уменьшается, то степень иммунореактивности орексин-содержащих нейронов может быть понижена настолько, что они не выявляются и при визуальной оценке орексин-позитивных нейронов, некоторые из них становятся невидимыми.
Количество орексин-позитивных нейронов в структурах гипоталамуса животных различных экспериментальных групп представлено на рис. 1. Через 6 ч после внутривенного введения ЛПС происходит снижение иммунореактивности орексин-содержащих нейронов, что проявляется уменьшением среднего количества этих клеток в структурах, представленных на срезах мозга 28, 29 и 30-го уровней, по сравнению с их количеством у контрольных животных.
КВЧ-облучение кожи, проведенное до и после в/в введения физиологического раствора, не вызывает изменения степени иммунореактивности орексин-содержащих нейронов (рис. 1, А, Б; рис. 2). КВЧ-облучение кожи до и после в/в введения ЛПС ведет к увеличению степени иммунореактивности орексин-содержащих нейронов, сниженной в результате введения ЛПС (рис 1, В, Г; см. рис. 2), т. е. обусловливает нормализацию в этих нейронах баланса синтеза и потребления орексина. Следует подчеркнуть, что если в гипо-таламических структурах, локализованных на срезах мозга, соответствующих 28-30-му уровням, выявляются различия в степени иммунореактивности орексин-содержащих
Рис. 1. Микрофотографии орексин-позитивных нейронов гипоталамуса на срезах мозга крыс 28-го уровня (Swanson 2004) через 6 ч после в/в введения физиологического раствора, сочетанного с ложным КВЧ-облучением кожи (А); физиологического раствора, сочетанного с КВЧ-облучением кожи (Б); липополисахарида (500 мкг/кг), сочетанного с ложным КВЧ-облучением кожи (В); липополисахарида (500 мкг/кг), сочетанного с КВЧ-облучением кожи (Г)
нейронов в этих условиях, то на срезах мозга, соответствующих 26, 27 и 31-му уровням, подобные различия не выявлены.
Таким образом, КВЧ-облучение кожи нормализует сниженную в результате введения ЛПС степень иммунореактивности орексин-содержащих нейронов в структурах гипоталамуса, локализованных на срезах мозга, соответствующих 28-30-му уровням.
Обсуждение результатов. Введение ЛПС, как было показано ранее, приводит к снижению степени иммунореактивности орексин-содержащих нейронов [21]. Основываясь на этих данных, авторы сделали вывод о возможности участия системы орексин-содержащих нейронов гипоталамуса в процессах реализации реакций мозга, развивающихся при введении антигена. Это предположение согласуется с данными о повышении экспрессии гена c-Fos в орексин-содержащих нейронах через 2 и 4 ч после введения ЛПС, тогда как через 6 ч после аппликации указанного антигена в орексин-содержащих нейронах белок c-Fos уже не выявлялся [50], и увеличении экспрессии мРНК к препроорексину в LHA через 4 ч после введения ЛПС [22]. Следует подчеркнуть, что в этих работах не исследовали изменения степени иммунореактивности орексин-содержащих нейронов.
200 160 120
80 40
26
27
28
29
30
31
0
Рис. 2. Среднее количество орексин-позитивных нейронов в структурах гипоталамуса на определенных срезах мозга после в/в введения ЛПС, сочетанного с КВЧ-облучением кожи По оси абсцисс — уровень срезов мозга согласно атласу Злуашоп'в; по оси ординат — количество орексин-позитивных клеток на срезе после в/в введения: □ — физиологического раствора, сочетанного с ложным КВЧ-облучением кожи; ЕЗ — физиологического раствора, сочетанного с КВЧ-облучением кожи; ЕЗ — ЛПС (500 мкг/кг), сочетанного с ложным КВЧ-облучением кожи; ^—ЛПС (500 мкг/кг), сочетанного с КВЧ-облучением кожи. *P < 0,05; **P < 0,01 по сравнению с количеством орексин-позитивных нейронов после в/в введения физиологического раствора, сочетанного с ложным КВЧ-облучением кожи; *P < 0,05 по сравнению с количеством орексин-позитивных нейронов после в/в введения липополисахарида, сочетанного с ложным КВЧ-облучением кожи.
При ограничении подвижности крыс в орексин-содержащих нейронах повышается уровень белка с^об [51] и возрастает уровень экспрессии м-РНК к препроорексину [14], при этом степень иммунореактивности нейронов снижается [52]. Полуторачасовая адаптация животных к ограничению подвижности позволила минимизировать влияние данного стрессорного воздействия: иммунореактивность орексин-содержащих нейронов после введения физиологического раствора у подобных животных не отличается от ее интенсивности у неиммобилизованных животных. Таким образом, приучение животных к условиям ограничения подвижности отменяет развитие стрессиндуцированного изменения степени иммунореактивности орексин-содержащих нейронов, в связи с чем в экспериментах использовали животных, адаптированных к условиям ограничения подвижности.
Анализ корригирующего действия КВЧ-облучения кожи на любые процессы требует рассмотрения его эффектов на животных, не подвергнутых другим воздействиям. Как было показано ранее, КВЧ-облучение кожи не только вызывает активацию клеток структур гипоталамуса, оцененную по наличию в них белка с^об [53], но и приводит к снижению иммунореактивности орексин-содержащих нейронов через 2 ч после воздействия [20]. Через 6 ч после такого же воздействия количество иммунореактив-ных нейронов, содержащих орексин, не отличается от их количества у животных, не подвергавшихся КВЧ-облучению кожи. Другими словами, КВЧ-облучение кожи вызывает изменения баланса между синтезом и утилизацией орексина в нейронах только в первые часы и не оказывает влияния на их иммунореактивность через 6 ч после воздействия.
При применении высоких доз ЛПС (500 мкг/кг) происходит изменение степени иммунореактивности орексин-содержащих нейронов через 6 ч, а его в/в введение, соче-танное с КВЧ-облучением кожи, нивелирует эти изменения, т. е. способствует восстановлению баланса синтеза и потребления орексина, измененного в результате введения ЛПС, что важно, учитывая высокую, субсептическую дозу вводимого препарата. Известно, что
сигнал о воздействии электромагнитых волн этого диапазона на кожу поступает в различные отделы ЦНС, достигая нейронов гипоталамуса [44, 45, 53], а иммуномодули-рующий эффект КВЧ-облучения кожи может быть опосредован через активацию клеток гипоталамических структур, участвующих в регуляции функций иммунной системы [26]. Полученные результаты конкретизируют это положение, демонстрируя, что позитивный эффект КВЧ-облучения кожи на функции иммунной системы, наблюдаемый различными авторами [38, 39, 54], может быть опосредован, в том числе, и через систему орексин-содержащих нейронов.
Таким образом, в результате проведенного исследования выявлено снижение иммунореактивности орексин-содержащих нейронов у животных, подвергнутых в/в введению ЛПС в дозе 500 мкг/кг веса, и продемонстрирован корригирующий эффект КВЧ-облучения кожи на морфофункциональные изменения орексин-содержащих нейронов гипоталамуса, индуцированные введением ЛПС.
Работа выполнена при поддержке Института биоинформационных исследований Ричарда Дж. Фокса, Вэйн, Филадельфия, США, и грантом РФФИ № 06-04-49265.
Литература
1. Wenner M., Kawamura M., IshikawaN. Reward linked to increased natural killer cell activity in rats // Neu-roimmunomodulat. 2000. № 7. P. 1-5.
2. Wrona D., Trojniar W. Chronic electrical stimulation of the lateral hypothalamus increases natural Killer cell cytotoxicity in rats // J. Neuroimmunol. 2003. Vol. 141. P. 20-29.
3. Cano G., SvedA.F., Rinamen L. e. a. Characterization of the central nervous system innervation of the rat spleen using viral trasneuronal tracing // J. Comp. Neurol. 2001. Vol. 439. P. 1-18.
4. Denes A., Boldogkoi Z., Uhereczky G. e. a. Central autonomic control of the bone marrow: Multisynaptic tract tracing by recombinant pseudorabies virus // Neurosci. 2005. Vol. 25. P. 1-17.
5. Gaykema R. P. A., Goehler L. E., Bol F. J. H. e. a. Bacterial endotoxin induces Fos immunoreactivity in primary afferent neurons of the vagus nerve // Neuroimmunomodulat. 1998. № 5. P. 234-240.
6. Goehler L. E, Ron P. A., Gaykema K. e. a. Staphylococcal enterotoxin B induces fever, brain c-Fos expression, and serum corticosterone in rats // Amer. J. Physiol. Regul. Integrat. Comp. Physiol. 2001.Vol. 280. P. R1434-R1439.
7. КорневаЕ. А.,Казакова Т. Б.,НосовМ. А. Экспрессия c-Fos мРНК и c-Fos-подобных белков в клетках гипоталамических структур при введении антигена // Аллергол. и иммунол. 2001. № 1. С. 37-44.
8. Elmquist J. K., Scammell T. E., Jacobson C. D., Saper C. B. Distrubution of Fos-like immunoreactivity in the rat brain following intravenous lipopolysaccharide administration // J. Comp. Neuro. 1996. Vol. 371. № 1. P. 85-103.
9. Zhang Y.-H., Jan Lu J. K., Elmquist J. K., Saper C. B. Lipopolysaccharide activates specific populations of hypothalamic and brainstem neurons that project of the spinal cord // J. Neurosci. 2000. Vol. 20. № 17. P. 6578-6586.
10. Перекрест С. В., Гаврилов Ю. В., Абрамова Т. В. и др. Активация клеток гипоталамических структур при введении антигенов различной природы (по экспрессии c-fos гена) // Мед. иммунол. 2006. Т. 8. № 5-6. С. 631-636.
11. Гаврилов Ю. В., Перекрест С. В., Новикова Н. С., Корнева Е. А. Эффекты действия электроболевого раздражения на интенсивность активации клеток гипоталамических структур, индуцированной введением различных антигенов // Физиол. и патол. иммунной сист. 2007. № 1. С. 3-10.
12. Dube M. G., Kalra S. P., Kalra P. S. Food intake elicited by central administration of orexins/hypocretins: identification of hypothalamic sites of action // Brain Res. 1999. Vol. 842. P. 473-477.
13. Ida T., Nakahara K., Katayama T. e. a. Effect of lateral cerebroventricular injection of the appetite-stimulating neuropeptide, orexin and neuropeptide Y, on the various behavioral activities of rats // Ibid. Vol. 821. P. 526-529.
14. Ida T.,NakaharaK., Murakami T. e. a. Possible involvement of orexin in the stress reaction in rats // Bio-chem. Biophys. Res. Communic. 2000. Vol. 270. P. 318-323.
15. EspanaR. A., Baldo B. A., Kelley A. E., Berridge C. W. Wake-promoting and sleep-supressing actions of hypocretin (orexin): basal forebrain sites of action // Neurosci. 2001. Vol. 106. № 4. P. 699-715.
16. Beuckmann C. T., Yanagisawa M. Orexin: from neuropeptides to energy homeostasis and sleep/wake regulation // J. Mol. Med. 2002. Vol. 80. № 6. P. 329-342.
17. Watanabe S., Kuwaki T., Yanagisawa M. e. a. Persistent pain and stress activate pain-inhibitory orexin pathways // Neuroreport. 2005. Vol. 16. № 1. P. 5-8.
18. Swanson L. W., Sanchez-Watts G., Watts A. G. Comparison of melanin-concentrating hormone and hypocretin/orexin mRNA expression patterns in a new parceling scheme of the lateral hypothalamic zone // Neurosci. Lett. 2005. Vol. 387. P. 80-84.
19. Peyron C., Tighe D. K., van den Pol A. N. e. a. Neurons containing hypocretin (orexin) project to multiple neuronal systems // J. Neurosci. 1998. Vol. 18. № 23. P. 9996-10015.
20. Abramova T. V., Novikova N. S., Perekrest S. V. e. a. Responses of hypothalamic orexin-containing neurons to cyclophosphamide, EHF-irradiation of the skin, and their combination in rats // J. Pathophysiol. 2007. Vol. 14. P. 79-85.
21. Perekrest S. V., Abramova T. V., Novikova N. S. e. a. Changes in immunoreactivity of Orexin-A-Positive Neurons after an Intravenous Lipopolysaccharide injection // Med. Sci. Monit. 2008. Vol. 14. № 7. P. BR127-133.
22. Ford G. K., Al-Baarazanji K. A., Wilson S. e. a. Orexin expression and function: glucocorticoid manipulation, stress, and feeding studies // Endocrinol. 2005. Vol. 146. № 9. P. 3724-3731.
23. Trevedi P., Yu H., MacNeil D. e. a. Distribution of orexin receptor mRNA in the rat brain // FEBS Lett. 1998. Vol. 438. P. 71-75.
24. Taheri S., Mahmoodi M., Opacka-Juffiry J. e. a. Distiribution and quantification of immunoreactive orexin A in rat tissues // Ibid. 1999. Vol. 457. P. 157-161.
25. Hervieu G. J., Cludery J. E., Harrison D. C. e. a. Gene expression and protein distribution of the orexin-1 receptor in the rat brain and spinal cord // Nuerosci. 2001. Vol. 103. P. 777-797.
26. Корнева Е. А., Хай Л. М. Влияние разрушения участков гипоталамической области на процесс иммуногенеза // Физиол. журн. СССР. 1963. Т. 49. № 1. С. 42-48.
27. КорневаЕ. А. О влиянии локального разрушения структур заднего гипоталамуса на интенсивность синтеза белков крови и органов у кроликов // Там же. 1969. Т. 55. № 1. С. 93-98.
28. RandevaH. S., KarterisE., GrammatopoulosD.,HillhouseE. W. Expression of orexin-A and functional orexin type 2 receptors in the human adult adrenals: implications for adrenal function and energy homeosta-sis // J. Clin. Endocrinol. Metab. 2001. Vol. 86. № 10. P. 4808-4813.
29. Steidl U., BorkS., Schaub S. e. a. Primary human CD34+ hematopoietic stem and progenitor cells express functionally active receptors of neuromediators // Blood. 2004. Vol. 104. № 1. P. 81-88.
30. ZhangS.,BlacheD., VercoeP. E. e. a. Expression of orexin receptors in the brain and peripheral tissues of the male sheep // Regul. Pept. 2005. Vol. 124. № 91-93. P. 81-87.
31. Webel D. M., Finck B. N., Baker D. H., Johnson R. W. Time Course of Increased Plasma Cytokines, Cortisol, and Urea Nitrogen in Pigs Following Intraperitoneal Injection of Lipopolysaccharide // J. Anim. Sci. 1997. Vol. 75. P. 1514-1520.
32. Hopkins S. J., Rothwell N. J. Cytokines and the nervous system I: expression and regulation // Trends Neurosci. 1995. Vol. 18. P. 83-88.
33. TurnbullA. V., Rivier C. L. Regulation of the Hypothalamic-Pituitary-Adrenal Axis by Cytokines: Actions and Mechanisms of Action // Physiol. Rev. 1999. Vol. 79. № 1. P. 1-71.
34. Ferguson A. V., Samson W. K. The orexin/hypocretin system: A critical regulator of neuroendocrine and autonomic function // Frontiers in Neuroendocrinal. 2002. Vol. 24. № 3. P. 141-150.
35. Rojavin M. A., Cowan A., Radzievsky A., Ziskin C. Antipruritic effect of millimeter waves in mice: evidence for opioid involvement // Life Sci. 1998. Vol. 63. № 18. P. 251-257.
36. Radzievsky A. A., Rojavin M. A, Cowan A. e. a. Peripheral neural system involvement in hypoalgesic effect of electromagnetic millimeter waves // Ibid. 2001. Vol. 68. P. 1143-1151.
37. Беспоясная В. В. Коррекция иммуногормональных нарушений у больных с гиперпластическими процессами в эндометрии // Врачеб. дело. 1999. № 3. С. 83-85.
38. Logani M. K., Ziskin M. C. Millimeter waves enhance delayed-type hypersensitivity in mouse skin // Electro- and magnetobiol. 1999. Vol. 18. P. 165-176.
39. Makar V. R., Logani M. K., Bhanushall A. e. a. Effect of millimeter waves on natural killer cell activation // Bioelectromagnetics. 2005. Vol. 26. P. 10-19.
40. Shanin S. N., Rybakina E. G., Novikova N. N. e. a. Natural killer cell cytotoxic activity and c-Fos protein synthesis in rat hypothalamic cells after painful electric stimulation of the hind limbs and EHF irradiation of the skin // Med. Sci. Monit. 2005. Vol. 11. N 9. P. BR309-315.
41. Новикова Н. С., Казакова Т. Б., Роджерс В., Корнева Е. А. Сравнительный анализ локализации и интенсивности экспресс c-fos гена в клетках определенных структур гипоталамуса при механическом и электрическом болевом раздражениях // Патогенез. 2004. Т. 2. № 2. С. 73-79.
42. ЛушниковК. В., Гапеев А. В., ЧемерисН. К. Влияние электромагнитного излучения крайне высоких частот на иммунную систему и системную регуляцию гомеостаза // Радиац. биол., радиоэк. 2002. Т. 42. № 5. С. 533-545.
43. Гапеев А. Б., Чемерис Н. К. Действие непрерывного и модулированного ЭМИ КВЧ на клетки животных. Ч. III. Биологические эффекты непрерывного ЭМИ КВЧ // Вестн. новых мед. технологий. 2000. Т. VII. С. 20-25.
44. Новикова Н. С., Казакова Т. Б., Роджерс В., Корнева Е. А. Экспрессия c-fos гена в гипоталамусе крыс при электроболевом раздражении и КВЧ-облучении кожи // Рос. физиол. журн. им. И. М. Сеченова. 2007. Т. 88. № 11. С. 255-263.
45. Novikova N. S, Perekrest S. V., Kazakova T. B. e. a. Morphometric analysis of hypothalamic cells showing c-Fos proteins after movement restriction and EHF-irradiationi // Pathophysiol. 2008. Vol. 15. P. 19-24.
46. Quan N., Whiteside M, Herkenham M. Time course and localization patterns of interleukin-1b messenger RNA expression in brain and pituitary after peripheral administration of lipopolysaccharide // Neurosci.
1998. Vol. 83. P. 281-293.
47. Quan N., Stern E. L., Whiteside M. B., Herkenham M. Induction of pro-inflammatory cytokine mRNAs in the brain after peripheral injection of subseptic doses of lipopolysaccharide in the rat // J. Neuroimmunol.
1999. Vol. 93. P. 72-80.
48. Goto M., Deriy L. V., Chen Y. J. e. a. TNF-a increases sensitivity to LPS in chronically catheterzed rats // Amer. J. Physiol. Heart. Circ. Physiol. 2001. Vol. 280. P. H2857-H2862.
49. Swanson L. W. Brain maps III. Structure of the rat brain. 3-rd rev. ed. San-Diego, 2004.
50. Becskei C., Riediger T., Hernadfalvy N. e. a. Inhibitory effects of lipopolysaccharide on hypothalamic nuclei implicated in the control of food intake // Brain Behav. Immun. 2008. Vol. 22. № 1. P. 56-64.
51. Sakamoto F., Yamada S., Ueta Y. Centrally administered orexin-A activates corticotrophin-releasing factor-containing neurons in the hypothalamic paraventricular nucleus and central amygdaloid nucleus of rats: possible involvement of central orexins on stress-activated central CRF neurons // Regul. peptides. 2004. Vol. 118. P. 183-191.
52. Шаинидзе К. З., Новикова Н. С., Корнева Е. А. Иммунореактивность орексин-содержащих нейронов гипоталамуса при ограничении подвижности у крыс // Вестн. С.-Петерб. ун-та. Сер. 11. 2008. Вып. 3. С. 140-148.
53. КорневаЕ. А., НовиковаН. С., Абрамова Т. В. и др. Влияние КВЧ-облучения кожи на интенсивность активации клеток гипоталамических структур, индуцированную введением циклофосфамида // Нефрология. 2006. Т. 10. № 3. С. 74-79.
54. Шанин Н. С., Рыбакина Е. Г., Козинец И. Л. и др. Цитотоксическая активность натуральных киллерных клеток селезенки крыс после введения циклофосфамида и КВЧ-облучения кожи // Физиол. и патол. иммунной сист. 2006. Т. 10. № 10. С. 3-6.
Статья принята к печати 18 июня 2009 г.
