CC BY
0
Научная статья
УДК 619:616.981.42:57.083.13:577.112.3 doi: 10.47737/2307-2873_2024_46_132
ОБМЕН АМИНОКИСЛОТ ВАКЦИННЫХ ШТАММОВ BRUCELLA ABORTUS ПРИ ГЛУБИННОМ КУЛЬТИВИРОВАНИИ
©2024. Рамиль Юнусович Насибуллин1, Максим Аркадьевич Косарев2, Гульнара Минирашитовна Сафина3, Айсылу Завдатовна Мухарлямова4
1,2,3,4Федеральный центр токсикологической, радиационной и биологической безопасности, Казань, Россия 1 n-ramil@ bk.ru
Аннотация. В работе использованы вакцинные штаммы Brucella abortus - R-1096 и 82. Глубинное культивирование осуществляется в трёхфазном аэросмесителе с блоком контроля и управления процессом ТАЭС-1 ёмкостью 10 литров. Процесс культивирования длился 96 часов. Подача воздуха осуществлялась с помощью микронасоса, перемешивание - с помощью активатора. Реакция среды поддерживалась в пределах pH 6,8-7,0, что подтверждалась результатами анализов. Пробы среды брали через какдые 12-24 часа. Опыты по изучению влияния аминокислот на рост бруцелл проводили двумя вариантами: добавлением их в отдельности в среду и исключением какдой аминокислоты из полного их набора в среде, таюке судили по концентрации микробов после инкубации. Контролем служили среда без аминокислот и среда с полным их набором. минокислотный состав среды определяли с помощью хроматографа (ВЭЖХ). При добавлении к синтетической среде глутаминовой кислоты и глутамина наблюдался лучший рост микробов всех трех штаммов. Высока роль витаминов в росте всех изучаемых культур бруцелл, так как в среде без витаминов рост всех штаммов сокращался вдвое по сравнению со средой с полным их набором. В процессе работы было доказано, что используемая полусинтетическая среда является полноценной средой для культивирования бруцелл, не уступающая по ростовым свойствам неопределённого состава -печёночно-пептонному бульону и бульону Хоттингера. Вакнейшими источниками азотистого питания культур бруцелл штаммов 82 и R 1096 является глутаминовая кислота, цистин, аланин, глицин, серин, триптофан, фенилаланин и гистидин. Культуры бруцелл штаммов 82 и R 1096 способны в определенных условиях синтезировать отдельные аминокислоты - лизин, аргинин, треонин, лейцин, тирозин и аспарагинову кислоту, которая являлась ингибитором их роста.
Ключевые слова: глубинное культивирование, аминокислоты, обменные процессы, синтетическая среда, бруцеллы, микробы, хроматографический анализ
Введение. Обменные процессы у микробов определяют их вирулентность и патогенность [9, 10]. Изучение их позволяет ре ать вопросы патогенеза, диагностики, получения живых и химических вакцин против
инфекционных заболеваний.
Значительный интерес представляет, с этой точки зрения, обмен аминокислот у микробов [2, 3]. Ряд авторов подчеркивает видовые и индивидуальные особенности обмена аминокислот у бруцелл [1, 4, 13]. В литературе имеются сведения об обмене аминокислот у бруцелл, однако они противоречивы [7, 8]. Одни авторы считают, что для бруцелл
достаточно содержания в среде глутаминовой кислоты, аланина, лизина, гистидина, метионина, цистеина, однако другие предлагают использовать среду, содержащую только два источника азота — глутаминовую кислоту и аспарагин [5, 6, 11, 12]. Целью настоящей работы является изучение обмена аминокислот у вакцинных штаммов Brucella abortus при глубинном культивировании.
Методика. В работе использованы вакцинные штаммы Brucella abortus - R-1096 и 82. Глубинное культивирование осуществляется в трёхфазном аэросмесителе с блоком контроля и управления процессом ТАЭС-1 ёмкостью 10 литров.
Опыты по изучению влияния аминокислот на рост бруцелл проводили двумя вариантами: добавлением их в отдельности в среду и исключением какдой аминокислоты из полного их набора в среде. Использовали 20 белковых аминокислот и орнитин. Среду разливали в пробирки по 10 мл, добавляли соответствующую
аминокислоту или смесь их, автоклавировали 30 минут при 0,5 атм. Посев микробов проводили из расчёта 60 млн/мл среды и инкубировали в течение 5 суток. Аминокислоты брали в количестве 0,001 моля. О влиянии аминокислот на рост бруцелл судили по концентрации микробов после инкубации. Контролем служили среда без аминокислот и среда с полным их набором.
Для глубинного культивирования в синтетическу среду вносили 1 гидролизата лактоальбумина, разливали ее в специальные установки, стерилизовали, после чего производили посев бруцелл из расчета 120 млн/мл среды. Культивировали в течение 96 часов. Воздух подавался с помощью микронасоса, перемешивание осуществлялось с помощью активатора. Реакция среды поддерживалась в пределах pH 6,8-7,0. Через какдые 12-24 часа брали пробы для анализов.
Концентраци микробов определяли нефелометрически. Чистоту культуры проверяли микроскопией и путем высева на печеночный агар в чашки Петри. Белок определяли по Лоури, азот аминогрупп -нингидриновым методом.
минокислотный состав среды определяли хроматографически, методом обращенно-фазной высокоэффективной
жидкостной хроматографии (ВЭЖХ). Использовалась система ВЭЖ£ Agilent 1100, которая состояла из бинарного насоса, флуоресцентного детектора и автосамплера. Применялись реагенты ацетонитрил, метанол (оба квалификации «для хроматографии»,
Merck, Германия), двузамещенный фосфат натрия (ЛЕНРЕАКТИВ, Россия), О-фталдиальдегид (Sigma-Aldrich, США), 3-меркаптопропионовая кислота (Sigma-Aldrich, США), 9-фторенилметилхлороформиат (Sisco Research Laboratories, Индия).
робоподготовку проводили согласно методу. Исследуемый образец
центрифугировали при 15000 об./мин в течение 10 мин. Для депротеинизации отобранный супернатант пропускали через прицевой фильтр с диаметром пор 0,22 мкм (PTFE). Поскольку большинство аминокислот не дат флуоресценции, для чувствительного обнаружения аминокислот необходима дериватизация с использованием
соответствующих реагентов для получения флуоресцентных соединений. Для этого полученный фильтрат переливали во флаконы для проведения реакции дериватизации. К фильтрату добавляли растворы -фталдиальдегида и 3-меркаптопропионовой кислоты в соотношении 1:1 по объему и тщательно перемешивали в течение 20 секунд. Далее добавляли 9-
фторенилметилхлороформиат и
перемешивали 20 секунд. После дериватизации смесь вводили в прибор для хроматографического разделения. На данном этапе использовали обращенно-фазную колонку Agilent Zorbax С18 (4,6*150 мм, с размером частиц сорбента 3,5 мкм). Использовали защитную предколонку Phenomenex C18 (4,0*3,0 мм) производства (Phenomenex, США). Работа проводилась при комнатной температуре, в градиентном режиме (табл. 1). Подвюкные фазы: А - 40 ммоль/л Na2HPO4 при рН 7,8; B - 45% ацетонитрила, 45% метанола, 10% воды. Скорость потока поддерживалась на уровне 2,0 мл/мин на протяжении всего анализа. Длина волны возбуждения 266 нм, длина волны испускания 305 нм.
Таблица 1
Условия градиентного режима
Время, мин Мобильная фаза А Мобильная фаза В
0,00 100,0 0,0
1,90 100,0 0,0
8,00 79,7 21,3
19,30 44,8 55,2
19,80 0,0 100,0
23,50 0,0 100,0
24,40 100,0 0,0
25,20 100,0 0,0
Результаты. Концентрация бруцелл в синтетической среде с полным набором аминокислот составила (107 м. к./мл) 100,020,0 - у штамма 82, 76,0+4,2 - у штамма R-1096. В контрольной среде без аминокислот
Таблица 2
Влияние аминокислот на рост бруцелл в синтетической среде (увеличение (+) или уменьшение
рост бруцелл был незначительный.
Данные о влиянии отдельных аминокислот и их смеси в среде на рост бруцелл приведены в таблице 2.
Аминокислоты Добавление отдельных аминокислот в среду Исключение отдельных аминокислот из полного их набора в среде
шт. 82 шт. R-1096 шт. 82 шт. R-1096
ДЛ- лизин +4,0 +4,5 - -
Л - гистидин +4,0 +3,5 -15,0 -46,0
Л - аргинин +8,0 +,35 - -
ДЛ - аспаргиновая кислота -5,0 -2,5 - -
ДЛ - треонин - -
ДЛ - серин - - - -
Л - глутаминовая кислота +47,0 +10,5 -30,0 -56,0
Л - глутамин +4,0 +10,5
ДЛ- пролин +9,0 +5,5 - -
Глицин +11,0 +8,5 - -
ДЛ - альфа-аланин +7,0 - -
ДЛ - бета-аланин +14,0 +8,5 - -
Л - цистин +5,0 +0,5 - -
Л - цистеин - - - -
ДЛ - валин - - - -
ДЛ - метионин - - - -
ДЛ - норлейцин - - - -
ДЛ - лейцин - - - -
ДЛ - фенил-альфа-аланин - - - -
ДЛ - триптофан +9,0 +5,5 - -
ДЛ - орнитин - +3,5 - -31,0
Лучший рост микробов всех трех таммов обеспечивался при добавлении к синтетической среде глутаминовой кислоты и глутамина. При этом концентрация бруцелл превышала контроль в 2,5-5 раз. Хороший рост бактерий обеспечивали глицин и аланин. Отмечено стимулирующее влияние на рост бруцелл триптофана, лизина, гистидина, цистина. В среде с орнитином отмечается рост только бруцелл штамма R-1096. Исключение из полного набора аминокислот в среде глутаминовой кислоты и гистидина приводило к резкому ослаблени роста всех таммов бруцелл, что свидетельствует об их вакном значении в питании этих микробов.
спарагиновая кислота ингибировала рост двух штаммов — 82 и R-1096.
Установлена вакная роль витаминов в росте всех изучаемых культур бруцелл. В среде без витаминов рост всех таммов сокращался вдвое по сравнению со средой с полным их набором.
Более исчерпывающие данные были получены при качественном и количественном анализе динамики изменения содержания аминокислот в среде при глубинном культивировании бруцелл. Наибольшая концентрация микробов составила у штаммов R-1096 (22,2 млрд/мл) и 82 (18,4 млрд/мл). спользованная нами полусинтетическая среда по ростовым свойствам непеченочно-пептонному бульону и бульону Хоттингера. В ней обнаружено 18 аминокислот (табл. 3). В наибольшем количестве содержатся лизин, лейцин, глутаминовая кислота, изолецин. аланин, валин. Количество аминного азота равнялось 53.81±1.39 мг%, полипептидов - 550,0±18,0 мг%. Электрофорезом в полиакриламидном геле установлено, что полипептиды разделя тся на три фракции. олекулярный вес основной фракции лежит в пределах 34-44 тыс., а двух небольших быстроподвижных фракций около 13 тыс.
Аминокислотный состав исходной среды
Таблица 3
Аминокислоты Количество, мкг/мл Аминокислоты Количество, мкг/мл
Лизин 648,8 Аланаин 315,9
Гистидин 80,9 Цистин 126,2
Аргинин 39,0 Валин 370,0
Аспаргиновая кислота 85,3 Метионин 114,4
Треонин 208,3 Изолейцин 347,9
Серин 256,1 Лейцин 618,3
Глутаминовая кислота 370,0 Тирозин 83,6
Пролин 85,9 Фенилаланин 267,3
Глицин 30,2 Триптофан 231,66
В таблице 4 приведены данные об изменении концентрации аминокислот в среде в период роста бруцелл. Исследования показали, что бруцеллы обладают изобретательной способностью в
ассимиляции аминокислот. Все таммы наиболее активно утилизировали
глутаминовую кислоту, цистин, аланин, серин, триптофан, фенилаланин. Отмечено, количественное потребление аминокислот в первые двое суток культивирования бруцелл идёт, прежде всего, за счёт глутаминовой кислоты. Её количество через 24 часа уменьшается на 65-100 % от исходного содержания, а к 48 часам она полностью
исчезала из среды. Более интенсивное потребление аминокислот отмечалось при выращивании штамма R-1096. К 96 часам культивирования он полность
ассимилировал глутаминову кислоту, цистин, гистидин, глицин, пролин, а таюке на 53-85 % от исходной концентрации -фенилаланин, триптофан, серин и аланин. Кроме того, этот штамм бруцелл к концу срока выращивания, когда указанные аминокислоты исчезали из среды или их количество сокращалось, начинал потреблять аргинин и тирозин, которые в первые двое суток он синтезировал.
Таблица 4
зменение концентрации аминокислот в ростовой среде при глубинном культивировании
Аминокислоты Штамм Я-109б Штамм 82
Часы культивирования Часы культивирования
24 48 72 96 24 48 72 96
Лизин -29,1 +(32,2) +(34,4) +(34,4) -23,2 +(31,1) +(31,1) +(33,0)
Гистидин -30,8 -45,5 -64,4 -100,0 - -43,5 -80,2 -100,0
Аргинин +108,6 -245,4 -(48,5) -(71,0) +100,0 +114,1 +117,4 +583,1
Аспаргиновая кислота +17,3 +29,4 +35,6 +44,9 +18,7 +1936 +72,6 +83,4
Треонин - +23,4 +24,3 +24,3 +12,6 +101,0 +109,0 121,0
Серин -35,6 -39,0 -55,3 -72,5 -24,4 -27,0 -27,3 -39,4
Глутаминовая кислота -77,0 -100,0 - - -100,0 - - -
Пролин -31,9 -34,3 -70,6 -100,0 - - - -
Глицин -30,1 -37,7 -100,0 - -26,8 -28,1 -60,9 -100,0
Аланаин -21,5 -24,7 -61,0 -71,6 -33,5 -40,7 -40,9 -47,0
Цистин -34,8 -69,5 -76,0 -100,0 -27,3 -45,6 -46,3 -49,0
Валин - -28,5 -29,4 -31,9 - - - -незнач
Метионин -40,9 -52,0 -52,1 -55,1 - - - -23,4
Изолейцин - -22,1 -23,7 -25,4 - - - -незнач
Лейцин +356,6 +37,3 +43,9 +48,0 +26,2 +55,6 64,6 +65,7
Тирозин - 84,3 -(30,1) -(74,0) - +27,5 +37,1 +351,7
Фенилаланин -40,3 -43,5 -55,5 -58,7 - -17,3 -36,8 -40,0
Триптофан -31,7 -32,8 -42,0 -61,4 -15,0 -31,7 -42,5 -52,5
Примечание: (+) накопление аминокислот в среде;
(-) потребление их в процентах к исходному содержаншо. В скобках - показатели к предыдущей достигнутой концентрации аминокислот
Как показали исследования, основным источником серы для бруцелл является цистин. При выращивании всех штаммов бруцелл, за исключением штамма 82, эта аминокислота полность исчезала из среды к концу срока культивирования. ри отсутствии цистина в среде бруцеллы использовали в конце срока культивирования другую серусодержащую аминокислоту -метионин, содержание которого уменьшалось на 23-55 %. Бруцеллы штамма R-1096 потребляли метионин одновременно с цистином, однако менее интенсивно.
таммы в первые 24-48 часов выращивания интенсивно усваивали лизин.
днако затем синтезировали до конца срока инкубации, и содержание его достигало исходного уровня.
тмечены особенности таммов бруцелл по отношению к отдельным аминокислотам. Так, бруцеллы штамма R-1096 с первых часов выращивания потребляли пролин, который к концу срока полность исчезал из среды. Бруцеллы тамма 82 данную аминокислоту совершенно не использовали.
становлено, что в процессе культивирования бруцеллы синтезируют и выделя т в среду аргинин, треонин, лейцин и тирозин. аиболее активно накапливался в среде лейцин. Количество его увеличивалось до 296,7-488,0 мкг мл среды. Концентрация аргинина повышалась по сравнению с исходной в 3,4-6,8 раза, треонина - в 1,2-2,6 раза, тирозина - в 1,8-4,5 раза. Треонин и тирозин более интенсивно синтезировались бруцеллами штамма 82 (больше по сравнению с остальными).
Бруцеллы всех таммов синтезировали аспарагиновую кислоту. Ее содержание увеличивалось к концу срока инкубации в 1,42,1 раза.
Валин и изолейцин потреблялись всеми штаммами в небольшом количестве главным образом к концу срока культивирования, когда создавался дефицит по другим аминокислотам.
есмотря на значительное потребление многих аминокислот бруцеллами, резкого спада содержания аминного азота в среде в процессе культивирования микробов не отмечено. Это связано, видимо, с тем, что наряду с утилизацией аминокислот данными бактериями происходил синтез и выделение отдельных из них в культуральную жидкость.
Гидролитическая активность бруцелл в экспериментах не установлена. б этом свидетельствует отсутствие расщепления, содержащихся в среде полипептидов.
Следует подчеркнуть, что данные обоих опытов (влияние аминокислот на рост бруцелл и глубинное культивирование), несмотря на разные их методические приемы, по основным показателям (интенсивность роста микробов, значение отдельных аминокислот для питания бруцелл) совпадают и дополняют друг друга.
Выводы.
1. Используемая полусинтетическая среда является полноценной средой для культивирования бруцелл, не уступающая по ростовым свойствам неопределённого состава - печёночно-пептонному бульону и бульону
оттингера.
2. Важнейшими источниками азотистого питания культур бруцелл таммов 82 и R 1096 являются глутаминовая кислота, цистин, аланин, глицин, серин, триптофан, фенилаланин и гистидин.
3. Культуры бруцелл штаммов 82 и R 1096 способны в определенных условиях синтезировать отдельные аминокислоты -лизин, аргинин, треонин, лейцин, тирозин и аспарагинову кислоту, которая являлась
ингибитором их роста.
Список источников
1. Вербицкий, А. А., Медведев А. П. Питательные среды и культивирование микроорганизмов // Витебская государственная академия ветеринарной медицины. Витебск: ВГАВМ, 2008. С. 236.
2. Девришов Д.А., Шведов В.В., Шведов Д.В., Бедоева З.М. Сравнительная оценка ростовых свойств производственных культур бруцелл на различных питательных средах // Ветеринарная медицина. 2014. № 1. С.19-34.
3. Кабахова П.М., Хаиров С.Г., Юсупов О.Ю., Яникова Э.А. Сравнительное изучение разных питательных сред для промышленного культивирования бруцелла абортус 19 // Ветеринарная медицина. 2014. № 2. С.6-8.
4. Ковтун Ю.С., Курилова А.А., Катунина Л.С., Василенко Е.И. Питательные среды для диагностики бруцеллеза // Проблемы особо опасных инфекций. 2019. № 4 С. 17-22
5. Ковтун Ю. С., Курилова А. А., Катунина Л. С., Василенко Е. И. Сравнительная оценка белковых гидролизатов при разработке на их основе питательной среды для культивирования бруцелл // Проблемы особо опасных инфекций. 2016. № 4. С.93-97.
6. Косарев М.А., Фомин А.М., Сафина Г.М., Григорьева С.А., Тухватуллина Л.А. Изучение культурально-морфологических свойств бруцелл вида Abortus, находящихся в различной степени диссоциации // Ветеринарный врач. 2018. №4 С. 14-18
7. Медведев А.П., Даровских С.В., Юдасин А.М. Влияние качества посевного материала на рост сальмонелл при глубинном культивировании // Уч. записки УО «Витебская госуд. академия ветер. медицины». Витебск. 2004, т. 40. ч.1.С. 253.
8. Пяткова Н.В., Суслопаров А.А., Федотов А.К., Юдников В.А., Полищук В.И., Охапкина В.Ю., Дармов И.В. Способ получения биомассы бруцелл вакцинных штаммов при глубинном выращивании с использованием жидкой питательной среды минимизированного состава//Патент РФ 2687373, опубл.13.05.2019 г. Бюл. № 14.
9. Раевский A.A. Разработка управляемого процесса культивирования Pasterella multocida при производстве вакцин: автореф. дисс.... канд. биол. наук., 2002. С. 24.
10. Федорова О.В., Понкратова С.А., Валеева Р.Т., Исламгулов И.Р. Питательные среды в производствах медицинских и ветеринарных препаратов // Вестник технологического университета. 2017. Т.20. №4 С. 130-133
11. Elisabeth L. Schwarz, William L. Roberts, Marzia Pasquali Analysis of plasma amino acids by HPLC with photodiode array and fluorescence detection // Clinica Chimica Acta. 2005. Vol. 354. P. 83-90
12. Olsen S.C., BrickerB., Palmer M.V. Responses of cattle to two dosage of Brucella abortus strain RB-51 serology, clearance and efficacy //Res. in veter. sc. 1999. Vol.66. №2. P. 101-105.
13. Tabatabai L.B., Deyoe B.L., Patterson J.M. Immunogeniciny of Brucella abortus saltextractable proteins // Veter. Microbiol. 1989. Vol. 20. №1. P. 49-58.
AMINO ACID EXCHANGE OF BRUCELLA ABORTUS VACCINE STRAINS DURING SUBMERGED CULTIVATION
©2024. Ramil Yu. Nasibullin1, Maxim A. Kosarev2, Gulnara M. Safina3, Aisylu Z. Mukharlyamova4
12'3'4Federal Center for Toxicological, Radiation and Biological Safety, Kazan, Russia 'n-ramil@,bk.ru
Abstract. The vaccine strains of Brucella abortus - R-1096 and 82 were used in the studies. Submerged cultivation is carried out in a three-phase air mixer with a TAES-1 process monitoring and control unit with the capacity of 10 liters. The cultivation process took 96 hours. Air supply was carried out using a micropump, mixing - using an activator. The reaction of the medium was maintained within the pH range of 6.8-7.0, which was confirmed by the test results. Medium samples were taken every 12-24 hours. Experiments to study the effect of amino acids on the growth of Brucella were carried out in two ways: adding them separately to the medium and excluding each amino acid from their complete set in the medium; they were also judged by the concentration of microbes after incubation. The controls were a medium without amino acids and a medium with their full set. The amino acid composition of the medium was determined using a chromatograph (HPLC). When glutamic acid and glutamine were added to the synthetic medium, better growth of microbes of all three strains was observed. The role of vitamins in the growth of all studied Brucella cultures is high, since in a medium without vitamins the growth of all strains was halved compared to a medium with a full set of them. During the experiment it was proven that the semi-synthetic medium used is a complete medium for the cultivation of Brucella, not inferior in growth properties to the unknown composition - liver-peptone broth and Hottinger broth. The most important sources of nitrogen nutrition for Brucella strains 82 and R-1096 are glutamic acid, cystine, alanine, glycine, serine, tryptophan, phenylalanine and histidine. Under certain conditions cultures of Brucella strains 82 and R-1096 are able to synthesize individual amino acids - lysine, arginine, threonine, leucine, tyrosine and aspartic acid, which was an inhibitor of their growth.
Key words: submerged cultivation, amino acids, metabolic processes, synthetic medium, Brucella, microbes, chromatographic analysis
References
1. Verbitskii, A. A., Medvedev A. P. Pitatel'nye sredy I kul'tivirovanie mikroorganizmov (Nutrient media and cultivation of microorganisms), Vitebskaya gosudarstvennaya akademiya veterinarnoi meditsiny, Vitebsk, VGAVM, 2008, p. 236.
2. Devrishov D.A., Shvedov V.V., Shvedov D.V., Bedoeva Z.M. Sravnitel'naya otsenka rostovykh svoistv proizvodstvennykh kul'tur brutsell na razlichnykh pitatel'nykh sredakh (Comparative assessment of the growth properties of production Brucella cultures on various nutrient media), Veterinarnaya meditsina, 2014, No. 1, pp.19-34.
3. Kabakhova P.M., Khairov S.G., Yusupov O.Yu., Yanikova E.A. Sravnitel'noe izuchenie raznykh pitatel'nykh sred dlya promyshlennogo kul'tivirovaniya brutsella abortus 19 (Comparative study of different nutrient media for industrial cultivation of Brucella abortus 19), Veterinarnaya meditsina, 2014, No. 2, pp.6-8.
4. KovtunYu.S., Kurilova A.A., Katunina L.S., Vasilenko E.I. Pitatel'nye sredy dlya diagnostiki brutselleza (Nutrient media for the diagnosis of brucellosis), FKUZ «Stavropol'skii nauchno-issledovatel'skii protivochumnyi institut», Stavropol', RF, Problemy osoboopasnykh infektsii, 2019, No. 4 pp. 17-22
5. Kovtun Yu. S., Kurilova A. A., Katunina L. S., Vasilenko E. I. Sravnitel'naya otsenka belkovykh gidrolizatov pri razrabotke na ikh osnove pitatel'noi sredy dlya kul'tivirovaniya brutsell (Comparative assessment of protein hydrolysates in the development of a nutrient medium for the cultivation of Brucella based on them), Problemy osoboopasnykh infektsii,2016,No. 4,pp.93-97.
6. Kosarev M.A., Fomin A.M., Safina G.M., Grigor'eva S.A., Tukhvatullina L.A. Izuchenie kul'tural'no-morfologicheskikh svoistv brutsell vida Abortus, nakhodyashchikhsya v razlichnoi stepeni dissotsiatsii (The study of the cultural and morphological properties of Brucella Abortus species, which are in varying degrees of dissociation),Veterinarnyi vrach, 2018,No. 4,pp. 14-18
7. Medvedev A.P., Darovskikh S.V., Yudasin A.M. Vliyanie kachestva posevnogo materiala na rost sal'monell pri glubinnom kul'tivirovanii (The influence of the quality of inoculum on the growth of Salmonella during submerged cultivation), Uch. zapiski UO «Vitebskayagosud. akademiya veter. meditsiny», Vitebsk, 2004, t. 40, ch.1, p. 253.
8. Pyatkova N.V., Susloparov A.A., Fedotov A.K., Yudnikov V.A., Polishchuk V.I., OkhapkinaV.Yu., Darmov I.V. Sposob polucheniya biomassy brutsell vaktsinnykh shtammov pri glubinnom vyrashchivanii s ispol'zovaniem zhidkoi pitatel'noi sredy minimizirovannogo sostava (Method for obtaining biomass of Brucella vaccine strains during submerged cultivation using a liquid nutrient medium of minimized composition), Patent RF 2687373, opubl.13.05.2019, g. Byul. No. 14.
9. Raevskii A.A. Razrabotka upravlyaemog protsessa kul'tivirovaniya Pasterellamultocida pri proizvodstve vaktsin (Development of a controlled cultivation process for Pasterellamultocida in vaccine production): avtoref. diss. kand. biol. nauk., 2002,p. 24.
10. Fedorova O.V., Ponkratova S.A., Valeeva R.T., Islamgulov I.R. Pitatel'nye sredy v proizvodstvakh meditsinskikh i veterinarnykh preparatov (Nutrient media in the production of medical and veterinary drugs), Vestnik tekhnologicheskogo universiteta, 2017, Vol.20, No 4, pp. 130-133.
11. Elisabeth L. Schwarz, William L. Roberts, MarziaPasquali Analysis of plasma amino acids by HPLC with photodiode array and fluorescence detection,ClinicaChimicaActa, 2005,Vol. 354,pp. 83-90.
12. Olsen S.C., Bricker B., Palmer M.V. Responses of cattle to two dosage of Brucella abortus strain RB-51 serology, clearance and efficacy // Res. in veter. sc. 1999. Vol.66. №2.pp. 101-105.
13. Tabatabai L.B., Deyoe B.L., Patterson J.M. . Immunogeniciny of Brucella abortussaltextractable proteins // Veter. Microbiol. 1989. Vol. 20. №1. pp. 49-58.
Сведения об авторах
Р. Ю. Насибуллин1 - научный сотрудник;
М. А. Косарев2- кандидат биологических наук, ведущий научный сотрудник; Г. М. Сафина3 - кандидат ветеринарных наук, ведущий научный сотрудник; А. З. Мухарлямова4 - научный сотрудник.
1,2,3,4Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Федеральный центр токсикологической,
радиационной и биологической безопасности» (ФГБНУ «ФЦТРБ-ВНИВИ»), отделение бактериологии, лаборатория
бактериальных зооантропонозов1,2,3, отделение токсикологии, лаборатории физико-химического анализа 4, Научный
городок-2, Казань, Россия
3narka 19 76 @mail. ru
4muharly [email protected]
Information about the authors
R. Y. Nasibullin1 - Researcher;
M. A. Kosarev2 - Cand. Biol. Sci., Leading Researcher; G. M. Safina3 - Cand. Vet. Sci., Leading Researcher; A. Z. Mukharlyamova4 - Researcher;
1,2,3,4Federal State Budgetary Scientific Institution "Federal Center for Toxicological, Radiation and Biological Safety" (FSBI "FCTRB-VNIVI"), Department of Bacteriology, Laboratory of Bacterial Zooanthroponoses1,2,3, Department of Toxicology, Laboratory of Physico-chemical Analysis4, Nauchnyj gorodok-2, Kazan, Russia
[email protected] [email protected] 3narka 19 76 @mail. ru 4muharly [email protected]
Конфликт интересов: авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов. Conflict of interest: the authors declare that they have no conflicts of interest.
Статья потупила в редакцию 26.02.2024; одобрена после рецензирования 20.03.2024; принята к публикации 10.05.2024 The article was submitted 26.02.2024; approved after reviewing 20.03.2024; acceptedfor publication 10.05.2024
