CC BY
68
УДК 619:576.895.42
МОЛЕКУЛЯРНЫЕ ОСНОВЫ ВЗАИМООТНОШЕНИЙ ЭКТОПАРАЗИТОВ И ПОЗВОНОЧНЫХ
Б.А. ТИМОФЕЕВ доктор ветеринарных наук
Волгоградский научно-исследовательский технологический институт мясомолочного скотоводства и переработки продукции животноводства
В.В. МАКАРОВ доктор ветеринарных наук
Российский университет дружбы народов
Представлены результаты изучения взаимоотношений между эктопаразитами и животными. Биологические субстанции эктопаразитов содержат большое разнообразие таких ферментов, как киназа, буназа, простогландины и другие, которые угнетают иммунные реакции животных. Показана эффективность вакцин Tick Gard и Gavae и биологической субстанции на основе цементирующего протеина клеща (64 TRP RP) Rhipicephalus appendiculatus по защите мышей от клещевого энцефалита.
Многие представители членистоногих (артроподы) являются эктопаразитами человека, животных и могут быть переносчиками возбудителей инфекционных и инвазионных заболеваний (лихорадка Денге, болезнь Лайма, геморрагическая лихорадка, лейшма-ниоз, бабезиозы, тейлериозы, анаплазмозы и другие). Фауна эктопаразитов наземных позвоночных характеризуется большим разнообразием. На некоторых видах млекопитающих и птиц могут паразитировать до 100 и более видов членистоногих, принадлежащих к нескольким отрядам насекомых и клещей, а на одном животном одновременно - до 10 и более видов (1).
Необходимо отметить, что эктопаразиты являются не просто пассив-
ными партнерами животного-прокормителя, они с успехом вступают во взаимоотношения с иммунной системой своих хозяев. Паразиты имеют сложный арсенал контрмер для ослабления ответных реакций организма животных.
Одним из ярких примеров этого является их способность препятствовать свертыванию крови, агрегации тромбоцитов и наличие вазоди-ляториев. Установлено, что слюна клещей Ixodes scapularis содержит киназу, которая расщепляет бради-кинин, являющийся медиатором болевых центров животных (50). В слюнных железах Boophilus microplus обнаружили фермент буназу,
который ведет себя как типичная пептидаза с киназной активностью.
Из слюны I. ricinus выделен протеин с молекулярной массой 18 000, который угнетает пролиферацию В-лимфоцитов белых мышей при нападении клещей, что благоприятствует проникновению и дис-семинации Borrelia burgdoferi (25).
Биологическая активность слюны клещей I. scapularis обуславливается наличием белка, а не простаг-ландина Е2 (57). Однако, супрессивные свойства слюны членистоногих связаны именно с простагландином Е2 (26, 6). Слюна I. scapularis содержит белок, ингибирующий систему комплемента (58). Гистаминосвя-занные протеины слюны клещей ослабляют чесоточный зуд у животно-го-прокормителя (46). Сериновые протеазы (гиподермин А и Б) Hypoderma lineatum подавляют систему комплемента у крупного рогатого скота (3, 4). Гиподермин А угнетает пролиферацию Т-лимфоцитов, синтез интерлейкина-2, лимфоцитов СД8, СД18, Во СД (8, 38, 40).
Лизаты слюнных желез L. lon-gipalpolis подавляют пролиферацию клеток селезенки мышей, вызываемую специфическими антигенами. Слюна этого переносчика содержит вазодилятор - максадилан (32), который является также иммуномоду-лятором, угнетающим активность Т-лимфоцитов и замедляющим реакцию гиперчувствительности (44). Слюна также увеличивает секрецию интерлейкина-6, интерлейкина-10 и замедляет наработку макрофагами фактора некроза опухолей (7, 55). Максадилан является пептидом
слюны и усиливает инфективные свойства Leishmania majer (18).
У членистоногих четко прослеживается стратегия уклонения от воздействия животного организма за счет изменения антигенов, угнетения клеток-киллеров, снижения активности клеток главного комплекса гистосовместимости, системы комплемента, изменения активности Т-лимфоцитов, сигнальной информации - цитокинов и мимикрии хемо-и цитокинов (19, 20). В таблице 1 показано влияние членистоногих на иммунную систему животных.
Нападение клещей на животных сопровождается снижением антитело-генеза у последних. Инвазирование клещами R. appendiculatus кроликов привело к угнетению выработки у них антител на сывороточной альбумин крупного рогатого скота (19).
Специфическая профилактика арахноэнтомозов животных направлена на создание антитрансмиссивной клеточно опосредованной иммунной реакции на кожном участке переноса инфекции, которая препятствует передаче возбудителя и предлагает новый подход в борьбе с рядом важных трансмиссивных болезней.
Такая постановка вопроса предопределяет работу в трех направлениях: изучение и выделение специфических протективных антигенов, производство данных субстанций как эффективных рекомбинант-ных антигенов промышленным способом и, наконец, создание из полученных антигенов вакцины, пригодной к применению. Ранее выделение протективных антигенов из необработанного материала членистоногих и
их характеристика было трудоемким и чить в должном количестве рекомби-сложным, но еще труднее было полу- нантный продукт этого антигена.
Таблица 1
Влияние членистоногих на иммунную систему животных
№ Факторы иммунной системы и гомеостаза Вид членистоногих Динамика изменений Автор
1. Т-лимфоциты Dermacentor andersoni Угнетение пролиферации (62)
2. Лимфоциты Ixodes ricinus Угнетение активности на Con. A (54)
3. Спленоциты, интерлей-кин-2 I. scapularis Супрессия (57)
4. Лимфоциты Rhipicephalus sanguineus Отмечена реакция лимфоцитов на Con. А (17)
5. Спленоциты I. ricinus Усиление активности (14)
6. Интерлейкины ТЬ-1 -лимфоциты, интерферон, фактор некроза опухолей D. andersoni Супрессия (47)
7. Интерлейкин, интерферон I. scapularis Супрессия (67)
8. Лимфоциты, ТИ2 I. pacificus Повышение активности (52)
9. Интерферон, интерлей-кин-10 I. ricinus Супрессия, повышение активности (29)
10. Цитокины R. sanguineus Изменение активности (17)
11. Цитокины R appendiculatus Супрессия (21)
12. Антитела (^ О), компоненты комплемента гомеостаза Lucilia cuprina Супрессия (41)
13. Аллерген группы II Рбо О II Psoroptes ovis Зуд у овец (16)
14. Лимфоциты СД4+, СД8+, интерлейкины (!Ь-1), фактор некроза опухолей Нимфы I. ricinus Повышение активности (33)
15. Спленоциты главного комплекса гистосовме-стимости Simulium vittatum Супрессия (35)
16. Фактор некроза опухолей A. aegypti Ослабляет высвобождение из тучных клеток (2)
17. Интерферон, оксид азота, макрофага Ph. papatasi Супрессия (24)
18. Цитокины, ТЫ Цитокины, ТИ2 Ph. papatasi Ph. papatasi Супрессия Повышение активности (36) (36)
В последствии были выделены Список этих антигенов приведен в антиген Бш86 из организма B. mi- таблицах 2 и 3. croplus (49, 63), антиген Бш91 (51).
Таблица 2
Клещевые антигены с выраженным протективным эффектом_
Вид клещей Белок/ Функция Применение для вак- Публика-
антиген цинации ции
B. microplus Bm86 Мульти EGF-доменовый протеин Вакцинация нативным и рекомбинантным протеином (64, 65)
B. microplus Bm95 Близкий гомолог Bm86 Вакцинация рекомбинантным протеином (23)
B. microplus Bm91 Карбоксидипептидаза, метаболизм белковых гормонов клеща Вакцинация нативным и рекомбинантным протеином (51, 65)
B. microplus BMA7 Муциноподобный протеин Вакцинация нативным протеином (39)
B. microplus Прокатеп- Предшественник про- Вакцинация антиге- (60)
син теолитических энзимов ном и Mab
B. microplus Бета-N- Гидролиз олигосаха- Инъекция поликло- (12)
ацетилгек- ридов нального антитела
саминидаза
H. anatolicum Aff-HNag 39 к дальтоновый протеин с неизвестной функцией Вакцинация нативным протеином (53)
H. longicornis р. 29 Экстрацеллюлярный матрицеподобный протеин Вакцинация рекомби-нантным протеином (39)
Таблица 3
Предполагаемые антигены членистоногих с известными свойствами
Вид члени- Белок/антиген Функция Применение для вакци- Публи-
стоногих нации кации
R appendi- Белок, связы- Выделение имму- Возможно применение, (61)
culatus вающий имму- ноглобулина хозяи- локализуется в слюн-
ноглобулины на ных железах клеща
R appendi- 64FRP,s Антиген средней Применяется для вак- (56)
culatus кишки и слюнных желез цинации
H. longicor- Катепсинопо- Протеолитический Возможно применение (61)
nis добная протеи-наза энзим
O. savignyi Ингибитор Ингибирует фактор Возможно применение, (27)
фактора Ха Ха локализуется в слюнных железах клеща
O. moubata ТАМ Альфа-макроглобу-линоподобный протеину ингибирует протеолитические энзимы Не сообщается (30)
Муха Тромбостатин, Ингибитор слюнных Рекомбинантный тром- (10)
Haematobia irritans протеин слюнных желез желез бостатин, можно вакцинировать
I. sinensis Антиген установлен в слюнных железах, эпителии средней кишки Не сообщается Возможность получения вакцины (34)
Комар Aedes albopidus, A. gambienseb Рибосомные белки ЯрБ9 и ЯрЬ26 Компоненты генома Не известно (33)
Phlebotomus papatasi Протеин БР15 Не сообщается Вакцинация плазмид-ной вакциной (59)
Антигены можно разделить на 2 группы. К 1-й относят белки, способность которых быть действующим компонентом вакцин доказана экспериментально, хотя их возможность вызывать иммунный ответ варьирует. Тем не менее, их реком-бинантный материал дает приемлемый для защиты иммунный ответ.
Полный геном дрозофилы содержит около 400 протеиназ серина, ранее описанных у LucШa cuprina (15). Значит, при таком богатстве выбора найти нужную для вакцины протеиназу непросто.
Помимо ингибиторов протеи-наз, антикомплементных и антикоа-гуляционных белков, есть еще ряд протеинов, заслуживающих внимания. В первую очередь это белки, связывающие иммуноглобулины, обнаруженные в слюнных железах некоторых клещей (43) и белки, связывающие гистамин (42), относящиеся к липокалинсу. Многие из них и сейчас испытывают в качестве антигенов для вакцин.
В дальнейшем было доказано, что энзимоподобные вещества - это субстанции, конвертирующие ан-
гиотензии, а ВМА7 - муцин с низкой молекулярной массой.
Антиген Вт86 похож на ряд протеинов, особенно на часть Xatch, неврогенного локуса протеина Notch из организма лягушки. В этих двух белках 23% аминокислот идентичны, еще 32% - похожие (всего более 620 аминокислот). Для наработки рекомбинантных белков используют лишь антигены Bm86, Bm9 В. microplus и p29 Haemaphysalis longi-cornis.
Комбинация антигенов Bm86 и Bm91 (65), а также Bm86 и нативно-го BMA7 (37) усиливает иммунный ответ у животных.
В настоящее время испытыва-ются 2 вакцины: Tick GARD и GA-VAC, содержащие Bm86 (Австралия, Куба). Вакцина, содержащая антиген Bm86 (от B. microplus), обладает четкой протективной активностью против клещей B. decoloratus (11), H. anatolicum, H. dromedari, но не активна против R. appendiculatus и Amblyomma variegatum (13).
У белковой субстанции Bm86 есть близкие гомологи в организме
R. appendirulatus и Hyalomma anato-licum (11, 31).
В последующем был выделен антиген Bm95, ген которого клонирован и экспрессирован в клетках метилтрофных дрожжей Pichia pastiris (5). Антиген был получен в виде агрегатов размером от 26 до30 нм со степенью чистоты более 80%. Выход составил 0,55 г чистого белка Bm95 на 1 литр культуры (98%). Методом масс-спектрометрии обнаружено 3 аминокислоты, не соответствующие выведенной на основании кДНК аминокислотной последовательности (22). Многие изученные протективные антигены представляют собой гликопротеины. К сожалению, в настоящее время нельзя сказать, какая, белковая или олиго-сахаридная, часть обладает иммуно-генными свойствами.
Антиген Bm86 локализуется на поверхности клеток кишечника клеща (48), а антиген Bm91 - на поверхности клеток слюнных желез. Выработка антител в организме животных осуществляется на антиген Bm91, поэтому антиген Bm86 считается скрытым, т.к. его активность проявляется лишь при проникновении антител позвоночных на этот антиген в кишечнике клеща.
Считается, что вакцина против клещей является более эффективной, чем против насекомых, так как первые питаются более продолжительное время и наличие скрытых антигенов (Bm86) в вакцине обеспечивает поступление антител животных в кишечник клеща. Следует также отметить, что пищеварение у клеща, в основном, внутриклеточ-
ное, и среда там нейтральная, практически без протеаз, что благоприятствует проникновению антител привитых животных в организм клеща с последующей его гибелью. У насекомых, наоборот, в кишечнике содержатся агрессивные протеа-зы, которые способны разрушать проглоченные иммуноглобулины животных, и тем самым предупреждать их действие.
Установлено, что добавление к очищенному антигену средней кишки B. microplus адъювантов - сапонина и Montaride JSA сопровождается более высокой гуморальной иммунной реакцией у телят, что ведет к более высокому отторжению клещей и плохому развитию их яиц (31).
Во 2-й группе вакцин белки, играющие роль антигенов, могут быть использованы лишь в натив-ном виде. В настоящее время созданы биологические препараты: экстракты насекомых или отдельных тканей, например, протеазы личинок или перитрофические матрицы L. cuprina против мухи-жигалки (Sto-moxys calcitrans), некоторых видов комаров. Многие белки перитрофи-ческой мембраны клещей могут быть подходящими мишенями для иммуноглобулинов антител. У них были найдены общие структуры - 6 цистеиновый участок, перитрофи-новый А домен, часто повторяющий в их молекулах белка. Были получены также соответствующие реком-бинантные антигены из сывороток овец, вакцинированных этими антигенами, которые задерживали рост личинок L.cuprina.
Аналогичная ситуация отмечается и с возбудителями миазов -Chrysomya bezziana. Наличие антител против миазов средней кишки комаров сопровождалось уменьшением количества малярийных паразитов (26) и лейшманий в кишечнике мошек (45).
Чешскими исследователями создана противоклещевая вакцина на основе цементирующего протеина клеща (64 T RP) R. appendiculatus по защите мышей от клещевого энцефалита (TBEV), передаваемого зараженными клещами I. ricinus (56). Вакцина обладает двойным действием: сначала развиваются воспалительные и иммунные реакции в коже животных, что препятствует кровососанию клещей, а затем антитела к протеину 64TRP (антиген клещей) вступают в перекрестную реакцию с антигенными эпитопами средней кишки, вызывая ее разрыв с последующей гибелью клещей. Эффективность вакцины определяется по 3 параметрам: возможность инфицирования стерильных нимф при совместном питании с инвазирован-ными имаго клещей; возможность передачи вируса от имаго через зараженных мышей при совместном питании с незараженными нимфами; учет выживших мышей при контакте с инвазированными клещами с последующим внутрибрюшинным заражением летальной дозой вируса энцефалита. При сравнительном
изучении вакцины 64TRP и применяемой противовирусной вакцины было показано преимущество первой.
В результате применения вакцины у мышей отмечали гиперплазию эпидермиса в месте прикрепления клещей, интенсивную инфильтрацию лейкоцитов (лимфоциты СД8) и Т-клеток.
В последующем была создана плазмидная вакцина SP-15, блокирующая слюнные белки (15-Кда) москитов Phlebotomus papatasi (переносчиков лейшманий), что приводило к усилению реакции гиперчувствительности реципиента и уменьшению распространения лейшманий (15).
Таким образом, анализ молекулярных взаимодействий эктопаразитов и организма животных свидетельствует о наличии разнообразных факторов у членистоногих, которые позволяют им противостоять иммунным реакциям позвоночных.
При естественном паразитиро-вании иммунодепрессанты членистоногих попадают животному одновременно с патогеном, вакцинация же дает возможность ввести антиген переносчика без супрессоров.
Таким образом, вышеприведенные данные свидетельствуют о перспективности разработки в промышленном объеме специфических средств борьбы с арахно-энтомозами животных.
Литература
1. Балашов Ю.С. // Энтомологическое обозрение. - 2003. - № 4. - C. 922-942.
2. Bissonnette E., Rossignol P., Befus A. // Parasite Immunol. - 1993. - V. 15. - C. 27-33.
3. Boulard C., Bencharif F. // Parasite Immunol. - 1984. - P. 459-467.
4. Boulard C. // Vet. Immunol. Immunopathol. - 1989. - V. 20. - P. 387-398.
5. Boue O., Farnos O., Gansales A. et al. // Exp. and App. Acarol. - 2004.
- V. 32, N 1. - P. 119-128.
6. Bowman A., Dillwith I., Saues I. // Parasitol. Today.- 1996.- P. 388-396.
7. Bozza M., Soares M., Bozza P.et al. // Eur. J. Immunol. - 1998. - V. 28.
- P. 3120-3127.
8. Chabaude N., Boulard C. // Vet. Immunol. Immunopathol. - 1992. - V. 31. - P. 167-177.
9. Cross M, Cupp M, Cupp M. et al. // J. Med. Entomol. - 1993. - V. 30.
- P. 928-935.
10. Cupp Marry, Cupp E., Navarre Ch. et al. // Vaccine. - 2004. - V. 22.-V. 17-18. - P. 2285-2297.
11. de la Fuente I., Rodrigues M., Montero C. et al. // Genet. Anal. Biomol. Eng. - 1999. - V. 15. - P. 143-148.
12. Delpino F., Brandelli A., Gonzales I. et al. // Vet. Parasitol. - 1998. - V. 70. - P. 247-255.
13. de Vos S., Zeinstral L., Taoufic G. et al. // Exp. Appl. Acarol. - 2001. -V. 25. - P. 245-261.
14. Dusbabek F., Borsky I., Jelinek F. // Med. Vet. Entomol. - 1995. - V. 9.
- P. 133-146.
15. Elvin C., Vuocolo T., Smith W. et al. // Insect. Mol. Biol. - 1994. - V. 3.
- P. 105-115.
16. Femeyr Kevin, Soileau I., Pruett I. // J. Med. Entomol. - 2002. - V. 39. -№ 2. - P. 384-391.
17. Ferreira B., Silva I. // Immunology. - 1995. - V. 96. - P. 434-439.
18. Fitus R., Ribeiro I. // Science. - 1988. - V. 239. - P. 1306-1308.
19. Fivaz B. // J. Parasitol. - 1989. - V. 75. - P. 946-953.
20. Fresno M., Kopf M., Rivas L. // Immunol. Today. - 1997. - V. 18. - P. 56-58.
21. Fuschberger N., Kopf M., Hahnicka V. et al. // Exp. Appl. Acarol. -1995. - V. 19. - P. 671-676.
22. Gaugh S., Khan M., N. // J. Parasitol. - 1993. - V. 79. - P. 9000-9007.
23. Garcia-Garcia I., Montero C., Redondo M. et al. // Vaccina. - 2000. -V. 17. - P. 2275-2285.
24. Garcia-Garcia I., Montero C., Redondo M. et al. // Vaccina. - 2000. -V. 18. - P. 2775-2779.
25. Hannier S., Liversidge I., Sternberg I., Bowman A. // Immunology. -2004. - V. 113. - P. 401-408.
26. Inokuma H., Kemp D., Willadsen P. // Vet. Parasitol. - 1994. - V. 53. -P. 293-299.
27. Ioubert A., Louw A., Ioubert F., Neitz A. // Exp. Appl. Acarol. - 1998. -V. 22. - Р. 603-619.
28. Kamhawi S., Belkaid Y, Modi G. // Science. - 2000. - V. 290. - Р. 13511354.
29. Kopecky I., Kuthejlova M., Pechova I. // Parasite Immunol. - 1999. - V. 21. - Р. 351-356.
30. Kopecky P., Weise C., Saravahan T. et al. // Er. J. Biochem. - 2000. - V. 267. - Р. 465-475.
31. Lae A., Patterson P., Socci I. et al. // Proc. Nal. Acad. Sci. USA. - 2001.
- V. 98. - Р. 5228-5233.
32. Lerner E., Shoemaker C. // J. Biol. Chem. - 1992. - V. 167. - Р. 10621066.
33. Li Lei Fallon, A.M. // Arch. Insect. Boichem. and Phisyol. - 2005. - V. 60. - Р. 44-53.
34. Lui Zhigand, Ye Bing-hui, Zhu Qing-xian, Gao Bo. // Chin. J. Zoonoses.
- 2004. - V. 20, № 9. - Р. 748-750.
35. MBow M., Christe M., Rutt B., Brossard M. // J. Parasitol. - 1994. - Р. 80-81.
36. Mbow B., Bllyenberg I., Hall L., Fitus R. // Immunol. - 1998. - V. 161.
- Р. 5571-5577.
37. McKenan R., Riding G., Jarmey I. et al. // Parasite Immunol. - 1998. -V. 20. - Р. 325-326.
38. Moire N., Nicolas-Gaulard I., Le Vern Y., Boulard C. // Parasite Immunol. - 1997. - V. 19. - Р. 21-37.
39. Mulenga A., Sugimoto C., Sako Y. et al. // Immunol. - 1999. - V. 67, N 4. - Р. 1652-1658.
40. Nicolas-Gaulard I., Moire N., Boulard C. // Immunol. - 1995. - V. 84. -Р. 60-65.
41. OMeara, Nesa M., Raadsma H. // Res. Vet. Sci. - 1992. - V. 52. - Р. 205-210.
42. Paesen G., Adams P., Harlos K. et al. // Mol. Cell. - 1999. - V. 3. - Р. 661-671.
43. Paesen G., Adams P., Harlos K. et al. // Biochem. Biophis. Acto. -2000. - V. 1482. - Р. 92-101.
44. Qureshi A., Asahina A., Ohnuma M. et al. // Am. J. Trop. Hyd. - 1996. -V. 54. - Р. 665-671.
45. Rabuda M., Kozuch O., Zuffova E. et al. // Virology. - 1997. - V. 235. -Р. 138-143.
46. Raesen G., Adams P., Harlos K. et al. // Mol. Cell. - 1999. - Р. 661-671.
47. Ramachandra R., Wikel S. // J. Med. Entomol. - 1992. - V. 29. - Р. 818-826.
48. Raman Muthusamy, Ramadass Pacheikani, Rajavelu Govindasamy // Vet. Arh. - 2004. - V. 74, № 2. - Р. 129-140.
49. Rand K., Moore T., Sriskantha T. et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1989. - V. 86. - P. 9657-9661.
50. Ribeiro I., Mathero F. // Exp. Parasitology. - 1998. - V. 89. - P. 213-221.
51. Riding G., Jarmey I., Mc Kennan R. et al. // J. Immunol. - 1994. - V. 153. - P. 5158-5166.
52. Schoeler G., Manweiler S., Wikel S. // Parasite Immunol. - 2000. - V. 22. - P. 31-40.
53. Sharma I., Ghosh S., Khan M., Dus G. // Trop. Anim. Prod. - 2001. - V. 33. - P. 103-116.
54. Shorderet S., BrossardM. // Med. Vet. Entomol. - 1993. - V. 7. - P. 186-192.
55. Soares M., Fitus R., Shoemaker C. et al. // J. Immunol. - 1998. - V. 160.
- P. 1811-1816.
56. Trimmel A., Davies M., Lissina O. et al. // Vaccine. - 2005. - № 23. - P. 4329-4341.
57. Urioste S., Hall R., Felfard A., Fitus R. // J. Exp. Med. - 1994. - V. 180.
- P. 1077-1085.
58. Valenzuella I., Charlab R., Mather F., Ribeiro I. // J. Biol. Chem. -2000. - V. 275. - P. 18717-18723.
59. Valenzuella I., Belhaid Y., GarfieldM. et al. // J. Exp. Med. - 2001. - V.
194. - P. 331-342.
60. Valenzuella I., Belhaid Y., GarfieldM. et al. // J. Exp. Med. - 2001. - V.
195. - P. 131-137.
61. Wang H., Nuttall P. // Cell. Mol. Life Sci. - 1999. - V. 56. - P. 286-295.
62. Wikel S. // Ann. Trop. Med. Parasitol. - 1982. - V. 76. - P. 627-632.
63. Wikel S. // Ann. Trop. Med. Parasitol. - 1982. - V. 77. - P. 556-563.
64. Willadsen P., Bird P., Cobon G. et al. // Parasitol. - 1995. - V. 110. - P. 43-50.
65. Willadsen P., Smith D., Cobon G. et al. // Parasitol. Immunol. - 1996. -V. 18. - P. 241-245.
66. Willadsen P., Jongejan F. // Parasitol. Today. - 1999. - V. 15. - P. 258-262.
67. Zeidner N., Mbow M., Dolan M. et al. // Infect. Immunol. - 1997. - V. 65. - P. 3100-3106.
Molecular bases of the interactions between ectoparasites and vertebrates
B.A. Timofeev, V.V. Makarov Summary
The date of the interactions between ectoparasites and animals are presented. Biological substances of ectoparasites contain the big variety of such enzymes, as kinase, bunase, prostaglandines and others which oppress immune reactions of animals. Efficiency of vaccines Tick Gard and Gavae and biological substance on the basis of cementing protein (64 TRP RP) of Rhipicephalus appendiculatus on protection of mice against tick encephalitis is shown.
