CC BY
113
REVIEWS
УДК 759.873.088.5:661.185
МІКРОБНІ ПОВЕРХНЕВО-АКТИВНІ РЕЧОВИНИ. II. ЛІПОПЕПТИДИ
Т. П. ПИРОГ, А. Д. КОНОН, А. П. СОФІЛКАНИЧ Національний університет харчових технологій, Київ, Україна E-mail: [email protected]
Отримано 16.09.2013
Подано класифікацію та розглянуто хімічну структуру ліпопептидів, їхніх продуцентів (представники родів Bacillus і Pseudomonas). Описано роль ліпопептидів у русі клітин та формуванні біоплівок, зв’язуванні металів і деструкції ксенобіотиків, а також дію їх на клітини про- та евкаріо-тів. Наведено етапи нерибосомального синтезу ліпопептидів і висвітлено роль двокомпонентних (GacA/GacS, ComA/ComP) та кворумної систем у регуляції цього процесу.
Розкрито потенціал молочнокислих бактерій та морських мікроорганізмів як нетрадиційних перспективних продуцентів поверхнево-активних речовин різної хімічної природи (ліпопептидів, фосфоліпідів і жирних кислот, гліколіпопептидів), показано їхню продуктивність та переваги перед традиційними продуцентами. Описано властивості поверхнево-активних речовин, синтезованих молочнокислими бактеріями (зниження поверхневого натягу, критична концентрація міцелоутво-рення, стійкість у широкому діапазоні рН, температури, біологічна дія).
Поверхнево-активні речовини пробіотичних непатогенних бактерій можуть бути використані як ефективні антиадгезивні та антимікробні агенти, а морські продуценти здатні до синтезу унікальних метаболітів, що не продукуються іншими мікроорганізмами.
Ключові слова: мікробні поверхнево-активні речовини, ліпопептиди, нетрадиційні продуценти.
Достатньо дослідженими поверхнево-активними речовинами (ПАР) є ліпопептиди, що їх використовують в основному як ефективні антимікробні агенти [1-20]. Окрім того, здійснюється пошук нових продуцентів ПАР [21-23], зокрема й серед таких нетрадиційних, як молочнокислі бактерії [24-29] та морські мікроорганізми [30-37].
Унікальні особливості мікробних ПАР зумовлюють їх використання в різноманітних галузях промисловості замість хімічно синтезованих аналогів. ПАР мікробного походження набули застосування для вирішення низки практичних завдань, що гостро постали перед людством: усунення екологічних проблем (забруднення ґрунтів і водойм токсичними ксенобіотиками, що загрожує екологічною катастрофою), пошук альтернативних антимікробних препаратів проти резистентних мікроорганізмів тощо.
Ліпопептиди складаються з ліпідної частини, з’єднаної з коротким лінійним або циклічним олігопептидом. Продуцента-
ми ліпопептидів є як бактерії (найвідомі-ші — представники родів Pseudomonas та Bacillus), так і гриби [13].
Останніми роками детально досліджують фізіологічну роль поверхнево-активних ліпопептидів [13, 30, 38, 39], регуляцію їх біосинтезу [13, 40-42], ведуть пошуки нових продуцентів [43-51]. Значно менше уваги приділено оптимізації процесів їх біосинтезу [52, 53].
Продуценти та класифікація за хімічною структурою. Одними з найбільш вивчених продуцентів ліпопептидів є штами Bacillus subtilis, які синтезують сурфактин [48, 51, 54-57]. Перші повідомлення про цей ліпо-пептид датуються кінцем 60-х років ХХ ст. [58]. Синтезувати ПАР здатні також й інші представники роду Bacillus, наприклад B. amyloliquifaciens KSU-109 [46].
Окрім сурфактину найвідомішими ліпо-пептидами є відкриті у 60-70-х рр. ХХ ст. граміцидін S (B. brevis) та поліміксин (B. poly myxa), а також антифунгальні ліпо-
пептиди ітурин та фенгіцин (B. subtilis) [59]. Значно пізніше почали вивчати ліпопептиди псевдомонад, першим з яких був віскозин Pseudomonas fluorescens, описаний у 1990 р. [60].
Нині з появою дедалі більшої кількості нових різноманітних ліпопептидів представників родів Bacillus та Pseudomonas здійснюються спроби їх класифікації за структурою. Так, ліпопептиди різняться за довжиною
і складом ліпідного залишку і типом, кількістю та конфігурацією амінокислот, що входять до його складу [47, 49, 61-64].
Ліпопептиди, синтезовані представниками роду Bacillus, поділяють на три родини циклічних сполук: сурфактин, ітурин та фенгіцин, які відрізняються за положенням, довжиною та ізомерами жирних кислот, що входять до їхнього складу [62]. Детальніше визначення структури цих сполук здійснюють з використанням двовимірного ядерного магнітного резонансу [65-67] та нейтронної рефлектометрії [68].
Циклічні ліпопептиди псевдомонад поділено на чотири головні групи: віскозин, ам-фізин, толаазин, сирингоміцин [13].
До відомих трьох родин ліпопептидів бацил не увійшли курстакин Bacillus thurin-giensis [43, 69], малтацин B. subtilis [70], поліміксин B. polymyxa [71], бамілоцин А B. amyloliquefaciens [72] та нещодавно виділений ліпопептид ліхеніформін, синтезований Bacillus licheniformis MS3 [44].
Окрім того, було ідентифіковано низку нових ліпопептидів, продукованих псевдомонадами, наприклад, артрофактин Pseudomonas (раніше Arthrobacter) sp. MIS38 [73], путисольвін І та її P. putida [9, 74], орфамід P. uorescens Pf-5 [75, 76], псевдодесмін А та В штаму Pseudomonas, ізольованого зі шкіри саламандри [77], причому деякі з них не належать до жодної групи з представлених у класифікації. Також відкрито й лінійні ліпопептиди: сирингофактин Pseudomonas syringae pv. tomato DC3000 [78] та пептид 31 — лінійний похідний сирингопептиду P. syringae 31R1 [79].
До синтезу ліпопептидів здатні не тільки бацили і псевдомонади, а й представники інших родин. Так, у 1998 р. було описано нову ПАР пептидної природи, названу стрепто-фактином, продуцентом якої є Streptomyces tendae T 901/8c [80]. До синтезу високоактивних ПАР ліпопептидної природи здатні Thiobacillus thiooxidans (утворюють орні-синвмісні ліпіди), Gluconobacter cerinus IFO
3267 (цериліпін-, орнісин- та тауринвмісні ліпіди), Agrobacterium tumefaciens IFO 3058 (лізинвмісні ліпіди) [81-83]. У роботі [84] описано ехінокандинподібні циклічні ліпо-пептиди з антифунгальними властивостями, синтезовані представниками груп Coelo-my cetes та Hyphomycetes. Paenibacillus sp. IIRAC-30 утворює циклічну сурфактинпо-дібну сполуку, ефективну проти Rhizoctonia solani у концентрації 14 мкг/мл [45].
Етапи біосинтезу. Більшість ліпопепти-дів утворюється нерибосомальним синтезом, проте деякі представники ітуринової родини можуть синтезуватись як полікетиди або жирні кислоти [85, 86].
У нерибосомальному синтезі беруть участь кілька взаємодіючих модулів, що поступово приєднують амінокислоти до основ но го ланцюга [61, 85-89]. Їх можна поділити на модулі ініціації та елонгації. Зазвичай модуль ініціації містить домен аденілювання (А), відповідальний за активацію амінокислот з утворенням аміноацил-АМФ (рис. 1, А), та тіолювання (Т), що приводить до утворення аміноацилтіоефіру (рис. 1, В) [13, 90]. Під час біосинтезу ліпопептидів зазвичай перший модуль ще містить домен конденсації (С), що каталізує N-ацилювання першої амінокислоти з приєднанням ліпідної частини молекули [91]. Модуль елонгації містить аналогічні домени (А, Т та С), проте домен конденсації (С) каталізує утворення пептидного зв’язку між двома активованими амінокислотами (2АА, рис. 1, С). Процес синтезу ліпопептидів завершує тіоестераза (Те), відповідальна або за циклізацію ліпопептиду [92-94], або репарацію Т-домену (регенерація фосфопантотеїнового кофактора) [95] з утворенням лінійної сполуки (рис. 1, D).
У нерибосомальному синтезі також бере участь домен епімеризації (Е), відповідальний за конфігурацію амінокислот (L- або D-форма) у ліпопептиді, причому у представників роду Bacillus такі домени відомі [96, 97], а у псевдомонад не виявлені. Припускають, що за зміну конфігурації амінокислот у представників роду Pseudomonas відповідає або екзорацемаза [73], або С-домен, що виконує подвійну функцію (конденсація та епімеризація) [98, 99].
Відомо, що одночасно синтезується кілька структурно схожих ліпопептидів [78], які можуть належати до різних родин [99]. Таке явище зумовлено субстратною неспе-цифічністю А-домену, що може активувати різні амінкислоти, та подвійною функцією
A
sh
I
@©©
A-домен
B
sh
t
©@©
Т-домен
C
SH
o@®
С-домен
D
SH
©00Ф
Те-домен
И
H*N ^f° О
ATP PP,
і
-V
0 O-AMP
Л1
Рис. 1. Поетапна схема нерибосомального синтезу пептидів [90]:
Т1 і Т2 — Т-домени сусідніх аміноацилтіоефірів; Б та А — сайт донора й акцептора;
Х — нітроген або оксиген
С-домену, внаслідок чого синтезуються ПАР з незначними структурними змінами у пеп-тидній частині [13].
Так, P. syringae pv. tomato DC3000 синтезує шість ліпопептидів, названих сиринго-фактинами A-F, за синтез яких відповідають гени syfR (pspto_2828), syfA (pspto_2829), syfB (pspto_2830), syfC (pspto_2831) та syfD (pspto_2832) з різною кількістю модулів. Наявність С-домену з подвійною функцією в структурі гена syfA (pspto_2829), а також високоактивного А-домену в третьому модулі гена syfB (pspto_2830) приводить, зокрема, до заміни валіну на лейцин і синтезу не си-рингофактину A, а сирингофактину В [78].
Докладніше біосинтез сурфактину, ліхе-нізину, фенгіцину, бациломіцину, ітурину, мікосубтиліну, фузарицину (продуценти — представники роду Bacillus), а також сирин-гоміцину, сирингопептину, артрофактину, віскозину, масетоліду, орфаміду, путисольвіну, сирингофактину, ентолізину (синтезуються бактеріями роду Pseudomonas) описано в [40].
Регуляція біосинтезу у представників родів Pseudomonas та Bacillus. У представ-
ників роду Pseudomonas функціонує двокомпонентна регуляція біосинтезу ПАР GacA/GacS [100-102], проте маловивченими залишаються сигнальні молекули, що впливають на неї. Так, біосинтез сирингопепти-ну активується специфічними фенольними Р-глікозидами [103] (сигнальні молекули рослин, вражених фітопатогенними продуцентами даних ПАР), амфісину — витяжками з насіння цукрового буряку [104], що містять не ідентифіковані сигнальні молекули.
Ще однією важливою регуляцією є кво-румна, автоіндуктором якої у псевдомонад є N-ацил-гомосеринлактон (його синтез кодується генами luxl-типу). За накопичення сигнальних молекул до високого рівня вони зв’язуються з LuxR регуляторними протеїнами, що сприяє активації транскрипції ге-нів-мішеней [105]. Така кворумна регуляція функціонує у P. uorescens 5064 та P. putida PCL1445 — продуцентів віскозину та пути-сольвіну [106, 107].
Регулятори транскрипції LuxR-типу також відіграють важливу роль у синтезі си-рингоміцину, сирингопептину, сирингофак-
тину, путисольвіну, віскозину та масетоліду [78, 103, 108-110]. Крім того, за утворення путисольвіну відповідають регуляторні гени <іпаК, йпаЛ та дгрЕ, що впливають на синтез протеїнів теплового шоку [111]. У Р. ^иогеэсепэ 88101 біосинтез масетоліду регулюється сериновою протеазою СІрР (є незалежною від Оае), що впливає на експресію генів ІихЯ(тА), які, у свою чергу, регулюють транскрипцію генів таээАЕС, відповідальних за утворення ПАР. Цікавим є припущення, що на експресію цих генів також впливають амінокислоти глутамат та пролін, що виступають як сигнальні молекули, та інтермедіати циклу Кребса [112]. На рис.
2 наведено модель СІрР-опосередкованої регуляції біосинтезу масетоліду Р. ^иогеэсепэ 88101.
Мясетолід А
Рис. 2. Схематичне зображення регуляції синтезу масетоліду P. fuorescens 88101.
Світлими стрілками позначено гіпотетичний вплив [112]
Важливими видами регуляції біосинтезу ліпопептидів представників роду Bacillus є як двокомпонентна, так і кворумна [113]. Наприклад, основними складовими двокомпонентної регуляції біосинтезу сурфактину є: ComA/ComP, феромон ComX та фосфатаза RapC. Під дією ComX мембранна гістидин-кіназа ComP активує ComA, який, у свою чергу, у фосфорильованій формі зв’язується з промоторною ділянкою гена srfA, відповідального за утворення ліпопептиду. За дефосфорилювання ComA відповідає фос-
фатаза RapC, активність якої залежить від внутрішньоклітинної концентрації пентапептиду PhrC. Таким чином, низька концентрація PhrC призводить до низької активності RapC, унаслідок чого підвищується експресія srf-генів, тимчасом як висока концентрація PhrC репресує біосинтез сурфактину. Внутрішньоклітинний рівень PhrC також залежить від концентрації інших компонентів, зокрема пермеази SpoOK, яка транспортує PhrC через мембрану. На експресію srf-генів впливають і такі транскрипційні фактори, як DegU [114], або Н2О2-стресрегулювальні PerR [115] (позитивні регулятори) та деякі репре-сори [113, 116].
Окрім того, експресія генів, відповідальних за синтез сурфактину, залежить від густини клітин, що є характерним для кворум-ної регуляції. Одним із основних регуляторів синтезу мікосубтиліну (продуценти штами B. subtilis) є AbrB, проте у abrB -мутантного штаму ATCC 6633 індукція мікосубтиліно-вого оперону тривала й далі, що свідчить про інші механізми регуляції [113].
Серед ліпопептидів ітуринової родини найбільш дослідженою є регуляція біосинтезу бамілоцину D у B. amyloliquefaciens FZB42 [117]. Встановлено, що активація ба-мілоцинового оперону (bmy) відбувається за взаємодії з протеїнами DegU та DegQ [117]. У свою чергу, експресія гена degQ контролюється ComA. На посттранскрипційному рівні на синтез бамілоцину діє мембранний протеїн YczE. За синтез пліпастатину відповідає оперон ppsABCDE, на експресію якого впливає DegQ [118].
Вплив на функції продуцентів. ПАР впливають на такі функції власних продуцентів, як рухливість (плавання та роїння, деадгезія з поверхні), міжклітинна взаємодія (утворення біоплівок, кворумна взаємодія, аменсалізм та патогенність), клітинна диференціація, взаємодія із субстратом (пряма та опосередкована), антитоксична функція. Майже всі ці властивості притаманні й ліпопептидам [13].
Антагоністичні властивості. Ліпопеп-тиди з антимікробною активністю у природних умовах надають перевагу їхнім продуцентам у конкурентній боротьбі з іншими мікроорганізмами. У лабораторних дослідах in vitro досліджували й антивірус-ну дію ПАР. Так, ще в 1977 р. було показано ефективність сурфактину проти вірусів з оболонкою [119]. Дещо пізніше почали вивчати антибактеріальні властивості по-
верхнево-активних ліпопептидів, причому ефективніше вони діяли проти грампози-тивних бактерій. Корпептин, сирингопеп-тин, толаазин виявляли антимікробну дію щодо Bacillus megaterium [5, 10, 15]; ма-сетолід, віскозин, сирингопептин, сирин-гоміцин — Mycobacterium tuberculosis, Mycobacterium avium-intercellulare та Mycobacterium smegmatis [2, 4, 6]; сурфактин —
B. cereus [8] та фітопатогенних бактерій Xanthomonas campestris і P. syringae [101]; путисольвін — P. uorescens та P. aeruginosa [9]. Ліпопептидам була притаманна анти-фунгальна активність. Наприклад, фенгі-цин діяв на Fusarium graminearum [19], Botrytis cinerea [17] та Podosphaera fusca [14]; ітурин (у деяких випадках у суміші із сурфактином) — Colletotrichum demia tium [7], Penicillium roqueforti [3], Aspergillus avus [120], Rhizoctonia solani [20], Ophiostoma flexuosum, Ophiostoma tetropii, Ophiostoma polonicum, Ophiostoma ips [18] та Paecilomyces lilacinus, Pochonia chlamydosporia, Clonostachys rosea [11]; сур-фактин — патоген рису Magnaporthe grisea [16] та R. solani [12]. У роботі [41] показано, що штам B. subtilis Bs-M49, який мав три міссенс-мутації у генах comA, а також штам MC1 з нокаутованим геном comA, були, на відміну від дикого штаму, не здатними до синтезу сурфактину й не пригнічували ріст R. solani, Bs-916. Інтеграція comA у хромосому штаму Bs-M49 (M49C3) сприяла відновленню його біологічної активності. Ізольовані з басейну річки Амазонки штами Bacillus синтезували суміш ліпопептидів (сурфактин, ітурин
А, фенгіцин, бациломіцин), що пригнічували фітопатогенні гриби Fusarium spp., Aspergillus spp. та Bipolaris sorokiniana [39]. У роботі [38] описано механізм дії сурфактину, фенгіцину та ітурину B. subtilis QST713 на клітини грибів. Встановлено, що, на відміну від типових синтетичних ПАР (октилглюкозид, додецилсульфат натрію тощо), мікробні не призводили до загального розупорядкування цитоплазматичної мембрани, а діяли локально через спонтанну сегрегацію ліпідів і/або спричинювали дефекти упакування її елементів.
ПАР ліпопептидої природи також були ефективними проти деяких видів ооміцетів Pythium та Phytophthora і призводили до лізису зооспор [75, 100, 121-126] або пригнічували міцеліальний ріст [125].
Захист від хижаків. Відомо, що значний вплив на динаміку росту, поширення та еволюцію бактеріальних угруповань справля-
ють найпростіші [127]. З метою самозахисту бактерії розвинули низку механізмів, які загалом можна поділити на дві групи: ті, що діють до та після поглинання бактерії хижаком [128]. До перших можна віднести зміни у морфології клітин, поверхневі властивості та рухливість, до другої — синтез токсичних метаболітів [129, 130]. Так, Serratia marcescens та Bacillus sp. продукували сера-ветин W2 і сурфактин, за допомогою яких захищалися від нематоди Caenorhabditis elegans [131], а P. uorescens — масетолід та віскозин, що спричинювали лізис амеби Naegleria americana [132].
Рухливість. Відомо, що ПАР відіграють важливу роль у такому виді руху, як роїння, впливаючи на утворення диференційованих клітин більшого розміру із підвищеним вмістом флагеліну. Клітини мутантних штамів, не здатних до синтезу ліпопептидів, були нерухливими й не формували так звані потоки Марангоні за умов росту на напіврідкому середовищі (рис. 3) [78, 133]. Додавання мікробних ПАР у середовище приводило до відновлення їх руху [121, 134-136].
Окрім того, ПАР належала вирішальна роль у колонізації мікроорганізмами рослин [1, 137, 138].
Утворення біоплівки. Суттєвою є і роль ліпопептидів у прикріпленні клітин до поверхні та у процесах формування біоплівки. Так, продуцент артрофактину Pseudomonas sp. MIS38 формував біоплівку на поліпропіленовій поверхні, тимчасом як дефектний за артрофактином мутант був практично не здатний до цього [73].
Аналогічні результати було встановлено для штамів P. fuorescens SBW25 та P. fuorescens SS101, здатних до синтезу віскозину та масетоліду [99, 121], а також B. subtilis A1/3 — продуцента сурфактину [140]. На рис. 4 показано вплив сурфактину, фен-гіцину й ітурину дикого штаму Bacillus amyloliquefaciens FZB42, а також мутантів AK3, CH1 та CH2 на формування біоплівки.
Припускають, що ПАР змінюють гідро-фільність-гідрофобність або заряд поверхні клітини, сприяючи тим самим формуванню біоплівки [99]. Сурфактин може слугувати сигнальною молекулою і спричинювати витік калію, який у свою чергу активує гісти-динкіназу KinC, що впливає на експресію генів psA-O і yqxM-sipW-tasA, відповідальних за формування матриксу біоплівки [141].
ПАР також притаманні й антиадгезив-ні властивості. Так, сурфактин знижував
Рис. 3. Роль ліпопептидів у рухливості представників родів Pseudomonas та Bacillus:
а — дикий штам P. fuorescens SS101, що синтезує ліпопептиди й утворює потоки Марангоні, та нерухливий ліпопептиддефіцитний мутантний штам SS101 (крайній справа); b — дикі штами Bacillus S499 та FZB42, які продукують сурфактин, ітурин і фенгіцин, мутанти AK3 (сурф+, фенг-, ітур-), CH1 (сурф-, фенг+, ітур-) та CH2 (сурф-, фенг-, ітур+) [139]
адгезію Listeria monocytogenes та Entero-bac ter sakazakii на пропіленовій і сталевій поверхнях [142], ліпопептид B. subtilis інгібував формування біоплівки Salmonella enterica sv. typhimurium [143] і Streptomyces coelicolor [144], путисольвін, синтезований P. putida, — P. aeruginosa PA14 та P. fuorescens WCS365 [9], псевдофактин ІІ P. fluorescens BD5 — різних штамів Escherichia coli, Enterococcus faecalis, Enterococcus hirae, Staphylococcus epidermidis, Proteus mirabilis, Candida albicans [145], а віскозин і масетолід А P. fuorescens порушував процес утворення мі-кроколоній P. aeruginosa PAO1 [13].
Роль у патогенезі та індукції резистентності рослин. Ліпопептиди можуть відповідати за інфікування рослин мікроорганіз-мами-продуцентами, а також стимулювати їхні захисні функції. Наприклад, синтез си-рингоміцину та сирингопептину підвищував вірулентність P. syringae pv. syringae [146], а віскозин відповідав за колонізацію P. fuorescens 5064 тканин броколі [147]. Проте в разі оброблення коренів томату очищеним масетолідом А P. fuorescens листки рослини виявляли підвищену стійкість до інфекцій, збудником яких є P. mfestans [138]. Аналогічно очищені фенгіцин та сурфактин істотно підвищували захист від патогену Botrytis cinerea у листках гороху й томату [148]. З додаванням ліпопептиду Bacillus sp. у томатів підвищувалась активність двох ключових ензимів оксиліпінового шляху [148], що зумовлювало синтез широкого спектра вторинних метаболітів [149].
Дія на клітини пухлин. Для нового циклічного ліпопептиду B. subtilis natto T-2
було описано протипухлинну активність проти клітин лейкозу лінії К562. Запропонований механізм дії полягає у накопиченні клітиною Са2+ та індукції апоптозу [150]. Інше незалежне дослідження показало анти-проліферативну дію сурфактину на злоякісні клітини кишечника ЬоУо [151].
Зв’язування металів та деструкція ксе-нобіотиків. Наприкінці ХХ — на початку ХХІ ст. з’явилися повідомлення про здатність ліпопептидних ПАР зв’язувати метали. Так, ліхенізин і сурфактин хелатували катіони Са2+ [152], ітурин та граміцинин 8 — Ыа+, ИЪ+ та К+ [153]. Завдяки здатності утворювати комплекси з металами ПАР можуть бути використані для біоремедіації ґрунтів [154]. Окрім того, ПАР відіграють важливу роль у розкладанні нерозчинних ароматичних сполук унаслідок переведення їх у доступнішу для мікроорганізмів-деструкторів форму [155]. Вважають, що мікроорганізми за рахунок синтезу ПАР захищають власні клітини від токсичного впливу металів [13] або емульгують недоступні субстрати для того, щоб використати їх як джерело вуглецю або азоту.
Рис. 4. Роль ліпопептидів представників роду Bacillus у формуванні біоплівок [13]
a
b
ПАР, синтезовані молочнокислими бактеріями
Література щодо синтезу ПАР молочнокислими бактеріями є нечисленною. Перші роботи з’явилися наприкінці XX — на початку ХХІ ст. і були присвячені здатності ПАР молочнокислих бактерій знижувати адгезію патогенних мікроорганізмів на поверхні скла [156], силікону [157], хірургічних імплантатів [158] та голосових протезів [159, 160]. У 2004-2006 рр. уперше описано пробіотичні штами Lactococcus lactis 53 та Streptococcus thermophilus A, які є продуцентами ПАР з антимікробними властивостями [160-162].
Незважаючи на те, що ПАР пробіотич-них бактерій є менш ефективними і синтезуються в значно менших кількостях (усього 20-100 мг/л), ніж відомі рамноліпіди P. aeruginosa, софороліпіди Candida, сур-фактин та ітурин B. subtilis, саме вони можуть бути використані у медицині через не-патогенність продуцентів [26, 29]. Основним фактором, що стримує комерціалізацію і використання ПАР молочнокислих бактерій у фармакології, є брак знань щодо їхніх структурних та молекулярних характеристик [29].
В останні роки з’являються повідомлення про виділення та ідентифікацію нових продуцентів ПАР серед пробіотичних бактерій. Дослідження присвячено визначенню хімічного складу синтезованих ПАР, їхніх характеристик, а також антимікробних та антиадгезивних властивостей. Так, у роботі [26] було описано штам Lactobacillus paracasei ssp. paracasei A20, виділений на підприємстві молочної промисловості, здатний до синтезу ПАР (хімічний склад не встановлено), що знижували поверхневий натяг до 41,8 мН/м, критична концентрація мі-целоутворення (ККМ) становила 2,5 мг/мл. Крім того, ПАР штаму A20 були стійкими в широкому діапазоні рН (від 6 до 10, оптимум 7) і не втрачали своїх властивостей під час нагрівання до 60 °С упродовж 120 год. Встановлено, що неочищені ПАР у концентрації 25 мг/мл на 83,5-100% пригнічували ріст E. coli, P. aeruginosa, S. aureus, S. epidermidis, S. agalactiae та S. pyogenes, а також виявляли антиадгезивну активність щодо всіх досліджуваних тест-культур.
Найефективніше ПАР лактобацил знижували адгезію S. aureus (на 72,0%), S. epi-dermidis (62,1%) та S. agalactiae (60,0%). Більш детально ці властивості описано в
ро бо ті [25]. Показано, що повне пригнічення росту непатогенних видів Lactobacillus (L. casei 36, L. casei 72, L. reuteri 104R та L. reuteri ML1), а також мешканців ротової порожнини S. oralis J22 та S. sanguis 12 відбувалося за концентрації ПАР L. рaracasei ssp. paracasei A20 25-50 мг/мл. Менш ефективно препарати діяли на гриби. Так, фунгіцидну дію щодо C. albicans спостерігали лише за максимально досліджуваної концентрації (50 мг/мл), а ріст Malassezia sp., Trichophyton mentagrophytes та Trichophyton rubrum пригнічувався лише на 71,6-86,1%. Автори зазначають, що це повідомлення є першим стосовно синтезу лактобактеріями ПАР з таким широким спектром антибактеріальної активності. Щодо антиадгезивних властивостей, то найефективніше препарати діяли на штами L. reuteri (77,6-78,8% неад-гезованих клітин), L. casei (56,5-63,8%) та S. sanguis 12 (72,9%). Менш ефективно знижували адгезію S. mutans HG985 (31,4%) та грибів (15,3-38,9%). Крім того, клітини L. рaracasei ssp. paracasei A20 були здатні до автоагрегації, тобто до утворення багатоклітинних скупчень (51% через 2 год експозиції), що є важливою властивістю пробіотич-них мікроорганізмів.
Важливими є дослідження, присвячені вивченню одночасного впливу рН, температури і концентрації солей на поверхнево-активні властивості метаболітів, синтезованих L. pentosus [24]. Встановлено, що в діапазоні рН 3-5,5, за низької концентрації солей та температури ці зовнішні чинники діяли синергічно, і ПАР ефективніше знижували поверхневий натяг. В іншій роботі показано можливість використання ПАР L. рєп^ш для очищення ґрунту від октану (70 г/кг ґрунту) [27]. Встановлено, що на 30-ту добу в ґрунті деградувало 76% октану, тимчасом як у контрольному варіанті (ґрунт, не оброблений ПАР) розклалося лише 24% ксенобіотика.
Перспективним є застосування ПАР про-біотичних штамів для покриття абіотичних матеріалів, використовуваних у медицині. Так, у роботі [28] методами інфрачервоної спектроскопії (ATR-FTIR), рентгенівської фотоелектронної спектроскопії (XPS), атомно-силової мікроскопії (AFM), а також вимірюванням кута змочування встановлено здатність ПАР L. lactis, L. paracasei, S. thermophilus A та S. thermophilus B утворювати суцільний шар на поверхні полідиметилси-локсану. Модифікований матеріал було визнано нетоксичним та негемолітичним.
Морські мікроорганізми як продуценти ПАР
Морські мікроорганізми як потенційні продуценти практично важливих метаболітів почали інтенсивно досліджувати у 8090-х рр. XX ст. [162-164]. Тоді ж з’являються перші огляди, присвячені синтезу ними ПАР [165-167], що доповнюються й у XX! ст. [30, 168-170]. Унікальність морських продуцентів полягає в тому, що в ході еволюції вони набули здатності до синтезу нових метаболітів (антибіотики, ензими, вітаміни, ПАР, біоемульгатори тощо), які не продукуються іншими мікроорганізмами [32, 37]. У літературі останнього десятиліття описано представників різних таксономічних груп — продуцентів поверхнево-активних гліко-, аміно-, фосфоліпідів, жирних кислот, а також ПАР з не ідентифікованою досі хімічною структурою [31, 33-37, 168, 171-179]. Так, у [175] описано штам на-фтоокиснювальних бактерій Rhodococcus erythropolis 3C-9, виділений з приморських ґрунтів острова Сяминь. Кожен з морських штамів Bacillus sp. S3, Bacillus pumilus S8, Bacillus licheniformis D1 та Serratia mar-cescens V1, виділених із поверхні зелених мідій Perna viridis і коралів Symphyllia sp., знайдених у прибережних районах Ковалам та Мандапам (Таміл Наду, Індія), синтезував ПАР за попарного сумісного культивування з P. aeruginosa PA, B. pumilus BP,
C. albicans CA або Yarrowia lipolytica YL, які виступали індукторами синтезу (для кожного продуцента — один-два індуктори) [31-35].
Як відомо, найактивнішими продуцентами ліпопептидів є представники роду Bacillus. Так, штам B. circulans, ізольований з Андаманських і Нікобарських островів (Індія), синтезував поверхнево-активні ліпопептиди [171], антимікробна активність яких залежала від джерела вуглецю в середовищі культивування. ПАР з найефективнішою антимікробною дією синтезувалися у разі заміни гліцеролу, крохмалю або сахарози на глюкозу [173]. Крім того, B. drculans був здатен до деструкції поліароматичних вуглеводнів, таких як антрацен [172].
У роботі [36] описано інший продуцент лі-попептидів — Bacillus velezensis H3, ізольований з морського мулу Xуанхайського моря та Бохайської затоки (Далянь, Китай), і встановлено здатність цього штаму до синтезу сурфактиноподібних сполук, які знижували поверхневий натяг з 71,8 до 24,8 мН/м. Найвищу емульгувальну активність ПАР спо-
стерігали за рН 6,0, 2% NaCl, 28 °C. Культивування штаму здійснювали на середовищі
з крохмалем (2%) та сульфатом амонію (1%) як джерелами вуглецю та азоту. Методом дифузії в агар встановлено, що ліпопепти-дам штаму H3 в концентрації 100 мкг/мл притаманна антимікробна активність щодо S. aureus, Mycobacterium, Klebsiella peneu-moniae, P. aeruginosa та C. albicans (зони затримки росту 10-14 мм).
Для виділеного з морського середовища порту Тутікорин (Індія) штаму Azotobacter chroococcum встановлено здатність до синтезу ПАР ліпопептидної природи за умов росту на неочищеній нафті, використаній моторній оливі та олії земляного горіха [177]. Показано, що максимальної концентрації цільового продукту (до 2,97 г/л) досягнено на 132-гу год культивування за температури 38 °С, рН 8,0, 30%о солоності та 2% (масова частка) субстрату. Масштабування процесу на ферментаційне обладнання (3-літровий ферментер) дало змогу підвищити синтез ПАР до 4,6 г/л [179].
Представники роду Myroides (M. SM1, M. odoratus JCM7458 та M. odoramitimus JCM7460), виділені з морської води, як продуценти поверхнево-активних фосфо-ліпідів та жирних кислот описано в роботах [168, 174-178]. За хімічною природою синтезовані цими мікроорганізмами ПАР є холіновими та дезоксихоліновими кислотами, з’єднаними із гліцином. Узагальнюючу інформацію про синтез ПАР морськими мікроорганізмами наведено в таблиці.
Таким чином, великий інтерес до ПАР ліпопептидної природи зумовлений можливістю використання їх як ефективних антимікробних агентів.
У розглянутій літературі велику увагу приділено хімічній структурі цих ліпопеп-тидних ПАР та їхнім продуцентам, етапам і регуляції біосинтезу, а також фізіологічній ролі. Найбільш вивченими є ліпопепти-ди представників роду Bacillus (сурфактин, граміцидин S, поліміксин, ітурин, фенгіцин тощо) та Pseudomonas (віскозин, амфізин, толаазин, сирингоміцин та ін.). У нерибо-сомальному синтезі ліпопептидів беруть участь фактори ініціації та елонгації, а регуляція є двокомпонентною GacA/GacS (рід Pseudomonas) і ComA/ComP (рід Bacillus), а також кворумною.
Поверхнево-активні речовини, синтезовані морськими мікроорганізмами
Клас ПАР Продуцент Хімічна структура Властивості ПАР Літе- рату- ра
Ліпопептиди B. circulans Новий тип ліпопептидів (структуру не ідентифіковано) Виражена антимікробна дія, відсутність гемолітичної активності [171]
B. velezensis H3 пС14-сурфактин та антеізо-С15-сурфактин Здатність знижувати поверхневий натяг, емульгувальна активність, виражена антимікробна дія [36]
A. chroococcum Ліпіди та протеїни у співвідношенні 31:69 Емульгатор моторної оливи, неочищеної нафти, дизелю, гасу, нафталену, антрацену, ксилену [177, 179]
Фосфоліпіди та жирні кислоти Myroides SM1, M. odoratus JCM7458 та M. odoramitimus JCM7460 Холінові та дезоксихолінові кислоти, з’єднані з гліцином Здатність до зниження поверхневого натягу [174]
Гліколіпо- пептиди C. kutscheri Вуглеводи (40%), ліпіди (27%) та протеїни (29%) Емульгатор різних вуглеводнів [178]
Ліпопептидам притаманна антибактеріальна, антифунгальна, антивірусна, анти-адгезивна активність, вони беруть участь у русі клітин (рух роїнням) та формуванні біоплівок, діють на клітини пухлин, спричинюючи апоптоз і пригнічуючи проліферацію, зв’язують метали у нерозчинні комплекси й беруть участь у деструкції ароматичних сполук мікроорганізмами.
Це свідчить про актуальність пошуку нових нетрадиційних продуцентів ПАР. Такі пробіотичні непатогенні бактерії можуть бути використані як ефективні анти-адгезивні та антимікробні агенти, а морські продуценти здатні до синтезу унікальних метаболітів, що не продукуються іншими мікроорганізмами.
REFERENCES
1. Bais H. P., Fall R., Vivanco J. M. Biocontrol of Bacillus subtilis against infection of Arabi-dopsis roots by Pseudomonas syringae is facilitated by biofilm formation and surfactin production. Plant. Physiol. 2004, 134(1), 307-319.
2. Buber E., Stindl A., Acan N. L, Kocagoz T., Zocher R. Antimycobacterial activity of lipo-dep sipeptides produced by Pseudomonas syringae pv. syringae B359. Nat. Prod. Lett. 2002, 16(6), 419-423.
3. Chitarra G. S., Breeuwer P., Nout M. J., van Aelst A. C., Rombouts F. M, Abee T. An antifungal compound produced by Bacillus subtilis YM 10-20 inhibits germination of Penicillium roqueforti conidiospores. J. Appl. Microbiol. 2003, 94(2), 159-166.
4. El Sayed K. A., Bartyzel P., Shen X. Y., Perry T. L., Zjawiony J. K., Hamann M. T. Marine natural products as antituberculosis agents. Tetrahedron. 2000, 56(7), 949-953.
5. Emanuele M. C., Scaloni A., Lavermicocca P., Jacobellis N. S., Camoni L., Giorgio D., Pucci P., Paci M., Segre A, Ballio A. Corpeptins, new bioactive lipodepsipeptides from cultures of
Pseudomonas corrugata. FEBS Lett. 1998, 433(3), 317-320.
6. Gerard J., Lloyd R., Barsby T., Paul H., Kelly M. T., Andersen R. J. Massetolides A-H, antimycobacterial cyclic depsipeptides produced by two pseudomonads isolated from marine habitats. J. Nat. Prod. 1997, 60(3), 223-229.
7. Hiradate S., Yoshida S., Sugie H., Yada H., Fujii Y. Mulberry anthracnose antagonists (itu-rins) produced by Bacillus amylolique fa ciens RC-2. Phytochemistry. 2002, 61(6), 693-698.
8. Huang X., Lu Z., Bie X., Zhao H., Yang S. Optimization of inactivation of endospores of Bacillus cereus by antimicrobial lipopeptides from Bacillus subtilis fmbj strains using a response surface method. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2007, 74(2), 454-461.
9. Kuiper I., Lagendijk E. L., Pickford R., Derrick J. P., Lamers G. E., Thomas-Oates J. E., Lugtenberg B. J., Bloemberg G. V. Characterization of two Pseudomonas putida lipopeptide biosurfactants, putisolvin I and II, which inhibit biofilm formation and break down existing biofilms. Mol. Microbiol. 2004, 51(1), 97-113.
10. Lavermicocca P., Iacobellis N. S., Simmaco M., Graniti A. Biological properties and spectrum of activity of Pseudomonas syringae pv. syringae toxins. Physiol. Mol. Plant. P. 1997, 50(2), 129-140.
11. Lei Li, Minghe Mo, Qing Qu, Hong Luo, Keqin Zhang. Compounds inhibitory to nematophagous fungi produced by Bacillus sp. strain H6 isolated from fungistatic soil. Eur. J. Plant. Pathol. 2007, 117(4), 329-340.
12. Nielsen T. H., Thrane C., Christophersen C., Anthoni U., Sorensen J. Structure, production characteristics and fungal antagonism of tensin — a new antifungal cyclic lipopeptide from Pseudomonas fluorescens strain 96.578. J. Appl. Microbiol. 2000, 89(6), 992-1001.
13. Raaijmakers J. M., De Bruijn I., Nybroe O., Ongena M. Natural functions of lipopeptides from Bacillus and Pseudomonas: more than surfactants and antibiotics. FEMS Microbiol. Rev. 2010, 34(6), 1037-1062.
14. Romero D., de Vicente A., Rakotoaly R. H., Dufour S. E., Veening J. W., Arrebola E., Cazorla F. M., Kuipers O. P., Paquot M., Perez-Garcia A. The iturin and fengycin families of lipopeptides are key factors in antagonism of Bacillus subtilis toward Podosphaera fusca. Mol. Plant Microbe Interact. 2007, 20(4), 430-440.
15. Soler-Rivas C., Arpin N., Olivier J. M., Wi-chers H. J. WLIP, a lipodepsipeptide of Pseudomonas ‘reactans’, as inhibitor of the symptoms of the brown blotch disease of Agaricus bisporus. J. Appl. Microbiol. 1999, 86(4), 635-641.
16. Tendulkar S. R., Saikumari Y. K., Patel V., Raghotama S., Munshi T. K., Balaram P., Chattoo B. B. Isolation, purification and characterization of an antifungal molecule produced by Bacillus licheniformis BC98, and its effect on phytopathogen Magnaporthe grisea. J. Appl. Microbiol. 2007, 103(6), 2331-2339.
17. Tour Y., Ongena M., Jacques P., Guiro A., Thonart P. Role of lipopeptides produced by Bacillus subtilis GA1 in the reduction of grey mould disease caused by Botrytis cinerea on apple. J. Appl. Microbiol. 2004, 96(5), 1151-1160.
18. Velmurugan N., Choi M. S., Han S. S., Lee Y. S. Evaluation of antagonistic activities of Bacillus subtilis and Bacillus licheniformis against wood-staining fungi: in vitro and in vivo experiments. J. Microbiol. 2009, 47(4), 385-392.
19. Wang J., Liu J., Chen H., Yao J. Charac te ri-zation of Fusarium graminearum inhibitory lipopeptide from Bacillus subtilis IB. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2007, 76(4), 889-894.
20. Yu G. Y., Sinclair J. B., Hartman G. L., Berta-gnolli B. L. Production of iturin A by Bacillus
amyloliquefaciens suppressing Rhizoctonia solani. Soil. Biol.Biochem. 2002, 34(7), 955-963.
21. Reddy M. S., Naresh B., Leela T., Prashan-thi M., Madhusudhan N. C., Dhanasri G., Devi P. Biodegradation of phenanthrene with biosurfactant production by a new strain of Brevibacillus sp. Bioresour. Technol. 2010, 101(2), 7980-7839.
22. Saimmai A., Sobhon V., Maneerat S. Production of biosurfactant from a new and promising strain of Leucobacter komagatae 183. Ann. Microbiol. 2012, 62(1), 391-402.
23. Shavandi M., Mohebali G., Haddadi A., Sha-karami H., Nuhi A. Emulsification potential of a newly isolated biosurfactant-producing bacterium, Rhodococcus sp. strain TA6. Colloids Surf. B. Biointerfaces. 2011, 82(2), 477-482.
24. Bello X. V., Devesa-Rey R., Cruz J. M., Mol-des A. B. Study of the synergistic effects of salinity, pH, and temperature on the surface-active properties of biosurfactants produced by Lactobacillus pentosus. J. Agric. Food. Chem. 2012, 60(5), 1258-1265.
25. Gudina E. J., Rocha V., Teixeira J. A., Rodrigues L. R. Antimicrobial and antiadhesive properties of a biosurfactant isolated from Lactobacillus paracasei ssp. paracasei A20. Lett. Appl. Microbiol. 2010, 50(4), 419-424.
26. Gudina E. J., Teixeira J. A., Rodrigues L. R. Isolation and functional characterization of a biosurfactant produced by Lactobacillus paracasei. Colloids Surf. B. Biointerfaces. 2010, 76(1), 298-304.
27. Moldes A. B., Paradelo R., Rubinos D., Devesa-Rey R., Cruz J. M., Barral M.T. Ex situ treatment of hydrocarbon-contaminated soil using biosurfactants from Lactobacillus pen to sus. J. Agric. Food. Chem. 2011, 59(17), 9433-9437.
28. Pinto S., Alves P., Santos A. C., Matos C. M., Oliverios B., Congalves S., Gudina E., Rodrigues L. R., Teixeira J. A., Gil M. N. On with biosurfactants isolated from probiotic strains. J. Biomed. Mater. Res. 2011, 98(4), 535-543.
29. Saravanakumari P., Mani K. Structural characterization of a novel xylolipid biosur-fac tant from Lactococcus lactis and analysis of antibacterial activity against multi-drug resistant pathogens. Bioresour. Technol. 2010, 101(22), 8851-8854.
30. Damare S., Singh P., Raghukumar S. Biotechnology of marine fungi. Prog. Mol. Subcell. Biol. 2012, V. 53, P. 277-297. doi: 10.1007/978-3-642-23342-5_14.
31. Dusane D. H., Matkar P., Venugopalan V. P., Kumar A. R., Zinjarde S. S. Cross-species induction of antimicrobial compounds, biosurfactants and quorum-sensing inhibitors in tropical marine epibiotic bacteria by pathogens and biofouling microorganisms. Curr. Microbiol. 2011, 62(3), 974-980.
32. Kennedy J., O’Leary N. D., Kiran G. S., Morrissey J. P., O’Gara F., Selvin J., Dobson A. D. l. Functional metagenomic strategies for the discovery of novel enzymes and biosurfactants with biotechnological applications from marine ecosystems. J. Appl. Microbiol. 2011, 111(4), 787-799.
33. Khopade A, Ren B., Liu X. Y., Khopade A., Ren B., Liu X. Y., Mahadik K., Zhang L., Kokare C. Production and characterization of biosurfactant from marine Streptomyces species B3. J. Colloid. Interface. Sci. 2012, 367(1), 311-318.
34. Kiran G. S., Thomas T. A., Selvin J. Production of a new glycolipid biosurfactant from marine Nocardiopsis lucentensis MSA04 in solid-state cultivation. Colloids Surf. B. Biointerfaces. 2010, 78(1), 8-16.
35. Konishi M., Fukuoka T., Nagahama T., Mo-rita T., Imura T., Kitamoto D., Hatada Y. Biosurfactant-producing yeast isolated from Calyptogena soyoae (deep-sea cold-seep clam) in the deep sea. J. Biosci. Bioeng. 1998, 110(2), 169-175.
36. Liu X., Ren B., Chen M., Wang H., Kokare C. R., Zhon X., Wang J., Dai H., Song F., Lui M., Wang J., Wang S., Zhang L. Production and characterization of a group of bioemulsifiers from the marine Bacillus velezensis strain H3. Appl. Microbiol. Biotechnol. 1998, 87(5), 1881-1893.
37. Satpute S. K., Banat I. M., Dhakephalkar P. K., Banpurkar A. G., Chopade B. A. Biosurfactants, bioemulsifiers and exopolysaccharides from marine microorganisms. Biotechnol. Adv. 2010, 28(4), 436-450.
38. Nazari M., Kurdi M., Heerklotz H. Classifying surfactants with respect to their effect on lipid membrane order. Biophys. J. 2012, 102(3), 498-506.
39. Velho R. V., Medina L. F., Segalin J., Brandel-li A. Production of lipopeptides among Bacillus strains showing growth inhibition of phytopathogenic fungi. Folia. Microbiol. (Praha). 2011, 56(4), 297-303.
40. Roongsawang N., Washio K., Morikawa M. Diversity of nonribosomal Peptide synthetases involved in the biosynthesis of lipopeptide biosurfactants. Int. J. Mol. Sci. 2010, 12(1), 141-172.
41. Wang X., Luo C., Liu Y., Zhang R., Chen Z. Three non-aspartate amino acid mutations in the ComA response regulator receiver motif severely decrease surfactin production, competence development and spore formation in Bacillus subtilis. J. Microbiol. Biotechnol.
2010, 20(2), 301-310.
42. Youssef N. H., Wofford N., McInerney M. J. Importance of the long-chain fatty acid beta-hydroxylating cytochrome P450 enzyme ybdt for lipopeptide biosynthesis in Bacillus
subtilis strain OKB105. Int. J. Mol. Sci. 2011, 12(3), 1767-1786.
43. Bechet M., Caradec T., Hussein W., Abder-rahmani A., Chollet M., Leclere V., Dubois T., Lereclus D., Pupin M., Jacques P. Structure, biosynthesis, and properties of kurstakins, nonribosomal lipopeptides from Bacillus spp. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2012, 95(3), 593-600.
44. Biria D., Maghsoudi E., Roostaazad R., Dada-farin H., Lotfi A Amoozegar S, M. Puri cation and characterization of a novel biosurfactant produced by Bacillus licheniformis MS3. World J. Microbiol. Biotechnol. 2010, 26(5), P.871-878.
45. Canova S.P.,Petta T., ReyesL.F.,Zucchi T. D., Moraes A. B., Melo I. S. Characterization of lipopeptides from Paenibacillus sp. (IIRAC30) suppressing Rhizoctonia solani. World J. Microbiol. Biotechnol. 2010, 26(12), 2241-2247.
46. Singh B. R., Dwivedi S., Al-Khedhairy A. A., Musarrat J. Synthesis of stable cadmium sulfide nanoparticles using surfactin produced by Bacillus amyloliquifaciens strain KSU-109. Colloids. Surf. B. Biointerfaces.
2011, 85(2), 207-213.
47. Liu W., Wang X., Wu L., Chen M., Tu C., Luo Y., Christie P.. Isolation, identification and characterization of Bacillus amyloliquefaciens BZ-6, a bacterial isolate for enhancing oil recovery from oily sludge. Chemosphere. 2012, 87(10), 1105-1110.
48. Sousa M., Melo V. M., Rodrigues S., Sant’a-na H., B., Gongalves L. R. Screening of biosur-fac tant-producing Bacillus strains using glycerol from the biodiesel synthesis as main carbon source. Bioprocess. Biosyst. Eng.
2012, 35(6), 897-906.
49. Sriram M. I., Kalishwaralal K., Deepak V., Gracerosepat R., Srisakthi K., Gurunathan S. Biofilm inhibition and antimicrobial action of lipopeptide biosurfactant produced by heavy metal tolerant strain Bacillus cereus NK1. Colloids Surf. B. Biointerfaces. 2011, 85(2), 174-181.
50. Yao D., Ji Z., Wang C., Qi G., Zhang L., Ma X., Chen S. Co-producing iturin A and poly-y-glutamic acid from rapeseed meal under solid state fermentation by the newly isolated Bacillus subtilis strain 3-10. World. J. Microbiol. Biotechnol. 2012, 28(3), 985-991.
51. Zhao Y., Yang S. Z., Mu B. Z. Quantitative analyses of the isoforms of surfactin produced by Bacillus subtilis HSO 121 using GC-MS. Anal. Sci. 2012, 28(8), 789-793.
52. Saimmai A, Sobhon V., Maneerat S. Molasses as a whole medium for biosurfactants production by Bacillus strains and their application. Appl. Biochem. Biotechnol. 2011, 165(1), 315-335.
53. Shaligram N. S., Singhal R. S. Surfactin — a review on biosynthesis, fermentation, purification and applications. Food. Technol. Biotechnol. 2010, 48(2), 119-134.
54. Hsieh F. C., Li M. C., Lin T. C., Kao S. S. Rapid detection and characterization of surfactin-producing Bacillus subtilis and closely related species based on PCR. Curr. Microbiol. 2004, 49(3), 186-191.
55. Ponte Rocha M. V., Gomes Barreto R. V., Melo V.M., Barros Gongalves L. R. Evaluation of cashew apple juice for surfactin production by Bacillus subtilis LAMI008. Appl. Biochem. Biotechnol. 2009, 155(1-3), 366-378.
56. Puntus I. F., Sakharovsky V. G., Filonov A. E., Boronin A. M. Surface activity and metabolism of hydrocarbon-degrading microorganisms growing on hexadecane and naphthalene. Proc. Biochem. Rev. 2005, 40(8), 2643-2648.
57. Roongsawang N., Thaniyavarn J., Thaniya-varn S., Kameyama T., Haruki M., Imana-ka T., Morikawa M., Kanaya S.. Isolation and characterization of a halotolerant Bacillus subtilis BBK-1 which produces three kinds of lipopeptides: bacillomycin L, plipastatin, and surfactin. Extremophiles. 2002, 6(6), 499-506.
58. Kakinuma A., Oachida A., Shima T., Sugino H., Isano M., Tamura G., Arima K. Confirmation of the structure of surfactin by mass spectrometry. Agric. Biol. Chem. 1969, 33(11), 1669-1672.
59. Katz E., Demain A. L. The peptide antibiotics
of Bacillus: chemistry, biogenesis, and
possib le functions. Bacteriol. Rev. 1977, 41(2), 449-474.
60. Neu T. R., Poralla K. Emulsifying agent from bacteria isolated during screening for cells with hydrophobic surfaces. Appl. Microbiol. Biotechnol. 1990, 32(5), 521-525.
61. Gross H., Loper J. E. Genomics of secondary metabolite production by Pseudomonas sp. Nat. Prod. Rep. 2009, 26(11), 1408-1446.
62. Ongena M., Jacques P. Bacillus lipopeptides: versatile weapons for plant disease biocontrol. Trends Microbiol. 2008, 16(3), 115-125.
63. Raaijmakers J. M., de Bruijn I., de Kock M. J. Cyclic lipopeptide production by plant-associated Pseudomonas sp.: diversity, activity, biosynthesis, and regulation. Mol. Plant. Microbe. Interact. 2006, 19(7), 699-710.
64. Stein T. Bacillus subtilis antibiotics: structures, syntheses and specific functions. Mol. Microbiol. 2005, 56(4), 845-857.
65. Tsan P., Volpon L., Besson F., Lancelin J. M. Structure and dynamics of surfactin studied by NMR in micellar media. J. Am. Chem. Soc.
2007, 129(7), 1968-1977.
66. Volpon L., Besson F., Lancelin J. M. NMR structure of antibiotics plipastatins A and B from Bacillus subtilis inhibitors of phospho-lipase A(2). FEBS Lett. 2000, 485(1), 76-80.
67. Volpon L., Tsan P., MajerZ., Vass E., Hollosi M., Noguёra V., Lancelin J. M., Besson F. NMR structure determination of a synthetic analogue of bacillomycin Lc reveals the strategic role of L-Asn1 in the natural ituri-nic antibiotics. Spectrochim. Acta. A. Mol. Biomol. Spectrosc. 2007, 67(5), 1374-1381.
68. Shen H. H., Thomas R. K., Chen C. Y., Dar-ton R. C., Baker S. C., Penfold J. Aggregation of the naturally occurring lipopeptide, surfactin, at interfaces and in solution: an unusual type of surfactant? Langmuir. 2009, 25(7), 4211-4218.
69. Hathout Y., Ho Y. P., Ryzhov V., Demirev P., Fenselau C. Kurstakins: a new class of lipo-peptides isolated from Bacillus thuringiensis. J. Nat. Prod. 2000, 63(11), 1492-1496.
70. Hagelin G., Indrevoll B., Hoeg-Jensen T. Use of synthetic analogues in confrmation of structure of the peptide antibiotics maltacines. Int. J. Mass. Spectrom. 2007, 268(2-3), 254-264.
71. Storm D. R., Rosenthal K. S., Swanson P. E. Polymyxin and related peptide antibiotics. Annu. Rev. Biochem. 1977, V. 46, Р. 723-763.
72. Lee S. C., Kim S. H., Park I. H., Chung S. Y., Choi Y. L. Isolation and structural analysis of bamylocin A, novel lipopeptide from Bacillus amyloliquefaciens LP03 having antagonistic and crude oil-emulsifying activity. Arch. Microbiol. 2007, 188(4), 307-312.
73. Roongsawang N., Hase K., Haruki M., Imana-ka T., Morikawa M., Kanaya S. Cloning and characterization of the gene cluster encoding arthrofactin synthetase from Pseudomonas sp. MIS38. Chem. Biol. 2003, 10(9), 869-880.
74. Kruijt M., Tran H., Raaijmakers J. M. Functional, genetic and chemical characterization of biosurfactants produced by plant growth-promoting Pseudomonas putida 267. J. Appl. Microbiol. 2009, 107(2), 546-556.
75. Gross H., Stockwell V. O., Henkels M. D., Nowak-Thompson B., Loper J. E., Ger-wick W. H. The genomisotopic approach: a systematic method to isolate products of orphan biosynthetic gene clusters. Chem. Biol. 2007, 14(1), Р. 53-63.
76. Paulsen I. T., Press C. M., Ravel J. Kobaya-shi D. Y., Myers G. S., Mavrodi D. V., DeBoy R. T., Seshadri R., Ren Q., Madupu R., Dodson R. J., Durkin A. S., Brinkac L. M., Daugherty S. C., Sullivan S. A., Rosovitz M. J., Gwinn M. L., Zhou L., Schneider D. J., Cartinhour S. W., Nelson W. C., Weidman J., Watkins K., Tran K., Khouri H., Pierson E. A., Pierson L. S., Thomashow L. S., Loper J. E. Complete genome sequence of the plant commensal Pseudomonas fluorescens Pf-5. Nat. Biotech-nol. 2005, 23(7), 873-878.
77. Sinnaeve D., Michaux C., Van Hemel J., Jan Vandenkerckhove, Eric Peys E., Frans A. M.
Borremans, Benedikt Sas, Johan Wouters, Martins Jose C. Structure and X-ray conformation of pseudodesmins A and B, two new cyclic lipodepsipeptides from Pseudomonas bacteria. Tetrahedron. 2009, 65(21), 4173-4181.
78. Berti A. D., Greve N. J., Christensen Q. H, Thomas M. G. Identification of a biosynthetic gene cluster and the six associated lipopeptides involved in swarming motility of Pseudomonas syringae pv. tomato DC3000. J. Bacteriol. 2007, 189(17), 6312-6323.
79. Fiore A., Mannina L., Sobolev A. P., Salza-no A. M., Scaloni A, Grgurina I., Fullone M. R., Gallo M., Swasey C., Fogliano V., Takemo-to J. Y. Bioactive lipopeptides of ice-nucleating snow bacterium Pseudomonas syringae strain 31R1. FEMS Microbiol. Lett. 2008, 286(2), 158-165.
80. Richter M., Willey J. M., Sumuth R., Gunther Jung, Hans-Peter Fiedler Streptofactin, a novel biosurfactant with aerial mycelium inducing activity from Streptomyces tendae Tu 901/8c. FEMS Microbiol. Lett. 1998, 163(2), 165 — 171.
81. Knoche H. W., Shively J. M. The structure of an ornithine-containing lipid from Thiobacillus thiooxidans. J. Biol. Chem. 1972, 247(1), 170-178.
82. Tahara Y., Yamada Y., Kondo K. A new lysin containing lipid isolated from Agrobacterium tumefaciens. Agric. Biol. Chem. 1976, 40(7), 1449-1450.
83. Tahara Y., Kameda M., Yamada Y., Kondo K. A new lipid; the ornithine and taurine-containing ‘cerilipin’. Agric. Biol. Chem. 1976, 40(1), 243-244.
84. Hino M., Fujie A., Iwamoto T., Hori Y., Hashimoto M., Tsurumi Y., Sakamoto K., Takase S., Hashimoto S. Chemical diversity in lipopeptide antifungal antibiotics. J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 2001, 27(3), 157-162.
85. Hansen D. B., Bumpus S. B., Aron Z. D, Kelleher N. L., Walsh C. T. The loading module of mycosubtilin: an adenylation domain with fatty acid selectivity. J.Am.Chem.Soc. 2007, 129(20), 6366-6367.
86. Tsuge K., Akiyama T., Shoda M. Cloning, sequencing, and characterization of the itu-rin A operon. J. Bacteriol. 2001, 183(21), 6265-6273.
87. Finking R., Marahiel M. A. Biosynthesis of nonribosomal peptides1. Annu. Rev. Microbiol. 2004, V. 58, 453-488.
88. Fischbach M. A., Walsh C. T. Assembly-line enzymology for polyketide and nonribosomal Peptide antibiotics: logic, machinery, and mechanisms. Chem.Rev. 2006,106(8), 3468-3496.
89. Marahiel M. A., Essen L. O. Nonribosomal
peptide synthetases: mechanistic and
structural aspects of essential domains. Meth. Enzymol. 2009, V. 458, P. 337-351.
90. Felnagle E. A., Jackson E. E., Chan Y. A., Podevels A. M., Berti A. D., McMahon M. D., Thomas M. G. Nonribosomal peptide synthetases involved in the production of medically relevant natural products. Mol. Pharm.
2008, 5(2), 191-211.
91. Roongsawang N., Lim S. P., Washio K., Taka-no K., Kanaya S., Morikawa M. Phylogenetic analysis of condensation domains in the nonribosomal peptide synthetases. FEMS Microbiol. Lett. 2005, 252(1), 143-151.
92. Samel S. A., Wagner B., Marahiel M. A., Essen L. O. The thioesterase domain of the fengycin biosynthesis cluster: a structural base for the macrocyclization of a non-ribosomal lipopeptide. J. Mol. Biol. 2006, 359(4), 876-889.
93. Schwarzer D., Mootz H. D., Marahiel M. A. Exploring the impact of different thioeste-rase domains for the design of hybrid peptide synthetases. Chem.Biol. 2001, 8(10), 997-1010.
94. Trauger J. W., Kohli R. M., Walsh C. T. Cyclization of backbone-substituted peptides catalyzed by the thioesterase domain from the tyrocidine nonribosomal peptide synthetase. Biochemistry. 2001, 40(24), 7092-7098.
95. Koglin A., Lohr F., Bernhard F., Rogov V. V., Frueh D. P., Strieter E. R., Mofid M. R., Guntert P., Wagner G., Walsh C. T., Marahiel M. A, Dotsch V. Structural basis for the selectivity of the external thioesterase of the surfactin synthetase. Nature. 2008, 454(7206), 907-911.
96. Sieber S. A, Marahiel M.A. Molecular mechanisms underlying nonribosomal peptide synthesis: approaches to new antibiotics. Chem. Rev. 2005, 105(2), 715-738.
97. Peypoux F., Bonmatin J. M., Wallach J. Recent trends in the biochemistry of surfac-tin. Appl. Microbiol. Biotechnol. 1999, 51(5), 553-563.
98. Balibar C. J., Vaillancourt F. H., Walsh C. T. Generation of D amino acid residues in assembly of arthrofactin by dual condensation/epimerization domains. Chem. Biol. 2005, 12(11), 1189-1200.
99. De Bruijn I., de Kock M. J., de Waard P., van Beek T. A., Raaijmakers J. M. Massetolide A biosynthesis in Pseudomonas fluorescens. J. Bacteriol. 2008, 190(8), 2777-2789.
100. De Souza J. T., De Boer M., De Waard P., van Beek T. A., Raaijmakers J. M. Biochemical, genetic, and zoosporicidal properties of cyclic lipopeptide surfactants produced by Pseudomonas fluorescens. Appl. Environ. Microbiol. 2003, 69(12), 7161-7172.
101. Haas D., Difago G. Biological control of soil-borne pathogens by fluorescent Рseudomo-nads.Nat. Rev.Microbiol. 2005, 3(4), 307-319.
102. Heeb S., Haas D. Regulatory roles of the GacS/GacA two-component system in
plant-associated and other gram-negative bacteria. Mol. Plant. Microbe Interact.
2001, 14(12), 1351-1363.
103. Wang N., Lu S. E., Records A. R., Gross D. C. Characterization of the transcriptional activators SalA and SyrF, Which are required for syringomycin and syringopeptin production by Pseudomonas syringae pv. Syringae. J. Bacteriol. 2006, 188(9), 3290-3298.
104. Koch B., Nielsen T. H., Sоrensen D., Andersen J. B., Christophersen C., Molin S., Givs-kov M., Sorensen J., Nybroe O. Lipopeptide production in Pseudomonas sp. strain DSS73 is regulated by components of sugar beet seed exudate via the Gac two-component regulatory system. Appl. Environ. Microbiol.
2002, 68(9), 4509-4516.
105. Venturi V. Regulation of quorum sensing in Pseudomonas. FEMS Microbiol. Rev. 2006, 30(2), 274-291.
106. Cui X., Harling R., Mutch P., Darling D. Identifcation of N-3-hydroxyoctanoyl-homoserine lactone production in Pseudomonas fuorescens 5064, pathogenic to broccoli, and controlling biosurfactant production by quorum sensing. Eur. J. Plant. Pathol. 2005, 111(4), 297-308.
107. Dubern J. F., Lugtenberg B. J., Bloem-berg G. V. The ppuI-rsaL-ppuR quorum-sensing system regulates biofilm formation of Pseudomonas putida PCL1445 by controlling biosynthesis of the cyclic lipo-peptides putisolvins I and II. J. Bacteriol. 2006, 188(8), 2898-2906.
108. De Bruijn I., Raaijmakers J. M. Diversity and functional analysis of LuxR-type transcriptional regulators of cyclic lipopeptide biosynthesis in Pseudomonas fluorescens. Appl. Environ. Microbiol. 2009, 75(14), 4753-4761.
109. Dubern J. F., Coppoolse E. R., Stiekema W. J., Bloemberg G. V. Genetic and functional characterization of the gene cluster directing the biosynthesis of putisolvin I and II in Pseudomonas putida strain PCL1445. Microbiology, 2008, 154(7), 2070-2083.
110. Lu S. E., Scholz-Schroeder B. K., Gross D. C. Characterization of the salA, syrF, and syrG regulatory genes located at the right border of the syringomycin gene cluster of Pseudomonas syringae pv. Syringae. Mol. Plant. Microbe Interact. 2002, 15(1), 43-53.
111. Dubern J. F., Lagendijk E. L., Lugtenberg B. J., Bloemberg G. V. The heat shock genes dnaK, dnaJ, and grpE are involved in regulation of putisolvin biosynthesis in Pseudomonas putida PCL1445. J. Bacteriol.
2005, 187(17), 5967-5976.
112. De Bruijn I., Raaijmakers J. M. Regulation of cyclic lipopeptide biosynthesis in Pseudomonas fluorescens by the ClpP protease. J. Bacteriol. 2009, 191(6), 1910-1923.
113. Duitman E. H., Wyczawski D., Boven L. G., Venema G., Kuipers O. P., Hamoen L. W. Novel methods for genetic transformation of natural Bacillus subtilis isolates used to study the regulation of the mycosubtilin and surfactin synthetases. Appl. Environ. Microbiol. 2007, 73(11), 3490-3496.
114. Mader U., Antelmann H., Buder T.,
Dahl M. K., Hecker M, Homuth G. Bacillus subtilis functional genomics: genome-
wide analysis of the DegS-DegU regulon by transcriptomics and proteomics. Mol. Genet. Genomics. 2002, 268(4), 455-467.
115. Hayashi K., Ohsawa T., Kobayashi K., Ogasawara N., Ogura M. The H2O2 stress-responsive regulator PerR positively regulates srfA expression in Bacillus subtilis. J. Bacteriol. 2005, 187(19), 6659-6667.
116. Steller S., Sokoll A., Wilde C., Bernhard F, Franke P., Vater J. Initiation of surfactin biosynthesis and the role of the SrfD-thioesterase protein. Biochemistry. 2004, 43(35), 1131-1143.
117. Koumoutsi A., Chen X. H., Vater J., Borriss R. DegU and YczE positively regulate the synthesis of bacillomycin D by Bacillus amy-loliquefaciens strain FZB42. Appl. Environ. Microbiol. 2007, 73(21), 6953-6964.
118. TsugeK.,MatsuiK.,ItayaM. Production of the non-ribosomal peptide plipastatin in Bacillus subtilis regulated by three relevant gene blocks assembled in a single movable DNA segment. J. Biotechnol. 2007, 129(4), 592-603.
119. Vollenbroich D., Pauli G., Ozel M., Vater J. Antimycoplasma properties and application in cell culture of surfactin, a lipopeptide antibiotic from Bacillus subtilis. Appl. Environ. Microbiol. 1997, 63(1), 44-49.
120. Moyne A. L., Shelby R., Cleveland T. E., Tuzun S. Bacillomycin D: an iturin with anti-fungal activity against Aspergillus flavus. J. Appl. Microbiol. 2001, 90(4), 622-629.
121. De Bruijn I., de Kock M. J., Yang M., de Waard P., van Beek T. A, Raaijmakers J. M. Genome-based discovery, structure prediction and functional analysis of cyclic lipopeptide antibiotics in Pseudomonas species. Mol. Microbiol. 2007, 63(2), 417-428.
122. De Souza J. T., Mazzola M., Raaijmakers J. M. Conservation of the response re gu lator gene gacA in Pseudomonas species. Environ. Microbiol. 2003, 5(12), 1328-1340.
123. Kim B. S., Lee J. Y., HwangB. K. In vivo control and in vitro antifungal activity of rhamnolipid
B, a glycolipid antibiotic, against Phytophthora capsici and Colle to trichum orbiculare. Pest. Manag. Sci. 2000. 56(12), 1029-1035.
124. Tran H., Kruijt M., Raaijmakers J. M. Diversity and activity of biosurfactant-producing Pseudomonas in the rhizosphere of black pepper in Vietnam. J. Appl. Microbiol. 2008, 104(3), 839-851.
125. Van de Mortel J. E., Tran H., Govers F., Raaijmakers J. M. Cellular responses of the late blight pathogen Phytophthora infestans to cyclic lipopeptide surfactants and their dependence on G proteins. Appl. Environ. Microbiol. 2009. 75(15), 4950-4957.
126. Yoo D. S., Lee B. S., Kim E. K. Characteristics of microbial biosurfactant as an antifungal agent against plant pathogenic fungus. J. Microbiol. Biotechnol. 2005, 15(6), 1164-1169.
127. Ronn R., McCaig A. E., Griffiths B. S., Prosser J. I. Impact of protozoan grazing on bacterial community structure in soil microcosms. Appl. Environ. Microbiol. 2002, 68(12), 6094-6105.
128. Matz C., Kjelleberg S. Off the hook--how bacteria survive protozoan grazing. Trends Microbiol. 2005, 13(7), 302-307.
129. Jousset A., Lara E., Wall L. G., Valverde C. Secondary metabolites help biocontrol strain Pseudomonas fluorescens CHA0 to escape protozoan grazing. Appl. Environ. Microbiol. 2006, 72(11), 7083-7090.
130. Matz C., Deines P., Boenigk J., Arndt H., Eberl L., Kjelleberg S., Jurgens K. Impact of violacein-producing bacteria on survival and feeding of bacterivorous nanofla-gellates. Appl. Environ. Microbiol. 2004, 70(3), 1593-1599.
131. Pradel E., Zhang Y., Pujol N, Matsuyama T., Bargmann C. I., Ewbank J. J. Detection and avoidance of a natural product from the pathogenic bacterium Serratia marcescens by Caenorhabditis elegans. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 2007, 104(7), 2295-2300.
132. Mazzola M., de Bruijn I., Cohen M. F., Raaijmakers J. M. Protozoan-induced regulation of cyclic lipopeptide biosynthesis is an effective predation defense mechanism for Pseudomonas fluorescens.Appl. Environ. Microbiol. 2009, 75(21), 6804-6811.
133. Daniels R., Reynaert S., Hoekstra H., Ver-reth C, Janssens J., Braeken K., Fauvart M., Beullens S., Heusdens C., Lambrichts I., De Vos D. E., Vanderleyden J., Vermant J., Michiels J. Quorum signal molecules as biosurfactants affecting swarming in Rhizobium etli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA.
2006, 103(40), 14965-14970.
134. Andersen J. B., Koch B., Nielsen T. H., Nybroe O., Christophersen C., S0rensen J., Molin S., Givskov M. Surface motility in Pseudomonas sp. DSS73 is required for efficient biological containment of the root-pathogenic microfungi Rhizoctonia solani and Pythium ultimum. Microbiology. 2003, 149(1), 37-46.
135. Kearns D. B., Losick R. Swarming motility in undomesticated Bacillus subtilis. Mol. Microbiol. 2003, 49(3), 581-590.
136. Kinsinger R. F., Shirk M. C., Fall R. Rapid surface motility in Bacillus subtilis is dependent on extracellular surfactin and
potassium ion. J. Bacteriol. 2003, 185(18), 5627-5631.
137. Nielsen T. H., Nybroe O., Koch B., Hansen M., S0rensen J. Genes involved in cyclic lipo-peptide production are important for seed and straw colonization by Pseudomonas sp. strain DSS73. Appl. Environ. Microbiol.
2005, 71(7), 4112-4116.
138. Tran H., Ficke A., Asiimwe T., Hofte M., Raaijmakers J. M. Role of the cyclic lipopep-tide massetolide A in biological control of Phytophthora infestans and in colonization of tomato plants by Pseudomonas fluorescens. New Phytol. 2007, 175(4), 731-742.
139. Koumoutsi A., Chen X. H., Henne A., Liese-gang H., Hitzeroth G., Franke Р., Vater J., Borriss R. Structural and functional characterization of gene clusters directing nonribosomal synthesis of bioactive cyclic lipopeptides in Bacillus amyloliquefaciens strain FZB42. J. Bacteriol. 2004, 186(4), 1084-1096.
140. Hofemeister J., Conrad B., Adler B., Hofe-meister B., Feesche J., Kucheryava N., Steinborn G., Franke P., Grammel N., Zwin-tscher A., Leenders F., Hitzeroth G., Vater J. Genetic analysis of the biosynthesis of non-ribosomal peptide- and polyketide-like antibiotics, iron uptake and biofilm formation by Bacillus subtilis A1/3. Mol. Genet. Genomics. 2004, 272(4), 363-378.
141. Lopez D., Vlamakis H., Losick R., Kolter R. Cannibalism enhances biofilm development in Bacillus subtilis. Mol. Microbiol. 2009, 74(3), 609-618.
142. Nitschke M., Araujo L. V., Costa S. G., Pi-res R. C., Zeraik A. E., Fernandes A. C., Frei-re D. M., Contiero J. Surfactin reduces the adhesion of food-borne pathogenic bacteria to solid surfaces. Lett. Appl. Microbiol. 2009, 49(2), 241-247.
143. Mireles J. R., Toguchi A., Harshey R. M. Salmonella enterica serovar typhimurium swarming mutants with altered biofilm-forming abilities: surfactin inhibits biofilm formation. J. Bacteriol. 2001, 183(20), 5848-5854.
144. Straight P. D., Willey J. M., Kolter R. Interactions between Streptomyces coe-li color and Bacillus subtilis: Role of surfactants in raising aerial structures. J. Bacteriol. 2006, 188(13), 4918-4925.
145. Janek T., Lukaszewicz M., Krasowska A. Antiadhesive activity of the biosurfactant pseudofactin II secreted by the Arctic bacterium Pseudomonas fluorescens BD5. BMC Microbiol. 2012, doi: 10.1186/14712180-12-24.
146. Scholz-Schroeder B. K., Hutchison M. L., Grgurina I., Gross D. C. The contribution of syringopeptin and syringomycin to virulence of Pseudomonas syringae pv. sy-ringae strain B301D on the basis of sypA and syrBl biosynthesis mutant analysis. Mol.Plant. Microbe. Interact. 2001, 14(3), 336-348.
147. Hildebrand P. D., Braun P. G., McRae K. B., Lu X. Role of the biosurfactant viscosin in broccoli head rot caused by a pectolytic strain of Pseudomonas fuorescens. Can. J. Plant. Pathol. 1998, 20(3). 296-303.
148. Ongena M., Jourdan E., Adam A., Paquot M., Brans A., Joris B., Arpigny J. L., Thonart P. Surfactin and fengycin lipopeptides of Bacillus subtilis as elicitors of induced systemic resistance in plants. Environ. Microbiol. 2007, 9(4), 1084-1090.
149. Blee E. Impact of phyto-oxylipins in plant defense. Trends Plant. Sci. 2002. 7(7), 315-322.
150. Wang C. L., Ng T. B., Yuan F., Liu Z. K., Liu F. Induction of apoptosis in human leukemia K562 cells by cyclic lipopeptide from Bacillus subtilis natto T-2. Peptides.
2007, 28(7), 1344-1350.
151. Kim S. Y., Kim J. Y., Kim S. H., Bae H. J., Yi H,, Yoon S. H., Koo B. S., Kwon M., Cho J. Y., Lee C. E., Hong S. Surfactin from Bacillus subtilis displays anti-proliferative effect via apoptosis induction, cell cycle arrest and survival signaling suppression. FEBS Lett. 2007, 581(5), 865-871.
152. Grangemard I., Wallach J., Maget-Dana R., Peypoux F. Lichenysin: a more efficient cation chelator than surfactin. Appl. Bio-chem. Biotechnol. 2001, 90(3), 199-210.
153. Rautenbach M., Swart P., van der Mer-we M. J. The interaction of analogues of the anti mic ro bial lipopeptide, iturin A2, with alkali metal ions. Bioorg. Med. Chem. 2000, 8(11), 2539-2548.
154. Banat I. M., Makkar R. S., Cameotra S. S. Potential commercial applications of microbial surfactants. Appl. Microbiol. Bio-technol. 2000, 53(5), 495-508.
155. Phale P. S., Basu A., Majhi P. D., Deveryshet-ty J., Vamsee-Krishna C., Shrivastava R. Metabolic diversity in bacterial degradation of aromatic compounds. OMICS. 2007, 11(3), 252-279.
156. Velraeds M. M., van der Mei H. C., Reid G., Busscher H. J. Inhibition of initial adhesion of uropathogenic Enterococcus faecalis by biosurfactants from Lactobacillus isolates. Appl. Environ. Microbiol. 1996, 62(6), 1958-1963.
157. Busscher H. J., van Hoogmoed C. G., Geertse-ma-Doornbusch G. I., van der Kuijl-Booij M., van der Mei H. C. Streptococcus thermophilus and its biosurfactants inhibit adhesion by Candida sp. on silicone rubber. Appl. Environ. Microbiol. 1997, 63(10), 3810-3817.
158. Gan B. S., Kim J., Reid G., Cadieux P., Howard J. C. Lactobacillus fermentum RC-14 inhibits Staphylococcus aureus infection of surgical implants in rats. J. Infect. Dis.
2002, 185(9), 1369-1372.
159. Rodrigues L., van der Mei H., Banat I. M., Teixeira J., Oliveira R. Inhibition of microbial adhesion to silicone rubber treated with biosurfactant from Streptococcus thermo-
philus A. FEMS Immunol. Med. Microbiol.
2006, 46(1), 107-112.
160. Rodrigues L., van der Mei H. C., Teixeira J., Oliveira R. Influence of biosurfactants from probiotic bacteria on formation of biofilms on voice prostheses. Appl. Environ. Microbiol. 2004, 70(7), 4408-4410.
161. Rodrigues L. R., Teixeira J. A., van der Mei H. C., Oliveira R. Isolation and partial characterization of a biosurfactant produced by Streptococcus thermophilus A. Colloids. Surf. B.Biointerfaces. 2006, 53(1), 105-112.
162. Rodrigues L. R., Teixeira J. A., van der Mei H. C., Oliveira R. Physicochemical and functional characterization of a biosurfactant produced by Lactococcus lactis 53. Surf. B. Biointerfaces. 2006, 49(1), 79-86.
163. Austin B. Novel pharmaceutical compounds from marine bacteria. J. Appl. Bacteriol. 1989, 67(5), 461-470.
164. Jensen P. R., Fenical W. Strategies for the discovery of secondary metabolites from marine bacteria: ecological perspectives. Annu. Rev. Microbiol. 1994, V. 48, 559-584.
165. Bertrand J. C., Bonin P., Goutx M., Mille G. Biosurfactant production by marine microorganisms: potential application to fighting hydrocarbon marine pollution. J. Mar. Biotechnol. 1993, 1(3), 125-129.
166. Weiner R. M. Biopolymers from marine
prokaryotes. Trends. Biotechnol. 1997,
15(10), 390-394.
167. Weiner R. M., Colwell R. R., Jarman R. N., Stein D. C., Somerville C. C., Bonar D. B. Applications of biotechnology to the production, recovery and use of marine polysaccharides. Nat. Biotechnol. 1985, 3(10), 899-902.
168. Maneerat S. Biosurfactants from marine microorganisms. Songklanakarin J. Sci. Technol. 2005, 27(6), 1263-1272.
169. Nerurkar A. S., Hingurao K. S., Suthar H. G. Bioemulsfiers from marine microorganisms. J. Sci. Ind. Res. 2009, 68(4), 273-277.
170. Zhenming C., Yan F. Exopolysaccharides from marine bacteria. J. Ocean. Univ. China. 2005, 4(1), 67-74.
171. Das P., Mukherjee S., Sen R. Antimicrobial potential of a lipopeptide biosurfactant derived from a marine Bacillus circulans. J. Appl. Microbiol. 2008, 104(6), 1675-1684.
172. Das P., Mukherjee S., Sen R. Improved bioavailability and biodegradation of a model polyaromatic hydrocarbon by a biosurfactant producing bacterium of marine origin. Chemosphere. 2008, 72(9), 1229-1234.
173. Das P., Mukherjee S., Sen R. Substrate dependent production of extracellular biosurfactant by a marine bacterium. Bioresour. Technol. 2009, 100(2), 1015-1019.
174. Maneerat S., Nitoda T., Kanzaki H., Kawai F. Bile acids are new products of a marine bacterium, Myroides sp. strain SM1. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2005, 67(5), 679-683.
175. Peng F., Liu Z., Wang L., Shao Z. An oil-degrading bacterium: Rhodococcus erythropolis strain 3C-9 and its biosurfactants. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2007, 102(6), 1603-1611.
176. Pepi M., Ces aro A., Liut G., Baldi F. An antarctic psychrotrophic bacterium Halomonas sp. ANT-3b, growing on n-hexadecane, produces a new emulsyfying glycolipid. FEMS Microbiol. Ecol. 2005, 53(1), 157-166.
177. Thavasi R., Jayalakshmi S., Balasubra-manian T., Banat I. M. Biodegradation of crude oil by nitrogen fixing marine bacteria Azotobacter chroococcum. Res. J. Microbiol.
2006, 1(5), 401-408.
178. Thavasi R., J ayalakshmi S., Balasubra-manian T., Banat I. M. Biosurfactant production by Cory neb acterium kutscheri from waste motor lubricant oil and peanut oil cake. Lett. Appl. Microbiol. 2007, 45(6), 686-691.
179. Thavasi R., Subramanyam Nambaru V. R., J ayalakshmi S., Balasubramanian T., Ba-nat I. M. Biosurfactant production by Azo-tobacter chroococcum isolated from the marine environment. Mar. Biotechnol. (NY).
2009, 11(5), 551-556.
МИКРОБНЫЕ ПОВЕРХНОСТНО-АКТИВНЫЕ ВЕЩЕСТВА. II. ЛИПОПЕПТИДЫ
Т. П. Пирог, А. Д. Конон, А. П. Софилканич
Национальный университет пищевых технологий, Киев, Украина
E-mail: [email protected]
Представлены классификация и химическая структура липопептидов, их продуцентов (представители родов Bacillus и Pseudomonas). Описана роль липопептидов в движении клеток и формировании биопленок, связывании металлов и деструкции ксенобиотиков, а также их действие на клетки про- и эукариот. Рассмотрены этапы нерибосомального синтеза ли-попептидов, освещена роль двухкомпонентных (GacA/GacS, ComA/ComP) и кворумной систем в регуляции этого процесса.
Раскрыт потенциал молочнокислых бактерий и морских микроорганизмов как нетрадиционных перспективных продуцентов поверхностно-активных веществ различной химической природы (гли ко ли пидов, липо-пептидов, фосфолипидов и жирных кислот, гликолипопептидов), показаны их продуктивность и преимущества перед традиционными продуцентами. Описаны свойства поверхностно-активных веществ, синтезированных мо лоч нокислыми бактериями (снижение поверхностного натяжения, критическая концентрация мицеллообразования, устойчивость в широком диапазоне рН, температуры, биологическое действие).
Поверхностно-активные вещества пробиотических непатогенных бактерий могут быть использованы как эффективные антиадге-зивные и антимикробные агенты, а морские продуценты способны к синтезу уникальных метаболитов, не продуцируемых другими микро организмами.
Ключевые слова: микробные поверхностноактивные вещества, липопептиды, молочнокислые бактерии, нетрадиционные продуценты.
MICROBIAL SURFACTANTS. II. LIPOPEPTIDES
T. P. Pirog, A. D. Konon, A. P. Sofilkanich
National University of Food Technologies, Kyiv, Ukraine
E-mail: [email protected]
The classification and the chemical structure of the lipopeptides and their producers (bacteria of the genera Bacillus and Pseudomonas) are given. The role of the lipopeptides in cells motility, biofilm formation, metal binding and xenobiotics degradation and their action on the cells of pro- and eukaryotes is summarized. The stages of the nonribosomal lipopeptides synthesis and the role of two-component (GacA/GacS, ComA/ComP) and the quorum system regulation of this process are shown.
The potential of lactic acid bacteria and marine microorganisms as alternative surfactants producers (glycolipids, lipopeptides, phospholipids and fatty acids, glycolipopeptides) are discussed. Their productivity and advantages over traditional producers are given as well. The properties of surfactants synthesized by lactic acid bacteria (the reduction of the surface tension, the critical micelle concentration, the stability in a wide range of pH, the temperature, the biological activity) are summarized.
Surfactants of nonpathogenic probiotic bacteria could be used as effective antimicrobial agents and antiadhesive and marine producers which able to synthesize unique metabolites that are not produced by other microorganisms.
Key words: microbial surfactants, lipopeptides, lactic acid bacteria, alternative producers.
