CC BY
25
микробиология
УДК 616.932:579
Б.Н.Мишанькин, О.В.Дуванова, Л.В.Романова, Е.С.Шипко, А.С.Водопьянов
мембранный белок OmpT холерного вибриона как возможный представитель оМПтинов CEМEЙСTBA VIBRIONACEAE
ФКУЗ «Ростовский-на-Дону научно-исследовательский противочумный институт», Ростов-на-Дону,
Российская Федерация
В работе рассматривается состояние проблемы омптинов энтеробактерий, их структура и функции, а также возможная роль в патогенезе вызываемых ими инфекций. У холерного вибриона выделен и очищен с помощью дифференциального центрифугирования и колоночной хроматографии пориновый белок наружных мембран OmpT c молекулярной массой около 40 кДа, синтез которого находится под контролем сложной системы регуляции. Он не содержит в своем составе цистеина, наделен протеолитической активностью с широкой субстратной специфичностью: способен гидролизовать фибрин, протамин, желатин, активировать плазминоген человека в плазмин, что обеспечивает известные преимущества вибрионам во время пребывания в кишечнике чувствительного хозяина. Сравнительный компьютерный анализ аминокислотной последовательности показал, что белок OmpT холерного вибриона лишь отдаленно родственен омптинам энтеробактерий (13 % идентичности и сходства) и возможно принадлежит к новому классу поринов семейства Vibrionaceae.
Ключевые слова: Vibrio cholerae, омптин, плазминоген, плазмин, порин.
B.N.Mishan'kin, O.V.Duvanova, L.V.Romanova, E.S.Shipko, A.S.Vodop'yanov
Cholera Vibrio Membrane Protein OmpT as an Omptin Belonging to Vibrionaceae Family
Rostov-on-Don Research Anti-Plague Institute, Rostov-on-Don, Russian Federation
Concerned are the issues related to enterobacteria omptins, their structure and functionality, as well as alternative role in pathogenesis of the infections induced by them. Isolated from cholera vibrio, and later purified using differential centrifugation and column chromatography has been porin protein of the OmpT outer membranes, with the molar mass of approximately 40 kDa. Synthesis of porin is under control of the complex regulatory system. It does not contain cysteine, but possesses proteolytic activity with broad substrate specificity: it hydrolyzes fibrin, protamin, gelatine; transduces human plasminogen into plasmin, which provides for the well-known advantages for the vibrios in the intestine of a susceptible host. Comparative computer-assisted analysis of amino acid sequence has revealed that cholera vibrio OmpT protein relates to the omptins of enterobacteria as a far-remotely one, and has 13 % identity and similarity to it. OmpT protein is probably affiliated to a new class of porins of the family Vibrionaceae.
Key words: Vibrio cholerae, omptin, plasminogen, plasmin, porin.
Омптины - семейство протеаз наружных мембран, идентифицированное у многих представителей патогенных для человека или растений энтеробактерий [12]. Эти специализированные белки участвуют в преодолении врожденных неспецифических защитных сил чувствительного хозяина, способствуя колонизации его отдельных органов. У Vibrio cholerae упоминания об омптинах мы не встретили, хотя в последнее время внимание исследователей к мембранному белку OmpT значительно увеличилось [4, 6, 19, 26]. В настоящем сообщении мы попытались суммировать имеющиеся данные о белке OmpT возбудителя холеры в сравнении с омптинами других бактерий, чтобы лучше понять его значение для биологии вибрионов.
Свое название омптины получили благодаря детальной характеристике OmpT (outer membrane protein - белок наружной мембраны) белка кишечной палочки, кристаллическую структуру которого с разрешением в 2,6 А изучили L.Vandeputte-Rutten et al. [30]. Полученные координаты были использованы при моделировании омптинов из других источников,
включая Pla из Yersinia pestis. Структура OmpT представлена вазообразным yS-бочонком длиной в 70 А с 10 антипараллельными yS-цепями, удерживаемые четырьмя короткими периплазматическими поворотами и пятью внеклеточными петлями (рисунок). Он простирается наружу на 40 А от липидного бислоя, а его внешне расположенные петли локализуюся как раз над краем коровой области липополисахарида (ЛПС). Каталитические остатки находятся в полости, которая сверху ограничена мобильными короткими петлями. Для проявления своей ферментативной активности OmpT нуждается в щелочном значении рН и ЛПС с полностью ацилированным липидом А, который, видимо, индуцирует конформационные изменения в белке, необходимые для формирования «на-тивной геометрии» активного центра протеазы [10]. О смещении плазминогеном нуклеофильной молекулы воды в активном центре, свободном от ЛПС Pla Y pestis, сообщают и другие исследователи [7].
Омптины близки друг к другу по своей структуре, проявляя до 50 % идентичности, состоят из 290-301 аминокислотного остатка и характеризуют-
L3
LI L4 L5
4 Thr259_
1 His208 /L'
РшЫ*
■ MiHNL Lys262
Asp206
OM
Модель структуры Р-бочонка омптина Pla из Y. pestis по Kukkonen M. и Korhonen T. [13]:
OM - наружная мембрана, L1—L5 - поверхностные петли, Asp84, Asp86, Asp206 и His208 - каталитические остатки
ся отсутствием или низким содержанием цистеина. Функционально омптины являются протеазами и до недавнего времени входили в состав 18S семейства сериновых протеаз, отличавшихся каталитической триадой Ser-Asp-His. Однако при изучении их кристаллической структуры в каталитическом сайте была обнаружена пара аспартатов, в связи с чем семейство омптинов было реклассифицировано в семейство 23А аспартат-протеаз [13]. Сайты расщепления в белковых или пептидных субстратах для OmpT и других омптинов идентифицированы в виде консенсусных последовательностей (Arg/Lys)(Arg/ Lys) - Ala [5].
считается, что биологическая функция омптинов состоит в поддержании жизненного цикла (life style) конкретного хозяина. Так, показано, что экспрессия активности гена pla в составе плазмиды рРСР1 влияет на инвазивность чумного микроба при подкожном заражении мышей, тогда как делеция гена ведет к увеличению значений LD50 Y. pestis c 50 до 107 бактерий, не влияя при этом на результаты внутривенного заражения [23]. В то же время экспрессия гена pla особенно не отражалась на вирулентности Y. pseudotuberculosis рРСР+ при подкожном заражении мышей [14]. Pla активирует плазминоген, переводя его в плазмин, и эффективно инактивирует ингибитор а2-антиплазмин млекопитающих, что важно для активации проколлагеназ, участвующих в разрушении тканевых барьеров. Наличие полной структуры кора ЛПС - необходимое условие для активации плазми-ногена клетками Y. pestis [1].
Центральная роль активации плазминогена в патогенезе чумы была продемонстрирована J.D.Gogen et al. [8] в опытах с использованием Plg-дефицитных
мышей, которые оказались в сотни раз более устойчивыми к чумной инфекции по сравнению с нормальными животными.
Pla наделен адгезивной функцией, опосредующей связывание бактерий с ламинином и протеогли-каном базальных мембран, а также с внеклеточным матриксом из клеточных линий эпителия и легких человека. ламинин не гидролизуется Pla, но является хорошим субстратом для плазмина после активации Plg [9, 15]. Pla деградирует белки комплемента, включая С3, С3Ь и С4Ь [25], что в итоге снижает интенсивность опсонофагоцитоза и хемотаксиса фагоцитов в места инфекции, способствуя системному распространению Y. pestis.
Интересно, что хотя продукт гена OmpTE. coli и проявляет невысокую способность к активации плаз-миногена и не расщепляет а2-антиплазмин, небольшие структурные модификации в виде мутационных укорочений его поверхностных петель 3 и 4 до размеров Pla, а также замещение некоторых остатков вблизи активного центра резко меняют субстратную специфичность белка, позволяя авторам [12] рассматривать этот факт в качестве примера возможного «эволюционного превращения белка жизнеобеспечения (housekeeping protein) в фактор вирулентности». К тому же OmpT и PgtE Salmonella enterica способны протеолитически расщеплять а-, но не ^-спиральные катионактивные антимикробные пептиды (дефен-зины, кателицидины, протамины) животных и растений, что повышает выживаемость бактерий и их устойчивость к факторам врожденного иммунитета хозяина [29, 22].
Холерный вибрион уникален по своей способности вызывать мировые пандемии среди диарее-генных патогенов бактериальной природы. Он существует в свободноживущем состоянии, но способен колонизировать тонкий кишечник человека и высвобождать холерный токсин, приводящий к потенциально смертельной секреторной диарее в случае отсутствия надлежащего лечения. Эти две формы -водное окружение и кишечник человека - и составляют суть его жизненного цикла. во время пребывания в желудочно-кишечном тракте, благодаря координированной экспрессии генов, он преодолевает врожденные защитные силы чувствительного хозяина (кислое значение рн желудка, желчь, катионак-тивные белки и др.). Немалую роль здесь играют и регулируемые геном toxR белки внешней мембраны OmpUи OmpT, синтез которых хотя и не является необходимым для экспрессии факторов вирулентности, но остается важным для выполнения ряда функций, способствующих сохранению холерных вибрионов в кишечнике и окружающей среде [2].
Наружные мембраны V. cholerae содержат восемь белков, из которых OmpT и OmpU являются тримерными поринами c разным диаметром пор, контролирующими ток гидрофильных растворов [26]. Их транскрипция регулируется трансмембранным модулятором ToxR, стимулирующим экспрес-
сию OmpU и подавляющим OmpT [20]. Сведения о возможном участии этих пориновых белков в патогенезе холеры весьма противоречивы [23, 24]. Резкое подавление транскрипции мембранного белка OmpT по ToxR-независимому типу было отмечено в условиях кислотного стресса, хотя экспрессия OmpU при этом не менялась, обеспечивая толерантность вибрионов к кислоте [18]. Помимо повышенной осмо-лярности (0,4 M NaCl), положительным регулятором гена отрТ оказался цАМФ-связывающий белок (CRP), активирующий транскрипцию по механизму «образования петли» [16], но подавляющий при этом координированную экспрессию генов ctx и tcpA [27]. И хотя содержание OmpU может достигать 30-60 % от суммарного белка наружных мембран [18], сыворотки волонтеров после экспериментального заражения клетками штаммов V. cholerae 395 или E7946 содержали сопоставимые количества антител к OmpU и OmpT [28]. Это свидетельствует о существовании дополнительных регуляторов экспрессии гена ompT, возможно, в виде некодирующих малых РНК (sPHK) типа VrrA, влияющих через взаимодействие с mPHK на пост-трансляционную модуляцию экспрессии генов в зависимости от условий среды окружения (стресс, температура культивирования и др.) [26]. Тем более что имеются данные об усилении выражения генов ompT (VC1854), ompA (VC2213) и ompS (VC1028) у вариантов V. cholerae, дефектных по шаперону hfq, связывающему sPHK и mPHK [6, 31]. Возможно, это объясняется присутствием у 01 вибрионов белка, родственного белку OmpT, в роли которого может выступать пориновый белок VC0972 (хитопорин), как это описано в случае с геном ompU и его паралога VCA1008 [21]. Отмечена позитивная регуляция экспрессии ompT V. cholerae под влиянием Fur и ионов железа в результате прямого связывания Fur с промотором гена ompT [4].
Белковый состав наружных мембран V. cholerae сильно менялся в зависимости от среды выращивания: в полных средах вибрионы экспрессировали исключительно порин OmpU, тогда как в минимальных доминировал OmpT. Внесение в минимальную среду смеси из аспарагина, аргинина, глутаминовой кислоты и серина способствовало продукции OmpU и подавлению OmpT, что было обусловлено повышенным уровнем белка ToxR. У мутанта по toxR-гену изменений в профиле мембранных белков не обнаружено [19].
согласно данным литературы и нашим данным [3], очищенный с помощью дифференциального центрифугирования и хроматографии на колонке с целлюлозой DE-52 белок OmpT холерного вибриона имеет молекулярную массу около 40 кДа. Он состоит из 344 аминокислотных остатков, несет два сайта гликозилирования (Asn62 и Asn66) и 23 остатка лизина, не содержит в своем составе цистеина, проявляет всего 13 % идентичности и столько же сходства со структурой омптинов из энтеробактерий (кишечная палочка, салмонелла и чумной микроб).
Он наделен протеолитической активностью, расщепляет протамин, фибрин, желатин, казеин, коллаген и активирует плазминоген человека в плазмин. Не гидролизует плазмин-специфичный пептидный хро-могенный субстрат n-нитроанилид трипептида For-Ala-Phe-Lys-pNa.HBr (Ренам, Россия). Чувствителен к фенилметилсульфонилфлуориду, но слабо реагирует на присутствие дитиотреитола, ЭДТА, р-хлор-меркуриобензоата, ингибируется солями Zn2+ и Cu2+, s-аминокапроновой кислотой, мочевиной и SDS, что сближает его с сериновыми протеазами.
Кластерный анализ поринов с построением ден-дрограммы OmpT белков небольшой выборки бактерий из GenBank позволил разделить их на три группы, одну из которых составили V. cholerae, V. furnissii и V. metschnikovii, другую - омптины энтеробактерий (Y. pestis, E. coli, S. enterica) и V. parahaemolyticus, а третью - V. vulnificus (мол. масса - 33,9 кДа, совпадение с последовательностью OmpT V. cholerae -23 %, сходство - 14,9 %). Из представителей рода Vibrio, только V. choleraе choleraе, V. choleraе eltor и V. choleraе O139 реагировали в реакции преципитации в геле с антисывороткой к белку OmpT из холерного вибриона. Представители энтеробактерий (возбудители чумы и псевдотуберкулеза, кишечная палочка) и других вибрионов (V. parahaemolyticus, V. alginolyticus, V. furnissii, V. vulnificus) такой способностью не обладали, что согласуется с данными [17] о высокой специфичности антисывороток к белкам наружных мембран возбудителя холеры. Если принять во внимание еще и отрицательный результат исследования указанных вибрионов в ПЦР с прайме-рами к гену ompT холерного вибриона [18], то гетерогенность представителей рода Vibrio относительно белка OmpT становится очевидной.
Выполненный сравнительный анализ 212 ну-клеотидных последовательностей гена ompT, содержащихся в GenBank в составе контигов или полных геномов вибрионов, выделенных в разные годы и разных странах (Индия, Афганистан, Индонезия, Гаити, Бразилия и др.), показал достаточную стабильность его структуры. Изменения в виде 19 единичных ну-клеотидных замен (преимущественно A на G и т на С) и непродолжительных вставок в один и три ну-клеотида удалось зарегистрировать лишь у 31 нукле-отидной последовательности штаммов вибрионов, среди которых оказался и V. cholerae biovar albensis (индекс разнообразия составил 0,26). Изменения группировались больше по краям гена.
Функции белка OmpT в биологии холерного вибриона остаются до конца не понятными. Выяснено, что его синтез строго регулируется микробом в ответ на различные сигналы: рН и температура - через регулон ToxR, источники углеводов - через комплекс cAMP-CRP и далее через оЕ-регулон посредством sPHK VrrA [26]. Кроме защиты от антимикробных белков и активации плазминогена, обеспечивающих известное преимущество вибрионам в условиях кишечника чувствительного хозяина, увеличение син-
теза OmpT в присутствии высоких концентраций NaCl, пониженной (28 °С) температуре и в минимальных средах позволяет предположить его вклад в выживаемость V. cholerae во внешней среде. В составе мембранных пузырьков OmpT может принимать участие в транспорте различных бактериальных факторов (токсины, ферменты, ДНК и др.) в клетки хозяина во время колонизации кишечника [11]. Учитывая известные на сегодня свойства белка OmpT наружных мембран холерного вибриона, в том числе результаты сравнительного компьютерного анализа аминокислотной последовательности, его можно отнести к омптинам семейства Vibrionaceae, число которых будет увеличиваться по мере изучения представителей других патогенных для человека видов вибрионов рода Vibrio.
В заключение хотелось бы отметить, что само по себе широкое распространение омптинов среди бактерий указывает на вероятность того, что они могут оказаться одними из древних систем/средств защиты в мире микробов.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Дентовская С.В., Платонов М.Е., Бахтеева И.В., Анисимов А.П. Наличие полной структуры кора липополисахарида необходимо для активации плазминогена возбудителя чумы. Пробл. особо опасных инф. 2007; 93:49-51.
2. Заднова С.П. Функциональная роль Tox^-регулируемых белков внешней мембраны Vibrio cholerae. Пробл. особо опасных инф. 2004; 1(87):9-13.
3. Шипко Е.С., Мишанькин Б.Н., Дуванова О.В., Романова Л.В., Ерибекян А.К. Плазминоген-активирующая способность холерного вибриона и участие мембранного белка OmpT в этом процессе. Защита населения и среда обитания. 2012; 4(229):17-9.
4. Craig S.A. Carpenter C.D., Mey A.R., Wickoff E.E., Payne S.M. Positive regulation of the Vibrio cholerae porin OmpT by iron and Fur. J. Bacteriol. 2011; 193(23):6505-11.
5. Dekker N., Cox R.C., Kramer R.A., Edmond M.R. Substrate specificity of the integral membrane protease OmpT determined by spatially addressed peptide libraries. Biochemistry. 2001; 40:1694-701.
6. Ding Y., Davis B.M., Waldor M.K. Hfq is essential for Vibrio cholerae virulence and downregulates ae expression. Mol. Microbiol. 2004; 53(1):345-54.
7. Eren E., van den Berg B. Structural basis for activation of an integral membrabe protease by lipopolysaccharide. J. Biol. Chem. 2012; 287(28):23971-6.
8. Goguen J.D., Bugge T., Degen J.L. Role of pleiotropic effects of plasminogen deficiency in infection experiment with plasminogen-deficient mice. Methods. 2000; 21:179-83.
9. Kienle Z., Emody L., Svanborg C., O'Toole P.W. Adhesive properties conferred by the plasminogen activator of Yersinia pestis. J. Gen. Microbiol. 1992; 138:1679-87.
10. Kramer R.A., Brandenburg K., Vandenputte-Rutten L., Werkhoven M., Gros P., Dekker N., Esmond M.R. Lipopolysaccharide regions involved in the activation of Escherichia coli outer membrane protease OmpT. Eur. J. Biochem. 2002;269:1746-52.
11. Kuehn M.J., Kesty N.C. Bacterial outer membrane vesicles and the host-pathogen interaction. Genes Dev. 2005;19:2645-55.
12. Kukkonen M., Lahteenmaki K., Suomalainen M., Kalkkinen N., Emody L., Lang H., Korhonen T.K. Protein regions important for plasminogen inactivation and inactivation of a2-antiplasmin in the surface protease Pla of Yersinia pestis. Mol. Microbiol. 2001; 40(5):1097-111.
13. Kukkonen M., Korhonen T.K. The omptin family of enterobacterial surface proteases/ adhesines: from housekeeping in Escherichia coli to systemic spread of Yersinia pestis. Int. J. Med. Microbiol. 2004; 294(1):7-14.
14. Kutyrev V., Mehigh R.J., Motin V.L., Pokrovskaya M.S., Smirnov G.B., Brubaker R.R. Expression of the plague plasminogen activator in Yersinia pseudotuberculosis and Escherichia coli. Infect. Immun. 1999; 67(3):1359-67.
15. Lahteenmaki K., Virkola R., Saren A., Emody L., Korhonen T.K. Expression of plasminogen activator pla of Yersinia pestis enhances bacterial attachment to the mammalian extracellular matrix. Infect. Immun. 1998; 66(12):5755-62.
16. Li C.C., Crawford J.A., DiRita V.J., Kaper J.B. Molecular
cloning and transcriptional regulation of ompT, a ToxR-repressed gene in Vibrio cholerae. Mol. Microbiol. 2000; 35(1):189-203.
17. Martinez-Govea A., Ambrosio J., Gutierrez-Coogco L., Flisser A. Identification and strain differentiation of Vibrio cholerae by using polyclonal antibodies against outer membrane proteins. Clin. Diagn. Lab. Immunol. 2001; 8(4):768-71.
18. Merrell D.S., Bailey C., Kaper J.B., Camilli A. The ToxR-mediated organic acid tolerance response of Vibrio cholerae requires OmpU. J. Bacteriol. 2001; 183(9):2746-54.
19. Mey A.R., Craig S.A., Payne S.M. The effects of amino acids supplementation on porin expression and ToxR levels in Vibrio cholerae. Infect. Immun. 2012; 80(2):518-28.
20. Miller V., Mekalanos J.J. A novel suicide vector and its use in construction of insertion mutations: osmoregulation of outer membrane proteins and virulence determinants in Vibrio cholerae requires toxR. J. Bacteriol. 1988; 170(6):2575-83.
21. Osorio C., Martinez-Wilson H., Camilli A. The ompU para-log vca1008 is required for virulence of Vibrio cholerae. J. Bacteriol. 2001; 186(15):5167-71.
22. Potempa J., Pike R.N. Corruption of innate immunity by bacterial proteases. J. Innate Immun. 2009; 1(2):70-87.
23. Provensano D., Klose K.E. Altered expression of the ToxR-regulated porins OmpU and OmpT diminishes Vibrio cholerae bile resistance, virulence factors expression and intestinal colonization. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 2000; 97(18):10220-4.
24. Provensano D., Lauriano C.M., Klose K.E. Characterization of the role of the ToxR-modulated outer membrane porins OmpU and OmpT in Vibrio cholerae virulence. J. Bacteriol. 2001; 183(12):3652-62.
25. Sodeinde O.A., Subrahmanyan Y.V., Stark K., Quan T., Bao Y., Goguen J.D. A surface protease and the invasive character of plague. Science. 1992; 258:1004-7.
26. Song T., Sabharwal D., Wai S.N. VrrA mediates Hfq-dependent regulation of OmpT synthesis in Vibrio cholerae. J. Mol. Biol. 2010; 400:682-8.
27. Skorupski K., Taylor R.K. Cyclic AMP and its receptor protein negatively regulate the coordinate expression of cholera toxin and toxin-coregulated pilus in Vibrio cholerae. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997; 94:265-7(1
28. Sperandio V., Giron J.A., Silveira W.D., Kaper J.B. The OmpU outer membrane protein, a potential adherence factor of Vibrio cholerae. Infec. Immun. 1995; 63(11):4433-8.
29. Stumpe S., Schmid R., Stefens D.L., Georgious G., Bakker E.P. Identification of OmpT as the protease that hydrolyzes the antimicrobial peptide protamine before it enters growing cells of E. coli. J. Bacteriol. 1998; 180(15):4002-6.
30. Vandeputte-Rutten L., Kramer R.A., Kroon J., Dekker N., Egmond M.R., Gros P. Crystal structure of the outer membrane protease OmpT fom E. coli suggest a novel catalytic site. EMBO J. 2001; 20:5033-9.
31. Vogel J., Papenfort K. Small non-coding RNA's and the bacterial outer membrane. Curr. Opin Microbiol. 2006; 9(6):605-11.
References
1. Dentovskaya S.V., Platonov M.E., Bakhteeva I.V., Anissimov A.P. [The presence of the complete lipopolysaccharide core structure is necessary for the activation of Yersinia pestis plasminogen]. Probl. Osobo Opasn. Infek. 2007; 93:49-51.
2. Zadnova S.P. [Functional role of Toxß-regulated proteins of Vibrio cholerae outer membrane]. Probl. Osobo Opasn. Infek. 2004; 1(87):9-13.
3. Shipko E.S., Mishan'kin B.N., Duvanova O.V., Romanova L.V., Eribekyan A.K. [Vibrio cholerae plasminogen activating capacity and participation of OmpT membrane protein in the process]. Zashchita Naselen. Sreda Obit. 2012; 4(229):17-9.
4. Craig S.A., Carpenter C.D., Mey A.R., Wickoff E.E., Payne S.M. Positive regulation of the Vibrio cholerae porin OmpT by iron and Fur. J. Bacteriol. 2011; 193(23):6505-11.
5. Dekker N., Cox R.C., Kramer R.A., Edmond M.R. Substrate specificity of the integral membrane protease OmpT determined by spatially addressed peptide libraries. Biochemistry. 2001; 40:1694-701.
6. Ding Y., Davis B.M., Waldor M.K. Hfq is essential for Vibrio cholerae virulence and downregulates oe expression. Mol. Microbiol. 2004; 53(1):345-54.
7. Eren E., van den Berg B. Structural basis for activation of an integral membrabe protease by lipopolysaccharide. J. Biol. Chem. 2012; 287(28):23971-6.
8. Goguen J.D., Bugge T., Degen J.L. Role of pleiotropic effects of plasminogen deficiency in infection experiment with plasminogen-deficient mice. Methods. 2000; 21:179-83.
9. Kienle Z., Emody L., Svanborg C., O'Toole P.W. Adhesive properties conferred by the plasminogen activator of Yersinia pestis. J. Gen. Microbiol. 1992; 138:1679-87.
10. Kramer R.A., Brandenburg K., Vandenputte-Rutten L., Werkhoven M., Gros P., Dekker N., Egmond M.R. Lipopolysaccharide regions involved in the activation of Escherichia coli outer membrane protease OmpT. Eur. J. Biochem. 2002;269:1746-52.
11. Kuehn M.J., Kesty N.C. Bacterial outer membrane vesicles and the host-pathogen interaction. Genes Dev. 2005;19:2645-55.
12. Kukkonen M., Lahteenmaki K., Suomalainen M., Kalkkinen N., Emody L., Lang H., Korhonen T.K. Protein regions important for plasmino-
SS
gen inactivation and inactivation of a2-antiplasmin in the surface protease Pla of Yersinia pestis. Mol. Microbiol. 2001; 40(5):1097-111.
13. Kukkonen M., Korhonen T.K. The omptin family of enterobacterial surface proteases/ adhesines: from housekeeping in Escherichia coli to systemic spread of Yersinia pestis. Int. J. Med. Microbiol. 2004; 294(1):7-14.
14. Kutyrev V., Mehigh R.J., Motin V.L., Pokrovskaya M.S., Smirnov G.B., Brubaker R.R. Expression of the plague plasminogen activator in Yersinia pseudotuberculosis and Escherichia coli. Infect. Immun. 1999; 67(3):1359-67.
15. Lahteenmaki K., Virkola R., Saren A., Emody L., Korhonen T.K. Expression of plasminogen activator pla of Yersinia pestis enhances bacterial attachment to the mammalian extracellular matrix. Infect. Immun. 1998; 66(12):5755-62.
16. Li C.C., Crawford J.A., DiRita V.J., Kaper J.B. Molecular cloning and transcriptional regulation of ompT, a ToxR-repressed gene in Vibrio cholerae. Mol. Microbiol. 2000; 35(1):189-203.
17. Martinez-Govea A., Ambrosio J., Gutierrez-Coogco L., Flisser A. Identification and strain differentiation of Vibrio cholerae by using polyclonal antibodies against outer membrane proteins. Clin. Diagn. Lab. Immunol. 2001; 8(4):768-71.
18. Merrell D.S., Bailey C., Kaper J.B., Camilli A. The ToxR-mediated organic acid tolerance response of Vibrio cholerae requires OmpU. J. Bacteriol. 2001; 183(9):2746-54.
19. Mey A.R., Craig S.A., Payne S.M. The effects of amino acids supplementation on porin expression and ToxR levels in Vibrio cholerae. Infect. Immun. 2012; 80(2):518-28.
20. Miller V., Mekalanos J.J. A novel suicide vector and its use in construction of insertion mutations: osmoregulation of outer membrane proteins and virulence determinants in Vibrio cholerae requires toxR. J. Bacteriol. 1988; 170(6):2575-83.
21. Osorio C., Martinez-Wilson H., Camilli A. The ompU para-log vca1008 is required for virulence of Vibrio cholerae. J. Bacteriol. 2001; 186(15):5167-71.
22. Potempa J., Pike R.N. Corruption of innate immunity by bacterial proteases. J. Innate Immun. 2009; 1(2):70-87.
23. Provensano D., Klose K.E. Altered expression ofthe ToxR-regulated porins OmpU and OmpT diminishes Vibrio cholerae bile resistance, virulence factors expression and intestinal colonization. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 2000; 97(18):10220-4.
24. Provensano D., Lauriano C.M., Klose K.E. Characterization of
the role of the ToxR--modulated outer membrane porins OmpU and OmpT in Vibrio cholerae virulence. J. Bacteriol. 2001; 183(12):3652-62.
25. Sodeinde O.A., Subrahmanyan Y.V., Stark K., Quan T., Bao Y., Goguen J.D. A surface protease and the invasive character of plague. Science. 1992; 258:1004-7.
26. Song T., Sabharwal D., Wai S.N. VrrA mediates ß/g-dependent regulation of OmpT synthesis in Vibrio cholerae. J. Mol. Biol. 2010; 400:682-8.
27. Skorupski K., Taylor R.K. Cyclic AMP and its receptor protein negatively regulate the coordinate expression of cholera toxin and toxin-coregu-lated pilus in Vibrio cholerae. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997; 94:265-70.
28. Sperandio V., Giron J.A., Silveira W.D., Kaper J.B. The OmpU outer membrane protein, a potential adherence factor of Vibrio cholerae. In/ec. Immun. 1995; 63(11):4433-8.
29. Stumpe S., Schmid R., Stefens D.L., Georgious G., Bakker E.P. Identification of OmpT as the protease that hydrolyzes the antimicrobial peptide protamine before it enters growing cells of E. coli. J. Bacteriol. 1998; 180(15):4002-6.
30. Vandeputte-Rutten L., Kramer R.A., Kroon J., Dekker N., Egmond M.R., Gros P. Crystal structure of the outer membrane protease OmpT fom E. coli suggest a novel catalytic site. EMBO J. 2001; 20:5033-9.
31. Vogel J., Papenfort K. Small non-coding RNA's and the bacterial outer membrane. Curr. Opin Microbiol. 2006; 9(6):605-11.
Authors:
Mishan'kin B.N., Duvanova O.V., Romanova L.V., Shipko E.S., Vodop'yanov A.S. Rostov-on-Don Research Anti-Plague Institute. 117/40, M.Gor'kogo St., Rostov-on-Don, 344002, Russian Federation. E-mail: [email protected]
об авторах:
Мишанькин Б.Н., Дуванова О.В., Романова Л.В., Шипко Е.С., Водопьянов А.С. Ростовский-на-Дону научно-исследовательский противочумный институт. Российская Федерация, 344002, Ростов-на-Дону, ул. М.Горького, 117/40. E-mail: [email protected]
Поступила 04.04.14.
