Эндотелиальная дистрофия Фукса: патогенетические особенности заболевания Текст научной статьи по специальности «Клиническая медицина»

ОРИГИНАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ Научная статья

УДК 617.713

doi: https://doi.Org//10.19163/1994-9480-2024-21-2-73-78

Эндотелиальная дистрофия Фукса: патогенетические особенности заболевания Н.В. Фисенко 1Н, Ю. Юсеф 12, Т.А. Демура 2, А.М. Суббот 1, И.А. Новиков 1, Г.А. Осипян 1

1 Научно-исследовательский институт глазных болезней имени М.М. Краснова, Москва, Россия 2 Первый Московский государственный медицинский университет имени И. М. Сеченова (Сеченовский Университет), Москва, Россия

Аннотация. Эндотелиальная дистрофия (ЭД) Фукса - мультигенное двустороннее заболевание, проявляющееся дисфункцией эндотелия, появлением гутт на эндотелиальной поверхности десцеметовой мембраны (ДМ) и снижением прозрачности роговицы. Цель. Изучить особенности патогенеза ЭД Фукса на основе гистологического, иммуногистохимиче-ского (ИГХ) и иммунофлуоресцентного методов, сканирующей электронной микроскопии (СЭМ). Методы. Образцы ДМ и эндотелия (ДМ-Э) и полнослойной роговицы, полученные у 76 пациентов (85 глаз) с ЭД Фукса, разделены на 1А, 2А, ЗА группы, 15 образцов ДМ-Э (донорская ткань) - на 1Б, 2Б, ЗБ группы. Проводили окрашивание гематоксилином и эозином, ИГХ анализ экспрессии цитокератина АЕ1/АЕ3 и виментина (1А, 1Б группы), фазово-контрастную микроскопию и имму-нофлуоресцентное исследование экспрессии белков плотных межклеточных контактов, ZO-1 (2А, 2Б группы), СЭМ (ЗА, ЗБ группы). Результаты. При ЭД Фукса число ЭК снижено, компенсаторно увеличены площадь ЭК и их ядер, ядерно-цитоплаз-матическое соотношение не отличается между группами. Продукция ZO-1 в ЭК снижена, преимущественно в зоне роста гутт. Отмечена коэкспрессия цитокератина АЕ1/АЕ3 и виментина. Толщина ДМ при ЭД Фукса (19,04 ± 4,13) мкм, в контроле (10,5 ± 0,41) мкм (p < 0,01). Отмечены отек и очаги фиброза в строме и эпителии, экспрессия виментина (клетки стромы) и цитокератина АЕ1/АЕ3 (эпителиальные клетки) при ЭД Фукса. Заключение. Патогенез ЭД Фукса включает в себя постепенную эпителиально-мезенхимальную трансформацию ЭК, сопровождающуюся синтезом гутт, деформирующих цитоскелет ЭК и приводящих к уменьшению числа функционально активных ЭК. В результате возникает изменение проницаемости эндотелиального слоя с развитием отека и фиброза стромы и эпителия роговицы.

Ключевые слова: эндотелиальная дистрофия Фукса, ZO-1, цитокератин, виментин, эпителиально-мезенхимальная трансформация

ORIGINAL RESEARCHES Original article

doi: https://doi.Org//10.19163/1994-9480-2024-21-2-73-78

Fuchs endothelial corneal dystrophy: aspects of pathogenesis N.V. Fisenko 1H, Yu. Yusef1 2, T.A. Demura 2, A.M. Subbot 1, I.A. Novikov 1, G.A. Osipyan 1

1 M.M. Krasnov Scientific Research Institute of Eye Diseases, Moscow, Russia 2I. M. Sechenov First Moscow State Medical University (Sechenov University), Moscow, Russia

Abstract. Fuchs endothelial corneal dystrophy (FECD) - multigenic bilateral disorder, characterized by dysfunction of corneal endothelium cells (CECs) that eventually results in loss of transparency. Purpose: To evaluate the pathogenesis of FECD with histological and immunohistochemical methods, immunofluorescence, scanning electron microscopy (SEM). Methods: Endothelium-Descemet membrane (EDM) complexes, corneal buttons were obtained from 76 patients (85 eyes) with FECD during keratoplasty and divided into 1A, 2A, 3A groups, 15 EDMs (donor tisuue) - 1B, 2B, 3B groups (control). Morphological (hematoxylin/eosin staining) and immunohistochemical (primary antibodies to cytokeratin AE1/AE3 and vimentin) studies (1A, 1B groups), phase-contrast microscopy and immunofluorescence analysis of tight junction protein ZO-1 (2A, 2B groups), SEM (3A, 3B groups) were performed. Results: FECD is characterized by decline of CECs, cell and nuclear enlargement. Nuclear-cytoplasmic ratio of CECs is relative to control. CECs expression ZO-1 is decreased in the area of guttae ingrowth. Coexpression of cytokeratin AE1/AE3 and vimentin is found. Morphological and immunohistochemical studies show DM' thickening, stromal and epithelial edema and local fibrosis, vimentin (stromal cells) and cytokeratin AE1/AE3 (epithelium) expression in FECD. Conclusion: Pathogenesis of FECD include CECs' epithelial-mesenchymal transition, followed by guttae formation - the excrescences, which destroy cytosketon and lead to progressive loss of CECs. Changes in permeability of endothelium cause edema and fibrosis of stroma and epithelial layer.

Keywords: fuchs endothelial corneal dystrophy, ZO-1, cytokeratin, vimentin, epithelial-mesenchymal transition

Как известно, дистрофии роговицы - это группа двусторонних генетически детерминированных заболеваний, характеризующихся различной степенью пенетрантности и экспрессивности. Так, эндотели-

альная дистрофия (ЭД) Фукса впервые была описана E. Fuchs в 1910 г. у 13 пациентов как хронический отек поверхностных слоев роговицы с медленно прогрессирующим течением [1]. В последующие годы было

© Фисенко Н.В., Юсеф Ю, Демура Т.А., Суббот А.М., Новиков И.А., Осипян Г.А., 2024 © Fisenko N.V., Yusef Yu., Demura T.A., Subbot A.M., Novikov I.A., Osipyan G.A., 2024

JOURNAL MEDICAL UNIVERSITY

установлено, что причиной развития данного патологического состояния является необратимое постепенное снижение количества эндотелиальных клеток (ЭК) роговицы в сочетании с появлением каплевидных образований (гутт) на эндотелиальной поверхности дес-цеметовой мембраны (ДМ). В условиях дефицита ЭК, уменьшения их метаболической активности и нарушения целостности межклеточных контактов возникает дисфункция эндотелиального слоя. Прогрессирование данного состояния приводит к повышению проницаемости стромы роговицы для влаги передней камеры глаза с развитием отека и буллезными изменениями эпителиального слоя [2, 3]. Вместе с тем, в доступной литературе существуют немногочисленные данные комплексного структурного анализа образцов роговицы при ЭД Фукса, удаленных во время кератопластики с использованием различных методов исследования [4, 5, 6].

ЦЕЛЬ РАБОТЫ

Изучить особенности патогенеза эндотелиальной дистрофии Фукса на основе гистологического, имму-ногистохимического и иммунофлуоресцентного методов, а также сканирующей электронной микроскопии.

Гистологические и иммуногистохимические методы. Образцы ДМ-Э (1А и 1Б группы) и полно-слойной роговичной ткани (1А группа) фиксировали в 10%-м нейтральном растворе формалина с фосфатным буфером, изготавливали парафиновые блоки и срезы. 3-4 среза каждого образца окрашивали гематоксилином и эозином, 9 срезов использовали для иммуногистохимического (ИГХ) исследования. ИГХ-реакции выполняли по стандартным протоколам с использованием первичных моноклональных антител к цитокератину AE1/AE3 (Cytokeratin AE1/AE3, Dako Inc., Дания, 1:200) и виментину (V9, Dako Inc., Дания, 1:200). ИГХ-реакцию считали положительной при темно-коричневом окрашивании цитоплазмы кле-

МЕТОДИКА ИССЛЕДОВАНИЯ

В исследование были включены 76 пациентов (85 глаз) с клиническим диагнозом ЭД Фукса, которым проводили стандартное офтальмологическое обследование и оптическую когерентную томографию (ОКТ) роговицы (К1\ие-100, Орй\ие, США). Снижение прозрачности стромы и эпителия вследствие отека и буллезных изменений (по данным биомикроскопии и ОКТ) было показанием к выполнению эндотелиальной кератопластики (трансплантация ДМ или задняя автоматизированная кератопластика). Во время операции в каждом случае проводили забор образцов роговичной ткани (комплекс ДМ и эндотелия - ДМ-Э). В случае наличия участков стромы высокой оптической плотности и неоваскуляри-зации проводили сквозную кератопластику, при которой получали биоптаты полнослойной роговицы.

В зависимости от метода структурного анализа все образцы роговичной ткани были разделены на 3 группы: 1А, 2А, 3А. В качестве контроля (группы 1Б, 2Б, 3Б) использовали 15 комплексов ДМ-Э, выделенных из донорских корнеосклеральных дисков [срок хранения в консервационной среде Борзенка-Мороз (2 ± 1) сут., глазной тканевой банк ФГБНУ «НИИ глазных болезней имени М.М. Краснова»] (см. табл.).

ток. Визуализацию осуществляли микроскопом Leica DM-2500 с фотокамерой Leica DFC 295 и программным обеспечением Leica Application Suite V4.8 (Leica Microsystems, Швейцария). Морфометрический анализ ДМ комплексов ДМ-Э и полнослойных роговиц включал в себя определение среднего значения ее толщины, измеренной в 3 зонах (дистанция 5 мкм) каждого среза, окрашенного гематоксилином и эозином.

Фазово-контрастная микроскопия и иммуноф-луоресцентное исследование. Образцы комплексов ДМ-Э (2А и 2Б группы) фиксировали в 10%-м нейтральном растворе формалина с фосфатным буфером. После пермеабилизации и блокировки неспецифического связывания проводили реакцию с первичными

Характеристика методов и материала исследования

Методы Гистологическое, иммуногистохимическое исследование (световая микроскопия -светлое поле) Фазово-контрастная микроскопия, иммунофлуоресцентное исследование (световая микроскопия - флуоресценция, фазовый контраст) Сканирующая электронная микроскопия

Группы 1А 1Б 2А 2Б 3А 3Б

ДМ-Э /полнослойная роговица 51/9 7/0 21/0 6/0 4/0 2/0

Количество пациентов (глаз) 53 (60)1 7 20 (21)2 6 4 (4) 2

Пол (м/ж) 20/33 3/4 7/13 3/3 1/3 1/1

Возраст, лет (М ± SD) 72,32 ± 9,91 61,14 ± 7,54 69,3 ± 8,67 62,0 ± 10,24 67,25 ± 6,7 49,0 и 54,0

1 Комплексы ДМ-Э 4 пациентов, полученные в каждом случае при кератопластике на контралатеральном глазу, включены в 2А группу.

2 Комплекс ДМ-Э, полученный у 1 пациента, при кератопластике на контрлатеральном глазу, включен в ЗА группу.

антителами к белку плотных межклеточных контактов zonula occludens-1 (ZO-1, Thermo Fisher Scientific, США, 1 : 100). Вторичные антитела были конъюгированы с меткой Alexa Fluor 594 (Thermo Fisher Scientific, США, 1 : 750). Ядра ЭК докрашивали Hoechst 33342 (Thermo Fisher Scientific, США, 1мкг/мл). Визуализацию выполняли на микроскопе Leica DM-2500 с фотокамерой Leica DFC 295 (Leica Microsystems, Швейцария) в режимах детекции флуоресценции и фазового контраста. На 5-6 изображениях (размер 173,52 х 128,81 мкм) каждого плоскостного препарата ДМ-Э определяли количество и площадь клеток, а также их ядер в программе ImageJ (США), после чего вычисляли ядерно-цитоплазматическое отношение (ЯЦО).

Метод сканирующей электронной микроскопии (СЭМ). Образцы комплексов ДМ-Э (3А и 3Б группы) последовательно контрастировали по протоколу производителя хлоридом неодима и ацетатом свинца (BioREE-B, Глаукон, Россия). Полученные образцы исследовали на сканирующем электронном микроскопе Zeiss EVO LS10 (Zeiss, Германия) в режиме низкого вакуума (70 Па), ускоряющего напряжения 20-25 кВ, токе зонда 126-320 пА, с использованием детектора обратно-рассеянных электронов (BSE).

Статистический анализ данных осуществляли с использованием программы SPSS 26 (IBM, США). При нормальном распределении количественные переменные были представлены в виде среднего арифметического (M) и стандартного отклонения (SD). Статистически значимыми различия между двумя независимыми выборками считали при p < 0,05 (Т-критерий Стьюдента).

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Гистологическое и иммуногистохимическое исследование. Во всех образцах 1А группы обнаружена умеренная экспрессия цитокератина AE1/AE3 (маркера эпителиальных клеток) в ЭК (рис. 1а). При этом в отдельных случаях отмечена умеренная коэкспрес-сия виментина, что свидетельствует о переходе фенотипа ЭК в фибробластоподобный (рис. 1б). Сходные результаты были получены Hidayat A.A. и соавт. [7], а проведенные исследования показали, что постепенная эпителиально-мезенхимальная трансформация ЭК при ЭД Фукса вызывает продукцию ими компонентов внеклеточного матрикса (ВКМ), которые накапливаются на поверхности ДМ [6, 8, 9]. Так, во всех образцах 1А группы отмечена волнистая эндотелиальная поверхность ДМ с гуттами. Морфометрический анализ толщины ДМ в обеих группах показал ее увеличение при ЭД Фукса, (19,04 ± 4,13) мкм, по сравнению с контролем (10,5 ± 0,41) мкм, p < 0,01 (рис. 1в, г). В задних отделах стромы полнослойных роговиц 1А группы обнаружены плотно организованный ВКМ, единичные

JOURNAL = OF VOLGOGRAD STATE MEDICAL UNIVERSITY

кератоциты и сосуды. В некоторых образцах подобные изменения распространяются в вышележащие отделы. Однако наиболее часто ВКМ средней и передней стромы имеет рыхлое волокнистое строение, с новообразованными сосудами и выраженной клеточной (кератоциты, макрофаги, лимфоциты) инфильтрацией, которая практически не определяется под боуменовой мембраной. Высокий уровень экспрессии виментина отмечен в кератоцитах, лимфоцитах, макрофагах и эндотелии новообразованных сосудов - клетках ме-зенхимального происхождения (рис. 1д). На всех срезах (окраска гематоксилином и эозином) выявлены зоны деформации или разрыва боуменовой мембраны. Эпителиальный слой неравномерный с интраэпители-альными кистами и плотной соединительной тканью, а также локальным отсутствием клеток на базальной мембране. Кроме того, обнаружены дистрофические изменения клеток и выраженная экспрессия цитокератина AE1/AE3 (рис. 1е).

Таким образом, изменения стромы и эпителия пол-нослойных роговиц, включенных в 1А группу, свидетельствуют о разных стадиях хронического локального воспалительного процесса: отеке, неоваскуляризации и ремоде-лировании ткани с исходом в фиброз - что подтверждает результаты ранее проведенных исследований [3].

Иммунофлуоресцентное исследование. Сравнительный анализ состояния эндотелиального слоя образцов ДМ-Э 2А и 2Б групп выявил уменьшение количества клеток, синтезирующих белок ZO-1, при ЭД Фукса, по сравнению с контролем (рис. 2а, б). В связи с тем, что визуализация некоторых клеток была затруднена, их количество определяли как среднее значение абсолютного числа ядер в каждом из изображений исследуемого образца. В результате было установлено, что в комплексах ДМ-Э, включенных во 2А группу, количество ЭК снижено (27,19 ± 12,77), по сравнению с контролем (50,82 ± 10,73). Площадь клеток ДМ-Э при ЭД Фукса составляет (490,99 ± 146,12) мкм2 и достоверно превышает аналогичный показатель в образцах 2Б группы, (343,69 ± 85,14) мкм2. Подобные изменения подтверждают описанный ранее феномен «распластывания» ЭК при их дефиците и слабой пролиферации in vivo [10]. Кроме того, механическая деформация клеточных мембран и цитоскелета, а также разрушение межклеточных контактов вызваны прогрессирующим ростом гутт в направлении от ДМ к ЭК. Так, при световой микроскопии в образцах ДМ-Э 2А группы визуализируются ядра вытянутой формы, смещенные к периферии ЭК (рис. 2а). Кроме того, обнаружено достоверное увеличение их площади (55,14 ± 19,02) мкм2, по сравнению с контролем (31,51 ± 13,02) мкм2. Вместе с тем, ЯЦО - показатель морфо-функционального состояния ЭК - не отличается в образцах 2А и 2Б групп, (0,14 ± 0,05) и (0,12 ± 0,04) соответственно, p = 0,329.

Рис. 1. Роговица при эндотелиальной дистрофии Фукса (ЭД Фукса) и в норме: а — цитокератин АЕ1/АЕ3 в эндотелиальных клетках (ЭК) при ЭД Фукса, х200; б — виментин в ЭК при ЭД Фукса, х400; в — десцеметова мембрана и ЭК при ЭД Фукса, х100, гематоксилин и эозин, ЭК (белая стрелка), гутты (черная стрелка); г — десцеметова мембрана и ЭК в норме, х100, гематоксилин и эозин, ЭК (белая стрелка); д — виментин в клетках стромы при ЭД Фукса, х200; е — цитокератин АЕ1/АЕ3 в эпителиальных клетках при ЭД Фукса, х200

Рис. 2. Эндотелий и десцеметова мембрана при эндотелиальной дистрофии Фукса (а) и в норме (б). Съемка в режиме детекции флуоресценции (белки межклеточных контактов 20-1 окрашены в красный цвет, ядра - в синий цвет) и фазового контраста (гутты отмечены белыми стрелками); у630

Таким образом, выявленные изменения мор-фометрических параметров ЭК подтверждают, что снижение прозрачности роговицы при ЭД Фукса обусловлено патологическими изменениями эн-дотелиального слоя, возникающими, в том числе, на фоне прогрессирующего роста гутт. Вместе с тем, отсутствие отклонения ЯЦО от показателей контроля, свидетельствует о том, что данные ЭК находятся в состоянии относительной компенсации и сохраняют функциональную активность. Представленные результаты иммунофлуоресцент-ного исследования коррелирует с тем, что все образцы ДМ-Э, включенные во 2А группу, были получены при эндотелиальной кератопластике у пациентов с ЭД Фукса без клинических признаков фиброза стромы.

JOURNAL = OF VOLGOGRAD STATE MEDICAL UNIVERSITY

Сканирующая электронная микроскопия. На изображениях образцов ДМ-Э ЗА и 3Б групп был проведен сравнительный анализ пространственного расположения ЭК относительно друг друга и окружающих структур (рис. За-в). Так, в норме (ЗБ группа) полигональные ЭК с яркими ядрами округлой формы образуют монослой на поверхности ДМ (рис. Зв). При ЭД Фукса на изображениях ДМ-Э визуализируется иррегулярный пласт измененных ЭК и округлые образования ВКМ - гутты. Выявлена патологическая взаимосвязь между расположением этих структур. Так, гутты проминируют кпереди, приводя к деформации и выраженному полиморфизму ЭК (рис. За). На большем увеличении видно, что некоторые ЭК увеличены, их цитоплазматические мембраны истончены и расположены над гуттой, которая представляет собой плотноорганизованную структуру (рис. Зб).

Рис. 3. Изображение эндотелиальных клеток (ЭК) и десцеметовой мембраны при эндотелиальной дистрофии Фукса (ЭД Фукса) и в норме. Сьемка методом сканирующей электронной микроскопии в режиме BSE (а, б - десцеметова мембрана и ЭК при ЭД Фукса: цитоплазматическая мембрана ЭК (оранжевые, зеленые, желтые стрелки), ядро (синяя стрелка), гутта (красная звездочка); в - десцеметова мембрана и ЭК в норме: цитоплазматическая мембрана ЭК (оранжевая стрелка), ядро (синяя стрелка), десцеметова мембрана (зеленая звездочка).

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Таким образом, патогенез ЭД Фукса включает в себя постепенную эпителиально-мезенхимальную трансформацию ЭК, сопровождающуюся синтезом ВКМ - гутт, неуклонный рост которых деформирует цитоскелет ЭК. В результате нарушения межклеточных взаимодействий и уменьшения количества функционально активных ЭК возникает изменение проницаемости эндотелиального слоя с развитием хронического отека стромы и эпителия роговицы. В связи с этим патогенетически обусловленным способом восстановления прозрачности роговицы является эндоте-лиальная кератопластика с селективным замещением измененного комплекса ДМ-Э. Длительное течение ЭД Фукса, как правило, характеризуется критическим снижением числа функционально активных ЭК, переходом отека стромы в фиброз. Подобное состояние является показанием к проведению сквозной кератопластики, то есть замещению полнослойной роговицы аналогичной донорской тканью.

СПИСОК ИСТОЧНИКОВ / REFERENCES

1. Fuchs E. Dystrophia epithelialis corneae. Graefes Arhiv für Ophthalmologie. 1910;76:478-508. doi:10.1007/BF01986362.

2. Matthaei M., Hribek A., Clahsen T. et al. Fuchs endothelial corneal dystrophy: clinical, genetic, pathophysiologic, and therapeutic aspects. Annu Rev Vis Sci. 2019;5:151-175. doi: 10.1146/annurev-vision-091718-014852.

3. Ong Tone S., Kocaba V., Böhm M. et al. Fuchs endothelial corneal dystrophy: The vicious cycle of Fuchs pathogenesis. Prog Retin Eye Res. 2021;80:100863. doi: 10.1016/j.preteyeres.2020.100863.

4. Brockmann T., Brockmann C., Maier A.B. et al. Primary Descemet's membrane endothelial keratoplasty for Fuchs endothelial dystrophy versus bullous keratopathy: histopathology and clinical results. Curr Eye Res. 2018;43(10):1221-1227. doi: 10.1080/02713683.2018.1490773

5. De Roo A.K., Janssens T., Foets B., van den Oord J.J. Immunohistochemical Profiling of Corneas With Fuchs Endothelial Corneal Dystrophy. Cornea. 2017;36(7):866-874. doi: 10.1097/IC0.0000000000001212.

ВЕСТНИК JOURNAL

! ВОЛГОГРАДСКОГО ГОСУДАРСТВЕННОГО OF VOLGOGRAD STATE I

МЕДИЦИНСКОГО УНИВЕРСИТЕТА MEDICAL UNIVERSITY

6. Okumura N., Minamiyama R., Ho L. et al. Involvement in Fuchs Endothelial Corneal Dystrophy. Sci Rep. 2016;6:23096. of ZEB1 and Snaill in excessive production of extracellular doi: 10.1038/srep23096.

matrix in Fuchs endothelial corneal dystrophy. Laboratory 9. Weller J.M., Zenkel M., Schlotzer-Schrehardt U. et al.

Investigation. 2015;95:1291-1304. Extracellular matrix alterations in late-onset Fuchs' corneal

7. HidayatA.A., Cockerham G.C. Epithelial metaplasia of dystrophy. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2014;55(6):3700-3708. the corneal endothelium in Fuchs endothelial dystrophy. Cornea. doi: 10.1167/iovs.14-14154.

2006;25(8):956-959. doi: 10.1097/01.ico.0000228786.84581.ee. 10. Joyce N.C. Proliferative capacity of the corneal

8. Xia D., Zhang S., Nielsen E. et al. The Ultrastructures endothelium. Prog Retin Eye Res. 2003;22(3):359-389. and Mechanical Properties of the Descement's Membrane doi:10.1016/s1350-9462(02)00065-4.

Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией настоящей статьи. Информация об авторах

Наталья Владимировна Фисенко - кандидат медицинских наук, старший научный сотрудник, Научно-исследовательский институт глазных болезней имени М.М. Краснова, Москва, Россия; и [email protected]

Юсеф Наим Юсеф - доктор медицинских наук, профессор, директор, Научно-исследовательский институт глазных болезней имени М.М. Краснова, Москва, Россия; [email protected]

Татьяна Александровна Демура - доктор медицинских наук, директор Института клинической морфологии и цифровой патологии, Первый Московский государственный медицинский университет имени И. М. Сеченова (Сеченовский Университет), Москва, Россия; [email protected]

Анастасия Михайловна Суббот - кандидат медицинских наук, старший научный сотрудник, Научно-исследовательский институт глазных болезней имени М.М. Краснова, Москва, Россия; [email protected]

Иван Александрович Новиков - старший научный сотрудник, Научно-исследовательский институт глазных болезней имени М.М. Краснова, Москва, Россия; [email protected]

Григорий Альбертович Осипян - доктор медицинских наук, заведующий отделом патологии оптических сред глаза; Научно-исследовательский институт глазных болезней имени М.М. Краснова, Москва, Россия, [email protected]

Статья поступила в редакцию 12.03.2024; одобрена после рецензирования 07.05.2024; принята к публикации 10.06.2024.

Competing interests. The authors declare that they have no competing interests. Information about the authors

Natalia V. Fisenko - Candidate of Medical Sciences, Senior Researcher, M.M. Krasnov Scientific Research Institute of Eye Diseases, Moscow, Russia; e [email protected]

Yousef Naim Yousef - Doctor of Medical Sciences, Professor, Director, M.M. Krasnov Scientific Research Institute of Eye Diseases, Moscow, Russia; [email protected]

TatyanaA. Demura - MD, Director of the Institute of Clinical Morphology and Digital Pathology, I. M. Sechenov First Moscow State Medical University (Sechenov University), Moscow, Russia; [email protected]

Anastasia M. Subbot - Candidate of Medical Sciences, Senior Researcher, M.M. Krasnov Scientific Research Institute of Eye Diseases, Moscow, Russia; [email protected]

Ivan A. Novikov - Senior Researcher, M.M. Krasnov Scientific Research Institute of Eye Diseases, Moscow, Russia; i.novikov@ niigb.ru

Grigory A. Osipyan - MD, Head of the Department of Pathology of Optical Media of the Eye; M.M. Krasnov Scientific Research Institute of Eye Diseases, Moscow, Russia, [email protected]

The article was submitted 12.03.2024; approved after reviewing 07.05.2024; accepted for publication 10.06.2024.