CC BY
47
ВЗАИМООТНОШЕНИЕ ПРОЦЕССОВ ПРОГРЕССИРОВАНИЯ МНОЖЕСТВЕННОЙ ЛЕКАРСТВЕННОЙ УСТОЙЧИВОСТИ В ОПУХОЛИ И МОРФОЛОГИЧЕСКИХ ИЗМЕНЕНИЙ В ПЕЧЕНИ У МЫШЕЙ С ПЕРЕВИВАЕМОЙ ЛИМФОСАРКОМОЙ RLS40
40
В УСЛОВИЯХ ПОЛИХИМИОТЕРАПИИ
Александра Васильевна СЕНЬКОВА1, Татьяна Августовна АГЕЕВА2, Марина Аркадьевна ЗЕНКОВА3
Научный центр клинической и экспериментальной медицины СО РАМН 630117, г. Новосибирск, ул. Тимакова, 2
2ГОУ ВПО Новосибирский государственный медицинский университет Росздрава 630091, г. Новосибирск, Красный пр., 52
3Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН
630090, г. Новосибирск, пр. академика Лаврентьева, 8
В исследовании изучены прогрессирование лекарственной устойчивости резистентной лимфосаркомы мыши RLS40 и структурные особенности токсического поражения печени при полихимиотерапии (ПХТ). Объемная плотность ткани опухоли в состоянии апоптотического распада после четырех курсов ПХТ уменьшалась в 1,7 раз по сравнению с опухолью после одного курса ПХТ. Уровни экспрессии генов тёг1Ь, Ьс1-2 и р53 в клетках опухоли после четырех курсов ПХТ были выше, чем в интактной опухоли, в 1,3, 2,3 и 1,6 раза соответственно. Также проведение многокурсовой ПХТ сопровождалось значительным увеличением экспрессии Р-гликопротеина на мембране опухолевых клеток. Нарастание лекарственной устойчивости пассированной опухоли в результате воздействия на нее четырех курсов ПХТ сопровождалось повышением токсической нагрузки на печень, подвергавшейся одному курсу ПХТ, что привело к увеличению объемной плотности некрозов паренхимы печени в 1,4 раза и снижению численной плотности двуядерных гепатоцитов в 1,8 раза. Также нарастание лекарственной резистентности опухоли сопровождалось более выраженной активацией Р-гликопротеина в печени под действием ПХТ, что может изменять метаболизм лекарственных препаратов и таким образом влиять на токсичность и эффективность ПХТ.
Ключевые слова: резистентная лимфосаркома, полихимиотерапия, множественная лекарственная устойчивость, гепатотоксичность.
Введение выведением вещества в межклеточную среду
Несмотря на значительные достижения проти- АТФ-зависимым трансмембранным белком Р-гли-воопухолевой терапии гемобластозов [1], имеется копротеином (Р^р), являющимся продуктом гена ряд проблем, сдерживающих полноценное и мак- МБЯ1, до нарушения механизмов апоптоза в са-симально эффективное использование программ- мих опухолевых клетках (мутация или снижение ной полихимиотерапии (ПХТ): во-первых, это экспрессии генар53, нарушающие его проапопто-выраженная токсичность многокурсовой ПХТ [2], тическую функцию и/или гиперэкспрессия гена во-вторых - формирование в опухоли множествен- Ьс1-2, вызывающая нечувствительность клеток к ной лекарственной устойчивости (МЛУ), то есть индукции апоптоза) [4].
приобретение опухолевыми клетками перекрест- Исследование фармакокинетики противоопу-ной резистентности к цитостатикам с разными холевых препаратов свидетельствует о том, что механизмами действия и внутриклеточными ми- они, как и большинство лекарственных средств, шенями [3]. Эти две проблемы могут усугублять подвергаются биотрансформации в печени с об-друг друга и значительно снижать эффективность разованием токсических метаболитов, которые лечения. могут вызвать поражение гепатоцитов [5]. Пора-
Резистентность опухолевых клеток к ПХТ мо- жение печени является одним из основных фак-жет быть следствием разнообразных процессов: торов, ограничивающих проведение программ-
от снижения внутриклеточной концентрации ной ПХТ в полном объеме, поскольку развитие противоопухолевого препарата, обусловленного постцитостатических осложнений в этом органе
Сенькова А.В. — к.м.н., н.с. лаборатории структурных основ патогенеза социально-значимых заболеваний, e-mail: [email protected]
Агеева Т.А. — д.м.н., проф. кафедры патологической анатомии, e-mail: [email protected] Зенкова М.А. — д.б.н., проф., зав. лабораторией нуклеиновых кислот, e-mail: [email protected]
в сочетании с синдромом эндогенной интоксикации, который развивается при большинстве злокачественных новообразований, может быть причиной смертельных исходов у больных в период химиотерапевтического лечения [6].
Мембранный транспортер Р^р — белковый продукт гена МБЯ1 — обнаруживается в клетках органов, участвующих в метаболизме и выведении лекарственных препаратов, в том числе и в печени [7]. Изменение его экспрессии развивается в ответ на воздействие различных повреждающих агентов [8]. Данное обстоятельство может изменять процессы метаболизма цитостатиков в органах и тканях и, соответственно, влиять на эффективность лечения и токсичность ПХТ [9].
Изучение взаимосвязи структурных изменений в печени и прогрессирования МЛУ в опухоли, возникающих после воздействия нескольких курсов ПХТ, представляет интерес как для клинической, так и для экспериментальной медицины.
Цель исследования — изучить особенности патоморфологических изменений в печени мышей в условиях прогрессирования МЛУ перевиваемой лимфосаркомы RLS40 в процессе многокурсовой ПХТ.
Материал и методы
Работа выполнена на10—14-недельных самцов мышей линии CBA/LacSto (далее СВА) разводки питомника Института цитологии и генетики СО РАН. В экспериментах использовали резистентную лимфосаркому мыши RLS40. Эта опухоль изначально проявляет МЛУ-фенотип, который соответствует статусу опухоли у пациентов после ПХТ или опухоли, изначально не чувствительной к стандартным схемам ПХТ, используемым в качестве терапии первой линии при большинстве гемобластозов [10].
Суспензию клеток опухоли RLS40 в физиологическом растворе (5 х 106 клеток/мл) объемом
0,1 мл трансплантировали мышам внутримышечно в правую заднюю лапу для формирования солидной опухоли. На 7-ой день опухолевого роста мышей делили на две группы. Животные первой группы получали стандартную комбинацию цито-статиков (схема СНОР), мышам второй группы не вводили лекарственных препаратов (контроль). Препараты растворяли в физиологическом растворе непосредственно перед использованием и вводили в дозировках, составивших 1/5 ЛД50: ци-клофосфан — 50 мг/кг, доксорубицин — 4 мг/кг, винкристин — 0,1 мг/кг однократно в хвостовую вену, преднизолон — 5 мг/кг в течение 5 дней внутрибрюшинно. Контрольные животные получали инъекции физиологического раствора внутрибрюшинно. На 10-е сутки после введения цитостатиков (17-е сутки роста опухоли) мышей умерщвляли, из опухолевой ткани готовили суспензию опухолевых клеток и определяли их ко-
личество путем подсчета в камере Горяева. Далее суспензию разводили так, чтобы концентрация опухолевых клеток составляла 5 х 106 клеток/мл. Часть суспензии использовали для внутримышечной трансплантации интактным животным в количестве 5х106 кл/мл в объеме 0,1 мл, а часть — для приготовления первичной культуры клеток. На 7-е сутки после имплантации опухоли, подвергавшейся ПХТ, мышам снова проводили курс ПХТ (СНОР), а контрольную группу оставляли без лечения. Всего было проведено четыре пассажа опухоли с последующим введением цитоста-тиков.
Забор материала для гистологического и молекулярно-биологического исследований производили на 7-е сутки после введения цитостати-ков при первом пассаже опухоли и на 10-е сутки при проведении остальных пассажей опухоли и соответствующих курсов ПХТ.
Для гистологического и иммуноморфологи-ческого исследований опухолевые узлы и печень экспериментальных животных фиксировали в 10%-ном растворе нейтрального формалина. Забранные образцы подвергали стандартной обработке: производили обезвоживание в растворах этилового спирта возрастающей концентрации, просветляли ксилолом и заключали в парафин. Парафиновые срезы окрашивали гематоксилином и эозином. При морфометрическом исследовании опухоли определяли объемные плотности (Vv) некрозов и апоптозов в ткани опухоли. При морфометрическом исследовании печени подсчитывали объемные плотности нормальной паренхимы печени, дистрофически измененных гепатоцитов, некрозов паренхимы печени и численную плотность двуядерных гепатоцитов как показатель ре-паративных процессов в паренхиме печени.
Иммуноморфологическое исследование ткани опухоли и печени выполняли согласно методическим рекомендациям фирмы-производителя («Abeam», Англия). Перед реакцией иммунного окрашивания производили демаскировку антигенов тканей посредством нагревания на водяной бане в 10 мМ цитратном буфере (pH 6,0), блокировали эндогенную пероксидазу 3%-ным раствором Н2О2. Затем инкубировали срезы с первичными антителами к P-gp (ab 3364, «Abeam», Великобритания) по стандартной методике в разведении 1 : 40. Для иммунного окрашивания использовали полимерную систему детекции с пероксидазной меткой Novolink Polymer («Novocastra», Великобритания). Ядра клеток докрашивали гематоксилином.
Оценку иммуногистохимического окрашивания препаратов опухоли и печени проводили по-луколичественным методом. При исследовании препаратов опухоли, окрашенных антителами к P-gp, рассчитывали индекс метки как отношение числа иммуногистохимически позитивных клеток
с окрашенной мембраной на 100 опухолевых клеток. При исследовании препаратов печени, окрашенных P-gp, использовали полуколичественную шкалу интенсивности окраски цитоплазматической мембраны гепатоцитов: отсутствие экспрессии — мембрана не окрашена; низкий уровень экспрессии — мембрана окрашена по периметру < 50 %; средний (умеренный) уровень экспрессии — мембрана окрашена по периметру > 50 %; высокий уровень экспрессии — мембрана окрашена полностью по всему периметру (100 %).
Уровни экспрессии генов, участвующих в формировании МЛУ (mdrlb, p53, bcl-2), определяли методом обратной транскрипции — полимеразной цепной реакции (ОТ-ПЦР) с использованием в качестве внутреннего стандарта мРНК р-актина. Для этого из первичной культуры клеток опухоли RLS40, полученной после каждого курса ПХТ, выделяли суммарную клеточную РНК e помощью SDS/фенольной экстракции согласно описанной методике [11]. Далее проводили синтез кДНК в буфере с использованием суммарной клеточной РНК, рандомизированного гексануклеотидного праймера и обратной транскриптазы M-MLV.
Последовательности специфических праймеров к генам mdrlb, bcl-2, p53 и р-актину для проведения полимеразной цепной реакции (ПЦР) были выбраны с использованием программы OLIGOS и синтезированы в технологической лаборатории Института химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН: mdrlb (5,-CTGCTGTTGGCGTATTTGGG-3\ 5’-TGGCAGAATACTGGCTTCTGCT-3’, 170 пар нуклеотидов, п. н.),
bcl-2 (5'-TCGCAGAGATGTCCAGTCAGC-3’, 5’-CATCCCAGCCTCCGTTATCC-3’, 255 п. н.), p53 (5'-GAACCGCCGACCTATCCTTAC-3’, 5’-GTTTGGGCTTTCCTCCTTGAT-3’, 412 п. н.), Р-актин (5'-AGCCATGTACGTAGCCATCCA-3’, 5’-TCTCCGGAGTCCATCACAATG-3’, 81 п. н.).
Продукты ПЦР разделяли с помощью электрофореза в 8%-ном полиакриламидном геле. Полученные изображения полос обрабатывали с помощью компьютерной денситометрии (Gel-Pro Analyzer 4.0). Для определения уровня экспрессии мРНК интегральную оптическую плотность полос, соответствующих ген-специфическим ПЦР-продуктам, нормализовали на оптическую плотность продукта р-актина.
Статистическую обработку результатов проводили с помощью программ Statistica, MS Excel, OriginPro 7.5, вычисляли среднее арифметическое значение (М), ошибку среднего арифметического значения (m) и представляли в виде M ± m. Для выявления статистической значимости различий использовали параметрический критерий Стью-дента. Различия сравниваемых величин считали достоверными при р < 0,05.
Результаты и обсуждение
Опухоли пассировали от одной мыши к другой с последующим введением цитостатиков с целью провести как можно больше курсов ПХТ, воздействующих на клетки опухоли, что невозможно сделать, проводя несколько курсов ПХТ на одном и том же животном из-за выраженных токсических эффектов ПХТ на организм.
У всех животных на 7-е сутки в месте имплантации формировался солидный опухолевый узел, гистологически построенный из мономорфных атипичных лимфоидных клеток с частыми митозами и инвазивным ростом в мышцы бедра. Метастазы опухоли определялись преимущественно в печени и располагались периваскулярно.
В ткани опухоли без лечения и после проведения ПХТ наблюдали гибель клеток как путем некроза, так и путем апоптоза. При пассировании опухоли без введения цитостатиков доля апопто-тических телец в ткани опухоли не изменялась независимо от номера пассажа, в то время как доля некрозов в ткани опухоли после четвертого пассажа возрастала в 2 раза по сравнению с первым пассажем опухоли. При пассировании опухоли с введением комплекса цитостатиков происходило снижение объемной плотности апоптических телец в 1,7 раза после четырех курсов ПХТ при неизменной доле некрозов, что говорит о повышении устойчивости опухолевых клеток к индукции апоптоза под действием цитостатических препаратов.
На рисунке 1 приведены уровни экспрессии генов шйтІЬ, Ьс1-2 и р53 в клетках опухоли КЬ840 после лечения цитостатиками по сравнению с клетками интактной опухоли. По мере увеличения числа курсов ПХТ, действовавших на опухоль, наблюдали увеличение уровней экспрессии исследуемых генов: после четырех курсов ПХТ уровни экспрессии генов шйтІЬ, Ьс1-2 и р53 возросли по сравнению с исходной опухолью в 1,3, 2,3 и 1,6 раза соответственно.
Интенсивность экспрессии Р^р на мембране опухолевых клеток отражает степень резистентности опухоли к повреждающим воздействиям [12]. Иммуногистохимически было выявлено, что клетки лимфосаркомы ЯЬБ40 исходно экспрессируют Р^р: около 30 % опухолевых клеток изначально являлись Р^р-положительными. Проведение многокурсовой ПХТ сопровождалось значительным увеличением экспрессии данного белка на мембране опухолевых клеток. При пассировании опухоли после проведения первого курса ПХТ количество Р^р-положительных клеток составило 55,5 ± 1,5 %, после второго — 76,9 ± 0,65 %, после третьего — 86,4 ± 1,2 %, а после четвертого курса — 88,2 ± 1,5 %.
Полученные данные свидетельствуют о том, что повторные курсы введения цитостатиков со-
X
к
S
I
СО
5
л
2,01,5 -1,00,5 -0,0
і
Ї
0
GO
Р4
н
X
С
т
CN ^
н н
X X С с
Экспрессия гена mdrlb
Экспрессия гена bcl-2
Экспрессия гена p53
Рис 1. Уровни экспрессии генов, участвующих в формировании МЛУ, в клетках перевиваемой лимфосаркомы ЯЬБ40 после ПХТ
провождаются увеличением экспрессии генов и их белковых продуктов, связанных с фенотипом МЛУ и, следовательно, отражают нарастание лекарственной резистентности в данной опухоли.
Морфологическое исследование показало, что в печени животных-опухоленосителей как без лечения, так и после проведения ПХТ имела место диффузно-очаговая инфильтрация опухолевыми клетками, в прилежащей ткани развивались тяжелые деструктивные и дисциркуляторные изменения: нарушение балочного строения, коллапс синусоидов, гидропическая и баллонная белковая дистрофия гепатоцитов, частые моноцеллю-лярные и очаговые некрозы, центролобулярное полнокровие.
При морфометрическом исследовании было выявлено, что в печени животных экспериментальной группы при увеличении числа курсов ПХТ, воздействовавших на опухоль, от пассажа к пассажу происходит изменение соотношения деструктивных изменений.
При пассировании лимфосаркомы RLS40 без введения цитостатиков инфильтрация ткани печени клетками опухоли сопровождалась тяже-
лыми альтеративными изменениями, прогрессивно нарастающими по мере роста опухоли: с 19,0 і 0,9 % на 8-е сутки после перевивки опухоли до 54,2 і 1,3 % на 21-е сутки роста опухоли. При этом на начальных этапах альтера-тивные изменения в печени были представлены преимущественно дистрофически измененными гепатоцитами, а в более поздние сроки преобладали некрозы паренхимы печени. По мере роста опухоли численная плотность двуядерных гепа-тоцитов снижалась в 2 раза, что свидетельствует о снижении регенерации в печени при прогрессировании опухолевого процесса. Выраженное повреждающее действие последнего на печень может быть связано как с инвазивным ростом клеток опухоли, сдавливающих и/или заполняющих синусоиды, так и с опосредованным действием растущего новообразования на организм опухоленосителя через развитие синдрома эндогенной интоксикации [13].
При сравнении морфологических изменений, развивающихся в печени в одни и те же сроки при последовательных пассажах опухоли без введения цитостатиков, выявлено нарастание доли
Таблица
Результаты морфометрии гистологических срезов печени мышей с перевиваемой лимфосаркомой RLS4g при пассировании опухоли без введения цитостатиков и с последующим проведением ПХТ (M ± m)
Сутки после проведения ПХТ Дистрофия гепатоцитов, Vv (%) Некрозы гепатоцитов, Vv (%)
RLS40 RLS40 + ПХТ RLS40 rls40 + ПХТ
1 пассаж
7-е сутки 16,1 і 0,8 21,9 і 0,7* 19,1 і 1,0 23,1 і 0,8*
2 пассаж
10-е сутки 22,2 і 1,2 18,8 і 0,7* 25,1 і 0,9 25,9 і 0,9
3 пассаж
10-е сутки 16,2 і 0,6 15,1 і 0,7 29,7 і 1,0 27,7 і 0,9
4 пассаж
10-е сутки 17 і 0,8 15,5 і 0,9 33,8 і 1,3 30,6 і 1,0*
Примечание: * - достоверные отличия от значений в группе без проведения ПХТ при р < 0,05.
отсутствие экспрессии Р-др 2,8 %
высокая экспрессия Р-др 12,8 %
умеренная экспрессия Р-др 45 %
низкая экспрессия Р-др 39,4 %
отсутствие экспрессии Р-др 2,1 %
умеренная экспрессия Р-др 44,8 %
1 пассаж опухоли + ПХТ
4 пассаж опухоли + ПХТ
Рис. 2. Экспрессия Р-гликопротеина в гепатоцитах при пассировании лимфосаркомы ЯЬБ40 с последующим проведением ПХТ
некрозов в паренхиме печени после четвертого пассажа в 1,8 раза по сравнению с первым при неизменной доле дистрофически измененных ге-патоцитов (табл.). Численная плотность двуядер-ных гепатоцитов после четвертого пассажа опухоли уменьшилась в 2 раза по сравнению с первым пассажем.
Подобная динамика может быть связана с тем, что в процессе перевивания опухоли «приживаются», формируя впоследствии опухолевую массу, те клетки, в которых экспрессированы механизмы устойчивости к повреждающим воздействиям. В связи с этим можно предположить, что даже простое пассирование опухоли от одного животного к другому без инъекции цитоста-тиков ведет к нарастанию агрессивных свойств опухоли.
При пассировании лимфосаркомы RLS40 с последующим проведением ПХТ на начальных этапах роста опухоли (8-е сутки после перевивки) у животных была выявлена более скудная опухолевая инфильтрация паренхимы печени, при этом объем деструктивных изменений был в 1,5 раза больше по сравнению с контрольной группой животных, которым производили пассирование опухоли без проведения ПХТ. На более поздних сроках роста опухоли (21-е сутки) при проведении ПХТ объемная плотность суммарных деструктивных изменений, представленная преимущественно некрозами паренхимы печени, продолжала нарастать, в 1,8 раза превышая исходный уровень, но оказалась меньше, чем у животных-опухоленосителей, не подвергавшихся цитостати-ческому воздействию, в 1,2 раза.
Подобная закономерность может быть связана с тем, что на раннем этапе развития опухолевого процесса именно цитостатики оказывают выраженное токсическое действие на органы и ткани, превосходя негативное воздействие самой опухо-
ли, а на более поздних сроках после перевивки опухоли ее повреждающее действие превосходит токсический эффект ПХТ.
При сравнении морфологических изменений, развивающихся в печени в одни и те же сроки при пассировании опухоли с последующим проведением ПХТ, было выявлено, что при увеличении числа курсов ПХТ, воздействующих на опухоль, от пассажа к пассажу происходит изменение соотношения деструктивных изменений: если при первом пассаже, когда на опухоль и на печень воздействовал только один курс ПХТ, была приблизительно одинаковая доля дистрофий и некрозов — 21,9 ± 0,7 и 23,1 ± 0,8 %, соответственно, то при четвертом пассаже, когда на опухоль воздействовало четыре курса ПХТ, а на печень — только один, объемная плотность некрозов в печени возросла в 1,3 раза, а дистрофий — уменьшилась в 1,4 раза по сравнению с первым пассажем и составила 15,5 ± 0,9 и 30,6 ± 1 % соответственно (табл.). При проведении ПХТ численная плотность двуядерных гепатоцитов после четвертого пассажа опухоли стала меньше в 1,8 раз, чем при первом пассаже.
Таким образом, клональная селекция клеток опухоли с нарастанием их лекарственной устойчивости может обусловливать повышение токсической нагрузки на печень. Поэтому даже при пассировании опухоли с последующим введением цитостатиков, когда на опухоль воздействует несколько курсов ПХТ, а на печень — только один, происходит более выраженное нарастание тяжелых деструктивных изменений в паренхиме органа.
Печень интактных животных обладает развитой системой мембранных белков-транспортеров: суммарно доля гепатоцитов с умеренным и высоким уровнем экспрессии Р^р составила около 40 % от всей популяции клеток печени. При
пассировании опухоли с последующим введением комплекса цитостатиков, т. е. когда на опухоль воздействовало несколько курсов ПХТ, а на печень — только один, было отмечено увеличение доли гепатоцитов с умеренным и высоким уровнем экспрессии P-gp. При первом пассаже опухоли с проведением ПХТ суммарная доля гепатоцитов с умеренной и высокой экспрессией P-gp составила 57,8 ± 0,45 %, при втором — 59,8 ± 0,5 %, при третьем — 63,3 ± 0,5 %, а при четвертом пассаже — 64,9 ± 0,3 % (рис. 2). Таким образом, по мере нарастания лекарственной резистентности опухоли происходит увеличение экспрессии P-gp на мембране гепатоцитов, реализуя один из механизмов защиты от повреждающего воздействия [14].
Заключение
Таким образом, клональная селекция клеток опухоли с нарастанием их лекарственной резистентности и снижением способности подвергаться апоптозу под действием цитостатиче-ских препаратов может обусловливать повышение токсической нагрузки на печень. Поэтому даже при пассировании опухоли с последующим введением цитостатиков, когда на опухоль воздействует несколько курсов ПХТ, а на печень — только один, происходит более выраженное нарастание деструктивных изменений в паренхиме печени и снижение в ней процессов регенерации. Также было выявлено, что нарастание лекарственной резистентности опухоли сопровождается более выраженной активацией P-gp в печени под действием ПХТ. Этот трансмембранный белок подобно насосу выбрасывает токсические вещества, в том числе и противоопухолевые препараты, из клеток, что может приводить к изменению метаболизма лекарств в печени и нарастанию реальной концентрации цитостатиков в системном кровотоке, что в свою очередь может оказывать влияние на токсичность и эффективность ПХТ. В этой связи является актуальным изучение способов преодоления или уменьшения существенного токсического воздействия ПХТ на организм, в частности, путем индивидуализации программной ПХТ с исходным определением чувствительности опухоли к стандартной панели цитоста-тиков в целях избежания неоправданной цито-статической нагрузки на организм при заведомо резистентном опухолевом процессе.
Список литературы
1. Имянитов Е.Н., Моисеенко В.М. Применение молекулярно-генетического анализа для выбора противоопухолевой терапии // Вопр. онкол. 2008. 54. (2). 121-132.
Imyanitov E.N., Moiseenko V.M. Application of the molecular-genetic analysis to the selection of
antineoplastic therapy // Vopr. onkol. 2008. 54. (2). 121-132.
2. Sanderson H., Brain R.A., Johnson D.J. et al. Toxicity classification and evaluation of four pharmaceuticals classes: antibiotics, antineoplastics, cardiovascular, and sex hormones // Toxicology. 2004. 203. (1-3). 27-40.
3. Ставровская А.А. Клеточные механизмы множественной лекарственной устойчивости опухолевых клеток // Биохимия. 2000 .65. (1). 112126.
Stavrovskaya A.A. Cellular mechanisms of multidrug resistance of tumor cells // Biokhimiya. 2000. 65. 1. 112-126.
4. Filipits M. Mechanisms of cancer: multidrug resistance // Drug Discovery Today. 2004. 1. (2). 229-234.
5. Jaeschke H., Gores G.J., Cederbaum A.I. et al. Mechanisms of hepatotoxicity // Toxicol. Sci. 2002. 65. 166-176.
6. Лосева М.И., Поспелова Т.И., Солдатова Г.С. и др. Отдаленные последствия противоопухолевой терапии гемобластозов. Новосибирск: Art-avenue, 2005. 364 с.
Loseva M.I., Pospelova T.I., Soldatova G.S. et al. Remote consequences of antineoplastic therapy of he-moblastosis. Novosibirsk: Art-avenue, 2005. 364 p.
7. Ambudkar A.S.V., Kimchi-Sarfaty C, Sauna Z.E., Gottesman M.M. P-glycoprotein: from genomics to mechanism // Oncogene. 2003. 22. (47). 7468-7485.
8. Hartmann G., Kim H, Piquette-Miller M. Regulation of the hepatic multidrug resistance gene expression by endotoxin and inflammatory cytokines in mice // Int. Immunopharmacol. 2001. 1. (2). 189-199.
9. Terada T., Inui K. Gene expression and regulation of drug transporters in the intestine and kidney // Biochem. Pharmacol. 2007. 73. 440-449.
10. Mironova N., Shklyaeva O., Andreeva E. et al. Animal model of drug-resistant tumor progression // Ann. N. Y. Acad. Sci. 2006. 1091. 490-500.
11. Chattopadhyay N., Kher R., Godbole M. Inexpensive SDS/phenol method for RNA extraction from tissues // Biotechniques. 1993. 15. (1). 24-26.
12. Stouch T.R., Gudmundsson O. Progress in understanding the structure-activity relationships of P-glycoprotein // Adv. Drug Deliv. Rev. 2002. 54. 315-328.
13. Поспелова Т.И., Лосева М.И., Ковынев И.Б. и др. Основы опухолевой прогрессии гемобласто-зов // Бюл. СО РАМН. 2004. (2). 73-76.
Pospelova T.I., Loseva M.I., Kovynev I.B. et al. Basis of tumor progression of hemoblastosis // Byul. SO RAMN. 2004. (2). 73-76.
14. Silverman J.A., Thorgeirsson S.S. Regulation and function of the multidrug resistance genes in liver // Prog. Liver Dis. 1995. 13. 101-123.
MUTUAL RELATION OF PROCESSES OF PROGRESSING OF PLURAL MEDICINAL RESISTANCE IN THE TUMOUR AND MORPHOLOGICAL CHANGES IN THE LIVER AT MICE WITH INTERTWINED LYMPHOSARCOMA RLS40
40
IN THE CONDITIONS OF POLYCHEMOTHERAPY
Aleksandra Vasil’evna SENKOVA1, Tatyana Avgustovna AGEEVA2, Marina Arkad’evna ZENKOVA3
1Centre of Clinical and Experimental Medicine SB RAMS 630117, Novosibirsk, Timakov str., 2
2Novosibirsk State Medical University
630091, Novosibirsk, Krasnyi av., 52
3Institute for Chemical Biology and Fundamental Medicine SB RAS 630090, Novosibirsk, ac. Lavrentiev av., 8
The progression of medicinal resistance of the mouse resistant lymphosarcoma RLS40 and the structural features of toxic lesion of liver as a result of polychemotherapy (PCT) has been studied. The volume density of the tumor tissue in an apoptosis disintegration after four courses of PCT decreased in 1,7 times in comparison with the tumor after one course of PCT. The levels of the expression of mdr1b, bcl-2 and p53 genes in the tumor cells after four courses of PCT were in 1,3,
2.3 and 1,6 times higher than in the intact tumor. As well as the significant increase of P-glycoprotein expression on the tumor cells membrane was noted. The increase of the medicinal tumor resistance after four courses of chemotherapy was associated with the rise of liver toxic load that led to the increase of volume density of the liver parenchyma necrosis in
1.4 times and to the decrease in the numeral density of two-nuclear hepatocytes in 1,8 times. PCT resulted in the rise of medicinal resistance associated with more evident P-glycoprotein activation in liver that could change the drug metabolism and influence on the polychemotherapy toxicity and effectiveness.
Key words: resistant lymphosarcoma, polychemotherapy, multidrug resistance, liver toxicity.
Sen ’kova A.V. — candidate of medical sciences, researcher of the laboratory for structural bases of pathogenesis of socially-significant diseases, e-mail:[email protected]
Ageeva T.A. — doctor of medical sciences, professor of the chair for pathological anatomy, e-mail: [email protected] Zenkova M.A. — doctor of biological sciences, professor, head of the laboratory for nucleinic acids, e-mail: [email protected]
