CC BY
14
ОРИГИНАЛЬНОЕ ИССЛЕДОВАНИЕ
УДК 577.355.2
ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ КАТИОНОВ ТЕРБИЯ С ДОНОРНОЙ СТОРОНОЙ ФОТОСИСТЕМЫ 2 ВЫСШИХ РАСТЕНИЙ
А.В. Локтюшкин*, Е.Р. Ловягина, Б.К. Семин
Кафедра биофизики, биологический факультет, Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, Россия, 119234, г. Москва, Ленинские горы, д. 1, стр. 12 *e-mail: [email protected]
Фотосистема 2 (ФС2) высших растений осуществляет фотоиндуцирован-ное окисление воды и выделение в атмосферу молекулярного кислорода в качестве побочного продукта этой реакции. Кислород-выделяющий комплекс (КВК) расположен на донорной стороне ФС2 и содержит Мп4Са05-кластер, катализирующий окисление воды. Кофактором этой реакции является катион Са2+. По некоторым физико-химическим свойствам (ионный радиус, координационное число) к ионам Са2+ близки ионы лантаноидов, и в кальций-свя-зывающих белках возможно замещение Са2+ на эти катионы. Отдельные представители данной группы катионов могут связываться и с Са-связывающим участком ФС2. Нами было исследовано взаимодействие с донорной стороной ФС2 одного из наименее изученных лантаноидов — тербия. Результаты проведенных экспериментов показали, что инкубация нативных препаратов ФС2 с катионами Tb3+ приводит к необратимому ингибированию функции выделения кислорода (на «75% при 2 мМ Tb3+). При этом электронный транспорт к переносчикам на акцепторной стороне ФС2 в значительной степени сохраняется. Добавление в среду инкубации 30 мМ Са2+ уменьшает ингибирующий эффект тербия примерно вдвое. Полученные результаты хорошо соотносятся с данными измерений кинетики индукции флуоресценции в препаратах ФС2 в присутствии экзогенного Са2+ и Tb3+, а также позволяют предположить, что катионы тербия вытесняют Са2+ из КВК. В результате замещения катиона кальция катионом тербия в каталитическом центре окисление воды происходит не до молекулярного кислорода, а до пероксида водорода, как это было показано нами ранее для ФС2 без Са2+ в КВК.
Ключевые слова: фотосистема 2, кислород-выделяющий комплекс, кинетика индукции флуоресценции, кальций, лантаноиды, тербий
Фотосистема 2 (ФС2) — пигмент-белковый комплекс, связывающий ряд переносчиков электрон-транспортной цепи (ЭТЦ) фотосинтеза ци-анобактерий, водорослей и высших растений. Белок В1 ядра ФС2 несет марганцевый кластер, обеспечивающий окисление воды и выделение молекулярного кислорода. Фотосинтетическое выделение 02 является практически единственным источником этого газа в атмосфере Земли.
Структурные исследования показали, что активный центр кислород-выделяющего комплекса (КВК) содержит четыре иона Мп и один ион Са2+, соединенные пятью кислородными мостиками (Мп4Са05-кластер). Кластер связывает четыре молекулы воды и координируется одной ими-дазольной и шестью карбоксильными группами аминокислотных остатков белков В1 и СР43 ФС2 [1]. Ион Са2+ является необходимым кофактором
реакции окисления воды [2], однако необходимо отметить, что пространственная структура марганцевого кластера при удалении катиона кальция изменяется незначительно. Предполагаемая роль Са2+ в КВК состоит либо в «подстройке» окислительно-восстановительного потенциала марганцевого кластера [3], либо в связывании одной или двух молекул субстратной (окисляемой в ходе каталитического цикла) воды [4]. Тем не менее, конкретный механизм участия ионов Са2+ в функционировании КВК до сих пор не установлен [3].
С кальций-связывающим участком КВК могут взаимодействовать и другие ионы металлов. При этом лишь инкубация препаратов ФС2 без Са2+ с ионами Бг2+ приводит к частичному восстановлению функции выделения 02 [5]. По некоторым физико-химическим свойствам (ионный радиус, координационное число) к ионам Са2+
также близки ионы лантаноидов Ln3+, что делает их удобным инструментом исследования каль-ций-связывающих белков. Эффекты замещения Ca2+ на лантаноиды Ln3+ могут быть различными: от сохранения до полной утраты активности в зависимости от того, структурную или каталитическую роль в кальций-связывающем белке выполняет катион кальция [5]. Таким образом, наблюдаемый эффект непосредственно связан с конкретным механизмом участия кальция в функционировании исследуемого белка. Действие ионов лантаноидов Ln3+ на фотосинтетический аппарат интересно и с другой точки зрения. В связи с широким использованием их в промышленности в настоящее время становится актуальной проблема загрязнения окружающей среды этими элементами [6]. Очевидно, что в этих условиях лантаноиды могут выступать в роли токсикантов, снижающих выход фотосинтеза — основного биохимического процесса, обеспечивающего продуктивность растений.
Влияние некоторых лантаноидов на функциональную активность ФС2 изучалось в ряде работ [7—9]. Несмотря на то, что все лантаноиды проявляют весьма сходные химические свойства, были выявлены значительные различия в действии конкретных ионов на функционирование ФС2, связанные, вероятно, с их ионным радиусом [7]. В настоящей работе нами установлено, что ионы одного из малоизученных лантаноидов, тербия, снижают скорость выделения кислорода ФС2, при этом добавление экзогенного Ca2+ оказывает выраженное действие на КВК, защищающее от ингибирующего действия Tb3+.
Материалы и методы
Препараты ФС2. Мембранные препараты ФС2 с функциональным КВК были приготовлены из рыночного шпината Spinacia oleracea L. согласно ранее опубликованной методике [10]. Все процедуры проводили при 4°С. Листья освобождали от жилок и гомогенизировали в буфере, содержащем 50 мМ трицин (#-(2-гидрок-си-1,1-бис(гидроксиметил)этил)глицин), 400 мМ сахарозу, 10 мМ NaCl, 5 мМ MgCl2, pH 7,8. Го-могенат фильтровали через четыре слоя капрона и освобождали от крупных фрагментов центрифугированием при 300g в течение 1 мин. Тилако-идные мембраны осаждали при 5000g в течение 5 мин и суспендировали в буфере А следующего состава: 400 мМ сахарозы, 15 мМ NaCl, 50 мМ MES (2-(#-морфолино)этансульфоновая кислота), рН 6,5. Полученный препарат тилакоидных мембран обрабатывали в течение 30 мин детергентом Тритон X-100 при соотношении детер-гент:хлорофилл — 20:1. После солюбилизации препарат центрифугировали 30 мин при 40000g.
Осадок частиц ФС2 ресуспендировали в буфере А и хранили при температуре —80°С. Для экстракции ионов Mn и периферических белков частицы ФС2 инкубировали в течение 15 мин в 0,8 М Трис-буфере (трис(гидроксиметил)аминометан) c pH 8,5 при комнатных температуре и освещении (концентрация хлорофилла 0,5 мг/мл). Суммарную концентрацию хлорофиллов a и b определяли в 80%-ном растворе ацетона согласно описанной ранее методике [11]. Все измерения проводили в буфере А при концентрации хлорофилла 10 мкг/ мл. Раствор Tb2(SO4)3 (5 мМ) также готовили на буфере А. Перед измерениями препараты ФС2 инкубировали с Tb3+ при комнатной температуре в течение 5 мин в темноте.
Активность препаратов ФС2. Кинетику фо-тоиндуцированного выделения кислорода препаратами ФС2 регистрировали амперометрически с помощью закрытого электрода Кларка и поляро-графа LP-7e (Laboratorni Pristroje, Чехословакия) в термостатируемой ячейке при 25°С в присутствии искусственного акцептора электронов 2,6-дихло-ро-и-бензохинона (200 мкМ). Скорость выделения O2 рассчитывали по линейному участку кинетической кривой за первые 10 с после включения света. Для калибровки величины диффузионного тока использовали значение концентрации кислорода в воде в равновесии с воздухом, равное 253 мкМ. Источниками возбуждающего света служили светодиоды XBDROY (Cree Inc., США) с максимумом 450 нм, обеспечивающие насыщающую интенсивность света (1500 мкЭ-м-2 - с-1).
Кинетика индукции флуоресценции (КИФ). Кинетику индукции флуоресценции регистрировали с помощью прибора Plant Efficiency Analyzer (Hansatech Instruments Ltd., Великобритания) при постоянном освещении 1200 мкЭ-м-2 -с-1. Источником возбуждающего света служил светодиод с максимумом излучения 650 нм (спектральный диапазон 580—710 нм). Временное разрешение составляло 10 мкс в течение первых 2 мс регистрации интенсивности флуоресценции, 1 мс — в диапазоне 0,002—1 с и 100 мс — в диапазоне 1—2 с. При построении КИФ использовали логарифмическую шкалу по оси времени. Кривые нормировали на величину сигнала через 50 мкс после включения света.
Результаты и обсуждение
На рис. 1 (кривая 1) приведена зависимость активности ФС2, определенной по скорости выделения кислорода, от концентрации ионов тербия. Поскольку в экспериментах был использован сульфат тербия, предварительно мы убедились, что сульфат-ионы (в этом эксперименте использовали соль Na2SO4) не оказывают влияния на О-активность ФС2. В исследованном нами диа-
пазоне концентраций ТЬ3+ (50 мкМ—2 мМ) и при длительности инкубации с катионом металла 5 мин наблюдается выраженное снижение скорости выделения кислорода мембранными препаратами ФС2. При максимальной использованной концентрации 2 мМ активность снижается до 26% от контрольного уровня. Аналогичный эффект был обнаружен при обработке ФС2 другим лантаноидом — лантаном [9]. При этом следует отметить, что 2 мМ Ьа3+ практически полностью (на 94%) ингибировал выделение кислорода ФС2, в то время как в присутствии 2 мМ ТЬ3+ мы наблюдали снижение активности лишь на 74%. Однако при исследовании влияния лантаноида самария в концентрации 0,5 мМ на мембранные препараты ФС2 наблюдалось существенно меньшее («20%) ингибирование кислород-выделяющей активности [7]. Аналогичные концентрации лантана [9] и тербия (рис. 1) снижали скорость выделения кислорода приблизительно на 40% и 50%, соответственно. Таким образом, несмотря на сходство лантаноидов по физико-химическим свойствам, их ингибирующее действие на ФС2 различно.
Обратимость ингибирующего действия ионов
0,5 1,0 1,5
Концентрация ТЬ3+, мМ
Рис. 1. Зависимость скорости выделения кислорода частицами ФС2 от концентрации ТЬ3+ в отсутствие (1) и в присутствии (2) 30 мМ СаС12. Активность 100% соответствует скорости выделения кислорода 390—430 мкмоль 02 -мг Хл-1 -ч-1 в отсутствие СаС12 и 430—470 мкмоль 02 - мг Хл-1 -ч-1 — в присутствии СаС12.
гибирующий эффект тербия. На рис. 1 (кривая 2) приведена зависимость скорости выделения кислорода ФС2 в присутствии 30 мМ СаС12 от концентрации ТЬ3+. Хорошо видно, что при наличии в среде ионов кальция ингибирующий эффект тербия выражен значительно слабее. Так, в присутствии 30 мМ Са2+ и 2 мМ ТЬ3+ активность препаратов ФС2 снижается лишь на 43% (в то время как без Са2+ — на 74%). Полученные результаты позволяют предположить, что защитное действие Са2+ от ингибирования ионами ТЬ3+ может быть обусловлено конкуренцией между этими ионами за участок (или участки) связывания в КВК ФС2.
Для более детального понимания механизма ингибирования электронного транспорта в ФС2 тербием мы использовали метод регистрации КИФ. Анализ формы КИФ позволяет получить информацию о кинетике переноса электрона на конкретных участках ЭТЦ ФС2 [12]. Очевидным преимуществом данного метода является отсутствие необходимости использовать для измерения скорости электронного транспорта экзогенные акцепторы. Типичная КИФ нативных препаратов ФС2, построенная в общепринятых полулогарифмических координатах, приведена на рис. 2 (кривая 1). На КИФ препаратов ФС2 обычно выделяют два участка — 0-1 и 1-Р, тогда как в КИФ листьев, водорослей и цианобактерий обычно присутствует плато I, расположенное между пиками I и Р [12]. Первый участок 0-1 отражает процесс восстановления первичного хинонного акцептора ФС2 0А. Рост интенсивности флуоресценции на втором участке 1-Р связан с полным восстановлением как первичного, так и вторич-
тербия мы проверили в следующих экспериментах. Обработанные 2 мМ ТЬ3+ частицы ФС2 (0,05 мг хлорофилла/мл) осаждали центрифугированием при 16100е в течение 10 мин и ресуспеди-ровали в буфере А, не содержащем ТЬ3+. После трехкратной отмывки буфером А активность препаратов не восстанавливалась и составляла 27% от контроля (активность ФС2, не обработанной тербием). Таким образом, ингибирование выделения кислорода частицами ФС2 в присутствии ТЬ3+ является необратимым.
Одним из механизмов ингибирования активности ФС2 ионами ТЬ3+ может быть нефункциональное замещение ионом тербия катиона Са2+ в КВК. Чтобы проверить это предположение, мы исследовали влияние экзогенного кальция на ин-
в
р
1 5 /ъ
J
к 2
о ^^^
Время, мс
Рис. 2. Кривые индукции флуоресценции различных препаратов ФС2: 1 — контроль (нативная ФС2); 2 — ФС2 после экстракции Мп из КВК; 3 — ФС2 в присутствии 2 мМ ТЬ3+; 4 - ФС2 в присутствии 30 мМ СаС12 и 2 мМ ТЬ3+; 5 - ФС2 в присутствии 30 мМ СаС12.
ного хинонного акцептора Экстракция Мп из КВК ФС2 путем обработки раствором Триса в щелочной среде приводит к существенному изменению формы КИФ (кривая 2 на рис. 2). После начального незначительного возрастания интенсивности флуоресценции в результате переноса
одного электрона с донорнои на акцепторную часть ФС2 наблюдается её падение, в результате чего на КИФ появляется пик К. В данном случае начальное нарастание флуоресцентного сигнала связано с восстановлением первичного акцептора РА, а последующее падение обусловлено окислением пластохиноном и остатком тирозина У2+ белка В1 (в реакции рекомбинации У2+ РА) в условиях отсутствия притока электронов с донор-ноИ стороны ФС2 [14, 15]. Таким образом, подобная форма КИФ указывает на отсутствие дониро-вания электронов в ЭТЦ ФС2 со стороны КВК.
Форма КИФ частиц ФС2 в присутствии 2 мМ ТЬ3+ (кривая 3 на рис. 2) сходна с формоИ КИФ нативной ФС2 и существенно отличается от формы кривой препаратов ФС2 после экстракции из КВК ионов Мп. Как видно из рисунка, ионы тербия практически не оказывают влияния на участок О-.!, участок .Т-Р также сохраняется, хотя характеризуется более медленным (примерно в 2 раза по сравнению с контролем) нарастанием интенсивности флуоресценции. Для количественной оценки выявленного эффекта КИФ аппроксимировали функцией ¥($=¥0+А1(1—ехр(—/г1 ))+А2(1~ ехр(—/т2)), где ¥д — интенсивность флуоресценции при 50 мкс, а т1 и т2 — характерные времена фаз 0-1 и .Т-Р на индукционных кривых [12]. Время т1 для кривых нативных частиц ФС2 и частиц, обработанных тербием, различалось незначительно (1,5 мс и 1,3 мс, соответственно), в то время как время т2 в присутствии 2 мМ ТЬ3+ увеличивалось примерно в 2 раза по сравнению с контролем (272 мс и 558 мс, соответственно). Полученные данные позволяют сделать вывод о том, что электронный транспорт на акцепторной стороне ФС2 в присутствии тербия хотя и замедляется, но в значительной степени сохранен. Причиной замедления электронного транспорта от первичного на вторичный хинон при обработке ФС2 тербием может быть экстракция внешних белков КВК, что показано для обработки ФС2 другим лантаноидом — лантаном [9]. При удалении периферических белков с донорной стороны ФС2 сильно повышается окислительно-восстановительный потенциал РА, что приводит к замедлению переноса электрона на акцепторной стороне ФС2 [16]. Вывод о сохранении электронного транспорта на акцепторной стороне ФС2 согласуется с полученными нами ранее результатами о слабом ингибировании тербием активности ФС2, оцениваемой по скорости восстановления искусственного акцептора электронов 2,6-дихлорофенолиндофенола [17]. В то же время, как было отмечено выше, ионы ТЬ3+ в значительной степени ингибируют выделение кислорода ФС2. Отсюда можно заключить, что в присутствии ионов тербия наблюдается «разобщение» электронного транспорта и выделения кис-
лорода частицами ФС2. Ранее подобный феномен значительного снижения скорости фотоиндуци-рованного выделения кислорода на фоне сохранения способности поставлять электроны в ЭТЦ был выявлен в препаратах ФС2, из которых были экстрагированы ионы Са2+ путем обработки 2 М МаС1 без использования хелаторов, а также в присутствии фторид-анионов, ацетата и аммония [18, 19]. Следует отметить, что максимальный уровень флуоресценции (Р) на КИФ в наших экспериментах достигался через 1 с после начала освещения, что соответствует литературным данным [20]. Этот уровень в препаратах ФС2 сохранялся как минимум в течение 10 с. Таким образом, это позволяет достаточно адекватно сопоставлять результаты измерения выхода флуоресценции и выделения 02.
На рис. 2 также приведены КИФ частиц ФС2 в присутствии 30 мМ Са2+ и 2 мМ ТЬ3+ (кривая 4). В этом случае КИФ приближается по форме к КИФ нативной ФС2. Характерные времена фаз 0-1 и .Т-Р (т1 и т2) составляют в этом случае 1,4 мс и 291 мс. Этот результат показывает, что защитное действие кальция от влияния тербия проявляется здесь так же, как и в случае кислород-выделяю-щей активности ФС2. Следует отметить, что сами ионы Са2+ в использованной нами концентрации 30 мМ не оказывают выраженного влияния на КИФ ФС2 (кривая 5, т1=1,3 мс, т2=249 мс).
При объяснении выявленного нами эффекта «разобщения» в присутствии ТЬ3+ встает вопрос об идентификации донора, поддерживающего электронный транспорт в ФС2 при ингибиро-вании функции выделения кислорода. Природа окисляемого субстрата, восстанавливающего переносчики электронов на акцепторной стороне «разобщенных» препаратов ФС2, полученных экстракцией кальция из КВК, была подробно исследована в работе [21]. Эксперименты показали, что субстратом окисления, как и в случае нативной ФС2, является вода. Однако в «разобщенных» препаратах ФС2 происходит не полное окисление воды до молекулярного кислорода, а образование промежуточного продукта окисления — перокси-да водорода. Если после обработки ФС2 ионами тербия происходит вытеснение Са2+ из КВК, то результатом такого процесса будет появление «разобщенных» частиц ФС2. В соответствии с особенностями функционирования КВК в таких частицах, мы можем предположить, что субстратом окисления при обработке ФС2 ионами ТЬ3+ также является вода, которая окисляется не до 02, а до пероксида водорода [18, 21].
Исследования выполнены без использования животных и без привлечения людей в качестве испытуемых. Авторы заявляют, что у них нет конфликта интересов.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Umena Y, Kawakami K., Shen J.-R, Kamiya N. Crystal structure of oxygen evolving photosystem II at a resolution of 1.9 Е // Nature. 2011. Vol. 473. N 7345. P. 55-60.
2. Yocum C.F. Calcium activation of photosynthetic water oxidation // Biochim. Biophys. Acta. 1991. Vol. 1059. N 1. P. 1-15.
3. Shamsipur M, Pashabadi A. Latest advances in PSII features and mechanism of water oxidation // Coordin. Chem. Rev. 2018. Vol. 374. P. 153-172.
4. McEvoy J.P., Brudvig G.W. Water-splitting chemistry of photosystem II // Chem. Rev. 2006. Vol. 106. N 11. P. 4455-4483.
5. Yocum C.F. The calcium and chloride requirements of the O2 evolving complex // Coordin. Chem. Rev. 2008. Vol2. 252. N 3-4. P. 296-305.
6. Wang L, Zhou Q., Huang X. Photosynthetic responses to heavy metal terbium stress in horseradish leaves // Chemosphere. 2009. Vol. 77. N 7. P. 10191025.
7. Ono T. Effects of lanthanide substitution at Ca2+-site on the properties of the oxygen evolving center of photosystem II // J. Inorg. Biochem. 2000. Vol. 82. N 1-4. P. 85-91.
8. Popovic R, Carpentier R, Morin L. Determination of fluorescence inductions in a PSII submembrane fraction affected by additives // J. Plant Physiol. 1988. Vol. 132. N 6. P. 754-757.
9. Ghanotakis D.F, Babcock G.T., Yocum C.F. Structure of the oxygen-evolving complex of Photosystem II: calcium and lanthanum compete for sites on the oxidizing side of Photosystem II which control the binding of water-soluble polypeptides and regulate the activity of the manganese complex // Biochim. Biophys. Acta. 1985. Vol. 809. N 2. P. 173-180.
10. Ghanotakis D.F., Babcock G.T., Yocum C.F. Calcium reconstitutes high rates of oxygen evolution in polypeptide depleted photosystem II preparations // FEBS Lett. 1984. Vol. 167. N 1. P. 127-130.
11. Porra R.J., Thompson W.A., Kriedemann P.E. Determination of accurate extinction coefficients and simultaneous equations for assaying chlorophylls a and b extracted with four different solvents: verification of the concentration of chlorophyll standards by atomic absorption spectroscopy // Biochim. Biophys. Acta. 1989. Vol. 975. N 3. P. 384-394.
12. Pospisil P., Dau H. Chlorophyll fluorescence transients of photosystem II membrane particles as a tool for studying photosynthetic oxygen evolution //
Photosynth. Res. 2000. Vol. 65. N 1. P. 41-52.
13. Strasser R.J. Govindjee. On the O-J-I-P fluorescence transients in leaves and D1 mutants of Chlamydomonas reinhardtii // Research in photosynthesis. Vol. 2 / Ed. M. Murata. Dordrecht: Kluwer Academic Publ., 1992. P. 29-32.
14. Strasser B.J. Donor side capacity of photosystem II probed by chlorophyll a fluorescence transients // Photosynth. Res. 1997. Vol. 52. N 2. P. 147-155.
15. Semin B.K., Seibert M. Substituting Fe for two of the four Mn ions in photosystem II - effects on water-oxidation // J. Bioenerg. Biomembr. 2016. Vol. 48. N 3. P. 227-240.
16. Johnson G.N., Rutherford AW, Krieger A. A change in the midpoint potential of the quinone QA in photosystem II associated with photoactivation of oxygen evolution // Biochim. Biophys. Acta. 1995. Vol. 1229. N 2. P. 202-207.
17. Локтюшкин А.В., Ловягина Е.Р., Семин Б.К. Ингибирование электрон-транспортной цепи фотосистемы 2 катионами тербия // Акт. вопр. биол. физ. хим. 2018. Т. 3. № 2. С. 250-255.
18. Semin B.K., Davletshina L.N., Ivanov 1.1., Rubin A.B., Seibert M. Decoupling of the processes of molecular oxygen synthesis and electron transport in Ca2+-depleted PSII membranes // Photosynth. Res. 2008. Vol. 98. N 1-3. P. 235-249.
19. Lovyagina E.R., Semin B.K.. Mechanism of inhibition and decoupling of oxygen evolution from electron transfer in photosystem II by fluoride, ammonia and acetate // J. Photochem. Photobiol. B. 2016. Vol. 158. P. 145-153.
20. Pospisil Р., Dau Н. Valinomycin sensitivity proves that light-induced thylakoid voltages result in millisecond phase of chlorophyll fluorescence transients // Biochim. Biophys. Acta. 2002. Vol. 1554. N 1-2. P. 94-100.
21. Semin K, Davletshina L.N., Timofeev K.N., Ivanov I.I., Rubin A.B., Seibert M. Production of reactive oxygen species in decoupled, Ca2+-depleted PSII and their use in assigning a function to chloride on both sides of PSII // Photosynth. Res. 2013. Vol. 117. N 1-3. P. 385-399.
Поступила в редакцию 25.02.2019 г. После доработки 19.04.2019 г. Принята в печать 23.04.2019 г.
RESEARCH ARTICLE
INTERACTION OF TERBIUM CATIONS WITH THE OXIDIZING SIDE OF PHOTOSYSTEM II HIGHER PLANTS
A.V. Loktyushkin*, E.R. Lovyagina, B.K. Semin
Department of Biophysics, Faculty of Biology, Lomonosov Moscow State University, Leninskiye gory
1—12, Moscow 119234, Russia *e-mail:[email protected]
Photosystem 2 (PSII) of the higher plants carries out the photoinduced oxidation of water and releases the molecular oxygen into atmosphere as a by-product of this reaction. The oxygen evolving complex (OEC) is located on the donor side of PSII and contains the Mn4CaO5 cluster catalyzing water oxidation. A cofactor of this reaction is Ca2+ cation. According to some physical and chemical properties (ionic radius, a coordination number) lanthanides ions are similar to Ca2+ ion parameters, and in the calcium binding proteins substitution of Ca2+ with these cations is possible. Some representatives of this cations group can bind to Ca-binding site in the OEC of PSII. In presented paper we investigated the interaction with the PSII donor side one of the least studied lanthanides — terbium. Results of our experiments showed that the incubation of native PSII preparations with Tb3+ cations lead to irreversible inhibition of oxygen evolving function («75% inhibition at 2 mM of Tb3+). At the same time electron transport on the acceptor side of PSII substantially remains. Addition to incubation buffer 30 mM Ca2+ reduces the inhibition effect of terbium approximately twice. Obtained results well correspond to the data of measurements of fluorescence induction kinetic in PSII membranes in the presence of exogenous Ca2+ and Tb3+ and allow to assume that terbium cations displace Ca2+ from OEC. Calcium release induced by Tb3+ results to incomplete water oxidation producing H2O2 instead of molecular oxygen as it was shown for PSII without Ca2+ in OEC earlier.
Keywords: photosystem II, oxygen-evolving complex, fluorescence induction kinetic, calcium, lanthanoides, terbium
Сведения об авторах
Локтюшкин Алексей Владимирович — канд. биол. наук, ст. преподаватель кафедры биофизики биологического факультета МГУ. Тел.: 8-495-939-33-15; e-mail: [email protected]
Ловягина Елена Рудольфовна — канд. биол. наук, ст. научн. сотр. кафедры биофизики биологического факультета МГУ. Тел.: 8-495-939-33-15; e-mail: [email protected]
Семин Борис Константинович — докт. биол. наук, вед. науч. сотр. кафедры биофизики биологического факультета МГУ. Тел.: 8-495-939-33-15; e-mail: [email protected]
