CC BY
112
2012
Известия ТИНРО
Том 170
УДК 576.8:582.26 В.Е. Терехова1, А.А. Карпенко2, Н.А. Айздайчер2, Л.С. Бузолева3*
1 Тихоокеанский научно-исследовательский рыбохозяйственный центр, 690091, г. Владивосток, пер. Шевченко, 4;
2 Институт биологии моря им. А.В. Жирмунского ДВО РАН,
690041, г. Владивосток, ул. Пальчевского, 17;
3 Научно-исследовательский институт эпидемиологии и микробиологии СО РАМН, 690087, г. Владивосток, ул. Сельская, 1
взаимодействие бактерий вида listeria monocytogenes С БЕНТОСНОй дИАТОмЕЕй NAvicuLA sp.
Исследовано взаимодействие условно-патогенной бактерии Listeria monocytogenes с морской диатомеей Navicula sp. С помощью культурального (бактериологический, альгологический) метода определены кривые роста L. monocytogenes и Navicula sp. в среде f при раздельном и совместном культивировании. Установлено, что в условиях экспериментальной ко-культуры межвидовые отношения бактерии L. monocytogenes и бентосной диатомеи Navicula sp. носят конкурентный характер. Так, в альгобактериальной ассоциации Navicula sp. подавляет репродуктивность листерий, которые проявляют аль-гицидную активность в отношении диатомеи. Применение прямой высокоразрешающей дифференционно-интерференционно-контрастной световой видеомикроскопии позволило выявить «контактный» механизм альгицидного действия L. monocytogenes. Список полигостальных (многохозяинных) микроорганизмов, способных вызвать патологию у человека, животных и растений, дополнен видом L. monocytogenes.
Ключевые слова: Listeria monocytogenes, Navicula sp., взаимодействие, конкуренция, бактериальная альгицидность.
Terekhova V.E., Karpenko A.A., Aizdaicher N.A., Buzoleva L.s. Interaction of the bacteria Listeria monocytogenes with the benthic diatoms Navicula sp. // Izv. TINRO. — 2012.
— Vol. 170. — P. 192-201.
Interaction of the opportunistic bacteria Listeria monocytogenes with the benthic diatoms Navicula sp. is studied. Their growth curves are determined for separate and common cultivation in the f medium. In the co-culture, the interspecies relations of Navicula sp. and L. monocytogenes are competitive: Navicula sp. suppresses reproduction of L. monocytogenes, and the latter exhibits algicidal activity relative to Navicula sp. The algicidal activity of L. monocytogenes
* Терехова Валерия Евгеньевна, кандидат медицинских наук, научный сотрудник, e-mail: [email protected]; Карпенко Александр Александрович, кандидат биологических наук, ведущий научный сотрудник, e-mail: [email protected]; Айздайчер Нина Александровна, кандидат биологических наук, ведущий научный сотрудник, e-mail: [email protected]; Бузолева Любовь Степановна, доктор биологических наук, профессор, заведующая лабораторией, e-mail: [email protected].
Terekhova Valeria E., Ph.D., scientist, e-mail: [email protected]; Karpenko Alexander A., Ph.D., leading scientist, e-mail: [email protected]; Aizdaicher Nina A., Ph.D., leading scientist, e-mail: [email protected]; Buzoleva Lyubov S., D.Sci., Professor, head of laboratory, e-mail: [email protected].
was observed in direct contact by means of the high-resolution video-enhanced differential interference contrast light microscopy. The list of polyhostal microorganisms pathologic to humans, animals, and plants is supplemented with the species L. monocytogenes.
Key words: Listeria monocytogenes, Navicula sp., interspecific interaction, competition, algicidal bacteria.
Введение
Listeria monocytogenes является возбудителем листериоза — тяжелой пищевой инфекции людей и животных, распространенной во многих странах мира (Liston, 1990). Бактерии данного вида вызывают также оппортунистический листериоз, который с 1991 г. внесен в список СПИД-индикаторных заболеваний (Гальцева и др., 1999).
В силу факультативного паразитизма листерии способны к самостоятельному сапрофитическому существованию. Высокий адаптивный потенциал позволяет им осваивать различные природные биотопы, включая морские. В настоящее время морской среде отводится роль дополнительного резервуара L. monocytogenes в биосфере (Терехова, 2003), что диктует необходимость углубленного изучения вопросов морской экологии возбудителя.
Влияние абиотических факторов морской среды на существование и популяционную динамику L. monocytogenes исследовано довольно полно (Бузолева, 2001; Бузолева, Терехова, 2002; Terekhova et al., 2006), однако биотические отношения листерий с морскими организмами по-прежнему изучены мало.
Среди большого разнообразия морских микробоценозов особое место занимают ассоциации одноклеточных водорослей с бактериями. Для них характерна повсеместная распространенность и, при необходимости, высокая автономность функционирования.
Экспериментальные данные о взаимоотношениях патогенных бактерий с микроводорослями и физиологии такого сосуществования весьма ограниченны и зачастую противоречивы (Tison et al., 1980; Пушкарева и др., 1997; Горобец и др., 2001). Одни исследователи утверждают, что основными типами межвидовых взаимодействий, в которые вовлечены условно-патогенные бактерии в океане, являются «хищничество» и «конкуренция» (Rozen, Belkin, 2001). Другие свидетельствуют о мутуалистической направленности взаимоотношений (Bohach, Snyder, 1983). Наши данные показывают, что тип взаимодействия зависит от многих факторов, в частности от видовой принадлежности и стадии развития взаимодействующих организмов (Терехова, 2003).
Метаболические взаимоотношения листерий с морскими планктонными микроводорослями описаны в наших предыдущих работах (Терехова и др., 2009; Бузолева и др., 2010). Цель настоящего исследования состояла в изучении характера межвидовых отношений между L. monocytogenes и морской бентосной диатомеей Navicula sp. при совместном культивировании.
материалы и методы
В качестве объектов исследования были использованы следующие референс-штаммы L. monocytogenes (серотип i4a): 10CN (изолирован из силоса), 2М (изолирован от больного), П (изолирован из почвы) и 1106 (изолирован из морской воды). Штаммы 10CN, 2М и П получены из музея Всероссийского государственного центра качества и стандартизации лекарственных средств для животных и кормов (г. Москва). Штамм 1106 выделен нами из морской воды Охотского моря (Терехова, 2003) и обладает типичными культурально-морфологическими, биохимическими и антигенными свойствами.
Для модельных экспериментов использовали суточные культуры L. monocytogenes, выращенные при температуре 37 °С на дрожжевом агаре с добавлением 0,1 % глюкозы.
Navicula sp. — бентосная диатомея, образующая слизистые пленки коричневобурого цвета на камнях и подводных предметах. Размер клеток составляет от 30-50 мкм в ширину и 170-200 мкм в длину. Клетки одиночные или образуют колонии, прикрепленные к субстрату (Гайл, 1950).
В работе была использована альгологически чистая культура Navicula sp. с элиминированным бактериальным компонентом. Вид выделен из бентосных проб, собранных в прибрежной части Амурского залива (Японское море). Адаптация микроводорослей к условиям лабораторного культивирования проводилась в течение 4 мес путем периодических пересевов (каждые 10-12 сут) на жидкую питательную среду f (Guillard, Ryther, 1962).
Полученная альгокультура не содержала простейших и грибов, присутствие сопутствующих бактерий было сведено к минимуму механическим способом (Bold, 1942). Численность бактерий-спутников во взятой в эксперимент культуре Navicula sp. составляла 7 ± 1 колониеобразующих единиц (КОЕ) в 1 мл среды.
Водоросли культивировали в чашках Петри при температуре 20 ± 2 °С и освещенности люминесцентными лампами 3000 лк в режиме день-ночь с периодом 12 ч.
Для установления характера альгобактериального взаимодействия исследовали динамику численности Navicula sp. при совместном культивировании с указанными штаммами L. monocytogenes. Для этого культуру Navicula sp. (концентрация 636 кл./мл) инокулировали трижды отмытой в физиологическом растворе культурой L. monocytogenes (заражающая доза 103 КОЕ/мл). Контролем служил рост Navicula sp. в среде f без внесения листерий. Условия культивирования в данном эксперименте совпадают с условиями выращивания водорослей.
Концентрацию клеток водорослей контролировали ежесуточным подсчетом их численности в камере типа Ножотта объемом 0,044 мл. Образцы для подсчета клеток отбирали после тщательного перемешивания альгокультуры в одно и то же время суток через 3-4 ч после окончания темнового периода. Время экспозиции 7 сут.
Численность L. monocytogenes в присутствии микроводорослей определяли путем периодических высевов 0,1 мл альгобактериальной смеси на селективную среду для листерий (Бакулов, Васильев, 1999). Указанная среда представляет собой дрожжевой агар, содержащий 0,1 % глюкозы с селективными добавками (акрифлавин, налидик-совая кислота). Посевы инкубировали сутки при температуре 37 °С и еще сутки при комнатной температуре. Концентрацию листерий определяли подсчетом числа колоний, выросших на чашках Петри (в колониеобразующих единицах на милилитр), выраженных в десятичных логарифмах. Контролем служили кривые роста L. monocytogenes в среде/без микроводорослей. Реверсию некультивируемых форм L. monocytogenes проводили методом оживления в жидких средах (Kaprelyants et al., 1994).
Константу скорости деления (v, ч-1) и время генерации (g, ч) бактериальных клеток определяли в экспоненциальной фазе роста по стандартным методикам (Шлегель, 1987). Биологический эффект рассчитывали по формуле (N^N - 1) • 100 %, где No — численность микроводорослей в ко-культуре на последний день эксперимента; N — численность микроводорослей в контроле на последний день эксперимента (Тамбиев и др., 1981). Все опыты выполнены в трех повторностях. Полученные данные обработаны общепринятыми статистическими методами в программах Excel и Statistica.
Для изучения механизма альгобактериального взаимодействия была применена система прямого наблюдения микроорганизмов, а именно высокоразрешающая дифференционно-интерференционно-контрастная световая видеомикроскопия (VE-DIC) (Weiss, 1986; Salmon, Tran, 1998). Микроскопия VE-DIC базируется на том, что телевизионная камера улавливает слабые изменения контраста лучше, чем глаз человека. При формировании изображения усиливаются различия в яркости объектов и уменьшается средняя яркость всего телевизионного изображения. Результаты фиксируются на видеозаписи в режиме реального времени.
Препараты для VE-DIC-микроскопии готовились следующим образом: альго-бактериальную смесь без окрашивания и фиксации помещали в микрокамеру Cover Well-KM объемом 250 мкл, после чего камеру герметично закрывали покровным стеклом. Микроскопию проводили при температуре 18-20 °С.
Чистоту экспериментов контролировали иммунофлюоресцентным методом (Ба-кулов, Васильев, 1999). Для этого препараты альгобактериальной смеси обрабатывали
флюоресцирующей сывороткой (Всероссийский научно-исследовательский институт ветеринарной вирусологии и микробиологии, Россия), содержащей иммуноспецифи-ческие антилистериозные глобулины, меченные флюоресцеинизотиоцианатом (FITC). Просмотр препаратов производили под эпифлюоресцентным микроскопом (AXIOPLAN 2, Германия) с использованием светофильтров, рекомендованных производителем для работы с FITC-мечеными препаратами.
Результаты и их обсуждение
В первой серии экспериментов были определены кривые роста L. monocytogenes и Navicula sp. в среде f при раздельном (контроль) и совместном культивировании.
Изучение динамики численности L. monocytogenes в ко-культуре с Navicula sp. выявило, что присутствие микроводорослей ингибирует размножение листерий. Как видно из данных, представленных в табл. 1, уже на 2-е сутки эксперимента количество листерий в ко-культуре (независимо от штамма) значительно сократилось. Далее их концентрация продолжала снижаться. К концу срока наблюдения из альгобактериальной смеси высевались лишь единичные колонии L. monocytogenes. Обратный эффект наблюдался в контроле. В среде fбез микроводорослей на протяжении всего срока наблюдения отмечено не только стабильное присутствие репродуктивных форм L. monocytogenes, но и размножение бактерий. В фазе экспоненциального роста максимальная скорость деления клеток была отмечена у штаммов 1106 (v = 0,198 ч-1; g = 5 ч) и 10CN (v = = 0,196 ч-1; g = 5,1 ч), средняя — у штамма П (v = 0,15 ч-1; g = 6,7 ч), минимальная — у штамма 2М (v = 0,12 ч-1; g = 8,3 ч). Кривые роста штаммов 1106 и П в среде fхарактеризовались диауксией с началом второй фазы их экспоненциального роста на 6-е сутки. Это явление часто наблюдается на средах, содержащих смесь питательных веществ (Шлегель, 1987). По-видимому, «морской» 1106 и «почвенный» П штаммы более адаптированы к резкой смене питательных субстратов, чем «силосный» 10CN и «человеческий» 2М.
Известно, что в ассоциации с почвенными микроводорослями листерии переходят в некультивируемое состояние (Пушкарева и др., 1997, 1998). Следовательно, снижение численности L. monocytogenes в присутствии Navicula sp. могло быть обусловлено постепенной потерей репродуктивности листерий. Исходя из этого предположения, в последние сутки эксперимента была предпринята попытка восстановления репродуктивности листерий в альгобактериальной смеси. Реверсия (оживление) прошла успешно. Концентрация некультивируемых форм L. monocytogenes в присутствии Navicula sp. показана в табл. 1. При этом суммарная численность некультивируемых и репродуктивных L. monocytogenes в альгобактериальной смеси в конце эксперимента (независимо от штамма) находилась на уровне заражающей дозы.
Таблица 1
Динамика численности Listeria monocytogenes при раздельном (контроль) и совместном с Navicula sp. (опыт) культивировании в среде f (20 ± 2 °С), lg KOE/мл ± 5
Table 1
Dynamics of Listeria monocytogenes number for separate (control) and common cultivation with Navicula sp. in the medium f (20 ± 2 °C)
Экспо- зиция, сут Штаммы
2M 10CN П 1106
Опыт Контроль Опыт Контроль Опыт Кон- троль Опыт Кон- троль
1 2,39±0,05 2,84±0,11 2,00±0,19 2,69±0,06 2,78±0,17 2,71±0,13 2,96±0,18 2,74±0,13
2 2,11±0,01 3,69±0,22 1,99±0,18 4,11±0,24 2,30±0,05 3,82±0,21 2,42±0,19 4,17±0,22
3 1,79±0,02 3,71±0,21 1,73±0,19 4,30±0,19 0 4,12±0,20 2,03±0,11 4,52±0,12
7 0,30±0,01 3,27±0,18 0,30±0,04 5,05±0,23 0 5,91±0,12 0,40±0,04 5,89±0,21
7* 2,54±0,19 2,57±0,11 2,94±0,18 2,59±0,13
Примечание. Заражающая доза L. monocytogenes 1000 КОЕ/мл; n = 3; 5 — стандартное отклонение. * Численность некультивируемых форм.
По-видимому, в ассоциации с диатомеями листерии испытывают конкурентное давление со стороны микроводорослей, способствующее переходу большей части бактериальной популяции в некультивируемое состояние. По сравнению с делящимися клетками некультивируемые формы более жизнестойки, что доказано в отношении ряда патогенных бактерий (Мукамолова, 1995; Романова, 1997). Следовательно, к аль-гокультурам, подавляющих репродуктивность L. monocytogenes, наряду с известным видом Scenedesmus quadricauda (Пушкарева и др., 1997) можно отнести и бентосную диатомею Navicula sp.
Совместное культивирование с листериями негативно сказалось и на культуре Navicula sp. В присутствии L. monocytogenes наблюдалось снижение темпов роста водоросли по сравнению с контролем. Как видно из данных в табл. 2, в зависимости от штамма ингибирующий эффект L. monocytogenes в отношении Navicula sp. колебался в пределах 22,20-15,75 % и убывал в следующем ряду: «морской» штамм 1106, «почвенный» П, «человеческий» 2М и «силосный» 10CN.
Сопоставляя данные, полученные бактериологическим и альгологическим методами, можно констатировать, что взаимодействие L. monocytogenes и Navicula sp. сводится к взаимному подавлению. Такой характер межвидовых биотических отношений можно определить как конкуренцию (Burkholder, 1952).
Вторая серия экспериментов была направлена на выяснение особенностей конкурентных взаимоотношений в сообществе L. monocytogenes и Navicula sp.
Прямое наблюдение микроорганизмов посредством VE-DIC-микроскопии показало, что в ко-культуре листерии (независимо от штамма) атаковали и разрушали клетки Navicula sp. (см. рисунок). Деструкция клеток водоросли происходила следующим образом. Листерии окружали клетки диатомей и прикреплялись к их поверхности. Контакт бактерий с клетками Navicula sp. был достаточно прочным, поскольку при подготовке препаратов для VE-DIC-микроскопии листерии не отделялись от водорослей. В месте альгобактериального соединения происходил лизис клеточной стенки диатомеи. Через образовавшийся дефект под действием внутриклеточного давления вещество цитоплазмы водоросли в виде округлых кластеров выталкивалось из клетки. Кластеры клеточного содержимого немедленно окружались листериями и через некоторое время лизирова-лись. После выравнивания давления и неизбежной гибели клетки Navicula sp. листерии проникали внутрь и разрушали оставшееся вещество цитоплазмы и кремниевый скелет. В итоге через 24 ч инфицированная клетка водоросли представляла собой остатки клеточного содержимого, собранные в хорошо различимое овальное включение.
Состояние клеток контрольной культуры Navicula sp. (без внесения листерий) представлено на рисунке (д). В последние сутки эксперимента, как и в течение всего срока наблюдения, деструктивных изменений клеток водоросли не обнаружено. На
Таблица 2
Динамика численности Navicula sp. при раздельном (контроль) и совместном с Listeria monocytogenes культивировании в среде f (20 ± 2 °С), кл./мл ± 5
Table 2
Dynamics of Navicula sp. number for separate (control) and common cultivation with Listeria monocytogenes in the medium f (20 ± 2 °C)
Экспозиция, сут Ко-культура с Listeria monocytogenes
Штамм Контроль
2М 10CN П 1106
1 425±22,4 600±17,3 557±16,3 522±25,2 545±64,3
2 800±135,2 725±113,4 795±318,2 1227±388,8 1193±80,6
3 2250±131,8 1950±126,7 1704±96,9 2143±110,9 2590±321,0
7 5925±432,6 6175±464,3 5934±449,7 5702±450,4 7329±723,4
БЭ, % -19,16 -15,75 -19,03 -22,20 -
Примечание. Начальная концентрация Navicula sp. 636 кл./мл; п = 3; 5 — стандартное отклонение; БЭ — биологический эффект.
(а)
БК
Л*
я
КВ
10 мкм
(б)
10 мкм
-Л/
ВЦ
(в) КС /
кс- * >х
ч/
БК
10 мкм
(Г) БК
Л
ОКБ
!Г
10 мкм
Взаимодействие Listeria monocytogenes (штамм П) с культурой Navicula sp.: а — адгезия листерий к клеткам водоросли; б—выталкивание вещества цитоплазмы водоросли через дефект её клеточной стенки, образовавшийся в месте альгобактериального контакта; в — проникновение листерий в погибшую клетку водоросли; г — скопление бактерий вокруг остатков растительной клетки; д — контрольная альгокультура; КВ — клетка водоросли; БК — бактериальная клетка; ВЦ — кластер вещества цитоплазмы водоросли; КС — кремниевый скелет диатомеи; Х — хлоропласт; ОКВ — остатки содержимого клетки водоросли. Масштаб — 10 мкм
Interaction of Listeria monocytogenes (strain П) with culture of Navicula sp.: а — Listeria adhesion to algal cells; б — ejection of algal cytoplasm matter trough a perforation in the site of algobacterial contact; в — penetration of Listeria inside the dead algal cells; г — accumulation of bacteria around algal cells remains; д — control culture of Navicula sp. Legend: КВ — algal cell; БК — bacterial cell; ВЦ—clusters of the cytoplasm matter; КС — siliceous skeleton of algae; Х— chloroplast; ОКВ — remains of the algal cell content. Scale: 10 mm
7-е сутки культивирования численность Navicula sp. в контроле более чем на тысячу клеток превышала таковую в ко-культуре.
Поскольку в культуре Navicula sp. помимо листерий в минимальном количестве присутствовала сопутствующая микрофлора, следовало доказать, что бактерии, уничтожающие клетки водоросли, принадлежат к виду L. monocytogenes. Высокоспецифичное иммунофлюоресцентное исследование альгобактериальной смеси подтвердило принадлежность бактерий, прикрепленных к поверхности клеток Navicula sp., а также контактирующих с кластерами клеточного вещества водорослей, к виду L. monocytogenes.
В ходе флюоресцентной микроскопии контрольной альгокультуры не зафиксирован факт адгезии сопутствующих бактерий к клеткам Navicula sp. Присутствие в альгокультуре бактерий-спутников, обладающих специфическим для L. monocytogenes свечением, также не выявлено.
Итак, прямое наблюдение показало, что в основе ингибирующей активности листерий в отношении культуры Navicula sp. лежит способность L. monocytogenes разрушать клетки диатомеи. Это явление, известное как бактериальная альгицид-ность, широко освещено в литературе (Mayali, Azam, 2004; Salomon, Imai, 2006). Альгицидность наиболее распространена среди грамотрицательных бактерий класса Gammaproteobacteria, а также группы Cytophaga/Flexibacter/Bacteroides (Sallal, 1994; Imai et al., 1995; Yoshinaga et al., 1995). Большинство описанных в литературе грам-положительных альгицидных бактерий являются представителями филы Firmicutes
— Bacillus, Planomicrobium и многие другие (Skerratt et al., 2002; Roth et al., 2008), в состав которой входит и L. monocytogenes.
Альгицидная активность L. monocytogenes выявлена впервые, что позволяет включить данный вид в перечень полигостальных (многохозяинных) микроорганизмов, способных вызывать патологию не только у человека и животных, но и у растений.
В настоящее время известны три основных механизма лизиса клеток водоросли альгицидными бактериями: «экзометаболический», «контактный» и «захватный» (Sigee et al., 1999; Mayali, Azam, 2004). В первом случае деструкция растительной клетки происходит бесконтактно за счет выделения в среду бактериальных экзометаболитов, например лизоцима (Wright et al., 1991; Sallal, 1994). Во втором случае бактерии прикрепляются к клеткам водоросли и лизируют их клеточную стенку в области альгобактериального соединения (Lee et al., 2000; Manage et al., 2000). В третьем случае клетка водоросли захватывается колонией бактерий, которые, не вступая в прямой контакт, удерживают ее внутри и лизируют посредством лизоцимоподобных ферментов (Kang et al., 2007).
Изучение видеозаписи взаимодействия L. monocytogenes с культурой Navicula sp. указывает на контактный тип лизиса клеток диатомеи.
Биохимический механизм лизирующего действия листерий в отношении клеток Navicula sp. требует дальнейшей расшифровки, однако можно предположить, что в его основе лежит способность L. monocytogenes к синтезу специфических «факторов проникновения». Среди них наиболее изучены листериолизин О, фосфатидилинозитол- и фосфатидилхолин-специфичные фосфолипазы (PlcA, PlcB) и муреингидролаза (Карпова и др., 1994; Vazquez-Boland et al., 2001a). «Факторы проникновения» позволяют листериям преодолевать даже неповрежденные поверхностные барьеры и внедряться в клеточные структуры различной природы (Тартаковский и др., 2002). Например, секреция муреингидролазы инициирует специфическое электростатическое притяжение между L. monocytogenes и клетками хозяина. Листериолизин О необратимо связывается с холестеролом клеточных мембран, что запускает каскад процессов, ведущих к их разрушению. Ферменты группы фосфолипаз (PlcA, PlcB), обнаруженные также у известных фитопатогенов Pseudomonas syringae, Ralstonia solanacearum и Xanthomonas campestris (Van Sluys et al., 2002), дезинтегрируют белки и фосфолипиды клеточных мембран (Vazquez-Boland et al., 2001б).
Еще недавно все вышеперечисленные факторы проникновения, выявленные при изучении взаимодействия L. monocytogenes с клетками животного происхождения, считали строго специфичными (Rogers, Unanue, 1993; Sheehan et al., 1994; Ермолаева, Тартаковский, 2001). Однако в последнее время их рассматривают как компоненты универсального механизма преодоления защиты организма, независимо от уровня его организации (Эпидемиологические аспекты ..., 1998; Staskawicz et al., 2001; Kempf et al., 2002; Markova et al., 2007).
Без знания биохимических аспектов невозможно делать выводы о специфичности или, напротив, универсальности механизма проникновения L. monocytogenes через защитные барьеры Navicula sp. Можно лишь косвенно судить о генетической закрепленности этого механизма, поскольку альгицидность обнаружена не только у
штаммов листерий, выделенных из внешней среды, но и у штамма, не имевшего ранее контакта с микроводорослями, выделенного от больного.
Выводы
В условиях экспериментальной ко-культуры межвидовые отношения бактерий вида L. monocytogenes и бентосной диатомеи Navicula sp. носят конкурентный характер.
В альгобактериальной ассоциации бентосная диатомея Navicula sp. подавляет репродуктивность L. monocytogenes.
Бактерии вида L. monocytogenes в отношении Navicula sp. проявляют альгицидную активность, используя «контактный» механизм лизиса растительной клетки.
Условно патогенные бактерии L. monocytogenes следует включить в перечень по-лигостальных микроорганизмов, способных вызывать патологию не только у человека и животных, но и у растений.
Список литературы
Бакулов И.А., Васильев Д.Ф. Бактериологический контроль пищевых продуктов на наличие листерий : метод. пособие. — Ульяновск : Ульянов. гос. сельхоз. акад., 1999. — 36 с.
Бузолева Л.С. Адаптация патогенных бактерий к абиотическим факторам окружающей среды : автореф. дис. ... д-ра биол. наук. — Владивосток, 2001. — 48 с.
Бузолева Л.С., Терехова В.Е. Выживаемость штаммов бактерий Listeria monocytogenes и Yersinia pseudotuberculosis в морской и речной воде // Биол. моря. — 2002. — №9 4. — С. 286-290.
Бузолева Л.С., Терехова В.Е., Кривошеева А.М., Айздайчер Н.А. Влияние экзометаболитов морских микроводорослей на размножение патогенных бактерий // Журн. микробиол.
— 2010. — № 2. — С. 99-101.
Гайл Г.И. Определитель фитопланктона Японского моря // Изв. ТИНРО. — 1950. — Т. 33. — С. 3-177.
Гальцева Г.В., Цепко И.Н., Маевский М.П. и др. Методические подходы к лабораторной диагностике листериоза // Листериоз на рубеже веков : тез. докл. Междунар. симпоз. — Покров, 1999. — С. 73-76.
Горобец О.Б., Блинкова Л.П., Батуро А.П. Влияние микроводорослей на жизнеспособность микроорганизмов в естественной и искусственной среде обитания // Журн. микробиол.
— 2001. — № 1. — С. 104-108.
Ермолаева С.А., Тартаковский И.С. Регуляция экспрессии факторов вирулентности у Listeria monocytogenes // Журн. микробиол. — 2001. — № 3. — С. 106-110.
Карпова Л.А., Белый Я.Ф., Тартаковский И.С., Прозоровский С.В. Очистка и характеристика листериолизина О L. monocytogenes // Журн. микробиол. — 1994. — №9 4. — С. 3-7.
Мукамолова Г.В. Образование и биохимическая характеристика покоящихся форм неспо-рулирующей бактерии Micrococcusluteus : автореф. дис. ... канд. биол. наук. — М., 1995. — 25 с.
Пушкарева В.И., Емельяненко Е.Н., Диденко Л.В. Влияние микроводорослей на жизнеспособность Listeria monocytogenes // Журн. микробиол. — 1998. — № 5. — С. 9-13.
Пушкарева В.И., Емельяненко Е.Н., Литвин В.Ю. и др. Патогенные листерии в почве и в ассоциации с водорослями: обратимый переход в некультивируемое состояние // Журн. микробиол. — 1997. — № 3. — С. 3-6.
Романова Ю.М. Некультивируемое состояние у патогенных бактерий на модели Salmonella typhimurium: феномен и генетический контроль : автореф. дис. ... д-ра биол. наук. — М.,
1997. — 48 с.
Тамбиев А.Х., Шелястина Н.Н., Болдырева Л.С. Изучение биологической активности экзометаболитов одноклеточных морских водорослей // Физиология растений. — 1981. — Т. 28, № 3. — С. 627-634.
Тартаковский И.С., Малеев В.В., Ермолаева С.А. Листерии: роль в инфекционной патологии человека и лабораторная диагностика : монография. — М. : Медицина для всех, 2002. — 200 с.
Терехова В.Е. Микробиологические аспекты экологии Listeria monocytogenes в морской среде : автореф. дис. ... канд. мед. наук. — Владивосток, 2003. — 24 с.
Терехова В.Е., Айздайчер Н.А., Бузолева Л.С., Сомов Г.П. Влияние метаболитов морских микроводорослей на размножение бактерий вида Listeria monocytogenes // Биол. моря. — 2009.
— Т. 35, № 4. — С. 306-309.
Шлегель Г. Общая микробиология : монография. — М. : Мир, 1987. — 567 с.
Эпидемиологические аспекты экологии бактерий : монография. — М. : Фармпринт,
1998. — 229 с.
Bohach G.A., Snyder I.S. Cyanobacterial stimulation of growth and oxygen uptake by Legionella pneumophila // Appl. Environ. Microbiol. — 1983. — № 46. — P. 528-531.
Bold H.C. The cultivation of algae // Bot. Rev. — 1942. — Vol. 8. — P. 69-138.
Burkholder P.R. Cooperation and conflict among primitive organisms // Am. Sci. — 1952. — Vol. 40. — P. 601-631.
Guillard R.R.L., Ryther J.H. Studies of marine planktonic diatoms. 1. Cyclotella nana Hustedt, and Detonula confervacea (Cleve) Gran. // Can. J. Microbiol. — 1962. — Vol. 8. — P. 229-239.
Imai I., Ishida Y., Sakaguchi K., Hata Y. Algicidal marine bacteria isolated from Northern Hiroshima Bay // Japan Fish Sci. — 1995. — Vol. 61. — P. 628-636.
Kang Y.H., Kim B.R., Choi H.J. et al. Enhancement of algicidal activity by immobilization of algicidal bacteria antagonistic to Stephanodiscus hantzchii (Bacillariophyceae) // Appl. Microbiol.
— 2007. — Vol. 103. — P. 1983-1994.
Kaprelyants A.S., Mukamolova G.V., Kell D.B. Estimation of dormant Micrococcus luteus cells by penicillin lysis and by resuscitation in cell-free spent medium at high dilution // FEMS Microbiol. Lett. — 1994. — Vol. 115. — P. 347-352.
Kempf V.A., Hitziger N., Riess T., Autenriath I.B. Do plant and human pathogens have a common pathogenicity strategy? // Trends Microbiol. — 2002. — Vol. 10. — P. 269-275.
Lee S.O., Kato J., Takiguchi N. et al. Involvement of an extracellular protease in algicidal activity of the marine bacterium Pseudoalteromonas sp. Strain A28 // Appl. Environ. Microbiol. — 2000. — Vol. 66. — P. 4334-4339.
Liston J. Microbial hazards of seafood consumption. Toxins, bacteria and viruses are the principal causes of seafoodborne diseases // Food. Technol. — 1990. — Vol. 44. — P. 58-62.
Manage P.M., Kawabata Z., Nakano S. Algicidal effect of bacterium Alcaligenes denitrificans on Microcystis sp. // Aquat. Microb. Ecol. — 2000. — Vol. 22. — P. 111-117.
Markova Yu.A., Romanenko A.S., Shafikova T.N. Mechanisms of bacterial polyhostality // J. Stress Physiol. and Biochem. — 2007. — Vol. 3, № 2. — P. 15-23.
Mayali X., Azam F. Algicidal bacteria in the sea and their impact on algal blooms // J. Euk. Microbiol. — 2004. — Vol. 51. — P. 139-144.
Rogers H.W., Unanue E.R. Neutrophilis are involved in acute, non-specific resistence to Listeria monocytogenes in mice // Infect. Immun. — 1993. — Vol. 61. — P. 5090-5096.
Roth P., Twiner M., Mikulski C. et al. Comparative analysis of two algicidal bacteria active against the red tide dinoflagellate Karenia brevis // Harmful Algae. — 2008. — Vol. 7. — P. 682-691.
Rozen Y., Belkin S. Survival of enteric bacteria in seawater // FEMS Microbiol. Rev. — 2001.
— № 25. — P. 513-529.
Sallal A.K. Lysis of cyanobacteria with Flexibacter sp. isolated from domestic sewage // Microbios. — 1994. — Vol. 77. — P. 57-67.
Salmon E.D., Tran R. High-resolution video-enhanced differential interference contrast (VE-DIC) light microscopy // Methods in cell biology. — L. : Academic Press, 1998. — P. 153-184.
Salomon P.S., Imai I. Pathogens of harmful microalgae // Ecology of harmful algae. Ecological studies. — 2006. — Vol. 189. — P. 271-282.
Sheehan B., Kocks C., Dramsi S. et al. Molecular and genetic Determinants of Listeria monocytogenes infectious process // Microbiol. and Immunol. — 1994. — Vol. 192. — P. 187-216.
Sigee D.C., Glenn R., Andrews M.J. et al. Biological control of cyanobacteria: principles and possibilities // Hydrobiol. — 1999. — Vol. 395/396. — P. 161-172.
Skerratt J.H., Bowman J.P., Hallegraeff G. et al. Algicidal bacteria associated with blooms of a toxic dinoflagellate in a temperate Australian estuary // Mar. Ecol. Prog. Ser. — 2002. — Vol. 244. — P. 1-15.
Staskawicz B.J., Mudgett M.B., Dangl J.L., Galan J.E. Common and contrasting themes of plant and animal diseases // Science. — 2001. — Vol. 22. — P. 2285-2291.
Terekhova V., Buzoleva L., Sosnin V. et al. Okhotsk Sea ice as a reservoir of Listeria monocytogenes // Polar Bioscience. — 2006. — Vol. 19. — P. 43-50.
Tison D.L., Pope D.H., Cherry W.B. Growth of Legionella pneumophila in association with blue-green algae (Cyanobacteria) // Appl. Environ. Microbiol. — 1980. — Vol. 39. — P. 456-459.
Van Sluys M.A., Monteiro-Vitorello C.B., Camargo L.E. et al. Comparative genomic analysis of plantassociated bacteria // Annu. Rev. Phytopatol. — 2002. — Vol. 40. — P. 169-174.
Vazquez-Boland J.A., Dominguez-Bernal G., Gonzalez-Zorn B. et al. Pathogenicity islands and virulence evolution in Listeria // Microb. Inf. — 2001a. — Vol. 3. — P. 571-584.
Vazquez-Boland J.A., Kuhn M., Berche P. et al. Listeria pathogenesis and molecular virulence determinants // Clin. Microbiol. Rev. — 2001b. — Vol. 14. — P. 584-640.
Weiss D.G. Visualization of the living cytoskeleton by video-enhanced microscopy and digital image processing // J. Cell Sci. Suppl. — 1986. — Vol. 5. — P. 1-15.
Wright S., Linton C., Edwards R., Drury E. Isoamyl alcohol (3-methyl-1-butanol) a volatile anticyanobacterial and phytotoxic product of some Bacillus sp. // Lett. Appl. Microbiol. — 1991. — Vol. 13. — P. 130-132.
Yoshinaga I., Kawai T., Takeuchi T., Ishida Y. Distribution and fluctuation of bacteria inhibiting the growth of a marine red tide phytoplankton Gymnodinium mikimotoi in Tanabe Bay // Fish Sci. — 1995. — Vol. 61. — P. 780-786.
Поступила в редакцию 2.05.12 г.
