CC BY
32
wild Primula (Primulaceae) taxa of Turkey. Turk J Botany. 2010;34(3):147-157. doi: 10.3906/bot-0905-23
19. Dellaporta SL, Wood J, Hicks JB. A plant DNA mini preparation: Version II. Plant. Mol. Biol. Rep. 1983;1:19-21.
20. Hollingsworth PM, Graham SW, Little DP. Choosing and Using a Plant DNA Barcode. PLoS ONE. 2011;6(5):e19254.
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0019254
21. Jun W, Nian-He X. Ardisia crenata complex (Primulaceae) studies using morphological and molecular data. Botany. 2012;163-172.
22. Kumar S, Stecher G, Tamura K. MEGA7: Molecular Evolutionary Genetics Analysis version 7.0 for bigger datasets. Mol. Biol. Evol. 2016;33:1870-1874. https://doi.org/10.1093/molbev/msw054
23. Tamura K, Nei M. Estimation of the number of nucleotide substitutions in the control region of mitochondrial DNA in humans and chimpanzees. Mol. Biol. Evol. 1993;10:512-526.
УДК 581.1. ГРНТИ 34.31.
https://doi.org/10.1093/oxfordjoumals.molbev.a04002
3
24. Librado P, Rozas J. DnaSP v5 a software for comprehensive analysis of DNA polymorphism data. Bioinformatics. 2009;25(11):1451-1452. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btp187
25. Leigh JW, Bryant D. POPART: full-feature software for haplotype network construction. Methods Ecol. Evol. 2015;6(9):1110-1116. doi: 10.1111/2041-210X.12410
26. Chan TYK. Aconite poisoning. Clinical toxicology. 2009;47(4):279-285. https://doi.org/10.1080/15563650902904407
27. Xiao PG, Wang FP, Gao F, et al. A pharmacophylogenetic study of Aconitum L. (Ranunculaceae) from China. Acta Phytotax. Sin. 2006;44 (1):1-46. doi: 10.1360/aps050046
28. Kress WJ, Wurdack KJ, Zimmer EA, et al. Use of DNA barcodes to identify flowering plants. PNAS USA. 2005;102(23):8369-8374. https://doi.org/10.1073/pnas.0503123102
ВЛИЯНИЕ САЛИЦИЛОВОЙ КИСЛОТЫ НА ДЫХАНИЕ И ГЕНЕРАЦИЮ АКТИВНЫХ ФОРМ _КИСЛОРОДА В МИТОХОНДРИЯХ РАСТЕНИЙ_
DOI: 10.31618/ESU.2413-9335.2020.2.79.1043 Буцанец Павел Андреевич
Кандидат биологических наук, научный сотрудник лаборатории дыхания растений Баик Алина Святославовна кандидат биологических наук, научный сотрудник лаборатории дыхания растений Шугаева Наталья Александровна научный сотрудник лаборатории дыхания растений Шугаев Александр Григорьевич доктор биологических наук, заведующий лабораторией дыхания растений, Институт физиологии растений им. К. А. Тимирязева Российской академии наук,
127276, Ботаническая ул. 35. Москва, Россия
EFFECT OF SALICYLIC ACID ON RESPIRATORY ACTIVITY AND REACTIVE OXIGEN SPECIES GENERATION IN PLANT MITOCHONDRIA
Butsanets P.A.
PhD in Biology, Res. Fel., of the laboratory ofplant respiration
Baik A.S. PhD in Biology, Res. Fel., of the laboratory ofplant respiration Shugaeva N.A. Res. Fel.,
of the laboratory ofplant respiration Shugaev A. G.
Doctor of Science in Biology, Head of the laboratory of plant respiration, Timiryazev institute ofplant physiology, Russian academy of sciences, 127276, Botanycheskaya st. 35, Moscow, Russia
АННОТАЦИЯ
Целью работы являлось изучение влияния стрессового фитогормона - салициловой кислоты (СК) на дыхание и генерацию активных форм кислорода (АФК) в митохондриях, выделенных из семядолей проростков люпина (Lupinus angustifolius L.) и хранящихся корнеплодов сахарной свеклы (Beta vulgaris L.). Митохондрии выделяли методом дифференцированного центрифугирования, дыхание органелл
измеряли полярографически с использованием кислородного электрода типа Кларка, образование АФК (перекиси водорода) в митохондриях определяли с использованием флуорогенного красителя 2,7-дихлородигидрофлуоресцеин диацетата (DCFDA). Полученные результаты показали, что СК способна оказывать прямое регуляторное влияние на основные параметры процесса окислительного фосфорилирования (скорость окисления субстратов, величину дыхательного контроля и коэффициента АДФ/О), а также на образование АФК. Впервые показано, что характер действия СК на метаболизм митохондрий зависит не только от концентрации фитогормона, но также от функционального состояния органелл, которое определяется спецификой метаболизма тканей и органов, из которых они были выделены.
SUMMARY
The aim of this work was to study the effect of a stress phytohormone, salicylic acid (SA), on respiration and generation of reactive oxygen species (ROS) in mitochondria isolated from the cotyledons of lupine seedlings (Lupinus angustifolius L.) and stored taproots of sugar beet (Beta vulgaris L.). Mitochondria were isolated by differential centrifugation, respiration of organelles was measured polarographically using a Clark-type oxygen electrode, and the formation of ROS (hydrogen peroxide) in mitochondria was determined using a fluorogenic dye 2,7-dichlorodihydrofluorescein diacetate (DCFDA). The results obtained showed that SA is capable of exerting a direct regulatory effect on the main parameters of the oxidative phosphorylation process (the rate of substrate oxidation, the value of respiratory control and the ADP/O coefficient), as well as on the formation of ROS. It was shown for the first time that the character of the SA action on mitochondrial metabolism depends not only on the phytohormone concentration, but also on the functional state of the organelles, which is determined by the specificity of the metabolism of tissues and organs from which they were isolated.
Ключевые слова: Beta vulgaris - Lupinus angustifolius - митохондрии - салициловая кислота -окисление сукцината - активные формы кислорода
Kea words: Beta vulgaris - Lupinus angustifolius - mitochondria - salicylic acid - suranate oxidation -reactive oxygen species
Введение. Салициловая кислота (СК) относится к фитогормонам фенольной природы, и оказывает регуляторное действие на многие физиологические процессы в растениях, включая: термогенез, индукцию устойчивости при атаке патогенов и действие неблагоприятных условий окружающей среды (водный дефицит, экстремальные температуры и т.д.) [1-5]. Хорошо известна роль, которую играет СК в индукции процесса термогенеза при цветении ароидных [1]. Выделение тепла в клетках соцветий ароидных обусловлено диссипацией энергии в ЭТЦ митохондрий, вследствие индукции
альтернативной CN-резистентной оксидазы (АО), которая шунтирует дыхательную цепь на уровне убихинона в обход двух пунктов энергетического сопряжения.
Несмотря на значительный прогресс, достигнутый в последнее время в выяснении путей передачи гормонального сигнала СК [5, 6], некоторые стороны механизма действия этого фитогормона остаются малоизученными. Это относится, в первую очередь, к выяснению возможного участия активных форм кислорода (АФК) и, прежде всего, перекиси водорода в реализации регуляторного влияния СК на дыхание растений, а также в приобретении растениями устойчивости к неблагоприятным условиям среды и индукции запрограммированной гибели клеток (ЗГК) в ходе реакции сверхчувствительности (СВЧ) [4, 5, 7]. В литературе накапливаются данные, свидетельствующие об участии митохондрий и генерируемых в них АФК, в передаче регуляторного сигнала СК [8, 9-12]. В частности, показано, что индуцированная фитогормоном устойчивость табака к вирусу табачной мозаики
оказалась чувствительна к салицилгидроксамовой кислоте, известному ингибитору АО [8].
В последнее время, с использованием трансгенных растений арабидопсиса было показано, что митохондрии, являются одной из мишеней прямого регуляторного действия СК и играют важную роль в процессе формирования устойчивости растений к биотическим и абиотическим стресс-факторам [10-12]. При этом, образующиеся в митохондриях активные формы кислорода (АФК), в частности, перекись водорода, по-видимому, служат вторичными посредниками в передаче регуляторного сигнала этого фитогормона. Поэтому, изучение регуляторного действия СК на метаболизм митохондрий растений, включая ее влияние на скорость образования АФК этими органеллами, является чрезвычайно актуальным.
Вместе с тем, в настоящее время в литературе имеются лишь единичные работы, посвященные выяснению прямого действия СК на метаболическую активность митохондрий растений, при этом полученные в них результаты оказались достаточно противоречивы. В частности, было показано, что инкубация клеточной культуры табака в присутствии низкой концентрации (20 мкМ) СК приводила к быстрому ингибированию поглощения кислорода и снижению внутриклеточного уровня АТФ, однако, выделенные из этих клеток митохондрии оставались функционально активными [13]. Позднее, в работе Norman и др. [14], это противоречие частично удалось объяснить тем, что была показана способность клеток табака накапливать экзогенную СК. При этом концентрация внутриклеточной СК могла превышать концентрацию экзогенной
(добавленной) СК более чем в 10 раз. Кроме того, была обнаружена концентрационная зависимость действия фитогормона на метаболическую активность митохондрий. Так, в низких концентрациях (ниже 100 мкМ) СК действовала как разобщитель окислительного фосфорилирования, увеличивая скорость окисления субстратов в отсутствие АДФ (состояние 4). При увеличении концентрации СК усиливалось ее ингибирующее действие на дыхание митохондрий, особенно в состоянии 3, т.е. в присутствии АДФ [14]. Тем не менее, имеющихся в литературе данных пока явно недостаточно, для того чтобы утверждать, что описанный выше характер действия СК на метаболизм митохондрий растений является универсальным.
Целью работы являлось изучение влияния СК на процесс окислительного фосфорилирования и генерацию перекиси водорода (Н2О2) в митохондриях, выделенных из органов, характеризующихся различной функциональной активностью: семядолей проростков люпина и хранящихся (покоящихся) корнеплодов сахарной свеклы
Материал и методы. Растения сахарной свеклы (Beta vulgaris L., сорт Верхнячская 031) выращивали в полевых условиях на опытном участке ИФР РАН. Объектом исследований служили митохондрии, выделенные из ткани зрелых корнеплодов, хранящихся при 4оС в течение 8-16 недель. Семена люпина узколистого (Lupinus angustifolius L., сорт «Дикаф»), проращивали в течение 4 дней на воде в термостатируемой комнате при 24оС в темноте.
В работе использовали базовую методику выделения митохондрий из корнеплодов сахарной свеклы [15]. Отмытые митохондрии ресуспендировали в малом объеме среды, содержащей 0.4 М сахарозу, 10 мМ Tris-НО-буфер (рН 7.2) и 0.1%-ный бычий сывороточный альбумин (БСА), свободный от жирных кислот (ЖК). Митохондрии из семядолей этиолированных проростков люпина выделяли по методу [16]. Выделенные митохондрии ресуспендировали в малом объеме среды, содержащей: 0.3 М сахарозу, 30 мМ MOPS-буфер (рН 7.2) и 0.1% БСА, свободный от ЖК. Суспензию митохондрий хранили на льду. Все операции проводили в холодной комнате при 2-4оС.
Поглощение кислорода митохондриями измеряли полярографически, используя кислородный электрод типа Кларка. Стандартная реакционная среда (1 мл) при 25оС содержала 0.4 М
сахарозу, 10 мМ Tris-На-буфер (рН 7.2), 10 мМ К-РО4 буфер (рН 7.2), 0,1%-ный БСА, 5 мМ MgCb и 0.8 - 1.0 мг белка митохондрий. Остальные добавки приведены в подписи к таблице. Скорость поглощения кислорода, величину дыхательного контроля (ДК) и коэффициента АДФ/О рассчитывали по методу [17]. Количество митохондриального белка определяли по методу Lowry с соавт. [18], используя БСА в качестве стандарта.
Определение образования Н2О2 в митохондриях проводили с использованием флуорогенного индикатора 2,7-
дихлородигидрофлуоресцеин диацетата (DCFDA) по методу Belt et al. [12]. Митохондрии (0.5 мг/мл) инкубировали в стандартной реакционной среде (1 мл). Дополнительно вносили: 5.0 мМ КН2РО4 (рН 7.2), 3 мМ MgCl2, 1 Е/мл пероксидазу хрена, 1 мкМ DCFDA, 5 мМ сукцинат в присутствии глутамата (5 мМ), а также 100-500 мкМ СК. Флуоресценцию DCF регистрировали на спектрофлуориметре Hitachi-850 («Hitachi», Япония), длина волны возбуждения - 480 нм, регистрации - 520 нм и рассчитывали скорость образования перекиси водорода (в относительных единицах). В контрольных опытах измерения флуоресценции DCF проводили в отсутствие субстрата дыхания. При этом скорость образования Н2О2 митохондриями определяли по разности опытных и контрольных значений интенсивности
флуоресценции DCF [12].
Все опыты и серии опытов были выполнены в минимум трех биологических и трех аналитических повторностях. На рисунках представлены данные характерных опытов, в таблице представлены средние значения и их стандартные отклонения. В некоторых случаях средние значения сравнивали по t-критерию Стьюдента (р < 0.05).
Результаты и обсуждение. Mитохондрии, изолированные из хранящихся корнеплодов сахарной свеклы и семядолей 4-дневных проростков люпина, характеризовались высокой скоростью окисления сукцината в состоянии 3 (V3) в присутствии АДФ, а также прочным сопряжением процессов окисления и фосфорилирования, на что указывает высокий коэффициент дыхательного контроля (ДК) по Чансу, который определяется отношением скорости окисления субстрата в состоянии 3 (в присутствии АДФ) к таковой в состоянии 4 (V4), после исчерпания АДФ в ходе синтеза АТФ, и близкие к теоретическим значения коэффициента АДФ/О (таблица).
Примечание. Состав среды инкубации см. раздел Материалы и методы. Дополнительно вносили 5 мМ сукцинат, 5 мМ глутамат, 100 мкМ АДФ (состояние 3) и 100 или 500 мкМ СК. Скорости окисления субстрата выражены в нг-атом О2/(мин • мг белка)
Таблица.
Влияние СК на скорость поглощения кислорода, величину ДК и АДФ/О при окислении сукцината _митохондриями семядолей люпина и корнеплода сахарной свеклы_
Объект Вариант Состояние 3 (V3) Состояние 4 V4) ДК (V3/V4) АДФ/О
Семядоли Контроль 180 ± 14 54 ± 11 3.3 ± 0.1 1.6 ± 0.1
проростков 100 мкМ СК 169 ± 23 66 ± 13 2.6 ± 0.1 1.5 ± 0.3
люпина 500 мкМ СК 139 ± 32 78 ± 18 1.8 ± 0.2 1.3 ± 0.3
Корнеплоды сахарной свеклы Контроль 100 мкМ СК 500 мкМ СК 192 ± 38 200 ± 31 205 ± 27 54 ± 8 63 ± 9 114 ± 21 3.6 ± 1.3 3.2 ± 1.4 1.8 ± 0.4 1.8 ± 0.1 1.6 ± 0.3 1.4 ± 0.2
Данные таблицы показывают также, что инкубация митохондрий корнеплода в присутствии 100-500 мкМ СК разобщала дыхание, что проявлялось, в первую очередь, в заметном увеличении скорости окисления сукцината в состоянии 4 (в отсутствие АДФ). Разобщающее действие СК сопровождалось снижением величины ДК и коэффициента АДФ/О, т.е. существенным ослаблением прочности сопряжения процесса окислительного фосфорилирования и его эффективности. При изучении влияния 500 мкМ СК на окисление сукцината в митохондриях семядолей люпина было обнаружено, что фитогормон оказывал гораздо более слабый разобщающий эффект на дыхание в состоянии 4. В то же время, окисление субстрата в состоянии 3 в митохондриях люпина оказалось более чувствительным к действию СК, чем в митохондриях корнеплода, и заметно ингибировалось в присутствии фитогормона (таблица). Таким образом, в митохондриях семядолей люпина СК, в одинаковых концентрациях, слабее разобщала процесс окислительного фосфорилирования и сильнее ингибировала транспорт электронов в ЭТЦ.
Далее было изучено влияние СК на образование Н2О2 митохондриями семядолей люпина и корнеплода сахарной свеклы. Как уже отмечалось во Введении в последнее время с использованием трансгенных растений арабидопсиса, было показано, что митохондрии, будучи одной из мишеней регуляторного действия
СК, играют важную роль в процессе формирования стресс-устойчивости растений [11, 12]. При этом, были получены доказательства участия СК в митохондриальном сигналинге основанном на существенной активации под влиянием фитогормона образования перекиси водорода органеллами при окислении сукцината [11, 12]. С использованием аналогичного методического подхода исследовали влияние СК на образование Н2О2 при окислении сукцината митохондриями. Было показано, что интенсивность образования Н2О2 в митохондриях семядолей люпина, измеренная с помощью DCFDA, носила нелинейный характер (рис. 1а). Вначале наблюдалось постепенное увеличение сигнала, затем в течение нескольких минут генерация АФК митохондриями происходила с примерно одинаковой скоростью, после чего следовало ее резкое ингибирование, которое коррелировало с существенным (до 35-40% от исходного) падением уровня кислорода в кювете, в процессе окисления сукцината (не показано). Учитывая это, мы оценивали влияние СК именно на линейную скорость образования Н2О2 митохондриями (рис. 1а). Было показано, что присутствие в среде инкубации митохондрий 100 мкМ СК, действительно, вызывала очень значительное увеличение сигнала DCF, как бы свидетельствующего о резком увеличении по сравнению с контролем скорости образования Н2О2 митохондриями люпина при окислении сукцината (рис.1б, варианты 1 и 2).
о
О и-ш-ш-|_и-и
К 50 100 500 Концентрация СК, мкМ
Рис. 1. Влияние СК на генерацию Н2О2 митохондриями семядолей люпина.
Состав среды инкубации указан в разделе «Материалы и методы», дополнительно вносили 5 мМ сукцинат, 5 мМ глутамат, 50-500 мкМ СК. а - изменение флуоресценции DCF при окислении сукцината;. б - определение влияния СК на флуоресценцию DCF с учетом неспецифического действия гормона. Варианты: 1 - митохондрии в присутствии сукцината (контроль), 2 - митохондрии в присутствии сукцината и СК, 3 - неспецифическое действие СК на флуоресценцию DCF в отсутствие дыхательного субстрата, 4 - выявление реальной стимуляции СК образования АФК митохондриями люпина (разница между флуоре^енцией DCF в вариантах 2 и 3). в - влияние различных концентраций СК на образование Н2О2 в митохондриях семядолей с учетом неспецифического действия гормона на флуоресценцию DCF. * - достоверные различия по сравнению с контролем (уровень значимости р < 0,05)
Аналогичные результаты были получены китайскими учеными на митохондриях листьев арабидопсиса [11]. Однако оказалось, что добавка СК в среду инкубации митохондрий в отсутствие сукцината также заметно увеличивала флуоресценцию индикатора (рис. 1б, вариант 3). Этот негативный контроль показывает существенное увеличение базового сигнала DCF в присутствии СК, очевидно, не связанного с генерацией АФК в дыхательной цепи митохондрий. Полученные нами результаты согласуются с данными австралийских исследователей, которые также на митохондриях арабидопсиса показали, что только разница между интенсивностью сигнала DCF в отсутствие и в присутствии дыхательного субстрата выявляет реальную активацию скорости образования Н2О2 в ЭТЦ под влиянием фитогормона [12]. Но даже с учетом этого, СК очень существенно, примерно, в 2.0-2.5 раза усиливала образование Н2О2 митохондриями (рис. 1б, вариант 4). При этом более высокие концентрации СК (500 мкМ) вызывали дополнительную (на 15-20%), активацию образования АФК митохондриями семядолей люпина (рис. 1в).
Совершенно другая картина наблюдалась при действии СК на образование Н2О2 в митохондриях корнеплода сахарной свеклы. Прежде всего, следует отметить, что в отсутствие глутамата, обеспечивающего удаление оксалоацетата, образование перекиси митохондриями,
выделенными из хранящегося корнеплода, при окислении сукцината практически полностью ингибировалось. При этом инкубация митохондрий в присутствии фитогормона также не активировала образование АФК (данные не приведены). Таким образом, инактивация СДГ оксалоацетатом, оказывала существенное негативное влияние на генерацию Н2О2 митохондриями корнеплода, что подтверждает данные полученные нами ранее с использование другого индикатора - п-гидроксифенилацетата (PHPA) [19]. При активации СДГ в присутствии глутамата окисление сукцината сопровождалось образованием перекиси, однако, скорость процесса была существенно ниже (примерно в 2-3 раза), чем при окислении этого субстрата в митохондриях люпина (Рис. 2, вариант 1). Добавка в реакционную среду СК заметно активировала флуоресценцию DCF, однако, большая часть этой активации сохранялась в отсутствие субстрата окисления (Рис. 2., варианты
2 и 3). Поэтому, итоговая стимуляция СК образования АФК в дыхательной цепи митохондрий корнеплода при окислении сукцината оказалось незначительной и составляла 10-15% по
сравнению с контролем (Рис. 2, вариант 4). Увеличение концентрации СК до 500 мкМ дополнительно активировало образование АФК митохондриями корнеплода (рис. 2б).
Варианты опытов Концентрация СК, мкМ
Рис. 2. Влияние СК на скорость образования Н2О2 митохондриями хранящегося корнеплода сахарной свеклы при окислении сукцината в присутствии глутамата Условия опытов, как на рис. 1. а - определение влияния СК на флуоресценцию БСЕ с учетом неспецифического действия гормона. Варианты: 1- митохондрии плюс сукцинат; 2- митохондрии плюс сукцинат плюс СК (100 мкМ); 3 - митохондрии + СК (100 мкМ); 4- реальная активация скорости образования АФК фитогормоном. б - влияние различных концентраций СК на генерацию перекиси водорода митохондриями корнеплода
К сожалению, при использовании БСРБЛ возникают трудности при определении абсолютной, а не относительной скорости образования Н2О2, поскольку этот индикатор не реагирует с перекисью непосредственно (для калибровки нужен БСБ). Однако в предыдущем исследовании, с использованием другого индикатора (РНРА) нами была определена скорость образования перекиси в митохондриях хранящихся корнеплодов сахарной свеклы [19]. Было показано, что окисление митохондриями 10 мМ сукцината в присутствии глутамата сопровождалось образованием Н2О2, со скоростью равной 0.14-0.17 нмолей Н2О2/(мин • мг белка). Если принять, что в реакцию с пероксидазой хрена вовлекается вся образующаяся перекись, или хотя бы ее большая часть, тогда это составит примерно 0.1-0.4% от скорости поглощения кислорода при окислении данного субстрата митохондриями соответственно в состоянии 3 и состоянии 4. Исходя из этого и на основании результатов данной работы, можно примерно оценить скорость образования АФК в митохондриях семядолей люпина, которая при окислении сукцината будет составлять 0.28-0.34 нмолей Н2О2/(мин • мг белка), а при ее активации (в 2.5-3 раза) под влиянием СК, достигать 1.0 нмоля Н2О2/(мин • мг белка). Это соответствует максимальным значениям генерации АФК в митохондриях растений и животных [5, 10, 20].
Таким образом, полученные нами результаты и данные литературы показали, что, наряду с индукцией ряда генов, кодирующих белки митохондрий растений, в частности, генов АО, СК способна прямо модулировать метаболическую активность этих органелл. При этом СК, при
повышении ее уровня в клетке в условиях стресса, может оказывать регуляторное влияние практически на все основные функции митохондрий: скорость окисления дыхательных субстратов, эффективность процесса
окислительного фосфорилирования, величину мембранного потенциала и проницаемость внутренней мембраны органелл [14-16]. Кроме того, в данной работе нами впервые было показано, что сила и характер этого влияния будет зависеть не только от концентрации СК, но и от функционального состояния органелл, которое, в свою очередь, определяется, по-видимому, спецификой метаболизма тканей и органов растений, из которых они были получены.
Одновременно, показано, в том числе и в данной работе, что СК в широком диапазоне концентраций существенно активирует образование АФК (Н2О2) в митохондриях, которая, выходя из органелл, может служить вторичным посредником в передаче сигнала этого фитогормона. При этом высказывается предположение, что сигнал, поступающий от СК с участием митохондрий, способен увеличивать экспрессию тех ядерных генов, которые не могут быть активированы при передаче сигнала от СК другими путями, например, с участием рецепторов этого фитогормона (КРЯ1, КРЯ3 КРЯ4) [5. 10, 12]. Такая трансформация под влиянием СК метаболизма митохондрий обеспечивает их роль в качестве передатчика сигнала этого фитогормона в форме АФК, вызывая индукцию экспрессии генов ряда защитных белков клетки (включая АО и некоторые антиоксидантные ферменты), способствует формированию устойчивости растений к различным неблагоприятным условиям
окружающей среды [10-12]. Однако в том случае, если антиоксидантная защита не срабатывает по тем или иным причинам, в клетках и в митохондриях возникает окислительный стресс, связанный одновременно с накоплением СК и повышением уровня АФК, поскольку, известно, что СК способна ингибировать ключевые антиоксидантные ферменты, в частности, каталазу и аскорбатпероксидазу. Увеличение концентрации СК ингибирует также активность ЭТЦ, блокируя перенос электронов от начальных дегидрогеназ на убихинон [14]. Кроме того, как впервые показано нами при повышении концентрации СК она может индуцировать АФК-зависимую пермеабилизацию внутренней мембраны митохондрий семядолей люпина, по-видимому, вследствие открытия в ней канала (или поры) неспецифической проницаемости (РТР), проницаемого для протонов (и, возможно, для других низкомолекулярных катионов), функционирование которого приводит к деполяризации мембраны [16]. Способность СК индуцировать открытие РТР в условиях окислительного стресса была показана только на митохондриях животных [20]. Очевидно, что дисфункция митохондрий, сопровождающаяся полной потерей способности к синтезу АТФ, должна в течение короткого времени привести к гибели клетки. Несомненно, необходимы дополнительные исследования для внесения ясности в обсуждаемые вопросы.
Список литературы
1.Raskin I., Turner I.M., Melander W.R. Regulation of heat production in the inflorescences of an Arum Lily by endogenous salicylic acid // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989; 86(7): 2214-2218.
2.Amirsadeghi S., Robson C.A., Vanlerberghe G.C. The role of the mitochondria in plant responses to biotic stress // Physiol. Plant. 2007; 129(1): 253-266. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.2006.00775.x
3.Horvath E., Szala G., Janda T. Induction of abiotic stress tolerance by salicylic acid signaling // J. Plant Growth Regul. 2007; 26(2): 290-300. https://doi.org/10.1007/s00344-007-9017-4
4.Yuan S., Lin H.H. Role of salicylic acid in plant abiotic stress // Z. Naturfosch. 2008; 63(5-6): 313-320. https://doi.org/10.1515/znc-2008-5-601
5.Vlot A.C., Dempsey D.A., Klessig D. Salicylic acid, a multifaceted hormone to combat disease // Annu. Rev. Phytopatol. 2009; 47: 177-206. https://doi.org/10.1146/annurev.phyto.050908.135202
6.Bari R., Jones J.D.G. Role of Plant Gormones in Plant Defence Responses // Plant Mol. Biol. 2008; 69(4): 473-488. doi:10.1007/s11103-008-9435-0
7.Garcia-Heredia J.M., Hervas M., de la Rosa M.A., Navarro J. Acetylsalicylic acid induces programmed cell death in Arabidopsis cell cultures // Planta. 2008; 228(1): 89-97. https://doi.org/10.1007/s00425-008-0721-5
8.Chivasa S., Murphy A.M., Naylor M., Carr J.P. Salicylic acid interferes with tobacco mosaic virus replication via a novel salicylhydroxamic acid-
sensitive mechanism // Plant Cell. 1997; 9: 547-557. https://doi.org/10.n05/tpc.9A547
9.Robson C.A., Vanlerberghe G.C. Transgenic plant cells lacking mitochondrial alternative oxidase have increased susceptibility to mitochondria-dependent pathways of programmed cell death // Plant Physiol. 2002; 129(4): 1908-1920. https://doi.org/10.1104/pp.004853
10.Gleason C., Huang S., Thatcher L. F., Foley R.C. et al. Mitochondrial complex II has a key role in mitochondrial-derived reactive oxygen species influence on plant stress gene regulation and defense // Proc. Natl. Acad. Sci. 2011; 108(26): 10768-10773. https://doi.org/10.101073/pnas. 1016060108
11.Nie S., Yue H., Zhou J., Xing D. Mitochondria-derived reactive oxygen species play a vital role in the salicylic acid signaling pathway in Arabidopsis thaliana//PLosOne. 2015; 10(3): e0119853. https://doi.org/ 10.1371/journal. pone.0119853
12.Belt K., Huang S., Thatcher L.F., Casarotto H. et al, Salicylic acid-dependent plant stress signaling via mitochondrial succinate dehydrogenase // Plant Physiol. 2017; 173(4): 2029-2040. https://doi.org/10.1104/pp. 16.00060
13.Xie Z., Chen Z. Salicylic acid induces rapid inhibition of mitochondrial electron transport and oxidative phosphorylation in Tobacco cell // Plant Physiol. 1999; 120(1): 217-225. https://doi.org/10.1104/pp.120.L217
14.Norman C., Howell K.A., Millar A.H., Whelan J.M., Day D.A. Salicylic acid is an uncoupler and inhibitor of mitochondrial electron transport // Plant Physiol. 2004; 134(1): 492-501. https://doi.org/10.1104/pp.103.031039
15.Shugaev A.G.,Butsanets P.A., Andreev I.M., Shugaeva N.A. Effect of salicylic acid on the metabolic activity of plant mitochondria // Russ. J. Plant Physiol. 2014; 61(4): 520-528.
https://doi.org/10.1134/S1021443714040189
16.Shugaev A.G., Butsanets P.A., Shugaeva N.A Salicylic acid induces the proton conductance in the inner mitochondrial membranes of lupine cotyledons // Russ. J. Plant Physiol. 2016; 63(5): 727-738. https://doi.org/10.1134/S1021443716060091
17.Chance B. Williams G.R. The Respiratory chain and oxidative phosphorylation // Adv. Enzymol. 1956; 17: 65-134. https://doi.org/10.1002/ 9780470122624.ch2
18.Lowry O.H., Rosebrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the folin phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951; 193(1): 265-275
19.Shugaev A.G., Lashtabega D.A., Shugaeva N.A., Vyskrebentzeva E.I. Effect of KCl-medium on succinate oxidation and hydrogen peroxide generation in mitochondria of sugar beet // Russ. J. Plant Physiol. 2010; 57(2): 189-197.
https://doi.org/10.1134/S1021443710020056
20.Battaglia V., Salvi M., Toninello A. Oxidative stress is responsible for mitochondrial permeability induction by salicylate in liver mitochondria // J. Biol. Chem. 2005; 280(40): 33864-33872. https://doi.org/10.1074/jbc. M502391200
