CC BY
11
УДК 612.351.11.014.4«:£4в.224-31
И. Тэйнорова
ВЛИЯНИЕ МНОГОКРАТНОГО ИНТРАПЕРИТОНЕАЛЬНОГО ВВЕДЕНИЯ СУЛЬФИТОВ НА АКТИВНОСТЬ ФЕРМЕНТА СУЛЬФИТОКСИДАЗЫ ПЕЧЕНИ
Институт гигиены и эпидемиологии, Прага (ЧССР)
Одним из наиболее распространенных загрязнителей атмосферного воздуха является сернистый газ. По литературным данным, сульфитные анионы эндогенного и экзогенного происхождения (вводимые интраперитонеально, интравенозно, перорально или при ингаляции SO¡j) сначала взаимодействуют с дисульфидическими связями, находящимися в плазме крови, до образования». S-сульфонатов:
R—S—S—R+SOf- ^ R—S—SOJ- + RS- (1)
(Gunnison и Benton; Gunnison "и Palmes; Balabajeva и Gancev).
Указанным обратным ферментативным взаимодействием (Eriksson; Mann-ervik и соавт.) освобождается сульфит-анион, окисляющийся до сульфата. В тканях млекопитающих его окисление катализировано ферментом суль-фитоксидазой Е. С. 1.8.3.1. (McLead и соавт.; Howell и Fridovich; Johnson и соавт.).
Целью настоящего исследования являлось выяснение влияния дозы S-сульфитов, вводимых интраперитонеально в организм, на активность сульфитоксидазы в печени, концентрацию S-сульфонатов в сыворотке крови, а также на массу печени крыс.
В эксперименте использованы крысы-самцы SPF линии Вистар с исходной массой 160—180 г, разделенные на 4 группы. Ежедневно в течение 21 дня крысам вводили интраперитонеально свежеприготовленный раствор Na2S206 pH 6,8. Дозу NaHS03 вычисляли из установленной LD50/24 ч 0,5М NaHS03(Tejnorova). Животные контрольной группы получали физиологический раствор (табл. 1).
На 22-е сутки опыта под легким эфирным наркозом производили лапа-ротомию для отбора крови из vena cava caudal is и извлечения печени. Для приготовления гомогената печени отсекали кусочек органа массой 100 мг.
Активность сульфитоксидазы в печени определяли методом Cohen и Fridovich, модифицированным Tejnorová. Взвешенную пробу помещали в гомогенизатор вместе с охлажденным 0,066 М фосфатным буфером pH 7,2 в соотношении 100 мг ткани: 2,5 мл раствора. В течение всей гомогенизации гомогенизатор находился в кусочках льда. Гомогенаты центрифугировали со скоростью 3000 об/мин и в дальнейшем работали только с су-пернатантом. Активность сульфитоксидазы измеряли с помощью спектрофотометра «Эппиндорф» (длина волны 405 нм в кюветах 1 см* при 25°С). В кюветы вносили пипеткой следующие растворы: 1,4 мл 6-10_4М К3 [Fe(CNe) Ю-4 М ЭДТА в буфере 0,1 М трис-HCl pH 8,6, 0,1 мл гомогената
Измерение начинали через 5 мин после смешения, производя регистрацию результатов в течение последующих 5 мин. Из пропорциональной части реакционной кривой вычисляли ДА 405-мин 1. Установленное соотношение активности сульфитоксидазы, рассчитанное для АА406-мин-1, перечисляли на миллиграмм-миллиметры гомогената на 1 г свежей ткани и целый орган. Содержание общего азота в гомогенате ткани определяли по методу Кьельдаля с поправкой для мик-
и 0,1мл 5-10-3М Na2S205.
Таблица 1
Количество сульфитов, введенных крысам
Группа животных Молярность NaHSOj Объем, мл/100 г Доза NaHSOj, мг/кг И so Q¡2 JX m
1-Я 0,05 0,4 20,8 2
2-я 0,5 0,2 104,3 10
3-я 0,5 0.4 208,6 20
Контроль — 0,4 — -
Таблица 2
Активность сульфитоксидазы в печени после многократного введения NaHSOs
Группа животных Доза NaHSOj, иг/кг Статистический пока-затель Масса тела крыс Масса печени ДА,,,-мин^Х Хыг~* -1 0* ДА,„ - мин-1 масса органа ДА10»-мин-»х Хг-"1 свежей ткани
п 14 14 14 14 14
1-Я 20,8 М 293,57 12,58 378,00 86,94 6,89
т 15,74 1.41 40,27 15,16 0,79
п 14 14 14 14 14
2-я 104,3 М 290,36 13,16 348,93 85,72 6,45
т 20,8 2,77 55,20 29,69 1,28
п 13 13 13 13 13
3-Я 208,6 М 275,77 12,62 327,62 66,74 5,40
т 18,91 1,35 46,27 13,63 0,90
п 13 12 12 12 12
Контроль М 280,77 11,87 371,83 81,64 6,92
т 29,21 1,29 26,59 16,84 1,51
роопределения. Концентрацию S-сульфонатов в сыворотке крови крыс измеряли методом Gunnison и Benton, модифицированным нами.
Пипеткой вносили 1 мл сыворотки крови в 1 часть диализационной ячейки и добавляли 0,2 мл раствора, содержащего 0,027 нмоль NaOH и 0,125 нмоль KCN: рН смеси приблизительно 10,2. Смесь в диализационных ячейках инкубировали в термостате при 37°С в течение 90 мин. После инкубации смесь охлаждали в течение 10 мин при —4°С. Затем во вторую часть диализационной ячейки вносили пипеткой 3,75 мл охлажденного и барботированного азотом 20 мин 0,01 н. глицин-NaOH буфера рН 10,2. В качестве полупроницаемой мембраны в диализационной ячейке служил целлофан. Спустя 16 ч после диализа при 4°С определяли в диализате сульфит по методу West-Gaeke. К 1,4 мл диализата добавляли 0,2 мл 0,18 М Na2HgCl4, 0,2 мл 0,15 М НС1, 0,2 мл Н20, 0,2 мл 0,04 % параросанилина, 0,2 мл 0,2 % НСНО. Через 20 мин после смешения пробы измеряли прибором Спекола (спектрофотометром) при 560 им. Холостая проба содержала вместо диализата буфер 0,01 М глицин-NaOH и раствор KCN и NaOH в одинаковых соотношениях и окончательного объема, как и в диализате. Количество S-сульфонатов в последнем отсчитывали из калибровочной кривой сульфитов и перечисляли на общее количество сульфитов, отщепленное из 1 мл сыворотки крови.
Таким образом, получены следующие результаты.
Активность фермента сульфитоксидазы печени, выраженная ДА405Х Хмин_1-мг N-1* 10*, была статистически достверно (Р=0,01) пониженной у крыс 3-й группы по сравнению с контрольной и 1-й группой.
При пересчете активности фермента сульфитоксидазы на 1 г ткани печени, а также на целый орган, разница показателей также оставалась достоверной (табл. 2). Концентрация S-сульфонатов в сыворотке крови крыс 2-й и 3-й опытных групп была статистически достоверно повышенной по сравнению с контролем (Р=0,015 и 0,01 соответственно).
Масса тела крыс и печени крыс не отличалась от имевшихся в контроле (см. табл. 2).
Трем группам крыс интраперитонеально вводили в течение 21 сут ежедневно раствор сульфита в разной концентрации. Дозы выбирали так, чтобы они соответствовали 2, 10 и 20% LD50/24 ч NaHS03 для крыс после однократного интраперитонеального применения. Для исследования активности сульфитоксидазы брали ткань печени, так как в этом органе установлена ее наивысшая активность (McLeod и соавт.; Tejnorova).
Установлено, что после 21-суточного интраперитонеального введения в дозе 2% LDb0 активность сульфитоксидазы в ткани печени не отличалась
от контроля. После применения суточной дозы NaHS03 104,3 мг/кг активность сульфитоксидазы понизилась, но статистически недостоверно. Gibson и Strong нашли, что в тканях печени и легких у крыс после интрапери-тонеальной подачи сульфита и после вдыхания S02 активность сульфитоксидазы остается без изменений. Авторы вводили сульфит в максимальной суточной дозе 150 мг/кг в течение 6 сут. Вероятно, статистически достоверное понижение активности сульфитоксидазы после введения NaHS03 208,6 мг/кг за сутки можно объяснить данными Cohen и Fridovich, которые в опытах in vitro обнаружили, что сульфиты ингибируют активность сульфитоксидазы. Gunnison и Palmes, изучавшие выделение сульфитов после интравенозного введения у кроликов, установили, что активность сульфитоксидазы с увеличением дозы сульфита уменьшается.
Статистически достоверное повышение концентрации S-сульфонатов в сыворотке крови крыс после введения 10 и 20% LD50 NaHS03 в течение 21 сут согласуется с понижением активности сульфитоксидазы.
Выводы
1. После повторного интраперитонеального введения крысам NaHS03 208,6 мг/кг в сутки происходит статистически достоверное снижение активности сульфитоксидазы в печени и статистически довтоверное повышение концентрации S-сульфонатов в сыворотке крови.
2. Суточная доза NaHS03 20,8 мг/кг не оказывает статистически достоверного влияния на активность сульфитоксидазы в печени и на концентрацию S-сульфонатов в сыворотке крови.
ЛИТЕРАТУРА
Balabajeva L., Gancev /. — Csl. Hyg., 1967, v. 12, p. 376—380. Eriksson S. — Acta chem. scand., 1967, v. 21, p. 1304—1312.
Cohen H. J., Drew R. T., Johnson J. L. et al. — Proc. nat. Acad. Sei. USA, 1973, v. 70, p. 3655—3659.
Cohen H. J., Fridovich I. — J. biol. Chem., 1971, v. 246, p. 359—366. Gibson W. В., Strong F. M. — Food Cosmet. Toxicol., 1973, v. 11, p. 185—198. Gunnison A. F., Benton A. W. — Arch. Environm. Hlth., 1971, v. 22, p. 381—388. Gunnison A. F., Palmes E. D. — Toxicol, appl. Pharmacol., 1971, v. 19, p. 411—412. Gunnison A. F., Palmes E. D. — Ibid., 1973, v. 24, p. 266—278. Howell L. D., Fridovich I. — J. biol. Chem., 1968, v. 243, p. 5941—5947. Johnson J. L., Rajagopalan К. V., Cohen H. J. — Ibid., 1974, v. 249, p. 859—866. McLeod R. M., Farkas W., Fridovich I. et a!. — Ibid., 1961, v. 236, p. 1841 — 1850. Mannervik В., Persson G., Eriksson S. — Arch. Biochem., 1974, v. 163, p. 283—289. Tejnorová I. — Csl. Hyg., 1977, v. 22, p. 64—68.
Поступила 13/11 1978 г.
УДК 615.285.7.015.4
Р. Энгст, Р. М. Махольц, М. Куява
МЕТАБОЛИЗМ ЛИНДАНА В ОРГАНИЗМЕ МИКРОБОВ, ТЕПЛОКРОВНЫХ ЖИВОТНЫХ И ЧЕЛОВЕКА
Центральный институт питания, Потсдам (ГДР)
В данной работе освещены вопросы, касающиеся метаболизма линдана, одного из самых распространенных хлорорганических пестицидов.
Идентификацию метаболитов линдана проводили методом газовой хроматографии одновременно на 5 колонках различной полярности с помощью детектора захвата орбитального электрона с использованием 35 эталонных веществ. Для контроля частично применяли методы тонкослойной хроматографии (или авторадиографии), ИК-спектроскопии и масс-спектроскопии.
Исследования на культурах плесневых грибов. В культуре плесневых
