CC BY
51
УДК 577.323,544.174.7
Вестник СПбГУ. Сер. 4. Т. 3 (61). 2016. Вып. 4
С. В. Пастон1, А. И. Николаев2
ВЛИЯНИЕ ЭДТА НА КОМПЛЕКСООБРАЗОВАНИЕ ДНК С ИОНАМИ Cu2+*
1 Санкт-Петербургский государственный университет,
Российская Федерация, 199034, Санкт-Петербург, Университетская наб., 7—9
2 Университет Страсбурга, Франция, 67081, Страсбург, ул. Б.Паскаля, 4
В работе изучается взаимодействие ионов Cu2+ с ДНК в растворе в присутствии ЭДТА методом кругового дихроизма. Установлено, что комплекс азотистых оснований ДНК с ионами меди разрушается при введении ЭДТА в раствор. Исследование растворов, содержащих тимидин (Thy), CuCl2 и ЭДТА, методом масс-спектрометрии с ионизацией электроспреем показало наличие сложных комплексов [Y4 ] • Cu2+ • Na+ • 2H+ • Thy, 2{[Y4~] • Cu2+ • Na+ • 2H+ • Thy} и 2{[Y4~] • Cu2+ • 3Na+ • Thy}, где [Y4~] — полностью де-протонированная форма ЭДТА. Во всех наблюдаемых комплексах стехиометрическое отношение Thy : [Y4~] : Cu2+ = 1:1:1. Появление сложных комплексов азотистых оснований с Cu2+ и ЭДТА можно ожидать на участках ДНК с дестабилизированной вторичной структурой, которые могут возникать в результате тепловых движений интактной ДНК, и в ДНК, связанной с лигандами или имеющей дефекты первичной структуры. В растворах ДНК, содержащих Cu2+ либо Cu2+ и ЭДТА, наблюдается усиление дестабилизации вторичной структуры макромолекулы под действием УФ-С света. Библиогр. 44 назв. Ил. 5. Табл. 1.
Ключевые слова: ДНК, ЭДТА, ионы меди, круговой дихроизм, масс-спектрометрия с ионизацией электроспреем.
S. V. Paston1, A. I. Nikolaev2
EDTA INFLUENCE ON THE DNA COMPLEXATION WITH Cu2+
1 St. Petersburg State University,
7—9, Universitetskaya nab., St. Petersburg, 199034, Russian Federation
2 University of Strasbourg, 4, rue B.Pascal, Strasbourg, 67081, France
Interaction of copper ions with DNA in solution in the presence of EDTA is studied with the method of circular dichroism. The results show that the complex of DNA nucleobases with copper ions is destroyed at the EDTA addition to the solution. Investigation of the solutions of thymidine (Thy), CuCl2 and EDTA by the method of electrospray ionization mass spectrometry reveals the existence of compound complexes [Y4~] • Cu2+ • Na+ • 2H+ • Thy, 2{[Y4~] • Cu2+ • Na+ • 2H+ • Thy} and 2{[Y4~] • Cu2+ • 3Na+ • Thy}, where [Y4~] is completely deprotonated form of EDTA. In all complexes observed the Thy : [Y4~] : Cu2+ binding stoichiom-etry is 1 : 1 : 1. One can expect the appearance of nucleobases complexes with Cu2+ and EDTA in DNA sites with destabilised secondary structure as a result of heat motion of intact DNA, or in ligand binding locus, and also in the sites with primary structure defects. In the DNA solutions with Cu2+ or with Cu2+ and EDTA the increase in DNA secondary structure disturbance under the action of UVC light is observed. Refs 44. Figs 5. Tables 1.
Keywords: DNA, EDTA, copper ions, circular dichroism, electrospray ionization mass spec-trometry.
Введение. Медь в организме играет важную роль в окислительно-восстановительных реакциях, метаболизме фенольных соединений, развитии внеклеточного матрик-
* По материалам IV конференции «Современные проблемы молекулярной биофизики», посвящён-ной 50-летию специализации «Молекулярная биофизика» на физическом факультете и 105-летию со дня рождения профессора Э.В.Фрисман, 14—15 июня 2016 г., СПбГУ, Санкт-Петербург, Россия, URL: http://molbioph.niif.spbu.ru/conference.
Работа выполнена при поддержке РФФИ (грант № 15-08-06876). © Санкт-Петербургский государственный университет, 2016
са [1, 2]. Как недостаток, так и избыток меди приводит к серьёзным заболеваниям. Токсичность больших концентраций меди связана, в частности, с её способностями провоцировать оксидативный стресс, вытеснять другие ионы металлов с их мест связывания в биологических молекулах, а также связываться с ДНК [2-4]. Ионы меди образуют комплексы с отрицательно заряженными фосфатными группами ДНК, а также с азотистыми основаниями [5, 6]. По степени сродства к азотистым основаниям ДНК и по величине дестабилизирующего действия на её вторичную структуру Си2+ занимает первое место среди двухвалентных катионов, присутствующих в организме [7, 8]. Свойство иона Си2+ образовывать координационную связь с азотистыми основаниями ДНК используют при конструировании противоопухолевых препаратов. Есть надежда, что такие противоопухолевые препараты благодаря тому, что многие опухолевые ткани по сравнению с нормальными накапливают избыточное количество меди, будут обладать селективностью к раковым клеткам [9-11].
ЭДТА (этилендиаминтетрауксусная кислота) — четырёхосновная кислота, важнейший представитель комплексонов, образующих прочные соединения — хелаты с ионами металлов. Одна молекула ЭДТА координирует один ион металла двумя атомами азота и тремя или четырьмя карбоксильными группами [12]. Благодаря способности образовывать прочные полидентантные комплексы с ионами металлов ЭДТА широко применяется в аналитической химии, в медицине в качестве антидота при отравлениях тяжёлыми металлами, для растворения и предотвращения образования различных отложений, для очистки сточных вод, в сельском хозяйстве и пищевой промышленности и других отраслях [12-14]. Комплексы ЭДТА с Си2+ используют при синтезе полиок-сометаллатов — гибридных материалов с интересными каталитическими, оптическими и магнитными свойствами [15].
Изучение взаимодействия ЭДТА и её комплексов с ДНК представляет интерес, так как ЭДТА входит в состав буферных растворов для гель-электрофореза и для хранения образцов нуклеиновых кислот [16, 17]. С помощью ИК-спектроскопии в плёнках наблюдались признаки комплексообразования ЭДТА с фосфатными группами и азотистыми основаниями ДНК без нарушения вторичной структуры макромолекулы [17]. Авторы полагают, что ОН- и С=О-группы ЭДТА замещают молекулы воды в гидрат-ной оболочке ДНК. В последнее время комплексы ЭДТА с двухвалентными катионами рассматриваются как искусственные ДНК-нуклеазы [18, 19].
В серии работ [20-22] изучались растворы и плёнки, содержащие ДНК, Си2+, а также ряд люминесцирующих лигандов на основе фенантролина, содержащих ион Ии2+. Бороздочное связывание и частичная интеркаляция лигандов такого типа в двойную спираль ДНК приводит к сильному росту интенсивности люминесценции. Введение ионов Си2+ в систему, содержащую сформировавшийся комплекс лиганд—ДНК, приводит к тушению люминесценции лиганда, а последующее добавление в раствор ЭДТА — к её восстановлению. Тушение люминесценции, по мнению авторов [20-22], возникает вследствие образования комплекса лиганд—ДНК—Си2+. Предполагается, что при добавлении ЭДТА к существующему комплексу лиганд—ДНК—Си2+ все катионы меди в системе переходят в хелатные комплексы ЭДТА—Си2+, что приводит вновь к возникновению комплекса лиганд—ДНК и, как следствие, к восстановлению люминесценции лиганда. Следует, однако, отметить, что это допущение сделано в отсутствие прямых данных о структуре ДНК в рассматриваемых комплексах.
В представляемой работе изучается взаимодействие катионов Си2+ с ДНК в присутствии ЭДТА. Для этой цели использовали метод кругового дихроизма (КД), весьма чувствительный к изменению электронной структуры хромофоров и широко
применяемый для изучения взаимодействия азотистых оснований ДНК с катионами [6, 23, 24] и другими низкомолекулярными лигандами [25, 26]. Для выявления возможных комплексов ДНК—Си2+—ЭДТА проведено исследование растворов, содержащих тимидин, СиСЪ и ЭДТА, методом масс-спектрометрии (ионизация электроспреем).
В исследованиях использовали динатриевую соль ЭДТА (^2Н^У • 2Н2О) (рис. 1). Появление сложных комплексов азотистых оснований с Си2+ и ЭДТА можно ожидать на участках ДНК с дестабилизированной вторичной структурой, которые могут возникать в результате тепловых движений интактной ДНК, и в ДНК, связанной с лигандами или имеющей дефекты первичной структуры [27].
O O
Ow-OH f^ONa O^/O" f^O"
NN
ШО^! О^ОН -
о о
Рис. 1. Динатриевая соль ЭДТА ^а2Н2У) (а); полностью депротонированная
Устойчивость комплексов ЭДТА с ионами металлов тем выше, чем больше заряд и меньше радиус катиона. Константа устойчивости комплекса металла Ме и ЭДТА определяется, согласно [12]:
[Ме—ЭДТА]
К =
[Ме][ЭДТА] •
Все катионы, кроме щелочных, образуют с ЭДТА комплексы, обладающие достаточно высокими константами устойчивости, чтобы их можно было определять методом комплексонометрического титрования. Для используемых в работе катионов, lgK1(Na+) = 1,7, lgKi(Cu2+) = 18,8 [12].
Материалы и методы. Использовали тимидин (Sigma, США) и ДНК из тимуса телёнка (Sigma, США) молекулярной массы M = (10,5 ± 0,6) • 106 Да. Молекулярная масса ДНК определена по значению характеристической вязкости [п] в растворе 0,15М NaCl [28]. Концентрацию ДНК в растворе (C) определяли по методу Спирина [29]. Нативность ДНК контролировали по величине молярного коэффициента экстинкции £26o(p). Поглощение растворов ДНК в УФ-диапазоне измеряли на спектрофотометре СФ-56 (Россия) в прямоугольной кварцевой кювете с длиной оптического пути l = 1 см. Спектры КД регистрировали с шагом 0,1 нм на дихрографе Mark IV (Jobin Yvon, Франция) в циллиндрической кварцевой кювете с длиной оптического пути l = 1 см и усредняли по трём последовательным измерениям. Использовали динатриевую соль ЭДТА в виде стандарт-титра Na2CioHi4N2Os • 2H2O для приготовления 1 л 0,05М раствора. Раствор был приготовлен в соответствии с [30]. Концентрация поддерживающего электролита в растворах ДНК 0,005М NaCl. Использовали соли NaCl и CuCl2 марки х.ч. Растворы готовили простым сливанием исходных растворов компонентов, перед измерением выдерживали в течение 2 ч при температуре +4С.
Масс-спектры водных растворов регистрировали на масс-спектрометре Bruker maXis HRMS-ESI-QTOF (High-Resolution Mass-Spectrometer / ElectroSpray Ionization / Quadrupole-Time-of-Flight). Фиксировали спектры положительных ионов. Обработку
масс-спектров проводили в программном пакете Bruker Compass DataAnalysis 4.0, поставляемом производителем оборудования.
Результаты и обсуждение. Взаимодействие азотистых оснований ДНК с биологически активными соединениями in vitro, как правило, вызывает изменения спектров КД ДНК [6, 23-26]. Предварительные исследования показали, что добавление к раствору ДНК ЭДТА вплоть до концентраций 10~3М не приводит к заметным изменениям спектральных параметров ДНК [31]. В растворе ДНК с CuCl2 с ростом C(Cu2+) снижается интенсивность положительного максимума и усиливается батохромный сдвиг точки Де = 0 в спектре КД ДНК [6, 32]. После добавления к раствору ДНК сформировавшегося комплекса Cu2+—ЭДТА спектр КД полученной системы практически не отличается от спектра интактной ДНК (рис. 2). Следует, однако, иметь в виду, что в отсутствие буфера комплексообразование ЭДТА с Cu2+ сопровождается увеличением кислотности раствора. Действительно, при нейтральных рН ЭДТА присутствует в растворе в двух формах: HY3- и H2 Y2 [13]. При связывании молекулы ЭДТА с двухвалентным катионом 1 или 2 протона диссоциируют в раствор:
H2Y2~ + Me2+ ^ MeY2~ + 2H+, HY3~ + Me2+ ^ MeY2~ + H+.
X, нм
Рис. 2. Спектры КД ДНК в многокомпонентных системах: 1 — в водно-солевом растворе (контроль), 2 — при С (ЭДТА) = 5 • 10~ 5М, 3 — после добавления к раствору нативной ДНК сформированного комплекса
рН = 6,7; во всех растворах С(ДНК) = 0,004 г/дл = 1,2 • 10~4 Ма.о.
Понижение рН в растворе ДНК привело бы к протонированию макромолекулы [33]. При использованной в данной работе ионной силе 0,005М ^С1 эффект протонирова-ния начинает сказываться на спектральных свойствах ДНК при рН ^ 5,2 и вызывает нарушение вторичной структуры при рН ^ 3,9 [34]. Чтобы избежать этого, перед сливанием раствора ДНК и комплекса Си2+—ЭДТА мы добавляли к последнему по капле раствор ^ОН до восстановления нейтрального значения рН.
Для обнаружения предполагаемой в [20-22] диссоциации комплекса ДНК—Си2+ при введении ЭДТА в раствор был проведён следующий эксперимент. К сформировавшемуся комплексу ДНК—Си2+ (рис. 3, спектр 3) был добавлен раствор ЭДТА так, чтобы в конечном растворе [ЭДТА]/[Си2+] = 1,2. Предварительно к раствору ЭДТА был добавлен раствор ^ОН в количестве, необходимом, чтобы скомпенсировать снижение рН при образовании комплекса Си2+—ЭДТА. После добавления ^ОН раствор ЭДТА остался нейтральным, очевидно, за счёт дополнительного депротони-рования ЭДТА. Спектр КД системы, полученной от сливания растворов ДНК—Си2+ и ЭДТА—^ОН, после установления равновесия практически совпал со спектром ин-тактной ДНК (рис. 3, спектр 4). Это может свидетельствовать о том, что азотистые основания ДНК уже не участвуют в комплексообразовании с ионами меди, т. е. добав-
X, нм
Рис. 3. Спектры КД ДНК в многокомпонентных системах:
1 — в водно-солевом растворе (контроль), 2 — при С (ЭДТА) = 1,2 • 10~ 4М, 3 — в растворе, содержащем СиС12, С(Си2+) = 1 X 10~4М, 4 — после добавления к комплексу (ДНК—Си2+) нейтрального раствора ЭДТА с ^ОН; конечные концентрации С(ЭДТА) = 1,2 • 10~4М, С(Си2+) = 1 • 10~4М, рН = 6,7; во всех растворах С (ДНК) = 0,004 г/дл = 1,2 • 10~4 Ма.о.
ление ЭДТА при сохранении нейтрального рН раствора привело к диссоциации комплекса ДНК—Cu2+. Такой вывод согласуется с результатами, полученными в [20-22]. Отметим, что в этих работах были использованы буферные растворы ДНК, которые компенсировали снижение рН из-за комплексообразования ЭДТА с Cu2+.
Для выявления возможности образования комплексов азотистых оснований с Cu2+ и ЭДТА на участках макромолекулы с нарушенной вторичной структурой, которые могут образовываться в ДНК в физиологических условиях, в частности, при взаимодействии с белками и низкомолекулярными лигандами [27], мы предприняли изучение растворов нуклеозида тимидина (Thy) в присутствии ионов меди и ЭДТА методом масс-спектрометрии с ионизацией электроспреем. Связывание различных нуклеотидов и нуклеозидов с комплексом [Fe3+—ЭДТА] было обнаружено в работе [35], причём некоторые тройные комплексы образуются с участием иона H+. Для приготовления растворов Thy с Cu2+ и ЭДТА не было необходимости поддерживать нейтральное значение рН, и NaOH в этом случае не добавляли. При ионизации методом электроспрея фрагментация молекул практически отсутствует [28]. Этот способ ионизации широко используется в масс-спектрометрии для исследования комплексообразования ДНК и нуклеозидов с биологически активными соединениями и ионами, в частности, для определения стехиометрии комплексов [36-39].
На рис. 4 приведён масс-спектр тимидина в присутствии ЭДТА. На нём можно увидеть линии, присутствующие в спектре чистого тимидина (265,0796 соответствует иону Thy • Na+ и 507,1693 — иону 2Thy • Na+), а также линии, присутствующие в спектре чистой ЭДТА (315,0792 — [Y4-] • Na+ • 4H+, 337,0570 — [Y4-] • 2Na+ • 3H+ и 359,0432 — [Y4-] • 3Na+ • 2H+). По сравнению с масс-спектрами отдельных компонентов удалось интерпретировать две новые линии в масс-спектре смеси тимидина с ЭДТА (отмечены стрелками на рис. 4). Они соответствуют ионам с зарядом Z = +2, представляющим собой сложные комплексы с участием нескольких молекул тимидина и ЭДТА: 3Thy • [Y4-] • 2H+ • 4Na+ (стехиометрическое отношение Thy : [Y4-] = 3 : 1) и димер 2{Thy • [Y4-] • 3Na+ • 2H+} (Thy : [Y4-] = 1:1).
Масс-спектр раствора тимидина с CuCl2, к которому добавили ЭДТА, показан на рис. 5. На нём можно заметить линии, ранее наблюдавшиеся в спектре тимидина и линии, наблюдавшиеся в растворе ЭДТА с CuCl2 (375,9930 — [Y4-] • Cu2+ • Na+ • 2H+, 397,9749 — [y4-] • Cu2+ • Na+ • 2H+ и 419,9571 — [Y4-] • Cu2+ • 3Na+), которые соответствуют различным комплексам ЭДТА с Cu2+. Интересно отметить отсутствие линий, наблюдавшихся в растворе чистой ЭДТА. По сравнению с уже рассмотренными спектрами более простых систем удалось расшифровать три новые линии (отмечены стрелками). Эти линии соответствуют сложным комплексам тимидина, ЭДТА и Cu2+ разного состава: однозарядный ион [Y4-] • Cu2+ • Na+ • 2H+ • Thy и два двухзарядных иона — димеры 2{[Y4-] • Cu2+ • Na+ • 2H+ • Thy} и 2{[Y4-] • Cu2+ • 3Na+ • Thy}. Во всех наблюдаемых комплексах выполняется стехиометрическое отношение Thy : [Y4-] : : Cu2+ = 1:1:1.
Таким образом, масс-спектрометрические исследования показывают наличие комплексов тимидина с ЭДТА в отсутствие Cu2+ в растворе, а также тройных комплексов тимидин—ЭДТА—Cu2+. Можно предположить, что такие комплексы могут образовываться на одноцепочечных участках ДНК.
Тимидин — наиболее фоточувствительный из всех нуклеозидов в составе ДНК. Основной тип повреждений в структуре ДНК, вызванных УФ-светом вблизи максимума в её спектре поглощения (260 нм), — образование димеров тимина, а также других тиминовых аддуктов [40]. Мы исследовали влияние ионов меди и ЭДТА на
►о „ н 2-u z-о я
I
U
к —
315,0792 297,1051
250
300
359,0432 337,0570
L
350
Z = +2 2{Thy[Y4-^3Na+^H+}
Z = +2
3Thy[Y4-p2H+4Na+
400 450
mlz
500
Т
554,1502 554,1502
550
т
601,1327
600
Рис. 4- Масс-спектр раствора тимидина в присутствии ЭДТА: C (Thy) = С(ЭДТА) = 10~4М
1
0
фоточувствительность ДНК в растворе. В результате УФ-С облучения (кобл. = 254 нм) возникают заметные изменения в спектре УФ-поглощения ДНК: снижение интенсивности в максимуме, рост интенсивности при к < 250 нм [41]. Эти спектральные изменения являются результатом наложения нескольких эффектов. Во-первых, образование фото-димеров тимина сопровождается снижением поглощения на длине волны 260 нм [42, 43]. Во-вторых, нарушение вторичной структуры ДНК (в основном возникающее в местах скопления тиминовых димеров [44]) приводит к гиперхромному эффекту. Известно, что тиминовые димеры практически не поглощают на длинах волн к > 260 нм: отношение коэффициентов экстинкции тимина и димера тимина при к = 260 нм етим/етим. дим. = 60 [42]. Поэтому, если произвести гидролиз УФ-облучённой ДНК и определить концентрацию хромофоров по методу Спирина [29], то в полученную величину димеры тимина практически не внесут вклада, и мы определим концентрацию азотистых оснований, не подвергшихся фотопревращениям. Результаты вычисления приведены в таблице, где также даны значения молярного коэффициента экстинкции ДНК, характеризующего её степень спиральности.
В системах, содержащих Си2+, в результате УФ-С облучения наблюдается более заметный рост £260 (Р), чем в водном растворе, что свидетельствует о большей дестабилизации вторичной структуры ДНК. Добавление ЭДТА в раствор ДНК с Си2+ несколько смягчает эффект, однако величина £260 (Р) после УФ-С облучения в этой системе все же остаётся существенно больше, чем в контрольной. В то же время ни в системе (ДНК—Си2+), ни в системе (ДНК—Си2+—ЭДТА) не наблюдается заметных отличий
3,0
2,5
* 2,0 н
1,0
0,5
0,0
Рис. 5. Масс-спектр раствора тимидина с CuCl2, к которому добавлен раствор ЭДТА: C(CuCl2) = 10~6M, C(Thy) = С(ЭДТА) = 10~4М
Концентрация азотистых оснований и молярный коэффициент экстинкции ДНК до и после УФ-С облучения
Компоненты системы Доза УФ-С облучения, Dr ±100 кДж/моль 6260(Р) ± 100, М^-см"1 С'(а. о.) ± 0,0001, г/дл
ДНК (контроль) 0 6500 0,0017
880 8000 0,0011
ДНК, СиС12 0 6500 0,0017
880 9800 0,0010
ДНК, СиС12, 0 6400 0,0018
ЭДТА 880 9200 0,0010
Z = +2
2{[Y4-]-2Cu2+-3Na+-Thy} Z = +2
2{[Y4-]-Cu2+-Na+-2H+-Thy}] Z = +1
[Y4-]^Cu2+^Na+^2H+^Th;
250
300 350
400 450 500 550 600 650
m/z
от контрольной системы в количестве азотистых оснований, не подвергшихся фотопревращениям. Можно предположить, что дестабилизация вторичной структуры ДНК в растворе, содержащем Си2+ и ЭДТА, происходит вследствие образования комплексов с участием азотистых оснований, ионов меди и ЭДТА, возможно, подобных тем, что мы наблюдали методом масс-спектрометрии.
Часть исследований проведена с использованием оборудования ресурсных центров Научного парка СПбГУ «Методы анализа состава вещества» и «Оптические и лазерные методы исследования вещества».
Литература
1. Уильяме Д. Металлы жизни. М.: Мир, 1975. 237 с.
2. KimH., WuX., Lee J. SLC31 (CTR) Family of copper transporters in health and disease // Mol. Aspects Med. 2013. Vol. 34, N 2-3. P. 561-570.
3. Nanda R., Agmvjal V. Elucidation of zinc and copper induced oxidative stress, DNA damage and activation of defence system during seed germination in Cassia angustifolia Vahl // Envir. Experim. Botany. 2016. Vol. 125. P. 31-41.
4. Govindaraju M., ShekarH.S., Sateesha S. B., Vasudeva RajuP., Sambasiva RaoK.R., RaoK.S.J., Rajamma A. J. Copper interactions with DNA of chromatin and its role in neurodegenerative disorders //J. Pharmac. Analysis. 2013. Vol. 3, N 5. P. 354-359.
5. ЗенгерВ. Принципы структурной организации нуклеиновых кислот. М., 1987. 584 с.
6. Касьяненко Н. А., Дьяконова Н. Е., Фрисман Э. В. Исследование молекулярного механизма взаимодействия ДНК с двухвалентными ионами металлов // Молек. биология. 1989. Т. 23. С. 975-982.
7. ShamsiM. H., Kraatz H.-B. Interactions of metal ions with DNA and some applications //J. Inorg. Organomet. Polym. 2013. Vol. 23. P. 4-23.
8. SigelR. K. O., SigelH. A stability concept for metal ion coordination to single-stranded nucleic acids and affinities of individual sites // Accounts Chem. Research. 2010. Vol. 43, N 7. P. 974-984.
9. Santini C., PelleiM., Gandin V., Porchia M., TisatoF., Marzano C. Advances in copper complexes as anticancer agents // Chem. Rev. 2014. Vol. 114. P. 815-862.
10. Majouga A. G., Zvereva M. I., Rubtsova M. P., Skvortsov D. A., Mironov A. V. et al. Mixed valence copper(I,II) binuclear complexes with unexpected structure: Synthesis, biological properties and anticancer activity // J. Med. Chem. 2014. Vol. 57. P. 6252-6258.
11. YanD., Aibal., ChenH. H. W., KuoM. T. Effects of Cu(II) and cisplatin on the stability of specific protein 1 (Sp1)-DNA binding: Insights into the regulation of copper homeostasis and platinum drug transport // J. Inorg. Biochem. 2016. Vol. 161. P. 37-39.
12. ПерринД. Органические аналитические реагенты. М.: Мир, 1967.
13. ДятловаН.М., ТемкинаВ.Я., Попов К. И. Комплексоны и комплексонаты металлов. М.: Химия, 1988. 544 с.
14. Пршибил Р. Аналитические применения этилендиаминтетрауксусной кислоты и родственных соединений. М.: Мир, 1975. 531 с.
15. LiuH., XuL., Gao G.-G., LiF.-Y., Yang Y.-Y., LiZ.-K., SunYu. Two-dimensional layer architecture assembled by Keggin polyoxotungstate, Cu(II)—EDTA complex and sodium linker: Synthesis, crystal structures, and magnetic properties // J. Solid State Chem. 2007. Vol. 180. P. 1664-1671.
16. Brody J. R., Kern S. E. History and principles of conductive media for standard DNA electrophoresis // Analyt. Biochem. 2004. Vol. 333. P. 1-13.
17. Семёнов М.А., БольбухТ.В., Красницкая А. А., Малеев В. Я. Исследование гидратации и структурного состояния ДНК человека при длительном хранении // Проблемы криобиологии. 1994. № 4. С. 17-22.
18. Joyner J. C., Reichfield J., Cowan J. A. Factors influencing the DNA nuclease activity of iron, cobalt, nickel, and copper chelates //J. Am. Chem. Soc. 2011. Vol. 133. P. 15613-15626.
19. Desbouis D., Troitsky I. P., Belousoff M. J., SpicciaL., Graham B. Copper(II), zinc(II) and nickel(II) complexes as nuclease mimetics // Coord. Chem. Rev. 2012. Vol. 256. P. 897-937.
20. ChenM., LiH., LiQ., XuZh. Luminescence properties of [Ru(bpy)2MDHIP]2+ modulated by the introduction of DNA, copper(II) ion and EDTA // Spectrochimica Acta (A). 2010. Vol. 75. P. 1566-1570.
21. JiS., ChenM., LiH., GanG., Li W. Photoluminescence quenching/recovery kinetics of [Ru(bpy)2(tatp)]2+ and [Ru(bpy)2(dmtatp)]2+ intercalated within DNA by copper(II) ions and EDTA // Spectochimica Acta (A). 2012. Vol. 88. P. 124-129.
22. Gan G.-L.,Chao H.,Ji S.-B.,ChenL.-L.,LiH. Preparation of a DNA-bound [Ru(bpy)2(mbpibH2)]2+ film and its two-mode luminescence tuning by copper(II) ions and EDTA // Spectrochimica Acta (A). 2012. Vol. 97. P. 297-305.
23. Ivanov V.I., Minchenkova L. E., Schyolkina A. K., Poletaev A. I. Different conformations of double-stranded nucleic acid in solution as revealed by circular dichroism // Biopolymers. 1973. Vol. 12. P. 89-110.
24. Polyanichko A. M., Andrushchenko V. V., Chikhirzhina E. V., Vorob'ev V. I., WieserH. The effect of manganese(II) on DNA structure: electronic and vibrational circular dichroism studies // Nucleic Acids Res. 2004. Vol. 32. P. 989-996.
25. Касьяненко Н. А., Афанасьева Д. А. Конформационные изменения молекулы ДНК при её взаимодействии с биологически активными соединениями. II. Комплексы ДНК с координационными соединениями кобальта и рутения // Журн. структ. химии. 2006. Т. 47, № 1. С. 170-177.
26. Богданов А. А., Космотынская Ю. В., Яковлев К. И., Касьяненко Н. А. Специфика взаимодействия с молекулой ДНК различных изомеров и модификаций двуядерных координационных соединений платины(П) // Журн. структ. химии. 2006. Т. 47, № 1. С. 178-184.
27. Krueger A., Protozanova E., Frank-KamenetskiiM. D. Sequence-dependent basepair opening in DNA double helix // Biophys. J. 2006. Vol. 90. P. 3091-3099.
28. EignerJ., Doty P. Native, denatured and renatured states of deoxyribonucleic acid //J. Mol. Biol. 1965. Vol. 12. P. 549-580.
29. Спирин А. С. Спектрофотометрическое определение суммарного количества нуклеиновых кислот // Биохимия. 1958. Т. 23. С. 656-662.
30. ГОСТ 10398-76. Реактивы и особо чистые вещества. Комплексонометрический метод определения содержания основного вещества, 1977.
31. Ushkov P. A., Nikolaev A. I., PastonS. V. DNA complexes with divalent cations in the presence of EDTA // Abstr. 8th Inter. Symposium "Molecular Order and Mobility in Polymer Systems". St. Petersburg, 2014. P. 180.
32. ПастонС. В., Ушков П. А. Изучение кинетики взаимодействия ДНК с ионами меди // Вестн. С.-Петерб. ун-та. Сер. 4. Физика. Химия. 2014. Т. 1 (59), вып. 4. С. 508-512.
33. КасьяненкоН. А., БартошевичС. Ф., ФрисманЭ.В. Исследование влияния рН среды на кон-формацию молекулы ДНК // Молек. биология. 1985. Т. 19. С. 1386-1393.
34. Kasyanenko N. A., Prokhorova S. A., Haya EnriquezE. F., Sudakova S. S., Frisman E. V. et. al. Interaction of protonated DNA with transdichlorodiammineplatinum(II) // Colloids and Surfaces (A). 1999. Vol. 148. P. 121-128.
35. El-SherifA. A., Shoukry M. M., Hosny W. M., Abd-Elmoghny M. G. Complex formation equilibria of unusual seven-coordinate Fe(EDTA) complexes with DNA constituents and related bio-relevant ligands //J. Solution Chem. 2012. Vol. 41. P. 813-827.
36. Лебедев А. Т. Масс-спектрометрия в органической химии. М.: Бином. Лаборатория знаний, 2003. 493 c.
37. Banoub J. H., Limbach P. A. Mass spectrometry of nucleosides and nucleic acids. CRC Press, Taylor and Francis Group, 2009. 504 p.
38. RosuF., Gabelica V., Houssier C., De PauwE. Determination of affinity stoichiometry and sequence-selectivity of minor groove binder complexes with double-stranded oligodeoxynucleotides by electrospray ionization mass spectrometry // Nucleic Acids Res. 2002. Vol. 30, N 16. P. e82-1-e82-9.
39. Oehlers L., MazzitelliC.L., Brodbelt J. S., Rodriguez M., KerwinS. Evaluation of complexes of DNA duplexes and novel benzoxazoles or benzimidazoles by electrospray ionization mass spectrometry // J. Am. Soc. Mass Spectrom. 2004. Vol. 15. P. 1593-1603.
40. Смит К., ХенеуолтФ. Молекулярная фотобиология. М.: Мир, 1972. 271 с.
41. ParrM., PastonS., PlatonovD. Modification of UVC-induced DNA destruction in vitro // FEBS Journal. 2013. Vol. 280. (Suppl. 1). P. 70.
42. Конев С. В., ВолотовскийИ. Д. Фотобиология. Минск: Изд-во БГУ им. Ленина, 1979. 383 c.
43. Kielbassa C., RozaL., EpeB. Wavelength dependence of oxidative DNA damage induced by UV and visible light // Carcinogenesis. 1997. Vol. 18. P. 811-816.
44. Шафрановская Н. Н., Трифонов Э. Н., Лазуркин Ю. С., Франк-Каменецкий М. Д. Дальняя миграция энергии электронного возбуждения по молекуле ДНК // Письма в Журн. эксп. теор. физики. 1972. Т. 15. С. 404-408.
References
1. Williams D. R. The metals of life. Van Nostrand-Reinhold, 1971. 172 p. [Russ. ed.: Uil'iams D. Metally zhizni. Moscow, Mir Publ., 1975. 237 p.]
2. Kim H., WuX., Lee J. SLC31 (CTR) Family of copper transporters in health and disease. Mol. Aspects Med., 2013, vol. 34, no 2-3, pp. 561-570.
3. Nanda R., AgrawalV. Elucidation of zinc and copper induced oxidative stress, DNA damage and activation of defence system during seed germination in Cassia angustifolia Vahl. Envir. Experim. Botany, 2016, vol. 125, pp. 31-41.
4. Govindaraju M., Shekar H.S., Sateesha S. B., Vasudeva RajuP., Sambasiva Rao K.R., Rao K.S. J., Rajamma A. J. Copper interactions with DNA of chromatin and its role in neurodegenerative disorders. J. Pharmac. Analysis, 2013, vol. 3, no 5, pp. 354-359.
5. Zenger V. Printsipy strukturnoi organizatsii nukleinovykh kislot [Principles of the structural organization of nucleinic acids]. Moscow, 1987, 584 p. (In Russian)
6. Kasyanenko N.A., D'iakonova N. E., Frisman E. V. Issledovanie molekuliarnogo mekhanizma vza-imodeistviia DNK s dvukhvalentnymi ionami metallov [Research of the molecular mechanism of interaction
of DNA with bivalent ions of metals]. Molek. biologiia [Molecular Biology], 1989, vol. 23, pp. 975—982. (In Russian)
7. Shamsi M.H., Kraatz H.-B. Interactions of metal ions with DNA and some applications. J. Inorg. Organomet. Polym., 2013, vol. 23, pp. 4—23.
8. SigelR. K. O., SigelH. A stability concept for metal ion coordination to single-stranded nucleic acids and affinities of individual sites. Accounts Chem. Research, 2010, vol. 43, no 7, pp. 974—984.
9. Santini C., Pellei M., Gandin V., Porchia M., Tisato F., Marzano C. Advances in copper complexes as anticancer agents. Chem. Rev., 2014, vol. 114, pp. 815—862.
10. Majouga A.G., Zvereva M.I., Rubtsova M.P., Skvortsov D.A., Mironov A. V. et al. Mixed valence copper(I,II) binuclear complexes with unexpected structure: Synthesis, biological properties and anticancer activity. J. Med. Chem., 2014, vol. 57, pp. 6252-6258.
11. Yan D., Aiba I., Chen H. H. W., Kuo M.T. Effects of Cu(II) and cisplatin on the stability of specific protein 1 (Sp1)-DNA binding: Insights into the regulation of copper homeostasis and platinum drug transport. J. Inorg. Biochem., 2016, vol. 161, pp. 37-39.
12. Perrin D. Organicheskie analiticheskie reagenty [Organic analytical reagents]. Moscow, Mir Publ., 1967. (In Russian)
13. Diatlova N. M., Temkina V. Ia., Popov K.I. Kompleksony i kompleksonaty metallov [Complexons and compleksonata of metals]. Moscow, Khimiia Publ., 1988, 544 p. (In Russian)
14. Prshibil R. Analiticheskie primeneniia etilendiamintetrauksusnoi kisloty i rodstvennykh soedinenii [Analytical applications of an etilendiamintetracetic acid and related connections]. Moscow, Mir Publ., 1975, 531 p. (In Russian)
15. LiuH., XuL., Gao G.-G., Li F.-Y., Yang Y.-Y., Li Z.-K., Sun Yu. Two-dimensional layer architecture assembled by Keggin polyoxotungstate, Cu(II)—EDTA complex and sodium linker: Synthesis, crystal structures, and magnetic properties. J. Solid State Chem., 2007, vol. 180, pp. 1664-1671.
16. Brody J. R., Kern S. E. History and principles of conductive media for standard DNA electrophoresis. Analyt. Biochem., 2004, vol. 333, pp. 1-13.
17. Semenov M.A., Bol'bukh T. V., Krasnitskaia A. A., Maleev V. Ia. Issledovanie gidratatsii i struk-turnogo sostoianiia DNK cheloveka pri dlitel'nom khranenii [Research of hydration and structural condition of human DNA at long storage]. Problemy kriobiologii [Cryobiology Problems], 1994, no 4, pp. 17-22. (In Russian)
18. Joyner J. C., Reichfield J., Cowan J. A. Factors influencing the DNA nuclease activity of iron, cobalt, nickel, and copper chelates. J. Am.. Chem. Soc., 2011, vol. 133, pp. 15613-15626.
19. Desbouis D., Troitsky I. P., Belousoff M. J., Spiccia L., Graham B. Copper(II), zinc(II) and nickel(II) complexes as nuclease mimetics. Coord. Chem. Rev., 2012, vol. 256, pp. 897-937.
20. Chen M., Li H., Li Q., XuZh. Luminescence properties of [Ru(bpy)2MDHIP]2+ modulated by the introduction of DNA, copper(II) ion and EDTA. Spectrochimica Acta (A), 2010, vol. 75, pp. 1566-1570.
21. Ji S., Chen M., Li H., Gan G., Li W. Photoluminescence quenching/recovery kinetics of [Ru(bpy)2(tatp)]2+ and [Ru(bpy)2(dmtatp)]2+ intercalated within DNA by copper(II) ions and EDTA. Spectrochimica Acta (A), 2012, vol. 88, pp. 124-129.
22. Gan G.-L., Chao H., Ji S.-B., Chen L.-L., Li H. Preparation of a DNA-bound [Ru(bpy)2 (mbpibH2)]2+ film and its two-mode luminescence tuning by copper(II) ions and EDTA. Spectrochimica Acta (A), 2012, vol. 97, pp. 297-305.
23. Ivanov V. I., Minchenkova L. E., Schyolkina A. K., Poletaev A. I. Different conformations of double-stranded nucleic acid in solution as revealed by circular dichroism. Biopolymers, 1973, vol. 12, pp. 89-110.
24. Polyanichko A.M., Andrushchenko V. V., Chikhirzhina E. V., Vorob'ev V. I., Wieser H. The effect of manganese(II) on DNA structure: electronic and vibrational circular dichroism studies. Nucleic Acids Res, 2004, vol. 32, pp. 989-996.
25. Kasyanenko N. A., Afanas'eva D. A. Konformatsionnye izmeneniia molekuly DNK pri ee vzaimod-eistvii s biologicheski aktivnymi soedineniiami. II. Kompleksy DNK s koordinatsionnymi soedineniiami kobal'ta i ruteniia [Conformational changes of molecule DNA at its interaction with biologically active connections. II. The DNA complexes with coordination compounds of cobalt and ruthenium]. Zhurn. strukt. khimii [Journal of Structeral Chemistry], 2006, vol. 47, no 1, pp. 170-177. (In Russian)
26. Bogdanov A. A., Kosmotynskaia Iu. V., Iakovlev K. I., Kasyanenko N. A. Spetsifika vzaimodeistviia s molekuloi DNK razlichnykh izomerov i modifikatsii dvuiadernykh koordinatsionnykh soedinenii platiny(II) [Specifics of interaction with molecule DNA of various isomers and modifications of two-nuclear coordination compounds of platinum(II)]. Zhurn. strukt. khimii [Journal of Structeral Chemistry], 2006, vol. 47, no 1, pp. 178-184. (In Russian)
27. Krueger A., Protozanova E., Frank-Kamenetskii M. D. Sequence-dependent basepair opening in DNA double helix. Biophys. J., 2006, vol. 90, pp. 3091-3099.
28. Eigner J., Doty P. Native, denatured and renatured states of deoxyribonucleic acid. J. Mol. Biol., 1965, vol. 12, pp. 549-580.
29. Spirin A. S. Spektrofotometricheskoe opredelenie summarnogo kolichestva nukleinovykh kislot [Spek-trophotometric determination of total amount of nucleinic acids]. Biokhimiia [Biochemistry], 1958, vol. 23, pp. 656-662. (In Russian)
30. GOST 10398-76 Reaktivy i osobo chistye veshchestva. Kompleksonometricheskii metod opredeleniia soderzhaniia osnovnogo veshchestva [Reactants and especially pure substances. Complexonometric method of determination of content of the main substance], 1977. (In Russian)
31. Ushkov P.A., Nikolaev A. I., Paston S.V. DNA complexes with divalent cations in the presence of EDTA. Abstr. 8th Inter. Symposium "Molecular Order and Mobility in Polymer Systems", St. Petersburg, 2014, pp. 180.
32. Paston S.V., Ushkov P.A. Izuchenie kinetiki vzaimodeistviia DNK s ionami medi [Kinetics of DNA interaction with copper ions]. Vestnik St. Petersburg University. Series 4. Physics. Chemistry, 2014, vol. 1 (59), iss. 4, pp. 508-512. (In Russian)
33. Kasyanenko N. A., Bartoshevich S. F., Frisman E.V. Issledovanie vliianiia pH sredy na konformat-siiu molekuly DNK [Influence research pH medium on conformation of molecule DNA]. Molek. biologiia [Molecular Biology], 1985, vol. 19, pp. 1386-1393. (In Russian)
34. Kasyanenko N.A., Prokhorova S.A., Haya Enriquez E. F., Sudakova S.S., Frisman E.V. et. al. Interaction of protonated DNA with transdichlorodiammineplatinum(II). Colloids and Surfaces (A), 1999, vol. 148, pp. 121-128.
35. El-Sherif A.A., Shoukry M.M., Hosny W. M., Abd-Elmoghny M.G. Complex formation equilibria of unusual seven-coordinate Fe(EDTA) complexes with DNA constituents and related bio-relevant ligands. J. Solution Chem., 2012, vol. 41, pp. 813-827.
36. Lebedev A. T. Mass-spektrometriia v organicheskoi khimii [Mass spectrometry in organic chemistry]. Moscow, Binom. Laboratoriia znanii, 2003. 493 p. (In Russian)
37. Banoub J. H., Limbach P. A. Mass spectrometry of nucleosides and nucleic acids. CRC Press, Taylor and Francis Group, 2009, 504 p.
38. Rosu F., Gabelica V., Houssier C., De PauwE. Determination of affinity stoichiometry and sequence-selectivity of minor groove binder complexes with double-stranded oligodeoxynucleotides by electrospray ionization mass spectrometry. Nucleic Acids Res., 2002, vol. 30, no 16, pp. e82-1-e82-9.
39. Oehlers L., Mazzitelli C. L., Brodbelt J. S., Rodriguez M., Kerwin S. Evaluation of complexes of DNA duplexes and novel benzoxazoles or benzimidazoles by electrospray ionization mass spectrometry. J. Am.. Soc. Mass Spectrom., 2004, vol. 15, pp. 1593-1603.
40. Smith K.C., Hanewalt Ph. C. Molecular photobiology: Inactivation and recovery. Academic Press, 1969. 246 p. [Russ. ed.: Smit K., Kheneuolt F. Molekuliarnaia fotobiologiia. Moscow, Mir Publ., 1972. 271 p.]
41. Parr M., Paston S., Platonov D. Modification of UVC-induced DNA destruction in vitro. FEBS J., 2013, vol. 280 (suppl. 1), pp. 70.
42. Konev S.V., Volotovskii I.D. Fotobiologiia [Photobiology]. Minsk, Lenin BGU Publ., 1979. 383 p. (In Russian)
43. Kielbassa C., Roza L., Epe B. Wavelength dependence of oxidative DNA damage induced by UV and visible light. Carcinogenesis, 1997, vol. 18, pp. 811-816.
44. Shafranovskaia N. N., Trifonov E. N., Lazurkin Iu. S., Frank-Kamenetskii M.D. Dal'niaia migratsiia energii elektronnogo vozbuzhdeniia po molekule DNK [Distant migration of energy of electronic excitement on molecule DNA]. Pisma v Zhurn. eksp. teor. fiziki, 1972, vol. 15, pp. 404-408. (In Russian)
Статья поступила в редакцию 30 июня 2016 г.
Контактная информация
Пастон Софья Владимировна — кандидат физико-математических наук, доцент; e-mail: [email protected]
Николаев Антон Игоревич — аспирант.
Paston Sofia V. — PhD, Associate Professor; e-mail: [email protected]
Nikolaev Anton I. — post graduate student.
