CC BY
393
ОБЗОРЫ
DOI: 10.17691 /stm2015.7.4.24
СОВРЕМЕННЫЕ МЕТОДЫ ВИЗУАЛИЗАЦИИ СТВОЛОВЫХ КЛЕтОК in vivo (ОБЗОР)
УДК 591.089.84:612.7:531.1 Поступила 12.08.2015 г.
А.В. Мелешина, к.б.н., младший научный сотрудник НИИ биомедицинских технологий1; научный сотрудник Института биологии и биомедицины2;
Е.И. Черкасова, к.б.н., научный сотрудник НИИ биомедицинских технологий1; зав. лабораторией кафедры биофизики Института биологии и биомедицины2;
М.В. Ширманова, к.б.н., зав. лабораторией НИИ биомедицинских технологий1; научный сотрудник Института биологии и биомедицины2;
A. А. Храпичев, к.ф.-м.н., старший научный сотрудник факультета онкологии3; научный сотрудник Института биологии и биомедицины2;
B. В. Дуденкова, аспирант радиофизического факультета2; научный сотрудник НИИ биомедицинских технологий1;
Е.В. Загайнова, д.м.н., директор НИИ биомедицинских технологий1; ведущий научный сотрудник Института биологии и биомедицины2
Жижегородская государственная медицинская академия, Н. Новгород, 603005, пл. Минина и Пожарского, 10/1;
Нижегородский государственный университет им. Н.И. Лобачевского, Н. Новгород, 603950, проспект Гагарина, 23;
3University of Oxford, Old Road Campus Research Building, Roosevelt Drive Oxford, OX3 7DQ, Great Britain
Применение существующих и разработка новых методов визуализации in vivo определенных групп клеток для задач клеточной регенеративной медицины — перспективное направление современных биомедицинских исследований. Прижизненный биоимиджинг традиционно используется для изучения направления миграции, пролиферации и дифференцировки стволовых клеток в условиях эксперимента и клиники. В настоящее время разработаны методы для визуализации клеток и их структур in vivo с широким выбором показателей чувствительности, разрешения и специфичности, что позволяет подобрать оптимальные условия для проведения исследования. Разнообразие подходов дает возможность осуществлять анатомические, физиологические, фармакологические и молекулярные исследования, причем в некоторых случаях методы могут быть удачно скомбинированы. В настоящее время системы визуализации in vivo продолжают активно совершенствоваться: появляются еще более чувствительные приборы, создаются новые молекулярные метки и стратегии внедрения их в клетку.
В обзоре проведен сравнительный анализ основных существующих методов мониторинга и мечения стволовых клеток и их возможностей в решении экспериментальных и клинических задач, дана оценка их преимуществ и недостатков.
Рассмотрены основные группы методов визуализации, применяемые для прижизненного наблюдения за миграцией клеток: оптические (биолюминесцентные и флюоресцентные, оптическая когерентная томография), неоптические (магнитно-резонансные и радионуклидные), гибридные (фотоакустические) и методы мультимодального имиджинга.
Охарактеризованы особенности методов: чувствительность, разрешение, специфичность, глубина проникновения в ткани. Приведены примеры использования методов прижизненного имиджинга для изучения миграции стволовых клеток различного происхождения в разных моделях. Описаны основные группы контрастирующих агентов, применяемых для повышения контрастности, чувствительности и специфичности методов имиджинга.
Ключевые слова: стволовые клетки; флюоресцентный имиджинг; биолюминесцентный имиджинг; оптическая когерентная томография; магнитно-резонансная томография; однофотонная эмиссионная компьютерная томография; позитронно-эмиссионная томография; фотоакустический имиджинг.
English
Modern Techniques for stem Cells in vivo Imaging (Review)
A.V. Meleshina, PhD, Junior Researcher, Institute of Biomedical Technologies1; Researcher, Institute of Biology and Medicine2;
E.I. Cherkasova, PhD, Researcher, Institute of Biomedical Technologies1; Head of Laboratory, Department of Biophysics, Institute of Biology and Medicine2;
Для контактов: Мелешина Александра Викторовна, e-mail: [email protected]
^тшту/ттшу/ттттшту/ттшу/ттттшту/ттшу/ттт^тттттшу/ттшхтттттшу^
174 СТМ J 2015 — том 7, №4 А.В. Мелешина, Е.И. Черкасова, М.В. Ширманова, А.А. Храпичев, В.В. Дуденкова, Е.В. Загайнова
ОБЗОРЫ
M.V. Shirmanova, PhD, Head of the Laboratory, Institute of Biomedical Technologies1; Researcher,
Institute of Biology and Medicine2;
AA Khrapichev, PhD, Senior Researcher, Faculty of Oncology3; Researcher, Institute of Biology and Medicine2;
V.V. Dudenkova, PhD Student, Department of Radiophysics2; Researcher, Institute of Biomedical Technologies1;
E.V. Zagaynova, DSc, MD, Director, Institute of Biomedical Technologies1; Leading Researcher, Institute of Biology and Medicine2
1Nizhny Novgorod State Medical Academy, 10/1 Minin and Pozharsky Square, Nizhny Novgorod, 603005,
Russian Federation;
2Lobachevsky State University of Nizhni Novgorod, 23 Prospekt Gagarina, Nizhny Novgorod, 603950,
Russian Federation;
3University of Oxford, Old Road Campus Research Building, Roosevelt Drive Oxford, OX3 7DQ, Great Britain
Application of existing techniques and development of novel approaches to in vivo imaging of particular cell groups for the tasks of cell regenerative medicine is one of the perspective directions in modern biomedical studies. In vivo bioimaging is traditionally employed to study migration direction, proliferation and differentiation of stem cells in experiment and in clinical environment. Currently, numerous techniques for in vivo imaging of cells and cell structures with wide choice of sensitivity, specificity, and resolution characteristics are developed allowing to select an optimal tool for the particular problem. The variety of the modalities provides the opportunity to perform anatomical, physiological pharmaceutical and molecular studies as well as their combinations. Recently the in vivo imaging systems are being continuously updated, the sensitivity of setups increases, and new molecular labels as well as labeling technologies are being developed.
The present review gives an overview of the basic methods for stem cells monitoring and labeling with the discussion of their possibilities, advantages and disadvantages in experimental and clinical studies.
The following classes of techniques for in vivo imaging of cell migration are considered: optical methods (including bioluminescence, fluorescence and optical coherence tomography), non-optical methods (including magnetic resonance imaging and radionuclide imaging), hybrid methods (including optoacoustic tomography) and techniques of multimodal imaging.
Physical characteristics of the outlined methods are analyzed, such as sensitivity, spatial resolution, specificity, maximum imaging depth. Examples of implementation of different techniques for in vivo imaging of migration of stem cells of various origin are given. Basic types of contrasting agents used to enhance contrast, sensitivity and specificity of the discussed imaging modalities are described.
Key words: stem cells; fluorescence imaging; bioluminescence imaging; optical coherence tomography; magnetic resonance imaging; single photon emission computed tomography; positron emission tomography; optoacoustic imaging.
Область применения клеточных технологий при лечении многих заболеваний неуклонно расширяется: стволовые клетки (СК) используются в различных направлениях регенеративной медицины (лечении болезни Паркинсона, Альцгеймера, инфаркта миокарда, лейкемии, диабета и других заболеваний) [1, 2]. Повышенное внимание к этой группе клеток обусловлено их уникальными свойствами: высокой пролиферативной активностью, способностью к самообновлению, высоким дифференцировочным потенциалом.
Клеточная терапия с участием СК проводится в двух основных направлениях: локальная трансплантация клеточного материала и системная трансплантация. В обоих случаях СК способны мигрировать, репопули-ровать и пролиферировать в патологических очагах, проявляя терапевтический эффект. При этом отмечается, что эффективность воздействия СК зависит не только от их способности восстанавливать поврежденные ткани, но главным образом — от способности мигрировать в ткани и органы. Поэтому актуальность исследования миграции трансплантируемых СК в первую очередь обусловлена тем, что эффективность регенерации тканей и органов во многом зависит от направления и интенсивности данного процесса. В связи с этим изучение миграции клеток имеет крайне важное фундаментальное и прикладное значение.
К фундаментальным можно отнести исследования, направленные на изучение существующего риска раз-
вития новообразований после трансплантации СК, механизмов влияния трансплантированных СК на развитие новообразований, эпигенетических механизмов дифференцировки СК [3-5]. К прикладным — исследования «мобильности» СК для определения жизнеспособности популяций трансплантированных клеток в течение длительного времени [6-8].
В настоящее время к методам исследования миграции СК предъявляются следующие требования: биосовместимость, биобезопасность, отсутствие токсичности; отсутствие генетической модификации СК; возможность определения единичной клетки в любой анатомической локализации; возможность количественной оценки миграции клеток; минимальное снижение визуализации при клеточном делении; присутствие контрастного вещества только в СК; неинвазивность метода (отсутствие повреждений клетки в течение длительного времени); отсутствие изменений контраста (метки) с течением времени (с изменением возраста клетки) [9].
Для визуализации СК in vivo используются технологии, основанные на различных физических принципах действия. Выделяют оптические и неоптические методы визуализации, гибридные технологии и методы мультимодального имиджинга [10-13]. Основные группы вышеперечисленных методов представлены в таблице.
Большинство представленных технологий реализуются с использованием агентов как эндогенной, так и
Методы визуализации стволовых клеток in vivo СТМ J 2015 — том 7, №4 175
176 CTM J 2015 — ТОМ 7, №4 А.В. Мелешина, Е.И. Черкасова, М.В. Ширманова, А.А. Храпичев, В.В. Дуденкова, Е.В. Загайнова
I
I
I
I
I
Технологии визуализации миграции стволовых клеток
Вид имиджинга Пространственное разрешение Чувствитель- ность Глубина Использование на животных в клинике Уровни применения Достоинства Недостатки
Оптические методы визуализации
Биолюминесцентный имиджинг— БИ 3-5 мм 10 -15-10 -17 м см Да/нет Структурный (молекулярный, клеточный, органный) Высокая чувствительность Не может применяться в клинике
Флюоресцентный имиджинг— ФИ 2-3 мм 10 9-10 12 м см Да/нет Структурный (молекулярный, клеточный, органный) Высокая чувствительность Не может применяться в клинике
Оптическая когерентная томография — ОКТ 0,5-20 мкм 2 мм Да/да Структурный (тканевый) Высокая разрешающая способность Неинвазивность Отсутствие клеточного разрешения
Неоптические методы визуализации
Магнитная резонансная томография — МРТ 10-300 мкм 10 3-10 5 м Не лимитирована Да/да Структурный (органный, клеточный, молекулярный) Функциональный Высокое пространственное разрешение, нет воздействия радиации Низкая чувствительность, сигнал может не отражать жизнеспособные клетки
Однофотонная эмиссионная компьютерная томография — ОЭКТ 1-2 мм 10 -10-10 -12 м Не лимитирована Да/да Структурный (молекулярный) Функциональный Высокая трансляционная способность Чувствительность в 10-100 раз ниже, чем у ПЭТ Воздействие радиации
Позитронно-эмиссионная томография — ПЭТ 1-2 мм 10 11-10 12 м Не лимитирована Да/да Структурный (молекулярный, органный) Функциональный Высокая чувствительность Высокая биологическая специфичность Воздействие радиации
Гибридные методы визуализации
Фотоакустический имиджинг— ФАИ 20-300 мкм 10 9-10 11 м см Да/да Структурный (молекулярный, клеточный, органный) Высокая разрешающая способность Неинвазивность Контактный режим детектирования в фотоакустической томографии
CD
& CD
©-§ S О
о
ь
СГ
СО
5
о
о\
CD -1 "О
"О
CD
О —I "О S "О
5
=1 "О х < о СГ g-0-CD Q3 О -I "О СГ СГ ^
-8-“ §
° ®
° И
— 8 Е о 0\ '
о ^ s
ь го
СГ
Е го
CD гг
ГО
О
X
X 4 СГ
го
о
со
о\
in "О Го CD CD in -I CD
го -
s 5 о о
S й)
i i
If
<D
I
e®
CD О
I »
-П ^ ^ * I 3
c5 §
CD S
X
CD
■е-'S & ^
.§■§
<D T3
2 1 ■E E
Ф CD
| 5
I i
St -p
D3
§
St
3 о I ro
f. S
CD
X X
CD СГ
-8 «> i *
S "O ГО ГО CD g
О -I X CD CD X
0 1 XI
X
го -о о
1 8
Е Ь
CD х S
X ® CD
3 =1
ф о
JZ ^
А 05 тт со s 2п х CD CD X О XI
S 5
CD I
со :
" I
CD -
О
ГО v<
ф 5 О в
CD S
C5V 7N о о о X X ^ CD СГ IX Е s ^ is®
CD s Щ
—\in — -о * x
^ s
СГ CD "O "
CD
7n X
Si
О Ц x
£-§ §
Ц 2
CD _E 3xi s ro ГО X CD
in
X
X
X
E
CD
X
x тз s CD
E
CD
XCDS
О
О
X
CD
О
О
"О
(D ^ ТЗ ^ CD Е
^in
CD
ц- О
I?
го
X о CD
S ГО
^ СО
щ "О <D CD
о Е
13 CD СГ X — S О CD
т, s
s £
X
тз
о
о
X
о
CD ТЗ IX 05 (D _, СО X
I Е 2
О CD XX
Р S S
X IX
Е *
ТЗ
ГО
СО
ТЗ
CD
Е
CD
X
ТЗ
CD
7ч Е
CD
S i
CD (D
О ^ in ГО
X о о
CD X X О -I
5 213-1
X
5 о
о X -X
О CD
ГОТЗХОХХОЗЗ
о о X X CD 05
ГО
ТЗ
О
о
—I ТЗ ГО
X О —I
го
CD
ТЗ
ГО
СО
О ТЗ CD ГО X СО CD X X S .X X S х CD СГ Sc X
X О
° о
3 S
in
0
го m
03 го
X о S со
1 ov
§ X
» ГО
X “
О
4 °
IS
5 о
XI о\ S £ СО CD
3 5
ТЗ а\ 05 ГО -С со S S ТЗ
5
ov * £ s ® х X —I
5 О
CD
О
in
CD X
тз
3 S
S со о о о\
ТЗ ТЗ ГО го
°
н OV CD о
^ го
X
ГО S
OV 1
If
ГО
CD
® о
■ Ov
X CD О * s
CD
1 S
CD
4
О
За
сг
о о
—I .X
05 CD
ТЗ
CD
E
CD
О
ГО
О
СО
О
О
о X ~9
X Е
о о
—I '
CD 05 СО Sc 05
го * о тз 5. о ® ® з:
Е х ° Е со го ? з: з:
зз X
х со О
^ CD —I
S О in S о X го
о
о
° о ТЗ О оз тз ГО 05 X
S х
-I о
CD О X X
СГ
со
X
со
о
s о
§5
S1
s Q
х тз
О S О тз =J о
F in
СГ
*4
тз го го о
го
ОБЗОРЫ
ОБЗОРЫ
пы контрастирующих агентов. К эндогенным маркерам относят группы биомолекул, способных к флюоресценции: аминокислоты (триптофан, тирозин, фенилаланин), структурные белки (коллаген, эластин), кофер-менты в окисленной и восстановленной формах (НАД, НАДФ, ФАД), витамины групп А, D, К и их компоненты, некоторые липиды и липопротеины (фосфолипиды, липофусцин), различные группы порфиринов (копро-, уро-, прото-) [15]. Общим недостатком использования эндогенных маркеров является крайне ограниченное применение для визуализации СК in vivo.
С использованием экзогенных маркеров выполняется прямое неспецифическое мечение клеток. С определенными клеточными структурами взаимодействуют разные группы молекулярных флюоресцентных красителей: мембранные, цитоплазматические и ядерные [16].
Мембранные флюоресцентные красители представляют собой липофильные производные карбоци-анинов. Для исследований миграции СК in vivo применяются в основном красители семейства PKH [17], что связано с длительным сохранением метки (до месяца). К цитоплазматическим красителям относятся кальцеин, 2',7'-бис-(2-карбоксиэтил)-5(6)-карбок-сифлюоресцеин (BCECF), диацетатфлюоресцерин (FDA), 5(6)-карбоксифлюоресцеиндиацетат (CFDA), эфир ацетоксиметила (CFDA-AM) и карбоксифлюорес-цеина CFsE (сarboxyfluorescein succinimidyl ester) [18]. Ядерные красители связываются с аденинтионин-бога-тыми участками малой бороздки ДНК клеток, широко используются DAPI и Hoechst 33342 [19]. Достоинства этих групп красителей — доступность, простота исполнения, отсутствие генетической модификации клеток и возможность применения для исследования пролиферации. Недостатками считаются выведение красителя из клетки со временем и возможность переноса красителя в окружающие клетки.
К экзогенным маркерам относят также различные виды наночастиц. Среди достоинств наночастиц отмечают уникальные физические свойства, разумную стоимость, легкую доступность [20, 21]. В оптическом биоимиджинге применяются флюоресцентные полимерные наночастицы [22], флюоресцентные наночастицы диоксида кремния [23] и квантовые точки [24].
Непрямое специфическое мечение СК может осуществляться с использованием методов генетического маркирования. При этом выбранная группа клеток подвергается трансфекции или вирусной трансдукции репортерными конструкциями, кодирующими метку (белок) под контролем специфического промотора [25]. Семейство гомологичных флюоресцентных белков, полученных из кишечнополостных, представителем которых является зеленый флюоресцентный протеин (GFP) из медузы Aequorea victoria, активно применяется в качестве меток. Флюоресцентные белки, будучи экспрессированными под контролем регуляторных элементов белка-мишени в составе репортерной конструкции, делают возможным оптическое наблюдение за экспрессией белка-мишени in vivo и in vitro [26].
Наиболее простой реализацией прижизненного ФИ на уровне организма является поверхностный имиджинг, который дает возможность оперативно (1-2 с) оценить размеры флюоресцирующей области, находящейся вблизи поверхности исследуемого объекта. Использование высокочувствительных приемников позволяет обнаруживать также глубинную флюоресценцию, однако при этом изображение существенно размывается из-за сильного рассеяния света биотканями. В последние несколько лет появились коммерчески доступные установки для поверхностного флюоресцентного имиджинга (Ivis, Maestro, Kodak, США). Данные системы визуализации реализуют режимы эпилюминесценции, транслюминесценции и 3D-флюоресцент-ной диффузионной томографии [27].
Методы ФИ широко используются для изучения роли СК в канцерогенезе при получении представлений о биораспределении, тропизме и взаимодействии СК с опухолями. Здесь и в дальнейшем мы будем в основном приводить примеры задач, посвященных изучению роли СК в канцерогенезе, поскольку данные примеры наглядно демонстрируют возможности методов прижизненного имиджинга и являются чрезвычайно актуальными для расширения сферы терапевтического применения СК.
В ходе ФИ in vivo исследовано распределение аллогенных СК, меченных GFP, в организме иммунодефицитных мышей [28]. D. Wolf с соавт. [29] наблюдали миграцию системно-введенных флюоресцентно-меченных СК человека к легочным метастазам, индуцированным инъекцией клеток почечной карциномы мышей.
Методы ФИ in vivo и лазерной сканирующей микроскопии были использованы для изучения взаимодействия опухоли и мезенхимных СК в модели рака шейки матки [30]. Показано, что стромальные клетки жировой ткани, меченные красным флюоресцентным белком Turbo FP635, при системном введении способны мигрировать в селезенку, а при системном и местном введениях — в костный мозг, легкие и ткани опухоли реципиента.
Биолюминесцентная визуализация (биолюминесцентный имиджинг — БИ). В качестве генетической метки в составе репортерной конструкции при БИ запрограммирована люцифераза — белок, катализирующий реакцию, сопровождающуюся испусканием света — биолюминесценцией [31]. Люцифераза светляка (Photinuspyralis) — наиболее распространенный фермент для биолюминесцентной визуализации in vivo. Люцифераза окисляет собственный субстрат, люци-ферин, в присутствии кислорода и АТФ. В результате образуется свечение широкого спектра с пиком при 1=560 нм. Люцифераза может служить маркером экспрессии различных молекул в отдельных клетках или организме живых лабораторных животных. Для наблюдения за экспрессией молекулы-мишени, маркированной люциферазой, используют биолюминесцентные томографы [32].
Люциферазные репортерные системы позволяют изучать in vitro картину генной экспрессии, активность клеточных рецепторов, пути сигнальной передачи, про-
Методы визуализации стволовых клеток in vivo СТМ J 2015 — том 7, №4 177
ОБЗОРЫ
цессинг РНК и белок-белковые взаимодействия [33]. БИ также применяется для характеристики и количественного анализа экспрессии белков после специфического стимулирования [34], а также в изучении процесса апоптоза [35]. К преимуществам метода относятся использование фермента, имеющего высокую специфичность к своему субстрату; отсутствие фонового излучения в живых тканях; высокая чувствительность (~10-15-1-17 М) [36].
БИ используется для визуализации СК при решении разных биомедицинских задач, таких как изучение миграции гемопоэтических СК [37], миграции и пролиферации трансплантированных СК в моделях заболевания мозга [38], участия СК в регенерации сосудов [39], дифференцировки в инсулинпродуцирую-щие клетки при диабете [40], оценка жизнеспособности кардиомиоцитов, полученных из индуцированных плюрипотентных клеток, в зоне инфаркта при инфаркте миокарда [41].
Например, с помощью БИ была исследована возможность использования мезенхимных клеток-пред-шественников в качестве переносчиков для генной терапии опухолей [42]. Komarova S., Kawakami Y., Stoff-Khalili M.A. показали привлечение к опухолям мезенхимных клеток предшественников, несущих противоопухолевые агенты.
С помощью данного метода изучали миграцию и пролиферацию СК в опухоли, было показано привлечение СК, меченных Firefly luciferase, в микроокружение облученных опухолей [43]. S. Kidd с соавт. [44] показали миграцию системно введенных СК человека в легкие, печень и селезенку иммунодефицитных мышей SCID и селективное накопление СК в области развивающихся опухолей.
Метод БИ применяют и для изучения влияния СК на рост опухолей. В исследованиях in vivo показана прогрессия роста опухоли при одновременном введении меченных люциферазой опухолевых клеток аденокарциномы человека (Scov-3) и СК человека [45]. С другой стороны, с использованием БИ показано и ингибирующее действие СК на опухолевый рост независимо от опухолевой модели и способа введения СК [46].
Сфера применения БИ в исследованиях продолжает расширяться благодаря техническим усовершенствованиям (например, использование более чувствительных ССD-камер), а также получению и коммерциализации разнообразных модифицированных форм люцифераз и соответствующих им субстратов с оптимизированными свойствами [47].
Прямое сравнение возможностей методов, основанных на биолюминесценции и флюоресценции, для визуализации in vivo до сих пор не проводилось. Однако к преимуществам биолюминесценции можно отнести более низкий уровень фона. Преимуществами флюоресценции являются возможность параллельно с анализом in vivo исследовать фиксированные ткани, осуществлять другие виды флюоресцентного анализа (цитофлюориметрию и сортировку клеток). Для ФИ не нужен дорогостоящий субстрат, для него существует
большее разнообразие меток, чем для биолюминесценции.
Среди оптических методов визуализации можно выделить группу методов, основанных на использовании различных эффектов взаимодействия света с рассеивающими средами. Это методы оптической томографии.
Оптическая когерентная томография (ОКТ) — высокоразрешающий метод получения изображения внутренней микроструктуры биотканей, основанный на интерферометрическом детектировании обратнорассеянного света ближнего инфракрасного (ИК) диапазона. Данный метод характеризуется высокой разрешающей способностью, визуализацией структуры слоев тканей до 2 мм от поверхности, неинвазивностью, реальным масштабом времени получения информации и быстродействием [48].
Для визуализации СК методом ОКТ используют дополнительные контрастирующие агенты (магнитные микро- и наночастицы). Так, магнитодвижущая ОКТ была успешно использована для визуализации СК, меченных магнитными микро- и наночастицами, на агаровых скаффолдах, получены 3D-сканы и проведен анализ спеклов ОКТ-изображений [49]. Метод ОКТ был использован при визуализации фоторецепторов, полученных от предшественников СК, трансплантированных в крыс с дистрофией сетчатки. Совместно с флюоресцентной конфокальной сканирующей лазерной офтальмоскопией метод ОКТ позволяет визуализировать жизнеспособность клеток до 15-го дня после трансплантации [50].
В модели на крысах in vivo при трансплантации нейрональных стволовых клеток, трансфицированных нейротрофическим фактором мозга (BDNF), были успешно применены методы ОКТ, томография сетчатки Хайдельберга и иммуногистохимия для оценки жизнеспособности, миграции и дифференцировки нейрональных СК [51].
Основной недостаток ОКТ связан с отсутствием клеточного разрешения, что не позволяет методу полноправно быть названным «оптической биопсией» [48], в связи с чем усилия исследователей направлены на повышение его разрешающей способности. Большое внимание уделяется модификации методик с целью минимизации ограничений ОКТ — применению новых контрастирующих агентов (например, наночастиц), использованию приемов оптического просветления, позволяющих увеличить контраст изображений и глубину ОКТ-зондирования, применению широкополосных источников света (фемтосекундных лазеров) для получения изображения биотканей с разрешением до единиц микрометров [48]. Следует отметить, что ОКТ в основном используется как дополнительная техника для оценки структуры тканей, в которые мигрируют трансплантированные СК, а не как основной вид исследования.
Неоптические методы исследования
К неоптическому имиджингу относится широкий спектр методов, основанных на различных физических
^тшту/ттшу/ттттшту/ттшу/ттттшту/ттшу/ттт^тттттшу/ттшхтттттшу^
178 СТМ J 2015 — том 7, №4 А.В. Мелешина, Е.И. Черкасова, М.В. Ширманова, А.А. Храпичев, В.В. Дуденкова, Е.В. Загайнова
ОБЗОРЫ
принципах регистрации сигналов, однако для наблюдения СК используются в основном магнитно-резонансная томография и радионуклидные методы. Неоптический имиджинг дает более высокое пространственное разрешение без ограничений по глубине изучаемого объекта, обладает высокой чувствительностью и предоставляет информацию о структурной (органной, тканевой, клеточной, молекулярной) и функциональной составляющих. Кроме того, неоптические методы позволяют обнаружить с высокой контрастностью и разрешением СК не только в условиях эксперимента, но и в условиях клинической практики.
Магнитно-резонансная томография (МРТ) основана на регистрации сигнала от ядер водорода, входящих в состав различных соединений в живом организме, преимущественно молекул воды. Как правило, контраст на основе количества воды используется лишь для создания анатомических изображений, где важную роль играет содержание воды в различных тканях.
В современных исследованиях применяются дополнительные контрасты для МРТ. Соединения на основе гадолиния являются наиболее эффективными контрастными веществами из-за их неспаренных электронов [52, 53]. Хелатные комплексы гадолиния (Gd3+) применяются для маркировки СК [54, 55]. Gd3+-содержащие частицы и макромолекулы используются в качестве нового поколения контрастных агентов [56, 57]. Основной минус методов, использующих парамагнитные агенты, — недостаточность чувствительности для визуализации единичных клеток [58].
Другой распространенный класс контрастных веществ — суперпарамагнитные частицы оксида железа (sPIOs) [59]. Эти частицы состоят из ядер оксида железа, которые обычно содержат несколько тысяч атомов железа, что увеличивает локальную концентрацию железа и позволяет обнаруживать низкие концентрации клеток [60]. Суперпарамагнитные наночастицы оксида железа (sPIONs) — наиболее предпочтительные контрастные агенты для мониторинга СК вследствие их высокой чувствительности и отличной биосовместимости [61,62].
В исследованиях применяется и новый класс контрастных агентов, принцип действия которых основан на передаче насыщения за счет химического обмена (CEsT) [63]. Эти агенты предоставляют дополнительные возможности, такие как способность выделять в изображении несколько биологических событий сразу или одновременно отслеживать различные клеточные популяции, используя несколько контрастных агентов [64]. Особый интерес представляют PARACEsT-агенты, в которых передача насыщения намагниченности осуществляется от ядер координированной воды (воды вблизи парамагнитного центра) к ядрам свободной воды [65].
В детальном обзоре M.F. Kircher с соавт. [66] приведены использующиеся в МРТ контрастные вещества и рассмотрены различные возможности их применения для визуализации клеток.
Для мечения клеток используются следующие основные приемы: 1) прямое маркирование магнитными
наночастицами, когда контрастные агенты попадают в клетки с помощью поликатионных агентов трансфекции, липосом, «генной пушки», микроинъекции, электропорации или рецептор-опосредованного эндоцитоза; 2) стабильная трансдукция генами-репортерами, кодирующими специфические белки, такие как внутриклеточные металлопротеиназы (трансферрин и ферритин), продуцирующие сигнал за счет внутреннего накопления железа.
Высокие чувствительность, разрешение, специфичность и возможность проведения исследований в динамическом режиме делают МРТ привлекательным для исследования биологии СК методом [67].
В работе [68] СК свиней были трансдуцированы человеческим ферритином. В искусственно созданной in vivo модели инфаркта миокарда свиней трансплантированные СК были обнаружены с помощью МРТ через 4 нед. Показано, что ферритин не оказывал никакого эффекта на репаративный или дифференцировочный потенциалы СК. В определенных случаях данный метод маркировки является предпочтительнее прямого мечения, поскольку зависит от экспрессии гена, коррелирующей с жизнеспособностью клеток и предоставляющей больше функциональной информации.
Работы по использованию человеческих СК показали, что при маркировке sPIOs частицами СК сохраняют способность к выживанию, миграции, интеграции после трансплантации in vivo, что позволяет отслеживать судьбу меченых клеток при различных условиях введения с течением времени [69], а также в различных моделях опухолей мышей, крыс, кроликов и свиней [70]. На модели рака груди человека с помощью МРТ показан хоминг человеческих СК, меченных sPIOs, к легочным метастазам [71]. Продемонстрирован трейсинг малых клеточных популяций меченых нейральных СК в экспериментальной модели инсульта [72]. Чувствительность метода МРТ оказалась достаточной для обнаружения 1000 меченых СК при коинъекции с клетками рака груди в модели подкожной опухоли [73]. В работе Y. Watada с соавт. [74] проведен МРТ-мониторинг СК, трансплантированных в ушную улитку и меченных sPIOs-частицами через 4 нед после трансплантации.
Соединения на основе хелатных комплексов гадолиния также применяются при изучении миграции и дифференцировки СК различного происхождения и в различных моделях. Одно из широко используемых веществ — соединение гадолиния с диэтилентриамин-пентауксусной кислотой (Gd-DTPA). В работе [75] показана возможность его применения для отслеживания меченых мезенхимных СК in vivo вследствие большой интенсивности сигнала и отсутствия влияния на жизнеспособность и пролиферацию клеток. Авторы [76] использовали три Gd-DOTA-пептидных комплекса (1,4, 7, 10-tetraazacyclododecane-N, N', N', N'-tetraacetic acid) в качестве контрастного агента для маркировки мезенхимных СК.
В обзоре [77] рассмотрены уникальные возможности для использования CEsT-контрастных веществ, описаны их физические свойства и ключевые особенности, а в работе [78] подробно изложены также инс-
Методы визуализации стволовых клеток in vivo СТМ J 2015 — том 7, №4 179
ОБЗОРЫ
трументальные решения для скрининга CEST-агентов методом МРТ. Авторами [79] продемонстрированы возможности CEsT для визуализации динамических изменений в бесклеточных гидрогелевых компонентах in vivo. Композитные гидрогели используют в регенеративной медицине как каркасные структуры, имитирующие ткани, для улучшения выживаемости СК.
Недостатком метода МРТ является проблема наличия артефактов на изображениях. Ее решением стала разработка агента на основе наночастиц для двухрежимной фильтрации артефактов МРТ-изображений (AFIA), который содержит комбинацию парамагнитных и суперпарамагнитных наноматериалов [80]. С использованием AFIA были устранены артефакты в необработанных изображениях, что повысило точность МРТ. Авторы продемонстрировали фильтрационную способность AFIA на образцах in vitro и потенциальную возможность визуализации без артефактов миграции СК in vivo.
В основе радионуклидного имиджинга (РИ) лежит способность специального детектирующего оборудования отслеживать распределение в организме радиоак-тивно-меченных биологически активных соединений, которые позволяют изучать такие процессы, как метаболизм, транспорт веществ, лиганд-рецепторные взаимодействия, экспрессию генов. Данный метод имеет очень высокую чувствительность (<10-9М) и способен визуализировать биологически активные соединения при очень низких концентрациях.
Для контрастирования в РИ также используются две основные стратегии: прямое мечение радиоактивной меткой и мечение с использованием репортерных генов.
В РИ применяются два основных томографических метода: однофотонная эмиссионная компьютерная томография и позитронная эмиссионная томография [81].
Однофотонная эмиссионная компьютерная томография (ОЭКТ) основана на фиксации радиоактивности вокруг исследуемого объекта гамма-камерой при различных углах так, что можно реконструировать секционное изображение. ОЭКТ позволяет получать объемное изображение распределения радионуклидов, относящихся к чистым гамма-излучателям: технеция-99m (99mTc), индия-111 (111In), йода-123 (123I), йода-131 (131I), а также короткоживущих и ультракороткоживущих изотопов: кислорода-15 (15O), углерода-11 (11C), азота-13 (13N), фтора-18 (18F) [82].
Перспективным направлением является использование радиофармацевтических препаратов (РФП), которые имеют в своем составе радионуклиды. РФП накапливаются только в органах и структурах, предназначенных для визуализации, а накопление может обусловливаться метаболическими процессами в ткани либо локальной перфузией органа. РФП получают при помощи радиохимического синтеза: радионуклид «встраивается» в химическое вещество. К сложностям производства относятся подготовка радионуклида и оценка периода его полураспада [83].
ОЭКТ чаще используют для изучения миграции лей-
коцитов, однако эти данные могут быть перенесены и на исследования миграции СК [84].
Позитронно-эмиссионная томография (ПЭТ) —
метод радиоизотопной диагностики. Он основан на использовании испускаемых радионуклидами позитронов. Позитронизлучающие радиоизотопы производят высокоэнергетические гамма-лучи, которые способны глубоко проникать в ткани, что обусловливает возможность применения такого подхода для исследований не только на мелких животных, но и на человеке [85]. РФП на основе технеция (99mTc), например 99mTc-HMPAO (99mTc-hexamethylpropyleneamineoxime, который используется для короткого времени отслеживания СК in vivo (период полураспада — около 6 ч)), обеспечивает высокую контрастность изображения [86].
В ПЭТ применяются также технологии репортерных генов. Такие гены делят на три различных класса: кодирующие (рецепторы), ферменты и белки-переносчики. При использовании рецептор-основанных репортеров радиоактивная метка связывается с рецептором допамина, который кодирует репортерный ген. Ферментоснованные системы используют репортерный ген для продукции специфических ферментов, которые модифицируют радиоактивную метку, препятствуя ее выходу из клетки. Третий класс репортерных генов кодируют белки-переносчики радиоактивных меток (симпортеры) [87]. Системы репортерных генов позволяют оценить распределение введенных клеток в режиме реального времени в течение продолжительного периода. Преимущество данного метода — дополнительная возможность изучения функциональной активности и жизнеспособности клеток. В настоящее время одним из самых распространенных генов-репортеров для ПЭТ является тимидинкиназа вируса простого герпеса первого типа (HSV1-tk) и ее мутант (HSV1-sr39tk). Этот фермент фосфорилирует пиримидиновые и адениновые основания и успешно используется в сочетании с радиоактивно-меченными зондами-репортерами, такими как 124I-2-fluoro-2-deoxy-1-D-arabinofuranosyl-5-iodouracil (FIAU), 18F-2-fluoro-2-deoxy-1-D-arabinofuranosyl-5-ethyluracil (FEAU) и 9-(4-18F-fluoro-3-hydroxymethyl-butyl) guanine (18F-FHBG) [88, 89].
С использованием метода ПЭТ показана миграция СК к подкожной опухоли аденокарциномы кишечника и их пролиферация [90]. Наблюдение за меченными изотопами меди и кобальта крысиными СК продолжалось более месяца.
Неоптические методы исследования миграции СК нашли широкое применение в научных и клинических исследованиях, однако спектр их использования зависит от конкретных задач. Метод МРТ практически не имеет ограничений по объему и глубине изучаемого объекта, поэтому отлично подходит для исследования целого организма. При этом пространственное разрешение МРТ составляет от 10 до 300 мкм, а средний размер клеток — 5-50 мкм, поэтому она может применяться для исследования миграции даже единичных трансплантированных клеток. К достоинствам МРТ можно отнести и персистентность метки. Однако этим методом сложно
^Ж/тттттшУ/ттттштУ/ттшУ/ттттштУ/ттшУ/ттт^тттттшУ/ттшхтттттшу^
180 СТМ J 2015 — том 7, №4 А.В. Мелешина, Е.И. Черкасова, М.В. Ширманова, А.А. Храпичев, В.В. Дуденкова, Е.В. Загайнова
ОБЗОРЫ
оценить состояние первоначально введенных клеток. Кроме того, сохранность метки может выступать и как недостаток, поскольку резидентные макрофаги могут поглощать умершие трансплантированные клетки, приводя к ложноположительному сигналу.
ОЭКТ и ПЭТ позволяют проводить количественную оценку клеток и имеют низкий фоновый сигнал, однако по сравнению с МРТ и методами оптического имиджинга обладают рядом недостатков: низким пространственным разрешением (не позволяет установить точную локализацию трансплантированных клеток в органе); радиационной нагрузкой; коротким периодом жизни радиоизотопов, который ограничивает продолжительность отслеживания клеток; неспецифическим поглощением радионуклидов нормальными тканями внутренних органов (почек, печени). Несомненное преимущество ПЭТ — более высокая чувствительность, чем у ОЭКТ, что позволяет гораздо точнее оценить число меченых СК.
Гибридные методы исследования
К гибридным методам исследования можно отнести фотоакустический имиджинг (ФАИ) — гибридную технологию, которая формирует изображения на основе регистрации ультразвуковых волн, генерируемых термоупругим расширением тканей, индуцированным оптическим излучением [91]. Для этого представляющий интерес объект освещают коротким лазерным импульсом, энергия лазера поглощается внутренними структурами объекта, что приводит к быстрому повышению температуры и тепловому расширению. Тепловое расширение вызывает распространение ультразвуковых волн сквозь объект, при этом волны принимаются ультразвуковыми преобразователями, расположенными на поверхности объекта. Полученные сигналы обрабатывают для получения карты распределения зон поглощения внутри объекта на длине волны лазерного излучения. Механизм контрастирования в ФАИ заключается в оптическом поглощении возбужденного света хромофорами эндогенного или экзогенного происхождения [92].
ФАИ может быть разделен на два основных направления: фотоакустическую томографию (ФАТ) и фотоакустическую микроскопию (ФАМ) [93].
ФАТ основана на регистрации акустических сигналов внутри объекта, на который воздействовали импульсным лазером [94]. Она может формировать 3D-изображения в режиме реального времени с глубиной визуализации до нескольких сантиметров [95], однако не способна обеспечить изображения с клеточным разрешением. В ультразвуковой детекции ФАТ используется контактный режим детектирования из-за сильного затухания ультразвуковых волн, которое возникает в воздухе между образцом и акустическим преобразователем. Это существенно ограничивает применение ФAT в биомедицинских исследованиях [96].
Высокое разрешение в ФАМ основано на узкой оптической фокусировке возбуждающего света. В ФАМ выделяют отдельное направление — оптико-разрешен-
ную фотоакустическую микроскопию (ОР ФАМ) [97], которая может достигать пространственного разрешения в несколько микрометров с глубиной проникновения сигнала в ткани мозга до 1 мм [98]. С помощью ОР ФАМ можно получить изображения, основанные на способности к поглощению света определенной длины волны различных клеточных компонентов — эндогенных маркеров, таких как ДНК и РНК, цитохромы, миелин, меланин, гемоглобин [99]. Это позволяет определить жизнеспособность клеток, состояние компонентов клеточной оболочки и, по-возможности, оценить клеточный метаболизм через соотношения восстановленных и окисленных форм цитохромов [100].
Контрастирующие агенты для ФАИ принадлежат как к группе эндогенных, так и экзогенных маркеров. В ФАИ применяются различные экзогенные контрастирующие вещества, которые относят к пяти основным группам: молекулярные флюоресцентные красители (ICG, AlexaFluor 750, BHQ3, QXL680, IRDye800CW, MMPsense™), плазмонно-резонансные частицы благородных металлов (золотые и серебряные наночастицы), наночастицы, основанные на других принципах воздействия (квантовые точки, флюоресцентные силикатные наночастицы), мультимодальные контрастирующие агенты (хелатные комплексы гадолиния, однослойные углеродные нанотрубки) и контрастирующие агенты для тераностики (sPIOs, золотые, наночастицы диоксида кремния) [101].
Метод ФАИ находит широкое применение в различных областях клеточной терапии. Большой цикл работ посвящен изучению регенераторных функций СК в патологических очагах различного происхождения. Например, L.M. Ricles с соавт. [102] in vitro применили мечение мезенхимных СК крыс и макрофагов золотыми наночастицами, а на модели ишемии задних конечностей крыс доказали возможность наблюдения за мечеными СК in vivo, а также способность количественного определения инфильтрации патологических очагов макрофагами, используя ФАИ для проведения эксперимента, а методы гистологии и масс-спектрометрии — для верификации полученных результатов.
Неинвазивный мониторинг СК, используемых для ускорения заживления поверхностных повреждений кожи (ожогов, трофических язв и т.д.), также широко востребован и применяется как в экспериментальных, так и в клинических исследованиях. Примером этого направления может служить работа [103], где методом ФАИ были оценены структурные повреждения тканей и кровоснабжения эпидермиса и дермы в модели кожного ожога у крыс до и после имплантации 3D-скаффол-дов фибринового геля с СК жировой ткани, меченными золотыми наночастицами.
Крайне интересно новое, активно развивающееся направление ФАИ — фотоакустическая проточная цитометрия (ФАПЦ), которое направлено на детекцию контрастированных экзогенными метками клеток в потоке физиологической жидкости (крови, лимфе, спинномозговой жидкости) [104]. С помощью этого метода определяют наличие маркеров лейкоза, карцином, ме-
Методы визуализации стволовых клеток in vivo СТМ J 2015 — том 7, №4 181
ОБЗОРЫ
ланом, стволовых раковых клеток в доклинических моделях на животных [105].
Таким образом, можно смело утверждать, что ФАИ имеет большой потенциал для широкого применения в клеточной терапии: от мониторинга в терапии СК и тканевой инженерии на молекулярном уровне до детекции отдельных клеток в потоке жидкости на уровне целого организма — вследствие его неинвазивности, безопасности, селективности и способности обеспечить долгосрочный мониторинг процессов.
Методы мультимодального имиджинга
Мультимодальный имиджинг включает два или более метода визуализации для наблюдения одного и того же объекта и получения интегрированных данных (на нескольких уровнях организации), которые могут дополнять друг друга и обеспечивать полную информацию об исследуемом объекте. Наиболее часто в исследованиях сочетают методы из двух различных групп, например оптические с неоптическими, однако сочетание методов внутри одной группы также возможно.
Сочетание оптических и неоптических методов
наиболее часто применяется при исследовании миграции СК в организме реципиента, поскольку обеспечивает одновременно высокое пространственное разрешение, высокую чувствительность при наблюдении и показывает точную локализацию СК.
F. Cao с соавт. [106] успешно оценили жизнеспособность, пролиферацию и миграцию после интра-кардиального введения мышиных эмбриональных СК, трансфицированных одновременно тремя генами-ре-портерами (RFP, Luciferase и HsV1-tk) с помощью методов БИ и ПЭТ.
Авторы [107] использовали мультимодальный имиджинг и технологию трансфекции различными генами-репортерами для мониторинга трансплантированных нейрональных клеток-предшественников (NPCs) и их функционального статуса. Они исследовали NPCs, экспрессирующие гены HsV1-tk, GFP и люциферазы светлячка (Fluc), в культуре и в моделях глиомы in vivo также с использованием методов БИ и ПЭТ.
С применением флюоресцентной молекулярной томографии и ПЭТ в присутствии трейсеров на основе антител СК опухоли были детектированы в подкожных и ортотопически привитых глиомах [108].
С использованием МРТ и БИ проведена комплексная оценка трансплантированных эмбриональных СК мыши, несущих двойную метку (суперпарамагнитный оксид железа и люциферазу), в модели инфаркта миокарда. С помощью МРТ определена точная анатомическая локализация СК в зоне миокарда, с помощью БИ оценена жизнеспособность СК, введенных в зону инфаркта миокарда [109].
МРТ и БИ были успешно использованы для наблюдения мезенхимных СК костного мозга, меченных гена-ми-репортерами (Firefly luciferase и GFP) и частицами оксида железа, трансплантированных в ЦНС иммунокомпетентных мышей [110].
Сочетание неоптических методов дает возможность параллельно изучить жизнеспособность и локализацию СК.
Комбинация техник ОЭКТ и МРТ позволила наблюдать трекинг внутрибрюшинно введенных мезенхимных СК костного мозга человека в мышах с нейробластомой и установить накопление в опухоли мезенхимальных СК, меченных 111!п-оксином, через 48 ч после трансплантации [111].
В работе [112] СК костного мозга, меченные оксидом железа и имплантированные в полосатое тело крыс в модели болезни Паркинсона, визуализировали с использованием МРТ, которая показала присутствие меченых мезенхимальных СК в пораженной зоне до 28 дней после трансплантации. Функциональная активность экзогенно введенных клеток, меченных РФП, была эффективно оценена методом ПЭТ.
Сочетание оптических методов дает возможность в одно и то же время с высокой чувствительностью исследовать распределение малых популяций СК в течение долгого времени, колокализацию и взаимодействие СК с микроокружением в различных моделях патологического процесса.
ФИ и БИ были успешно использованы для изучения распределения и дифференцировки СК в мышах с опухолью [113]. Авторы применяли опухолевые и стволо-
5 ч 3 нед 4 нед 5 нед 8 нед
Рис. 1. In vivo биолюминесцентный имиджинг стволовых клеток (указаны стрелками), меченных геном люциферазы, в мышах с легочными метастазами [114]
182 СТМ J 2015 — том 7, №4 А.В. Мелешина, Е.И. Черкасова, М.В. Ширманова, А.А. Храпичев, В.В. Дуденкова, Е.В. Загайнова
ОБЗОРЫ
4 нед 6 нед 7 нед 8 нед
б
Рис. 2. In vivo флюоресцентный имиджинг формирования метастазов в легких животных: а — с введением опухолевых клеток, меченных красным флюоресцентным белком и стволовыми клетками; б — с введением только опухолевых клеток, меченных красным флюоресцентным белком; в — без введения каких-либо клеток. Стрелками указаны метастазы [114]
вые клетки, меченные различными генами-репортера-ми (флюоресцентными и биолюминесцентными).
В работе [114] с помощью методов ФИ и БИ in vivo показано влияние мезенхимных СК костного мозга человека на формирование метастазов в иммунодефицитных мышах в модели рака молочной железы. Были использованы СК, меченные геном люциферазы, и опухолевые клетки, несущие красный флюоресцентный белок. БИ in vivo выявил распределение СК в легкие и органы брюшной полости на 2-й и 3-й неделях после трансплантации и последующую ремиграцию СК в легкие на 6-7-й неделе (рис. 1). С использованием ФИ установлено ингибирующее действие СК на образование метастазов в легких (рис. 2).
Подобный комплексный подход при получении данных о местоположении и состоянии СК может минимизировать потенциальные недостатки использования отдельного метода и обеспечить идеальный информационный профиль для клинического и научного применения.
Заключение
Быстрый прогресс в разработке маркеров наряду с усовершенствованием систем визуализации in vivo позволяет достоверно изучать направление и эффективность миграции СК. Изучение миграции СК в условиях клиники и эксперимента имеет существенные
различия. Главными критериями в клинических условиях служат биосовместимость, безопасность, нетоксичность, неинвазивность. Соответственно, основными критериями для экспериментальных методов изучения миграции будут являться точность, возможность количественной и достаточно длительной оценки миграции клеток, стабильность «метки» [115].
В настоящее время разработаны методы визуализации клеток и их структур in vivo, удовлетворяющие требованиям как фундаментальных, так и клинических исследований. Широкий выбор показателей чувствительности, разрешения, глубины проникновения в ткани, специфичности позволяет подобрать оптимальные условия для проведения исследования (делая поправку на особенности экспериментальной модели). Разнообразные подходы дают возможность осуществлять анатомические, физиологические, фармакологические и молекулярные исследования, причем в некоторых случаях методы могут быть удачно скомбинированы. В данный момент системы визуализации in vivo продолжают активно совершенствоваться: появляются более чувствительные приборы, создаются новые молекулярные метки, разрабатываются современные стратегии внедрения их в клетку.
Финансирование исследования. Основная часть работы выполнена при финансовой поддержке Российского научного фонда (проект №14-15-00536); работа по характеристике, сравнению методов био-
Методы визуализации стволовых клеток in vivo СТМ J 2015 — ТОМ 7, №4 183
ОБЗОРЫ
люминесцентного имиджинга и описанию биолюминесцентных контрастирующих агентов выполнена при поддержке Министерства образования и науки РФ в рамках государственного задания по выполнению работ в сфере научной деятельности (базовая часть) №2014/134 (проект №2460).
Конфликт интересов. У авторов нет конфликта интересов.
Литература/References
1. Acton P.D., Zhou R. Imaging reporter genes for cell tracking with PET and sPECT. Q J Nucl Med Mol Imaging 2005; 49(4): 349-360.
2. Chiu R.C. Bone-marrow stem cells as a source for cell therapy. Heart Fail Rev 2003; 8(3): 247-251.
3. Li Z., Wu J.C., Sheikh A.Y., Kraft D., Cao F., Xie X.,
Patel M., Gambhir S.S., Robbins R.C., Cooke J.P., Wu J.C. Differentiation, survival, and function of embryonic stem cell derived endothelial cells for ischemic heart disease. Circulation 2007; 116(11 Suppl): I-46-I-54, http://dx.doi.org/10.1161/
CIRCULATIONAHA.106.680561.
4. Cao F., Lin S., Xie X., Ray P., Patel M., Zhang X., Drukker M., Dylla S.J., Connolly A.J., Chen X., Weissman I.L., Gambhir S.S., Wu J.C. In vivo visualization of embryonic stem cell survival, proliferation, and migration after cardiac delivery. Circulation 2006; 113(7): 1005-1014, http://dx.doi.org/10.1161/ circulationaha.105.588954.
5. van der Bogt K.E.A., Swijnenburg R.J., Cao F., Wu J.C. Molecular imaging of human embryonic stem cells: keeping an eye on differentiation, tumorigenicity and immunogenicity. Cell Cycle 2006; 5(23): 2748-2752, http://dx.doi.org/10.4161/ cc.5.23.3533.
6. Chang G.Y., Xie X., Wu J.C. Overview of stem cells and imaging modalities for cardiovascular diseases. J Nucl Cardiol 2006; 13(4): 554-569, http://dx.doi.org/10.1016/j.nuclcard.2006.05.012.
7. Kim D.E., Schellingerhout D., Ishii K., Shah K., Weissleder R. Imaging of stem cell recruitment to ischemic infarcts in a murine model. Stroke 2004; 35(4): 952-957, http://dx.doi. org/10.1161/01.str.0000120308.21946.5d.
8. Zhao C., Tian M., Zhang H. In vivo stem cell imaging. Open Nucl Med J 2010; 2: 171-177, http://dx.doi.org/10.2174/ 1876388X01002010171.
9. Frangioni J.V., Hajjar R.J. In vivo tracking of stem cells for clinical trials in cardiovascular disease. Circulation 2004; 110(21): 3378-3383, http://dx.doi.org/10.1161/01 .cir.0000149840.46523.fc.
10. Tong L., Zhao H., He Z., Li Z. Current perspectives on molecular imaging for tracking stem cell therapy. In: Medical imaging in clinical practice. Okechukwu F.E. (editor). InTech; 2013; р. 73-79, http://dx.doi.org/10.5772/53028.
11. Chen Z.-Y., Wang Y.-X., Yang F., Lin Y., Zhou Q.-L., Liao Y.-Y. New researches and application progress of commonly used optical molecular imaging technology. Biomed Res Int 2014, 2014: 429198, http://dx.doi.org/10.1155/2014/429198.
12. Gao Y., Cui Y., Chan J., Xu C. Stem cell tracking with optically active nanoparticles. Am J Nucl Med Mol Imaging 2013; 3(3): 232-246.
13. Reagan M.R., Kaplan D.L. Concise review: mesenchymal stem cell tumor-homing: detection methods in disease model systems. Stem Сells 2011; 29(6): 920-927, http://dx.doi. org/10.1002/stem.645.
14. Соловьева А.О., Зубарева К.Э., Повещенко А.Ф., Нечаева Е.А., Коненков В.И. Способы мечения клеток для визуализации in vivo. Клеточная трансплантология и тканевая
инженерия 2013; VIII(4): 33-38. Solovieva A.O., Zubareva K.E., Poveschenko A.F., Nechaeva E.A., Konenkov V.I. Methods of cells labeling for visualization in vivo. Kletochnaya transplantologiya i tkanevaya inzheneriya 2013; VIII(4): 33-38.
15. Колтовой Н.А., Краевой С.А. Флуоресцентные методы диагностики в медицине. M: Bookvika.ru; 2014; 228 с. Koltovoy N.A., Kraevoy S.A. Fluorestsentnye metody diagnostiki v meditsine [Fluorescent diagnostics in medicine]. Moscow: Bookvika.ru; 2014; 228 p.
16. Parish C.R. Fluorescent dyes for lymphocyte migration and proliferation studies. Immunol Cell Biol 1999; 77(6): 499-508, http://dx.doi.org/10.1046/j.1440-1711.1999.00877.x.
17. Li P., Zhang R., Sun H., Chen L., Liu F., Yao C., Du M., Jiang X. PKH26 can transfer to host cells in vitro and vivo. Stem Cells Dev 2013; 22(2): 340-344, http://dx.doi.org/10.1089/ scd.2012.0357.
18. Weston S.A., Parish C.R. New fluorescent dyes for lymphocyte migration studies: analysis by flow cytometry and fluorescence microscopy. J Immunol Methods 1990; 133(1): 8797, http://dx.doi.org/10.1016/0022-1759(90)90322-M.
19. Leiker M., Suzuki G., Iyer V.S., Canty J.M. Jr., Lee T. Assessment of a nuclear affinity labeling method for tracking implanted mesenchymal stem cells. Cell Transplant 2008; 17(8): 911-922, http://dx.doi.org/10.3727/096368908786576444.
20. Wang Y., Xu C., Ow H. Commercial nanoparticles for stem cell labeling and tracking. Theranostics 2013; 3(8): 544-559, http:// dx.doi.org/10.7150/thno.5634.
21. Гусев А.И. Наноматериалы, наноструктуры, нанотехнологии. М: Физматлит; 2005; 416 с. Gusev A.I. Nanomaterialy, nanostruktury, nanotekhnologii [Nanomaterials, nanostructures, nanotechnology]. Moscow: Fizmatlit; 2005; 416 p.
22. Зиганшин А.У., Зиганшина Л.Е. Наночастицы: фармакологические надежды и токсикологические проблемы. Казанский медицинский журнал 2008; 89(1): 1-7. Ziganshin A.U., Ziganshina L.E. Nanoparticles: pharmacological expectancies and toxicological problems. Kazanskiy meditsinskiy zhurnal 2008; 89(1): 1-7.
23. Burns A., Ow H., Wiesner U. Fluorescent core-shell silica nanoparticles: towards “Lab on a Particle” architectures for nanobiotechnology. Chem Soc Rev 2006; 35(11): 1028-1042, http://dx.doi.org/10.1039/B600562B.
24. Ремпель А.А. Квантовые точки для техники и медицины. Вестник Уральского отделения РАН 2010; 32(2): 45-51. Rempel' A.A. Quantum dots for technology and medicine. Vestnik Ural’skogo otdeleniya RAN 2010; 32(2): 45-51.
25. Rodriguez-Porcel М. In vivo imaging and monitoring of transplanted stem cells: clinical applications. Curr Cardiol Rep 2010; 12(1): 51-58, http://dx.doi.org/10.1007/s11886-009-0073-1.
26. Морозова Е.С., Верхуша В.В., Перский Е.Э. Флуоресцентные белки красной спектральной области. Вюник Харювського нацюнального ушверситету iм. В.Н. КаразЫа Сер. Бюлопя 2009; 856(9): 29-38. Morozova E.S., Verkhusha V.V., Perskiy E.E. Fluorescent proteins of the red spectral region. Visnyk Harkivs’kogo nacional’nogo universytetu im. V.N. Karazina Ser. Biologija 2009; 856(9): 29-38.
27. Kuo C., Coquoz O., Troy T.L., Xu H., Rice B.W. Threedimensional reconstruction of in vivo bioluminescent sources based on multi-spectral imaging. J Biomed Opt 2007; 12(2): 1-12, http://dx.doi.org/10.1117Z1.2717898.
28. Li Z., Liao W., Cui X., Zhao Q., Liu M., Chen Y., Liu T., Liu N., Wang F., Yi Y., Shao N. Intravenous transplantation of allogeneic bone marrow mesenchymal stem cells and its directional migration to the necrotic femoral head. Int J Med Sci 2011; 8(1): 74-83, http://dx.doi.org/10.7150/ijms.8.74.
184 СТМ J 2015 — TOM 7, №4 А.В. Мелешина, Е.И. Черкасова, М.В. Ширманова, А.А. Храпичев, В.В. Дуденкова, Е.В. Загайнова
ОБЗОРЫ
29. Wolf D., Rumpold H., Koeck R. Re: Mesenchymal stem cells: potential precursors for tumor stroma and targeted-delivery vehicles for anticancer agents. J Natl Cancer Inst 2005; 97(7): 540-542, http://dx.doi.org/10.1093/jnci/dji088.
30. Meleshina A.V., Cherkasova E.I., Sergeeva Е.А., Kleshnin M.S., Turchin I.V., Kiseleva E.V., Dashinimaev E.V., Shirmanova M.V., Lukyanov S.A., Zagaynova E.V. The study of the interaction of mesenchymal stem cells and the tumor using the methods of fluorescent bioimaging. Sovremennye tehnologii v medicine 2012; 4: 7-16.
31. Konopka R., Hyzdalova M., Kubala L., Pachernik J. New luminescence-based approach to measurement of luciferase gene expression reporter activity and adenosine triphosphate-based determination of cell viability. Folia Biol (Praha) 2010; 56(2): 66-71.
32. Kuchmiy A.A., Efimov G.A., Nedospasov S.A. Methods for in vivo molecular imaging. Biochemistry (Moscow) 2012; 77(12): 1339-1353, http://dx.doi.org/10.1134/s0006297912120012.
33. Marques S.M., Esteves da Silva J.C.G. Firefly bioluminescence: a mechanistic approach of luciferase catalyzed reactions. IUBMB Life 2009; 61(1): 6-17, http://dx.doi.org/10.1002/ iub.134.
34. Sato A., Klaunberg B., Tolwani R. In vivo bioluminescence imaging. Comp Med 2004; 54(6): 631-634.
35. Hickson J., Ackler S., Klaubert D., Bouska J., Ellis P., Foster K., Oleksijew A., Rodriguez L., Schlessinger S., Wang B., Frost D. Noninvasive molecular imaging of apoptosis in vivo using a modified firefly luciferase substrate, Z-DEVD-aminoluciferin. Cell Death Differ 2010; 17(6): 1003-1010, http://dx.doi.org/10.1038/ cdd.2009.205.
36. Paroo Z., Bollinger R.A., Braasch D.A., Richer E., Corey D.R., Antich P.P., Mason R.P. Validating bioluminescence imaging as a high-throughput, quantitative modality for assessing tumor burden. Mol Imaging 2004; 3(2): 117-124, http://dx.doi.org/ 10.1162/1535350041464865.
37. Lin Y., Molter J., Lee Z., Gerson S.L. Bioluminescence imaging of hematopoietic stem cell repopulation in murine models. Methods Mol Biol 2008; 430: 295-306, http://dx.doi. org/10.1007/978-1-59745-182-6_20.
38. Tennstaedt A., Aswendt M., Adamczak J., Hoehn M. Noninvasive multimodal imaging of stem cell transplants in the brain using bioluminescence imaging and magnetic resonance imaging. Methods Mol Biol 2013; 1052: 153-166, http://dx.doi. org/10.1007/7651_2013_14.
39. Huang N.F., Okogbaa J., Babakhanyan A., Cooke J.P. Bioluminescence imaging of stem cell-based therapeutics for vascular regeneration. Theranostics 2012; 2(4): 346-354, http:// dx.doi.org/10.7150/thno.3694.
40. Lee S., Youn H., Chung T., Hwang do W., Oh S.W., Kang K.W., Chung J.-K., Lee D.S. In vivo bioluminescence imaging of transplanted mesenchymal stem cells as a potential source for pancreatic regeneration. Mol Imaging 2014; 13: 1-12.
41. Lepperhof V., Polchynski O., Kruttwig K., Bruggemann C., Neef K., Drey F., Zheng Y., Ackermann J.P., Choi Y.H., Wunderlich T.F., Hoehn M., Hescheler J., Saric T. Bioluminescent imaging of genetically selected induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes after transplantation into infarcted heart of syngeneic recipients. PLoS One 2014; 9(9): e107363, http:// dx.doi.org/10.1371/journal.pone.0107363.
42. Komarova S., Kawakami Y., Stoff-Khalili M.A., Curiel D.T., Pereboeva L. Mesenchymal progenitor cells as cellular vehicles for delivery of oncolytic adenoviruses. Mol Cancer Ther 2006; 5(3): 755-766, http://dx.doi.org/10.1158/1535-7163.mct-05-0334.
43. Klopp A.H., Spaeth E.L., Dembinski J.L., Woodward W.A., Munshi A., Meyn R.E., Cox J.D., Andreeff M., Marini F.C. Tumor
irradiation increases the recruitment of circulating mesenchymal stem cells into the tumor microenvironment. Cancer Res 2007; 67(24): 11687-11695, http://dx.doi.org/10.1158/0008-5472.CAN-07-1406.
44. Kidd S., Spaeth E., Dembinski J.L., Dietrich M., Watson K., Klopp A., Battula V.L., Weil M., Andreeff M., Marini F.C. Direct evidence of mesenchymal stem cell tropism for tumor and wounding microenvironments using in vivo bioluminescent imaging. Stem Cells 2009; 27(10): 2614-2623, http://dx.doi. org/10.1002/stem.187.
45. Spaeth E.L., Dembinski J.L., Sasser A.K., Watson K.,
Klopp A., Hall B., Andreeff M., Marini F. Mesenchymal stem cell transition to tumor-associated fibroblasts contributes to fibrovascular network expansion and tumor progression. PLoS One 2009; 4(4): e4992, http://dx.doi.org/10.1371/journal.
pone.0004992.
46. Keramidas M., Fraipont F., Karageorgis A., Moisan A., Persoons V., Richard M.-J., Coll J.-L., Rome C. The dual effect of mesenchymal stem cells on tumour growth and tumour angiogenesis. Stem Cell Res Ther 2013; 4(2): 41, http://dx.doi. org/10.1186/scrt195.
47. Miraglia L., King F., Damoiseaux R. Seeing the light: luminescent reporter gene assays. Comb Chem High Throughput Screen 2011; 14(8): 648-657, http://dx.doi.org/10.2174/13862071 1796504389.
48. Руководство по оптической когерентной томографии. Под ред. Гладковой Н.Д., Шаховой Н.Д., Сергеева А.М. М: Физматлит, Медкнига; 2007; 296 с. Rukovodstvo po opticheskoy kogerentnoy tomografii [Handbook of optical coherence tomography]. Pod red. Gladkovoy N.D., Shakhovoy N.M., Sergeeva A.M. [Gladkova N.D., Shakhova N.M., Sergeev A.M. (editors)]. Moscow: Fizmatlit, Medkniga; 2007; 296 p.
49. Cimalla P., Werner T., Winkler K., Mueller C., Wicht S., Gaertner M., Mehner M., Walther J., Rellinghaus B., Wittig D., Karl M.O., Ader M., Funk R.H., Koch E. Imaging of nanoparticle-labeled stem cells using magnetomotive optical coherence tomography, laser speckle reflectometry, and light microscopy. J Biomed Opt 2015; 20(3): 036018, http://dx.doi.org/10.1117Z1. JBO.20.3.036018.
50. Laver C.R.J., Metcalfe A.L., Szczygiel L., Yanai A., Sarunic M.V., Gregory-Evans K. Bimodal in vivo imaging provides early assessment of stem-cell-based photoreceptor engraftment. Eye (Lond) 2015; 29(5): 681-690, http://dx.doi.org/10.1038/ eye.2015.24.
51. Zhou X., Sun J., Yuan H., Wu D., Zhou X., Sun D., Li H., Shao Z., Zhang Z. A rat model for studying neural stem cell transplantation. Acta Pharmacol Sin 2009; 30(11): 1496-1504, http://dx.doi.org/10.1038/aps.2009.151.
52. Liu G., Wang Z., Lu J., Xia C., Gao F., Gong Q., Song B., Zhao X., Shuai X., Chen X., Ai H., Gu Z. Low molecular weight alkyl-polycation wrapped magnetite nanoparticle clusters as MRI probes for stem cell labeling and in vivo imaging. Biomaterials 2011; 32(2): 528-537, http://dx.doi.org/10.1016/j.biomaterials.20 10.08.099.
53. Rudelius M., Daldrup-Link H.E., Heinzmann U., Piontek G., Settles M., Link T.M., Schlegel J. Highly efficient paramagnetic labelling of embryonic and neuronal stem cells. Eur J Nucl Med Mol Imaging 2003; 30(7): 1038-1044, http://dx.doi.org/10.1007/ s00259-002-1110-0.
54. Kim K.S., Park W., Na K. Gadolinium-chelate nanoparticle entrapped human mesenchymal stem cell via photochemical internalization for cancer diagnosis. Biomaterials 2015; 36: 90-97, http://dx.doi.org/10.1016/j.biomaterials.2014.09.014.
55. Liu Y., He Z.J., Xu B., Wu Q.Z., Liu G., Zhu H., Zhong Q., Deng D.Y., Ai H., Yue Q., Wei Y., Jun S., Zhou G., Gong Q.Y.
Методы визуализации стволовых клеток in vivo СТМ J 2015 — том 7, №4 185
ОБЗОРЫ
Evaluation of cell tracking effects for transplanted mesenchymal stem cells with jetPEI/Gd-DTPA complexes in animal models of hemorrhagic spinal cord injury. Brain Res 2011; 1391: 24-35, http://dx.doi.org/10.1016/j.brainres.2011.03.032.
56. Lin G., Zhu W., Yang L., Wu J., Lin B., Xu Y., Cheng Z., Xia C., Gong Q., Song B., Ai H. Delivery of siRNA by MRI-visible nanovehicles to overcome drug resistance in MCF-7/ADR human breast cancer cells. Biomaterials 2014; 35(35): 9495-9507, http:// dx.doi.org/10.1016/j.biomaterials.2014.07.049.
57. Tseng C.L., Shih I.L., Stobinski L., Lin F.H. Gadolinium hexanedione nanoparticles for stem cell labeling and tracking via magnetic resonance imaging. Biomaterials 2010; 31(20): 54275435, http://dx.doi.org/10.1016/j.biomaterials.2010.03.049.
58. Arbab A.S., Liu W., Frank J.A. Cellular magnetic resonance imaging: current status and future prospects. Expert Rev Med Devices 2006; 3(4): 427-439, http://dx.doi.org/10.1586/17434440. 3.4.427.
59. Wang Y.X., Hussain S.M., Krestin G.P. Superparamagnetic iron oxide contrast agents: physicochemical characteristics and applications in MR imaging. Eur Radiol 2001; 11(11): 2319-2331, http://dx.doi.org/10.1007/s003300100908.
60. Bull E., Madani S.Y., Sheth R., Seifalian A., Green M., Seifalian A.M. Stem cell tracking using iron oxide nanoparticles. Int J Nanomedicine 2014; 9(1): 1641-1653, http://dx.doi.org/10.2147/ IJN.S48979.
61. Yang C.Y., Tai M.F., Chen S.T., Wang Y.T., Chen Y.F., Hsiao J.K., Wang J.L., Liu H.M. Labeling of human mesenchymal stem cell: comparison between paramagnetic and superparamagnetic agents. J Appl Phy 2009; 105: 07B314, http:// dx.doi.org/10.1063/1.3072821.
62. Azzabi F., Rottmar M., Jovaisaite V., Rudin M., Sulser T., Boss A., Eberli D. Viability, differentiation capacity, and detectability of super-paramagnetic iron oxide-labeled muscle precursor cells for MRI. Tissue Eng Part C Methods 2015; 21(2): 182-191, http:// dx.doi.org/10.1089/ten.TEC.2014.0110.
63. Ward K.M., Aletras A.H., Balaban R.S. A new class of contrast agents for MRI based on proton chemical exchange dependent saturation transfer (CEST). J Magn Reson 2000; 143(1): 79-87, http://dx.doi.org/10.1006/jmre.1999.1956.
64. Aime S., Carrera C., Castelli D.D., Crich S.G., Terreno E. Tunable imaging of cells labeled with MRI-PARACEST agents. Angew Chem Int Ed Engl 2005; 44(12): 1813-1815, http://dx.doi. org/10.1002/anie.200462566.
65. Zhang S., Merritt M., Woessner D.E., Lenkinski R.E., Sherry A.D. PARACEST agents: modulating MRI contrast via water proton exchange. Acc Chem Res 2003; 36(10): 783-790, http://dx.doi.org/10.1021/ar020228m.
66. Kircher M.F., Gambhir S.S., Grimm J. Noninvasive celltracking methods. Nat Rev Clin Oncol 2011; 8(11): 677-688, http://dx.doi.org/10.1038/nrclinonc.2011.141
67. Trattnig S., Pinker K., Ba-Ssalamah A., Nobauer-Huhmann I.M. The optimal use of contrast agents at high field MRI. Eur Radiol 2006; 16(6): 1280-1287, http://dx.doi.org/10.1007/ s00330-006-0154-0.
68. Reagan M.R., Kaplan D.L. Concise review: Mesenchymal stem cell tumor-homing: detection methods in disease model systems. Stem cells 2011; 29(6): 920-927, http://dx.doi. org/10.1002/stem.645.
69. Guzman R., Uchida N., Bliss T.M., He D., Christopherson K., Stellwagen D., Capela A., Greve J., Malenka R.C., Moseley M.E., Palmer T.D., Steinberg G.K. Long-term monitoring of transplanted human neural stem cells in developmental and pathological contexts with MRI. Proc Natl Acad Sci USA 2007; 104(24): 10211-10216, http://dx.doi.org/10.1073/ pnas.0608519104.
70. Anderson S.A., Glod J., Arbab A.S., Noel M., Ashari P., Fine H.A., Frank J.A. Noninvasive MR imaging of magnetically labeled stem cells to directly identify neovasculature in a glioma model. Blood 2005; 105(1): 420-425, http://dx.doi.org/10.1182/ blood-2004-06-2222.
71. Loebinger M.R., Kyrtatos P.G., Turmaine M., Price A.N., Pankhurst Q., Lythgoe M.F., Janes S.M. Magnetic resonance imaging of mesenchymal stem cells homing to pulmonary metastases using biocompatible magnetic nanoparticles. Cancer Res 2009; 69(23): 8862-8867, http://dx.doi.org/10.1158/0008-5472.CAN-09-1912.
72. Daadi M.M., Li Z., Arac A., Grueter B.A., Sofilos M., Malenka R.C., Wu J.C., Steinberg G.K. Molecular and magnetic resonance imaging of human embryonic stem cell-derived neural stem cell grafts in ischemic rat brain. Mol Ther 2009; 17(7): 12821291, http://dx.doi.org/10.1038/mt.2009.104.
73. Loebinger M.R., Janes S.M. Stem cells as vectors for antitumour therapy. Thorax 2010; 65(4): 362-369, http://dx.doi. org/10.1136/thx.2009.128025.
74. Watada Y., Yamashita D., Toyoda M., Tsuchiya K., Hida N., Tanimoto A., Ogawa K., Kanzaki S., Umezawa A. Magnetic resonance monitoring of superparamagnetic iron oxide (SPIO)-labeled stem cells transplanted into the inner ear. Neurosci Res 2015; 95: 21-26, http://dx.doi.org/10.1016/j.neures.2015.01.010.
75. Geng K., Yang Z.X., Huang D., Yi M., Jia Y., Yan G., Cheng X., Wu R. Tracking of mesenchymal stem cells labeled with gadolinium diethylenetriamine pentaacetic acid by 7T magnetic resonance imaging in a model of cerebral ischemia. Mol Med Rep 2015; 11(2): 954-960, http://dx.doi.org/10.3892/ mmr.2014.2805.
76. Cao L., Li B., Yi P., Zhang H., Dai J., Tan B., Deng Z. The interplay of T1- and T2-relaxation on T1-weighted MRI of hMSCs induced by Gd-DOTA-peptides. Biomaterials 2014; 35(13): 41684174, http://dx.doi.org/10.1016/j.biomaterials.2014.01.073.
77. McMahon M.T., Chan K.W. Developing MR probes for molecular imaging. Adv Cancer Res 2014; 124: 297-327, http:// dx.doi.org/10.1016/B978-0-12-411638-2.00009-4.
78. Song X., Chan K.W., McMahon M.T. Screening of CEST MR contrast agents. Methods Mol Biol 2011; 771: 171-187, http:// dx.doi.org/10.1007/978-1-61779-219-9_9.
79. Liang Y., Bar-Shir A., Song X., Gilad A.A., Walczak P.,
Bulte J.W. Label-free imaging of gelatin-containing hydrogel scaffolds. Biomaterials 2015; 42: 144-150, http://dx.doi.
org/10.1016/j.biomaterials.2014.11.050.
80. Shin T.H., Choi J.S., Yun S., Kim I.S., Song H.T., Kim Y., Park K.I., Cheon J. T, and T2 dual-mode MRI contrast agent for enhancing accuracy by engineered nanomaterials. ACS Nano 2014; 8(4): 3393-3401, http://dx.doi.org/10.1021/nn405977t.
81. Шмидт В. Оптическая спектроскопия для химиков и биологов. М: Техносфера; 2007; 368 с. Shmidt V. Opticheskaya spektroskopiya dlya khimikov i biologov [Optical spectroscopy for chemists and biologists]. Moscow: Tekhnosfera; 2007; 368 p.
82. Weaner L.E., Hoerr D.C. Synthesis and application of radioisotopes in pharmaceutical research and development. In: Fundamentals of early clinical drug development: from synthesis design to formulation. Abdel-Magid A.F., Caron S. (editors). New York: Wiley; 2006. p. 189-214, http://dx.doi. org/10.1002/0470043407.ch11.
83. Mirshojaei S.F., Ahmadi A., Morales-Avila E., Ortiz-Reynoso M., Reyes-Perez H. Radiolabelled nanoparticles: novel classification of radiopharmaceuticals for molecular imaging of cancer. J Drug Target 2015; Jun 10: 1-11, http://dx.doi.org/ 10.3109/1061186X.2015.1048516 [Epub ahead of print].
84. Hong H., Yang Y., Zhang Y., Cai W. Non-invasive cell tracking in cancer and cancer therapy. Curr Top Med Chem
186 СТМ J 2015 — TOM 7, №4 А.В. Мелешина, Е.И. Черкасова, М.В. Ширманова, А.А. Храпичев, В.В. Дуденкова, Е.В. Загайнова
ОБЗОРЫ
2010; 10(12): 1237-1248, http://dx.doi.org/10.2174/1568026107 91384234.
85. Patriarca F., Carobolante F., Zamagni E., Montefusco V., Bruno B., Englaro E., Nanni C., Geatti O., Isola M., sperotto A., Buttignol s., stocchi R., Corradini P., Cavo M., Fanin R. The role of positron emission tomography with 18F-fluorodeoxyglucose integrated with computed tomography in the evaluation of patients with multiple myeloma undergoing allogeneic stem cell transplantation. Biol Blood Marrow Transplant 2015; 21(6): 10681073, http://dx.doi.org/10.1016/j.bbmt.2015.03.001.
86. Detante O., Moisan A., Dimastromatteo J., Richard M.J., Riou L., Grillon E., Barbier E., Desruet M.D., De Fraipont F., Segebarth C., Jaillard A., Hommel M., Ghezzi C., Remy C. Intravenous administration of 99mTc-HMPAO-labeled human mesenchymal stem cells after stroke: in vivo imaging and biodistribution. Cell Transplant 2009; 18(12): 1369-1379, http:// dx.doi.org/10.3727/096368909X474230.
87. Kraitchman D.L., Bulte J.W. In vivo imaging of stem cells and beta cells using direct cell labeling and reporter gene methods. Arterioscler Thromb Vasc Biol 2009; 29: 1025-1030, http://dx.doi. org/10.1161/ATVBAHA.108.165571.
88. Tjuvajev J.G., Doubrovin M., Akhurst T., Cai S., Balatoni J., Alauddin M.M., Finn R., Bornmann W., Thaler H., Conti P.S., Blasberg R.G. Comparison of radiolabeled nucleoside probes (FIAU, FHBG, and FHPG) for PET imaging of HSV1-tk gene expression. J Nucl Med 2002; 43(8): 1072-1083.
89. Kang K.W., Min J.J., Chen X., Gambhir S.S. Comparison
of [14C]FMAU, [3H]FEAU, [14C]FIAU, and [3H]PCV for monitoring reporter gene expression of wild type and mutant herpes simplex virus type 1 thymidine kinase in cell culture. Mol Imaging Biol 2005; 7(4): 296-303, http://dx.doi.org/10.1007/s11307-005-
0010-7.
90. Mirpour S., Gholamrezanezhad A. Clinical stem cell imaging and in vivo tracking. In: Stem cells in clinic and research. Gholamrezanezhad А. (editor). InTech; 2011; p. 637656, http://dx.doi.org/10.5772/17821.
91. Yao J., Xia J., Wang L.V. Multiscale functional and molecular photoacoustic tomography. Ultrason Imaging 2015, http://dx.doi. org/10.1177/0161734615584312 [Epub ahead of print].
92. Wang L.V. Multiscale photoacoustic microscopy and computed tomography. Nat Photonics 2009; 3(9): 503-509, http:// dx.doi.org/10.1038/nphoton.2009.157.
93. Liu J., Tang Z., Wu Y., Wang Y. Rapid and noncontact photoacoustic tomography imaging system using an interferometer with high-speed phase modulation technique. Rev Sci Instrum 2015; 86(4): 044904, http://dx.doi.org/10.1063Z1.4918801.
94. Xu M.H., Wang L.V. Photoacoustic imaging in biomedicine. Rev Sci Instrum 2006; 77(4): 041101, http://dx.doi. org/10.1063/1.2195024.
95. Wang L.V. Prospects of photoacoustic tomography. MedPhys 2008; 35(12): 5758-5767, http://dx.doi.org/10.1118/1.3013698.
96. Li R., Phillips E., Wang P., Goergen C.J., Cheng J.-X. Label-free in vivo imaging of peripheral nerve by multispectral photoacoustic tomography. J Biophoton 2015, http://dx.doi. org/10.1002/jbio.201500004.
97. Maslov K., Zhang H.F., Hu S., Wang L.V. Optical-resolution photoacoustic microscopy for in vivo imaging of single capillaries. Opt Lett 2008; 33(9): 929-931, http://dx.doi. org/10.1364/OL.33.000929.
98. Wang L., Maslov K., Wang L.V. Single-cell label-free
photoacoustic flowoxigraphy in vivo. Proc Natl Acad Sci USA 2013; 110(15): 5759-5764, http://dx.doi.org/10.1073/pnas.
1215578110.
99. Zhang Y., Cai X., Wang Y., Zhang C., Li L., Choi S.-W., Wang L.V., Xia Y. Noninvasive photoacoustic microscopy of living
cells in two and three dimensions through enhancement by a metabolite dye. Angew Chem Int Ed Engl 2011; 50(32): 73597363, http://dx.doi.org/10.1002/anie.201101659.
100. Sakadzic S., Lee J., Boas D.A., Ayata C. High-resolution in vivo optical imaging of stroke injury andrepair. Brain Res 2015; 1623: 174-172, http://dx.doi.org/10.1016/j.brainres.2015.04.044.
101. Wu D., Huang L., Jiang M.S., Jiang H. Contrast agents for photoacoustic and thermoacoustic imaging: a review. Int J Mol Sci 2014; 5(12): 23616-23639, http://dx.doi.org/10.3390/ ijms151223616.
102. Ricles L.M., Nam S.Y., Trevico E.A., Emelianov S.Y., Suggs L.J. A dual gold nanoparticle system for mesenchymal stem cell tracking. J Mater Chem B Mater Biol Med 2014; 2(46): 82208230, http://dx.doi.org/10.1039/C4TB00975D.
103. Nam S.Y., Chung E., Suggs L.J., Emelianov S.Y. Combined ultrasound and photoacoustic imaging to noninvasively assess burn injury and selectively monitor a regenerative tissue-engineered construct. Tissue Eng Part C Methods 2015; 21(6): 557-566, http://dx.doi.org/10.1089/ten.TEC.2014.0306.
104. Zharov V.P., Galanzha E.I., Shashkov E.V., Kim J.W., Khlebtsov N.G., Tuchin V.V. Photoacoustic flow cytometry: principle and application for real-time detection of circulating single nanoparticles, pathogens, and contrast dyes in vivo. J Biomed Opt 2007; 12(5): 051503, http://dx.doi.org/10.1117/1.2793746.
105. Galanzha E.I., Zharov V.P. Circulating tumor cell detection and capture by photoacoustic flow cytometry in vivo and ex vivo. Cancers (Basel) 2013; 5(4): 1691-1738, http://dx.doi.org/10.3390/ cancers5041691.
106. Cao F., Drukker M., Lin S., Sheikh A.Y., Xie X., Li Z., Connolly A.J., Weissman I.L., Wu J.C. Molecular imaging of embryonic stem cell misbehavior and suicide gene ablation. Cloning Stem Cells 2007; 9(1): 107-117, http://dx.doi.org/10.1089/ clo.2006.0e16.
107. Waerzeggers Y., Klein M., Miletic H., Himmelreich U., Li H., Monfared P., Herrlinger U., Hoehn M., Coenen H.H., Weller M., Winkeler A., Jacobs A.H. Multimodal imaging of neural progenitor cell fate inrodents. Mol Imaging Biol 2008; 7(2): 77-91.
108. Gaedicke S., Braun F., Prasad S., Machein M., Firat E., Hettich M., Gudihal R., Zhu X., Klingner K., Schuler J., Herold-Mende C.C., Grosu A.L., Behe M., Weber W., Macke H., Niedermann G. Noninvasive positron emission tomography and fluorescence imaging of CD133+ tumor stem cells. Proc Natl Acad Sci USA 2014; 111(6): 692-701, http://dx.doi.org/10.1073/ pnas.1314189111.
109. Hung T.C., Suzuki Y., Urashima T., Caffarelli A.,
Hoyt G., Sheikh A.Y., Yeung A.C., Weissman I., Robbins R.C., Bulte J.W., Yang P.C. Multimodality evaluation of the viability of stem cells delivered into different zones of myocardial infarction. Circ Cardiovasc Imaging 2008; 1(1): 6-13, http://dx.doi.
org/10.1161/CIRCIMAGING.108.767343.
110. De Vocht N., Reekmans K., Bergwerf I., Praet J., Hoornaert C., Le Blon D., Daans J., Berneman Z., Van der Linden A., Ponsaerts P. Multimodal imaging of stem cell implantation in the central nervous system of mice. J Vis Exp 2012; (64): e3906, http://dx.doi.org/10.3791/3906.
111. Cusso L., Mirones I., Pena-Zalbidea S., Garcia-Vazquez V., Garcia-Castro J., Desco M. Combination of singlephoton emission computed tomography and magnetic resonance imaging to track 111in-oxine-labeled human mesenchymal stem cells in neuroblastoma-bearing mice. Mol Imaging 2014; 13: 1-10.
112. Jackson J., Chapon C., Jones W., Hirani E., Qassim A., Bhakoo K. In vivo multimodal imaging of stem cell transplantation in a rodent model of Parkinson's disease. J Neurosci
чтттшттттштшттштттттттштштттттттштштттттттштштттть.
Методы визуализации стволовых клеток in vivo СТМ J 2015 — том 7, №4 187
ОБЗОРЫ
Methods 2009; 183(2): 141-148, http://dx.doi.org/10.1016/
j.jneumeth.2009.06.022.
113. Wang H., Cao F., De A., Cao Y., Contag C., Gambhir s.s., Wu J.C., Chen X. Trafficking mesenchymal stem cell engraftment and differentiation in tumor-bearing mice by bioluminescence imaging. Stem Cells 2009; 27(7): 1548-1558, http://dx.doi. org/10.1002/stem.81.
114. Meleshina A.V., Cherkasova E.I., Shirmanova M.V., Klementieva N.V., Kiseleva E.V., Snopova L.B., Prodanets N.N.,
Zagaynova E.V. Influence of mesenchymal stem cells on the metastases development in mice in vivo. Stem Cell Res Ther 2015; 6: 15, http://dx.doi.org/10.1186/s13287-015-0003-7.
115. Повещенко А.Ф., Повещенко О.В., Коненков В.И. Современные достижения в создании методов изучения миграции стволовых клеток. Вестник РАМН 2013; 9: 46-51. Poveshchenko A.F., Poveshchenko O.V., Konenkov V.I. Recent advances in the study of the stem cells migration methods. Vestnik RAMN 2013; 9: 46-51.
