CC BY
37
DOI: 10.23868/202107003
РОЛЬ МУЛЬТИПОТЕНТНЫХ МЕЗЕНХИМАЛЬНЫХ СТРОМАЛЬНЫХ КЛЕТОК В МИКРООКРУЖЕНИИ ОПУХОЛИ И КАНЦЕРОГЕНЕЗЕ
Л.Г. Тазетдинова, А.И. Муллагулова, В.В. Соловьева, Д.С. Чулпанова, Пютумла15022021
К.В. Китаева, А.А. Ризванов _ Принята кпечати:09062021
' Опубликована on-line: 10.08.2021
Казанский (Приволжский) федеральный университет, Казань, Россия
CONTRIBUTION OF MULTIPOTENT MESENCHYMAL STROMAL CELLS IN THE TUMOR MICROENVIRONMENT AND CARCINOGENESIS
L.G. Tazetdinova, A.I. Mullagulova, V.V. Solovyeva, D.S. Chulpanova, K.V. Kitaeva, A.A. Rizvanov
Kazan Federal University, Kazan, Russia
e-mail: [email protected]
Канцерогенез является сложным и динамичным процессом, немаловажным этапом которого является формирование микроокружения опухоли, играющего важную роль в прогрессии онкологического заболевания. Для поддержания роста и развития опухоли необходим постоянный контакт и перекрестный обмен различными трофическими факторами и цитокинами с клетками микроокружения, такими как эндотелиальные, иммунные, стромальные клетки и др. Неотъемлемыми компонентами микроокружения опухоли являются мультипотентные мезенхимальные стромальные клетки (ММСК), однако их роль в канцерогенезе весьма противоречива. Известно, что ММСК способны стимулировать рост опухоли путем дифференцировки в опухоль-ассоциированные фибробласты, им-муносупрессии, индукции ангиогенеза, участия в т. н. эпителио-ме-зенхимном переходе, ингибирования апоптоза и поддержания метастатического потенциала опухоли. Однако другие исследования показывают, что ММСК подавляют рост опухолей за счет увеличения воспалительной инфильтрации, ингибирования ангиогенеза и сигнальных путей WNT и AKT, а также за счет прямой индукции апоптоза опухолевых клеток. В настоящем обзоре обсуждается роль ММСК в канцерогенезе, а также механизмы, обуславливающие их про- и противоопухолевые эффекты.
Ключевые слова: мультипотентные мезенхимальные стромальные клетки, микроокружение опухоли, канцерогенез, опухоль ассоциированные фибробласты, эпителиально-мезен-химальный переход.
Carcinogenesis is a complex and dynamic process, an important part of which is the formation of the tumor microenvironment, which is an integral part of malignant tumors and plays an important role in their progression. To maintain the growth and development of a tumor, constant contact and cross exchange of various trophic factors and cytokines with the cell of microenvironment, such as endothelial, immune, stromal cells, are essential. Multipotent mesenchymal stromal cells are an integral component of the tumor microenvironment, but their role in carcinogenesis is highly controversial. It has been described that multipotent mesenchymal stromal cells are able to stimulate tumor growth by differentiation into tumor-associated fibroblasts, immunosuppression, stimulation of angiogen-esis, participation in the epithelial-mesenchymal transition, inhibition of apoptosis, and maintenance of the metastatic potential of the tumor. However, other studies show that multipotent mesenchymal stromal cells suppress tumor growth by increasing inflammatory infiltration, inhibiting angiogenesis, suppressing WNT and AKT signals, and by directly inducing apoptosis of tumor cells. This review discusses the role of multipotent mesenchymal stromal cells in car-cinogenesis, as well as the mechanisms responsible for the pro- and antitumor effects of multipotent mesenchymal stromal cells.
Keywords: multipotent mesenchymal stromal cells, tumor microenvironment, carcinogenesis, tumor-associated fibroblasts, epithelial-mesenchymal transition.
Введение
Для поддержания роста и развития злокачественная опухоль взаимодействует с компонентами микроокружения и формирует опухолевую строму. Для этого опухолевые клетки секретируют регуляторные молекулы, которые стимулируют пролиферацию и рекрутирование в опухоль находящихся рядом стромальных клеток. Попавшие в микроокружение опухоли клетки, в свою очередь, способствуют выживанию и росту опухолевых клеток посредством секреции факторов, необходимых для васкуляризации, уклонения от иммунологического надзора и подавления апоптоза [1]. Каждый этап канцерогенеза тесно связан с состоянием микроокружения опухоли, в состав которого входят внеклеточный матрикс (ВКМ), миофибробласты, адипоциты, эндотелиальные, нейроэндокринные и иммунные клетки, а также компоненты кровеносной и лимфатической систем. Опухолевая строма содержит также опухоль-ассоциированные фибробласты (ОАФ) и мультипотентные мезенхимальные стромальные клетки (ММСК) [2]. Анализ биоптатов опухоли предстательной железы человека показал, что ММСК составляют 0,01-1,1% от общего числа клеток в биоптате [3].
ММСК представляют собой мультипотентные стволовые клетки, которые имеют фибробластоподобную морфологию и экспрессируют характерные поверхностные антигены: 0029, 0044, 0049, 0073, 0090, 00105, 00106, 00140Ь, 00166 и 8ТТО-1, а также способны
дифференцироваться в адипоциты, хондроциты и остеобласты [4]. В ряде экспериментов in vitro показаны признаки трансдифференцировки ММСК в эпителиальные клетки и нейроны; они производят ВКМ и участвуют в гомеостазе тканей различных органов, их можно выделить из различных тканей человека, включая жировую ткань, костный мозг, пульпу зуба и др. [5, 6].
ММСК способны проявлять выраженный тропизм к областям воспаления и опухолевым нишам, где они становятся неотъемлемой частью опухолевой стромы [7]. Для демонстрации тропизма ММСК к опухолевым нишам А. Nakamizo с соавт. (2005) использовали мышей с ксенографтной моделью глиомы человека: введенные в сонную артерию ММСК, меченые флуоресцентным красителем SP-DiI, не были обнаружены в здоровом участке головного мозга, а были локализованы в областях, занятых глиомой, при этом фибробласты не проявляли подобной специфичности, что указывает на избирательную миграцию ММСК в область опухолеобразования [8].
Способность ММСК направленно мигрировать в опухолевые ниши подтверждена большим количеством исследований. Например, ММСК человека, генетически модифицированные онколитическим вирусом, мигрировали к опухолевым клеткам и высвобождали вирусные частицы, которые затем инфицировали клетки глиомы U87MG in vitro. Использование ММСК позволило доставить в 46 раз больше вирусных копий в область опухоли, чем при введении чистого онколитического вируса [9].
Тропизм ММСК к опухолевым очагам также был показан при их системном введении на ксенографтных моделях мышей с опухолью молочной и щитовидной желез человека [10].
Вероятно, ММСК, как и, например, иммунные клетки, могут мигрировать в очаги воспаление за счет хемотаксиса [11]. Хемоаттрактантами являются секретируемые опухолевыми клетками сигнальные белки, такие как сосудистый эндотелиальный фактор роста (Vascular Endothelial Growth Factor, VEGF) и трансформирующий фактор роста (Transforming Growth Factor, TGF) pi, а также цитокины интерлейкин-8 (IL-8) и нейротрофин-3 (NT-3) [12-14], которые привлекают ММСК в микроокружение опухоли.
В то время как способность ММСК мигрировать в опухолевые ниши не подвергают сомнению, роль ММСК в канцерогенезе остается предметом интенсивных дискуссий. Одни исследования доказали, что ММСК могут стимулировать рост опухоли с использованием нескольких механизмов: дифференцировки в ОАФ, подавления иммунного ответа, индукции ангиогенеза, участия в т. н. эпителиально-мезенхимном переходе (ЭМП), ингибиро-вания апоптоза опухолевых клеток, а также поддержания метастатического потенциала опухоли [15-20]. Другие же авторы установили, что ММСК подавляют рост опухолей путем увеличения воспалительной инфильтрации, ингибированием ангиогенеза, сигнального пути WNT и протеинкиназы B a (AKT), а также за счет индукции остановки клеточного цикла и апоптоза [21-24].
Понимание молекулярных механизмов, лежащих в основе миграции и мобилизации ММСК в микроокружение опухоли, имеет решающее значение для разработки рациональных подходов противоопухолевой терапии. Тропизм ММСК к опухолевым нишам также делает их перспективным вектором для доставки противоопухолевых агентов в микроокружение опухоли.
Механизмы, обуславливающие тропизм мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток к опухоли
По мнению ряда авторов, опухоль расценивается как очаг хронического воспаления, так называемая «незаживающая рана» [25]. Опухолевые клетки взаимодействуют с окружающей их стромой, что приводит к повышенной секреции провоспалительных цитокинов и факторов роста, как клетками опухоли, так и клетками опухолевой стромы, создавая микросреду, характерную для воспаления [26]. Продуцируемые и индуцированные опухолью воспалительные хемокины играют важную роль в инфильтрации опухоли различными лейкоцитами, включая макрофаги. Предположительно, эти же хемо-кины участвуют в обеспечении направленной миграции ММСК в микроокружение опухоли, поскольку известно, что ММСК синтезируют большое количество рецепторов для хемокинов и цитокинов [27, 28].
Показано, что цистеин-цистеин лиганд-хемокины (C-C Motif Ligand, CCL) CCL2 и CCL25, продуцируемые клетками множественной миеломы, могут индуцировать миграцию ММСК к опухоли, как in vitro, так и in vivo [29]. На мышах с моделью рака молочной железы человека было обнаружено, что макрофагальные белки воспаления (Macrophage Inflammatory Protein, MIP) MIP-1S и MIP-3a, регулирующие миграцию иммунных клеток, инициируют и тропизм ММСК [30]. На культуре клеток гепатомы линии Huh-7 было выявлено, что миграция ММСК костного мозга может быть индуцирована хемо-кинами MIP-1S и MIP-3a [31].
На хемотаксис ММСК могут влиять белки, выделяемые другими клетками микроокружения, например, фактор стромальных клеток 1 (Stromal Cell-derived Factor, SDF-1, CXCL12), а также матриксные металлопротеи-назы (Matrix Metalloproteinases, MMPs) и их эндогенные ингибиторы, например, тканевой ингибитор металло-протеиназ (Tissue Inhibitor of Metalloproteinases, TIMPs). SDF-1 и его клеточный рецептор CXCR4, являются основными модуляторами пролиферации и миграци некоторых клеток, которые важны при различных патологических процессах, включая воспаление и прогрессию опухоли. MMPs эффективно разрушают компоненты ВКМ и совместно с ингибитором TIMPs опосредуют миграцию клеток при различных патологических и физиологических процессах [32].
Y. Li с соавт. (2007) показали, что инсулиноподобный фактор роста 1 (Insulin-like Growth Factor 1, IGF-1) активировал синтез хемокиновых рецепторов CXCR4 на ММСК, тем самым усиливая их миграцию [33]. Также IGF-1 стимулировал синтез других хемокиновых рецепторов, таких как CCR5 (рецептор CCL5/RANTES), других факторов роста, включая основной фактор роста фибробластов (Fibroblast Growth Factor, FGF2) и VEGF [28].
На миграцию ММСК также могут оказывать влияние Toll-подобные рецепторы (Toll-like Receptors, TLRs) [34]. Например, взаимодействие TLR6 и TLR-агониста стимулировало миграцию ММСК и секрецию иммуномодулирующих молекул: интерферонов (IFNs) I типа и других цитокинов, что приводило к индукции воспалительных реакций и активации адаптивной иммунной системы [35]. Факторы, обуславливающие тропизм ММСК, представлены на рис.
Про-опухолевые свойства мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток
Дифференцировка мультипотентных
мезенхимальных стромальных клеток
в опухоль-ассоциированные фибробласты
Согласно современным взглядам, в микроокружении опухоли ключевую роль играют ОАФ. Это клетки мезен-химного происхождения, которые обнаружены во многих солидных инвазивных опухолях, они секретируют большое количество внеклеточных везикул (ВВ). ММСК в микроокружении опухоли способны дифференцироваться в ОАФ под действием различных трофических факторов: TGF-ß и эпидермального фактора роста (Epidermal Growth Factor, EGF), секретируемых опухолевыми клетками в большом количестве [15, 26]. Кроме того, сигнальный путь CXCR6 может стимулировать дифференцировку ММСК в ОАФ [36], а TGF-ß — индуцировать дифференцировку фибробластов в миофи-бробласты путем активации сигнального пути TGF-ß/ SMAD3 и синтеза а-гладкомышечного актина (a-Smooth Muscle Actin, a-SMA) и FGF2 [37].
ОАФ позволяют формировать уникальную микросреду; выделяя фибронектин и коллаген они способствуют прогрессии опухоли [38]. ОАФ стимулируют пролиферацию опухолевых клеток посредством секреции различных факторов роста, гормонов и цитокинов, в числе которых фактор роста гепатоцитов (Hepatocyte Growth Factor, HGF), FGFs, SDF-1 и IL-6 [39]. SDF-1 активирует синтез CXCR4 и стимулирует пролиферацию опухолевых клеток [38, 40]. ОАФ также секретируют такие хемокины, как IGF-1 и IGF-2, тромбоцитарный фактор роста (Platelet-derived Growth Factor, PDGF), интегрин-а11, трансмембранный гепарансульфатпротеогликан (синдекан-1 ,
Супрессия Т-кл еток, В-клеток, NК-клеток и созревания дендритных клеток
р
с
Стимуляция ангиогенеза опухоли
Дифференцировка в опухоль-ассоциированные фибробласты
Рис. Механизмы влияния мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток на канцерогенез
CD138) и протеазу MMP2. Эти компоненты стимулировали пролиферацию, миграцию и инвазию опухолевых клеток, а также повышали жизнеспособность опухолевых клеток на фоне противоопухолевой терапии и способствовали образованию устойчивых клонов [41]. В экспериментах in vitro ОАФ усиливали пролиферацию опухолевых клеток нейробластомы и рака толстой кишки [42, 43].
L. Borriello с соавт. (2017) выделили из первичной опухоли нейробластомы человека и охарактеризовали популяцию ОАФ, секретирующих белок активации фибробластов a (Fibroblast Activation Protein, FAP), фибробласт-специфический белок 1 (Fibroblast-specific Protein 1, FSP-1), и обладающих схожими фенотипиче-скими и функциональными характеристиками с ММСК из костного мозга [42]. Анализ опухоли нейробластомы человека также выявил aFAP- и FSP-1-позитивные клетки в опухолевой строме, что коррелировало с наличием ОАМ. Предположительно, про-онкогенная роль данных ОАФ может быть опосредована активацией сигнальных путей STAT3 и ERK1/2 [42].
Выделяют несколько различных субпопуляций стромальных фибробластов в опухолях, определяемых по секреции следующих маркеров: a-SMA [44], PDGF, FSP-1 [45], FAP и нейрональный-глиальный антиген-2 (Neural/glial Antigen 2, NG2) [46]. Гетерогенность маркеров может частично объясняться происхождением ОАФ из разных типов клеток: фибробластов, клеток-предшественниц костного мозга или трансдифференцирую-щихся эпителиальных клеток [47]. Факторы, обуславливающие дифференцировку ММСК в ОАФ (см. рис.).
Иммуносупрессия
ММСК не способны активировать Т-клеточный иммунный ответ, поскольку на поверхности ММСК снижен уровень антигенов главного комплекса гистосовместимости (Major Histocompatibility Complex, MHC) I и II классов,
а также отсутствует экспрессия кластеров дифференци-ровки CD40, CD80, CD86 и ко-стимулирующих молекул, необходимых для активации Т-клеток [48]. Однако, ММСК секретируют широкий спектр регуляторных молекул, включая IL-15, TGF-P1 и простагландин Е2 (PGE2), что позволяет им подавлять иммунный ответ путем ингибиро-вания созревания дендритных клеток и подавления функции Т-клеток, В-клеток и натуральных киллеров (NK клеток), приводящее к снижению секреции растворимых иммунных медиаторов и угнетению NK-опосредованной цитотоксичности. Иммуносупрессивные свойства ММСК могут также усиливать фактор некроза опухоли (Tumor Necrosis Factor a, TNF-a), IL-1p, IL-6 или FN-y, которые принимают участие в развитии противоопухолевого иммунного ответа и ангиогенезе [18].
В некоторых видах опухолей, где преобладает воспалительная микросреда, ММСК могут напрямую взаимодействовать с иммунными клетками, что приводит также к ослаблению противоопухолевых иммунных ответов [17]. Например, ММСК способны ингибировать активность Т-клеток, либо подавляя их пролиферацию, либо, в случае активированных Т-клеток, индуцируя апоптоз [49, 50]. Было показано, что ингибирование пролиферации Т-клеток усиливалось с помощью различных механизмов, например IFN-y-опосредованной активацией лиганда рецептора программируемой клеточной гибели 1 (Programmed Death-ligand 1, PD-L1) [51] или синтезом STRO-1 [52].
Предположительно иммуносупрессивные свойства ММСК могут зависеть от источника их происхождения. Например, ММСК жировой ткани и костного мозга инги-бировали лимфоциты только тогда, когда они находились в тесном контакте [53], в то время как ММСК из Вартонова студня подавляли пролиферацию лимфоцитов периферической крови не находясь в тесном контакте [54].
Иммуномодулирующие эффекты ММСК в моделях онкологических заболеваний in vivo изучены еще недостаточно. Однако, в исследовании F. Djouad с соавт.
(2003) у мышей после аллогенной трансплантацией клеток меланомы было показано, что иммуносупрессив-ное действие ММСК приводило к более высокой частоте образования меланомы [55]. Исходя из известных имму-носупрессивных свойств ММСК следует предположить, что ММСК способны подавлять реакцию трансплантат против опухоли и реакцию трансплантат против хозяина [56, 57].
Индукция ангиогенеза
Известно, что большое количество проангиогенных факторов, включая VEGF, FGF-2, PDGF, ангиопоэтины, эфрины, апелин и их родственных рецепторов и хемоки-нов, способствуют неоваскуляризации опухоли [58]. Эти факторы часто синтезируются одновременно, эффективно взаимодействуя на разных стадиях ангиогенеза опухоли.
ММСК могут стимулировать неоангиогенез опухоли за счет продукции и секреции множества факторов ангиогенеза, таких как ангиопоэтины, EGF, галектин-1, IGF-1, фактор роста кератиноцитов (Keratinocyte Growth Factor, KGF), VEGF, TGF-p, IL-6 и MIP-2. Также ММСК принимают непосредственное участие в рекрутировании эндотели-альных клеток, тем самым способствуя образованию новых кровеносных сосудов питающих опухоль [59, 60]. Кроме того, установлено, что ММСК трансдифференци-ровались в клетки, выстилающие сосуды (эндотелий), что также поддерживает васкуляризацию опухоли [36].
На ксенографтной модели мышей с гепатоцеллюляр-ной карциномой человека было обнаружено, что ММСК костного мозга человека могут усиливать ангиогенез опухоли за счет действия TGF-pi, секреция которого увеличивалась в опухолевых клетках после внутривенного введения ММСК. Модуляция сигнального пути TGF-p 1/ Smad и его взаимодействие с VEGF могут частично объяснить сложную роль ММСК в прогрессии опухоли [61].
R. Batlle с соавт. (2019) выявили, что ингибирование киназы р38а — негативного регулятора ангиогенной программы ММСК в периваскулярных пространствах — усиливало ангиогенез в опухолях толстой кишки человека и мыши и коррелировало с усилением канцерогенеза [62]. Также было показано, что р38а регулирует приобретение эндотелио-подобного фенотипа мезенхи-мальными клетками в опухолях толстой кишки [62].
Эпителио-мезенхимный переход
и метастазирование
Эпителио-мезенхимный переход* — процесс изменения эпителиальными клетками эпителиального фенотипа на мезенхимо-подобный, описанный рядом авторов до формирования дефинитивных тканей — в эмбриональном развитии. Так же некоторые признаки этого явления выявлены при заживлении ран, при фиброзе и прогрессии опухолей [63]. A. Karnoub с соавт. (2007) установили, что ММСК костного мозга человека при совместном подкожном введении с клетками рака молочной железы линии MCF-7 увеличивали метастатический потенциал опухолевых клеток MCF-7 в ксенографтной модели у мышей с раком молочной железы [64]. Клетки MCF-7 стимулировали de novo синтез CCL5 в ММСК, который затем с помощью паракринной передачи
Одна из возможных трактовок клеточных фенотипических преобразований, популярная концепция современных исследований, которая, однако, нуждается в критическом осмыслении и более четком формулировании причин, механизмов, границ и методов детекции описываемого явления. — Ред.
сигналов воздействовал на опухолевые клетки, усиливая их подвижность, инвазию и метастазирование [64]. Также было показано, что ММЖ жировой ткани при совместном культивировании на Mатригеле с клетками MCF-7 индуцировали образование опухолевых сфер in vitro и способствовали опухолевому росту in vivo в ксе-нографтной модели у мышей с раком молочной железы. Образование опухолевых сфер клетками MCF-7 и ММЖ было связанно с индукцией стволово-подобных свойств, опосредовавших ЭMП [65].
Увеличение роста опухоли было также обнаружено после совместного подкожного введения мышам Мм^ жировой ткани и клеток рака предстательной железы линии MDA-PCa-118b [66]. Кроме того, было установлено, что ММЖ костного мозга стимулировали пролиферацию, миграцию и инвазию клеток рака предстательной железы линии PC3 in vitro и описанный эффект ингибировался блокированием TGF-ß [67]. На ранних стадиях канцерогенеза TGF-ß оказывал иммуносупрессивное действие на опухолевые клетки, ингибируя пролиферацию клеток, в то время как на более поздних стадиях мог индуцировать ЭМП, способствуя метастазированию опухоли [68].
L. Lacerda с соавт. (2Gl5) обнаружили, что совместное подкожное введение ММЖ костного мозга человека с клетками рака молочной железы линии SUM14G увеличивало клинические признаки кожной инвазии и мета-стазирования клеток SUM14G на ксенографтной модели мышей с раком молочной железы [6G]. Первичные опухоли, инъецированные совместно с ММЖ, характеризовались более высоким уровнем синтеза рецептора EGF и способствовали развитию метастазов после удаления опухоли. Данный эффект устранялся обработкой ингибитором рецептора EGF, эрлотинибом [6G]. Эти результаты указывают на роль ММЖ в опухолевой прогрессии и развитии метастазирования, возможно, посредством индукции ЭМП в первичных опухолевых клетках.
Противоопухолевые свойства мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток
Индукция апоптоза
B. Sun с соавт. (2GGG) в ксенографтной модели у мышей с раком молочной железы установили, что системное введение ММЖ жировой ткани или пуповин-ной крови ингибировало метастазирование и уменьшало рост опухолевых клеток MDA-MB^I, а трансплантация ММ^ на ранней стадии развития опухоли без обнаруживаемых клинических симптомов не способствовала росту и диссеминации опухолевых клеток [21]. Ингибирование опухоли могло быть связано с распадом поли-(АДФ-рибоза)-полимеразы (poly-(ADP-ribose) Polymerase, PARP) за счет активирования каспазы-З, которая в свою очередь вызывает апоптоз, и экспрессией гена р21 [21, 2З].
В работе I. Atsuta с соавт. (2G^) было обнаружено, что ММЖ при взаимодействии с клетками множественной миеломы (MM) ингибировали их пролиферацию посредством Fas-опосредованного апоптоза (Fas и Fas-L ко-синтезируются на ММЖ, которые при совместном культивировании могут снижать пролиферацию клеток MM), а также индуцировали апоптоз за счет активации каспазы-З и каспазы-8 [7G]. Было выявлено, что ММЖ пуповинной крови подавляли рост клеток рака легких H12GG и меланомы A375 in vitro. При этом синтез киназ, включая AKT, PßK, ERK, STAT3 и mTOR, был значительно снижен в обоих типах опухолевых клеток при совместном культивировании с ММЖ [71, 72]. ММЖ пуповинной крови также оказывали ингибирующее
действие на клетки рака яичников Caov-3 в со-культуре: было отмечено повышение количества апоптотических клеток Caov-3 и снижение их пролиферации [73].
Противоопухолевая активность ММСК может также зависеть от источника клеточного материала. Например, в ксенографтной модели у мышей с гепатокарциномой человека показали, что при введении ММСК костного мозга и пуповинной крови отмечалось уменьшение размера опухолей, при этом ММСК пуповинной крови оказывали более выраженный противоопухолевый эффект, чем ММСК костного мозга [74]. Кроме того, в исследованиях in vitro обнаружили, что ММСК из различных источников (жировая ткань, костный мозг и пуповинная кровь) при совместном культивировании с клетками рака яичников (линий OVCAR3, CAOV3, IGROV3 и SKOV3) вызывали значительное снижение уровня синтеза опухолевых маркеров, таких как опухолевый антиген CA-125, лактатдегидогеназа (Lactate Dehydrogenase, LDH) и ß-субъединица хорионического гонадотропина человека (Human Chorionic Gonadotropin, hCG), в опухолевых клетках, а также подавляли их пролиферацию. Аналогичный эффект наблюдали при культивировании клеток рака яичников с кондиционированной (культу-ральной) средой (КС) от ММСК [75]. Было установлено, что КС от ММСК жировой ткани подавляла рост клеток рака молочной железы линии MCF-7 посредством активации сигнального пути STAT1 с помощью IFN-ß, содержащегося в КС [76].
Регуляция клеточной сигнализации
Сигнальные пути фосфоинозитид-3-киназы (Phosphoinositide 3-kinase, PI3K)/AKT и WNT/ß-катенина контролируют выживаемость, пролиферацию, рост, миграцию и метаболизм клеток. Многочисленные исследования описывают необходимость передачи сигналов AKT для миграции, инвазии и выживания опухолевых клеток. Путь передачи сигналов WNT также связан с развитием карцином груди, печени, толстой кишки, кожи, желудка и яичников [24]. На модели саркомы Капоши внутривенно введенные ММСК мигрировали в места расположения опухолей и эффективно ингибиро-вали пролиферацию опухолевых клеток за счет ингиби-рования AKT [77]. Более того, ММСК пуповинной крови активировали синтез фосфатазы PTEN (Phosphatase and Tensin Homolog Deleted on Chromosome 10) в клетках глиомы, что приводило к подавлению передачи сигнала по пути AKT [78]. Помимо ингибирования сигнального пути PI3K/AKT, ММСК могут также подавлять сигнальный путь WNT/ß-катенин посредством индукции синтеза DKK-1 (Dickkopf-related Protein 1). В экспериментах in vitro было показано, что уровень ß-катенина снижался в клетках карциномы человека (линии гепатоцеллюлярных карцином H7402 и HepG2, карциномы груди MCF-7, гематопоэтических карцином K562 и HL60) под действием DKK-1, секретируемого ММСК. При подавлении активности DKK-1 с помощью нейтрализующих антител или малых интерферирующих РНК наблюдалось ослабление ингибирующего действия ММСК на пролиферацию опухолевых клеток [79-81].
Регуляция клеточного цикла
ММСК секретируют множество цитокинов, которые могут временно индуцировать остановку клеточного цикла опухолевых клеток в фазе G0/G1 за счет снижения синтеза циклинов A, E и D2, а также p27KIP1 [82, 83]. Y. Lu с соавт. (2008) установили, что ММСК жировой ткани
и их КС подавляли рост аденокарциномы поджелудочной железы; кроме того, КС ММСК стимулировала некроз опухолевых клеток после остановки фазы G0/G1 в отсутствие апоптоза, а ММСК модулировали экспрессию мРНК гена Р21, негативного регулятора клеточного цикла опухолевых клеток, ингибируя клеточный цикл в фазе G0/G1 [23].
В другом эксперименте при совместном культивировании клеток хронической миелогенной лейкемии K562 с ММСК костного мозга или пуповинной крови наблюдалось накопление опухолевых клеток в фазе G0/ G1, и замедление перехода в фазу S [84]. Подобная регуляция клеточного цикла может быть вызвана секрецией цитокинов, таких как IL-6 и IL-8 [85].
Однако во многих in vivo исследованиях было показано, что совместное введение ММСК и опухолевых клеток приводило к более активному росту опухоли, чем при введении только опухолевых клеток. Точные механизмы, с помощью которых ММСК способны вызывать остановку клеточного цикла, изучены не до конца. Возможно, замедление или остановка клеточного цикла могут быть индуцированы в определенных типах опухолевых клеток и при определенных условиях совместного культивирования (тип среды, концентрация клеток или время совместного культивирования).
Индукция инфильтрации
воспалительными клетками
Известно, что ММСК могут подавлять иммунные ответы, однако L. Ohlsson с соавт. (2003) обнаружили, что совместное подкожное введение опухолевых клеток и ММСК крысам вызывало повышенную инфильтрацию гранулоцитами и моноцитами in vivo, в отличие от введения только опухолевых клеток или только ММСК [86]. Авторы использовали предварительно сформированную желатиновую матрицу, включающую клетки карциномы толстой кишки и (или) ММСК, которую затем трансплантировали крысам подкожно для контроля роста опухоли и воспалительной реакции. ММСК подавляли пролиферацию опухолевых клеток. Инфильтрация как гранулоцитами, так и макрофагами была намного выше у крыс, которым одновременно трансплантировали смесь опухолевых клеток и ММСК, чем у крыс, которым вводили опухолевые клетки без ММСК. Эти данные позволяют предположить, что ММСК обладают провоспалительным действием в данной модели, хотя уровень синтеза MHC I класса в используемых ММСК был низкий, а синтез MHC II класса отсутствовал [86].
Роль внеклеточных везикул мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток в канцерогенезе
ВВ высвобождаются практически всеми клетками организма и представляют собой округлые структуры, окруженные фосфолипидной двухслойной мембраной. ВВ принято разделять на три группы в зависимости от их происхождения и размера: микровезикулы (от 100 до 1000 нм), экзосомы (от 40 до 150 нм), а также апоптотические тельца (от 800 до 5000 нм). ВВ несут в себе разнообразные клеточные биомолекулы, такие как белки, липиды, ДНК, РНК и низкомолекулярные соединения [87].
ВВ легко абсорбируются и сливаются с мембраной клеток-реципиентов, высвобождая свое содержимое в их цитоплазму. Используя ключевую роль ВВ в межклеточной коммуникации, опухолевые клетки активно
воздействуют на свое микроокружение посредством ВВ для поддержания роста и развития опухоли. ВВ являются ключевым инструментом в микроокружении опухоли и влияют на множество процессов, которые способствуют прогрессированию опухоли, включая клеточную пролиферацию, ангиогенез, миграцию, инвазию и метастазирование посредством аутокринных и пара-кринных взаимодействий [40].
X. Zhouh с соавт. (2019) при изучении влияния внеклеточные везикул ММСК (ВВ-ММСК) пуповинной крови на пролиферацию и миграцию клеток рака молочной железы линий MDA-MB-231 и MCF-7 in vitro показали, что ВВ-ММСК активировали сигнальный путь ERK-киназы в клетках рака молочной железы, значительно усиливая пролиферацию и миграцию опухолевых клеток, а подавление сигнального пути ERK с использованием ингибитора U0126 приводило к ингибированию пролиферации, миграции и инвазии клеток рака молочной железы [88].
Экзосомы ММСК также способствовали росту карциномы желудка линии SGC790 в ксенографтной модели у мышей. Введение экзосом ММСК приводило к увеличению секреции VEGF в опухолевых клетках посредством активации ERK1/2, Bcl-2, a-SMA, CXCR4 и MDM2, стимуляции неоваскуляризации и роста опухоли in vivo, и было отмечено, что экзосомы ММСК усиливали пролиферативную и миграционную активность опухолевых клеток [89].
Кроме того, ВВ-ММСК могут индуцировать развитие опухоли путем доставки различных микро-РНК. Например, на ксенографтных моделях мышей с немел-коклеточным раком легкого и карциномы легкого было показано, что в условиях гипоксии уровень микро-РНК miR-21-5p повышался в ВВ-ММСК, перенос этой микро-РНК в опухолевые клетки и макрофаги способствовал выживанию опухолевых клеток и иммуносупрессии в микроокружении опухоли [90].
Важным преимуществом ВВ, выделенных из ММСК, является то, что они не оказывают иммуносупрессивного
ЛИТЕРАТУРА [REFERENCES]:
1. Kitaeva K.V., Rutland C.S., Rizvanov A.A. et al. Cell culture based in vitro test systems for anticancer drug screening. Front. Bioeng. Biotech-nol. 2020; 8: 322.
2. Gilazieva Z.E., Tazetdinova L.G., Arkhipova S.S. et al. Effect of cisplatin on ultrastructure and viability of adipose-derived mesenchymal stem cells. BioNanoSci. 2016; 6: 534-9.
3. Brennen W.N., Chen S., Denmeade S.R. et al. Quantification of mesenchymal stem cells (MSCs) at sites of human prostate cancer. Oncotarget 2013; 4(1): 106-17.
4. Solovyeva V.V., Salafutdinov 1.1., Tazetdinova L.G. et al. Genetic modification of adipose derived stem cells with recombinant plasmid DNA pBUD-VEGF-FGF2 results in increased of IL-8 and MCP-1 secretion. Journal of Pure and Applied Microbiol. 2014; 8: 523-8.
5. Tropel P., Platet N., Platel J.C. et al. Functional neuronal differentiation of bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Stem cells 2006; 24(12): 2868-76.
6. Mortada I., Mortada R. Epigenetic changes in mesenchymal stem cells differentiation. Eur. J. Med. Genet. 2018; 61(2): 114-8.
7. Melzer C., Yang Y., Hass R. Interaction of MSC with tumor cells. Cell Commun. Signal. 2016; 14(1): 20.
8. Nakamizo A., Marini F., Amano T. et al. Human bone marrow-derived mesenchymal stem cells in the treatment of gliomas. Cancer Res. 2005; 65(8): 3307-18.
9. Sonabend A.M., Ulasov I.V., Tyler M.A. et al. Mesenchymal stem cells effectively deliver an oncolytic adenovirus to intracranial glioma. Stem Cells 2008; 26(3): 831-41.
10. Kalimuthu S., Zhu L., Oh J.M. et al. Migration of mesenchymal stem cells to tumor xenograft models and in vitro drug delivery by doxorubicin. Int. J. Med. Sci. 2018; 15(10): 1051-61.
11. Whiteside T.L. The tumor microenvironment and its role in promoting tumor growth. Oncogene 2008; 27: 5904-12.
12. Соловьева В.В., Блатт Н.Л., Шафигуллина А.К. и др. Исследование эндогенной секреции сосудистого эндотелиального фактора роста мультипотентными мезенхимными стромальными клетками из зачатков
эффекта на иммунные клетки. Например, в сравнительном исследовании противоопухолевых и иммуномодули-рующих эффектов ММСК и выделенных из них ВВ было показано, что ММСК подавляли пролиферации Т-клеток, в то время как ВВ не вызывали супрессии пролиферации иммуноцитов [87].
Заключение
В настоящее время активно изучают участие ММСК в канцерогенезе и их функции в микроокружении опухоли. Способность ММСК влиять на опухолевый процесс в зависимости от различных факторов представляет интерес для их использования в противоопухолевой терапии, однако механизмы супрессорных и стимулирующих эффектов ММСК изучены не полностью. Несмотря на имеющиеся публикации, доказывающие противоопухолевые свойства ММСК, большинство работ свидетельствуют о том, что ММСК могут рекрутироваться в микроокружение опухоли, способствуя ее росту и метастазированию, а так же иммуносупрессии.
Одним из способов преодоления потенциально возможных нежелательных эффектов терапии на основе ММСК может стать применение ВВ, поскольку ряд исследований показывает, что везикулы из ММСК не обладают иммуносупрессирующим эффектом. Однако, пока не известно, сохраняют ли ВВ тропизм исходных клеток, который и делает ММСК кандидатами для доставки противоопухолевых агентов. Дальнейшее изучение механизмов образования и функционирования ВВ может позволить расширить спектр методов клеточно-опосре-дованной терапии онкологических заболеваний.
Благодарности
Работа выполнена за счет средств Программы стратегического академического лидерства Казанского (Приволжского) федерального университета и при поддержке гранта РФФИ № 18-34-00738.
третьих моляров человека. Клеточная трансплантология и тканевая инженерия 2012; 7(3): 155-8. [Solovyeva V.V., Blatt N.L., Shafigullina A.K. et al. Endogenous secretion of vascular endothelial growth factor by multipotent mesenchymal stromal cells derived from human third molar dental follicles. Cellular transplantology and tissue engineering 2012; 7(3): 155-8].
13. Kim S.M., Oh J.H., Park S.A. et al. Irradiation enhances the tumor tropism and therapeutic potential of tumor necrosis factor-related apoptosis-inducing ligand-secreting human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells in glioma therapy. Stem Cells 2010; 28(12): 2217-28.
14. Klopp A.H., Spaeth E.L., Dembinski J.L. et al. Tumor irradiation increases the recruitment of circulating mesenchymal stem cells into the tumor microenvironment. Cancer Res. 2007; 67(24): 11687-95.
15. Jotzu C., Alt E., Welte G. et al. Adipose tissue derived stem cells differentiate into carcinoma-associated fibroblast-like cells under the influence of tumor derived factors. Cell. Oncol. (Dordr) 2011; 34(1): 55-67.
16. Maccario R., Podesta M., Moretta A. et al. Interaction of human mesenchymal stem cells with cells involved in alloantigen-specific immune response favors the differentiation of CD4+ T-cell subsets expressing a regu-latory/suppressive phenotype. Haematologica 2005; 90(4): 516-25.
17. O'Malley G., Heijltjes M., Houston A.M. et al. Mesenchymal stromal cells (MSCs) and colorectal cancer: a troublesome twosome for the anti-tumour immune response? Oncotarget 2016; 7(37): 60752-74.
18. Kansy B.A., Dissmann P.A., Hemeda H. et al. The bidirectional tumor--mesenchymal stromal cell interaction promotes the progression of head and neck cancer. Stem Cell Res. Ther. 2014; 5(4): 95.
19. Chen D., Liu S., Ma H. et al. Paracrine factors from adipose-mesenchymal stem cells enhance metastatic capacity through wnt signaling pathway in a colon cancer cell co-culture model. Cancer Cell Int. 2015; 15: 42.
20. Madrigal M., Rao K.S., Riordan N.H. A review of therapeutic effects of mesenchymal stem cell secretions and induction of secretory modification by different culture methods. J. Transl. Med. 2014; 12: 260.
21. Sun B., Roh K.H., Park J.R. et al. Therapeutic potential of mesenchymal stromal cells in a mouse breast cancer metastasis model. Cytotherapy 2009; 11(3): 289-98.
22. Lin L., Hu X., Zhang H. et al. Tertiary lymphoid organs in cancer immunology: mechanisms and the new strategy for immunotherapy. Front. Immunol. 2019; 10: 1398.
23. Lu Y.R., Yuan Y., Wang X.J. et al. The growth inhibitory effect of mesenchymal stem cells on tumor cells in vitro and in vivo. Cancer Biol. Ther. 2008; 7(2): 245-51.
24. Rhee K.J., Lee J.I., Eom Y.W. Mesenchymal stem cell-mediated effects of tumor support or suppression. Int. J. Mol. Sci. 2015; 16(12): 30015-33.
25. Dvorak H.F. Tumors: wounds that do not heal-redux. Cancer Immunol. Res. 2015; 3(1): 1-11.
26. Pietras K., Ostman A. Hallmarks of cancer: interactions with the tumor stroma. Exp. Cell Res. 2010; 316(8): 1324-31.
27. Balkwill F. Cancer and the chemokine network. Nat. Rev. Cancer 2004; 4(7): 540-50.
28. Spaeth E., Klopp A., Dembinski J. et al. Inflammation and tumor microenvironments: defining the migratory itinerary of mesenchymal stem cells. Gene Ther. 2008; 15(10): 730-8.
29. Escobar P., Bouclier C., Serret J. et al. IL-1beta produced by aggressive breast cancer cells is one of the factors that dictate their interactions with mesenchymal stem cells through chemokine production. Oncotarget 2015; 6(30): 29034-47.
30. Dwyer R.M., Potter-Beirne S.M., Harrington K.A. et al. Monocyte chemotactic protein-1 secreted by primary breast tumors stimulates migration of mesenchymal stem cells. Clin. Cancer Res. 2007; 13(17): 5020-7.
31. Lejmi E., Perriraz N., Clement S. et al. Inflammatory chemokines MIP-1delta and MIP-3alpha are involved in the migration of multipotent mesenchymal stromal cells induced by hepatoma cells. Stem Cells Dev. 2015; 24(10): 1223-35.
32. Egea V., von Baumgarten L., Schichor C. et al. TNF-alpha respecifies human mesenchymal stem cells to a neural fate and promotes migration toward experimental glioma. Cell Death Differ. 2011; 18(5): 853-63.
33. Li Y., Yu X., Lin S. et al. Insulin-like growth factor 1 enhances the migratory capacity of mesenchymal stem cells. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2007; 356(3): 780-4.
34. Tomchuck S.L., Zwezdaryk K.J., Coffelt S.B. et al. Toll-like receptors on human mesenchymal stem cells drive their migration and immunomodu-lating responses. Stem Cells 2008; 26(1): 99-107.
35. Ridge S.M., Sullivan F.J., Glynn S.A. Mesenchymal stem cells: key players in cancer progression. Mol. Cancer 2017; 16(1): 31.
36. Lee H.Y., Hong I.S. Double-edged sword of mesenchymal stem cells: cancer-promoting versus therapeutic potential. Cancer Sci. 2017; 108(10): 1939-46.
37. Webber J., Steadman R., Mason M.D. et al. Cancer exosomes trigger fibroblast to myofibroblast differentiation. Cancer Res. 2010; 70(23): 9621-30.
38. Xing F., Saidou J., Watabe K. Cancer associated fibroblasts (CAFs) in tumor microenvironment. Front. Biosci. (Landmark Ed.) 2010; 15: 166-79.
39. Bhowmick N.A., Neilson E.G., Moses H.L. Stromal fibroblasts in cancer initiation and progression. Nature 2004; 432(7015): 332-7.
40. Sullivan R., Maresh G., Zhang X. et al. The emerging roles of extracellular vesicles as communication vehicles within the tumor microenvironment and beyond. Front. Endocrinol. (Lausanne) 2017; 8: 194.
41. Peddareddigari V.G., Wang D., Dubois R.N. The tumor microenvironment in colorectal carcinogenesis. Cancer Microenviron. 2010; 3(1): 149-66.
42. Borriello L., Nakata R., Sheard M.A. et al. Cancer-associated fibroblasts share characteristics and protumorigenic activity with mesenchymal stromal cells. Cancer Res. 2017; 77(18): 5142-57.
43. Nakagawa H., Liyanarachchi S., Davuluri R.V. et al. Role of cancer-associated stromal fibroblasts in metastatic colon cancer to the liver and their expression profiles. Oncogene 2004; 23(44): 7366-77.
44. Sugimoto H., Mundel T.M., Kieran M.W. et al. Identification of fibroblast heterogeneity in the tumor microenvironment. Cancer Biol. Ther. 2006; 5(12): 1640-6.
45. Ostman A., Pietras K. Introduction to tumor-stroma interactions. Exp. Cell Res. 2013; 319(11): 1595.
46. Ostman A., Augsten M. Cancer-associated fibroblasts and tumor growth--bystanders turning into key players. Curr. Opin. Genet. Dev. 2009; 19(1): 67-73.
47. Anderberg C., Pietras K. On the origin of cancer-associated fibro-blasts. Cell Cycle 2009; 8(10): 1461-2.
48. Bassi E.J., Aita C.A., Camara N.O. Immune regulatory properties of multipotent mesenchymal stromal cells: where do we stand? World J. Stem Cells 2011; 3(1): 1-8.
49. Di Nicola M., Carlo-Stella C., Magni M. et al. Human bone marrow stromal cells suppress T-lymphocyte proliferation induced by cellular or nonspecific mitogenic stimuli. Blood 2002; 99(10): 3838-43.
50. Plumas J., Chaperot L., Richard M.J. et al. Mesenchymal stem cells induce apoptosis of activated T cells. Leukemia 2005; 19(9): 1597-604.
51. Sheng H., Wang Y., Jin Y. et al. A critical role of IFNgamma in priming MSC-mediated suppression of T cell proliferation through up-regulation of B7-H1. Cell Res. 2008; 18(8): 846-57.
52. Nasef A., Zhang Y.Z., Mazurier C. et al. Selected STRO-1-enriched bone marrow stromal cells display a major suppressive effect on lymphocyte proliferation. Int. J. Lab. Hematol. 2009; 31(1): 9-19.
53. Puissant B., Barreau C., Bourin P. et al. Immunomodulatory effect of human adipose tissue-derived adult stem cells: comparison with bone marrow mesenchymal stem cells. Br.J. Haematol. 2005; 129(1): 118-29.
54. Zhou C., Yang B., Tian Y. et al. Immunomodulatory effect of human umbilical cord Wharton's jelly-derived mesenchymal stem cells on lymphocytes. Cell. Immunol. 2011; 272(1): 33-8.
55. Djouad F., Plence P., Bony C. et al. Immunosuppressive effect of mesenchymal stem cells favors tumor growth in allogeneic animals. Blood 2003; 102(10): 3837-44.
56. Le Blanc K., Rasmusson I., Sundberg B. et al. Treatment of severe acute graft-versus-host disease with third party haploidentical mesenchymal stem cells. Lancet 2004; 363(9419): 1439-41.
57. Ning H., Yang F., Jiang M. et al. The correlation between cotransplan-tation of mesenchymal stem cells and higher recurrence rate in hematologic malignancy patients: outcome of a pilot clinical study. Leukemia 2008; 22(3): 593-9.
58. Lugano R., Ramachandran M., Dimberg A. Tumor angiogenesis: causes, consequences, challenges and opportunities. Cell. Mol. Life Sci. 2020; 77(9): 1745-70.
59. Lin L., Sun W., Wang L. Effects of mesenchymal stem cells on angiogenesis of cervical cancer HeLa cancer cell line HeLa in vivo. Zhonghua Yi Xue Za Zhi 2015; 95(15): 1175-8.
60. Zhang T., Lee Y.W., Rui Y.F. et al. Bone marrow-derived mesenchy-mal stem cells promote growth and angiogenesis of breast and prostate tumors. Stem Cell Res. Ther. 2013; 4(3): 70.
61. Li G.C., Zhang H.W., Zhao Q.C. et al. Mesenchymal stem cells promote tumor angiogenesis via the action of transforming growth factor beta1. Oncol. Lett. 2016; 11(2): 1089-94.
62. Batlle R., Andres E., Gonzalez L. et al. Regulation of tumor angiogenesis and mesenchymal-endothelial transition by p38 alpha through TGF-beta and JNK signaling. Nat. Commun. 2019; 10(1): 3071.
63. Christodoulou I., Goulielmaki M., Devetzi M. et al. Mesenchymal stem cells in preclinical cancer cytotherapy: a systematic review. Stem Cell Res. Ther. 2018; 9(1): 336.
64. Karnoub A.E., Dash A.B., Vo A.P. et al. Mesenchymal stem cells within tumour stroma promote breast cancer metastasis. Nature 2007; 449(7162): 557-63.
65. Chen Y., He Y., Wang X. et al. Adipose-derived mesenchymal stem cells exhibit tumor tropism and promote tumorsphere formation of breast cancer cells. Oncol. Rep. 2019; 41(4): 2126-36.
66. Prantl L., Muehlberg F., Navone N.M. et al. Adipose tissue-derived stem cells promote prostate tumor growth. Prostate 2010; 70(15): 1709-15.
67. Ye H., Cheng J., Tang Y. et al. Human bone marrow-derived mesenchymal stem cells produced TGFbeta contributes to progression and metastasis of prostate cancer. Cancer Invest. 2012; 30(7): 513-8.
68. Costanza B., Umelo I.A., Bellier J. et al. Stromal modulators of TGFbeta in cancer. J. Clin. Med. 2017; 6(1): 7.
69. Lacerda L., Debeb B.G., Smith D. et al. Mesenchymal stem cells mediate the clinical phenotype of inflammatory breast cancer in a preclinical model. Breast Cancer Res. 2015; 17(1): 42.
70. Atsuta I., Liu S., Miura Y. et al. Mesenchymal stem cells inhibit multiple myeloma cells via the Fas/Fas ligand pathway. Stem Cell Res. Ther. 2013; 4(5): 111.
71. Chai L., Bai L., Li L. et al. Biological functions of lung cancer cells are suppressed in co-culture with mesenchymal stem cells isolated from umbilical cord. Exp. Ther. Med. 2018; 15(1): 1076-80.
72. Wang W., Li L., Chen F. et al. Umbilical cordderived mesenchymal stem cells can inhibit the biological functions of melanoma A375 cells. Oncol. Rep. 2018; 40(1): 511-7.
73. Li X., Li Z. Effects of human umbilical cord mesenchymal stem cells on co-cultured ovarian carcinoma cells. Microsc. Res. Tech. 2019; 82(6): 898-902.
74. Alshareeda A.T., Alsowayan B., Almubarak A. et al. Exploring the potential of mesenchymal stem cell sheet on the development of hepatocellular carcinoma in vivo. J. Vis. Exp. 2018; 139: 57805.
75. Khalil C., Moussa M., Azar A. et al. Anti-proliferative effects of mesenchymal stem cells (MSCs) derived from multiple sources on ovarian cancer cell lines: an in-vitro experimental study. J. Ovarian Res. 2019; 12(1): 70.
76. Ryu H., Oh J.E., Rhee K.J. et al. Adipose tissue-derived mesenchymal stem cells cultured at high density express IFN-beta and suppress the growth of MCF-7 human breast cancer cells. Cancer Lett. 2014; 352(2): 220-7.
77. Khakoo A.Y., Pati S., Anderson S.A. et al. Human mesenchymal stem cells exert potent antitumorigenic effects in a model of Kaposi's sarcoma. J. Exp. Med. 2006; 203(5): 1235-47.
78. Dasari V.R., Kaur K., Velpula K.K. et al. Upregulation of PTEN in glioma cells by cord blood mesenchymal stem cells inhibits migration via downregulation of the PI3K/Akt pathway. PLoS One 2010; 5(4): e10350.
79. Qiao L., Xu Z., Zhao T. et al. Suppression of tumorigenesis by human mesenchymal stem cells in a hepatoma model. Cell Res. 2008; 18(4): 500-7.
80. Qiao L., Xu Z.L., Zhao T.J. et al. Dkk-1 secreted by mesenchymal stem cells inhibits growth of breast cancer cells via depression of wnt signalling. Cancer Lett. 2008; 269(1): 67-77.
81. Zhu Y., Sun Z., Han Q. et al. Human mesenchymal stem cells inhibit cancer cell proliferation by secreting DKK-1. Leukemia 2009; 23(5): 925-33.
82. Glennie S., Soeiro I., Dyson P.J. et al. Bone marrow mesenchymal stem cells induce division arrest anergy of activated T cells. Blood 2005; 105(7): 2821-7.
83. Ramasamy R., Lam E.W., Soeiro I. et al. Mesenchymal stem cells Inhibit proliferation and apoptosis of tumor cells: impact on in vivo tumor growth. Leukemia 2007; 21(2): 304-10.
84. Fathi E., Farahzadi R., Valipour B. et al. Cytokines secreted from bone marrow derived mesenchymal stem cells promote apoptosis and change cell cycle distribution of K562 cell line as clinical agent in cell transplantation. PLoS One 2019; 14(4): e0215678.
85. Fonseka M., Ramasamy R., Tan B.C. et al. Human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells (hUCB-MSC) inhibit the proliferation of K562 (human erythromyeloblastoid leukaemic cell line). Cell Biol. Int. 2012; 36(9): 793-801.
86. Ohlsson L.B., Varas L., Kjellman C. et al. Mesenchymal progenitor cell-mediated inhibition of tumor growth in vivo and in vitro in gelatin matrix. Exp. Mol. Pathol. 2003; 75(3): 248-55.
87. Chulpanova D.S., Gllazleva Z.E., Kletukhlna S.K. et al. Cytochalasln B-lnduced membrane vesicles from human mesenchymal stem cells overex-pressing IL2 are able to stlmulate CD8+ T-klllers to klll human trlple negatlve breast cancer cells. Blology 2021; 10(2): 141.
88. Zhou X., Ll T., Chen Y. et al. Mesenchymal stem cell-derlved extracellular veslcles promote the ln vltro prollferatlon and mlgratlon of breast cancer cells through the actlvatlon of the ERK pathway. Int. J. Oncol. 2019; 54(5): 1843-52.
89. Zhu W., Huang L., Ll Y. et al. Exosomes derlved from human bone marrow mesenchymal stem cells promote tumor growth ln vlvo. Cancer Lett. 2012; 315(1): 28-37.
90. Ren W., Hou J., Yang C. et al. Extracellular veslcles secreted by hypoxla pre-challenged mesenchymal stem cells promote non-small cell lung cancer cell growth and moblllty as well as macrophage M2 polarlzatlon vla mlR-21-5p dellvery. J. Exp. Clln. Cancer Res. 2019; 38(1): 62.
