CC BY
35
УДК5G4.4.G54.GG1.5; 5G4.4.G6.GG1.5
Р. Ш. Валиев, Л. Н. Ольшанская, А. В. Зобкова РЕГЕНЕРАЦИЯ РЯСОК МАЛОЙ И КРОШЕЧНОЙ ПОСЛЕ ОЧИСТКИ ВОДНЫХ СРЕД ОТ СОЛЕЙ НИКЕЛЯ И МЕДИ И СМЕШАННЫХ РАСТВОРОВ НИКЕЛЯ И МЕДИ С КАЛЬЦИЕМ
Ключевые слова: ряска малая (Lemnaminor), ряска крошечная (L. perpusilla), регенерация, никель, медь, кальций, меристемы.
Проведён эксперимент по изучению регенерации двух видов ряски - крошечной и малой - после очистки водных сред от солей никеля и меди и смесей никель:кальций, медь:кальций с концентрациями металлов 1 и 1G мг/л. Показано, что меристемы растений сохраняют способность продуцировать новые почки/листецы после пересадки их из растворов на питательную среду. Кальций оказал защитное действие на ряскувварианте с нике-лем:листецы, находившиеся в смеси никель:кальций 1G мг/л, после пересадки на питательную среду дали начало новым листецам, в то время как после раствора с 1G мг/лникеля регенерация не наблюдалась у обоих видов растений.Листецы ряски крошечной после растворов и смесей меди погибли; формирования новых листецов не было зафиксировано. Листецы ряски малой погибли после растворов и смесей меди с концентрацией lG мг/л, но продуцировали новые растения после растворов и смесей с концентрацией металла l мг/л.
Key words: common duckweed (Lemna minor), minute duckweed (Lemnaperpusilla), regeneration, copper, nickel, calcium, meristems.
An experiment to study the regeneration of common and minute duckweed after purification ofaqueous media from salts of nickel and copper solutions and mixtures of nickel:calcium, copper:calcium with concentrations 1 and 10 mg/l of metals within 5 days was conducted. It is shown that the plant meristem retain the ability to produce new buds/fronds after transplanting them from the solutions on the nutrient medium. Calcium had a protective effect on duckweed in version with nickel: fronds, which were in nickel:calcium mixtures, 10 mg/l, after transplanting on the culture medium, gave rise to new fronds, while after nickel solutions, 10 mg/l, regeneration was observed in both species. The fronds of minute duckweed died after solutions and mixtures of copper; the formation of new fronds was not registered. The fronds of common duckweed died after solutions and mixtures of copper, 10 mg/l, but they produced some new plants after solutions and mixtures of copper, 1 mg/l.
Введение
В последние десятилетия для очистки сточных вод и почв достаточно часто применяют фито-ремедиационные технологии. Данные методы основаны на применении растений в сообществе с микроорганизмами для удаления из сред различных загрязнений. Такие технологии обеспечивают приемлемую эффективность, не вызывают вторичных загрязнений, относительно дешевы, источником энергии для процессов очистки служит, как правило, Солнце. Все это выгодно отличает эти методы от традиционных физико-химических [1-5].
В качестве фиторемедиационных агентов для удаления поллютантов из сточных вод различных типов используют высшие водных растения: тростник, рогоз и камыш, рдест гребенчатый и курчавый, ряску, элодею, водный гиацинт (эйхорния) и др. К настоящему моменту хорошо изучены динамика сорбции тяжелых металлов, трансформация токсичных соединений растениями, а также влияние различных условий на эти процессы [6-11]. Однако, судя по литературным источникам, вопрос о возможности восстановления (регенерации), растений-фитосорбентов после извлечения из стоков тяжелых металлов остаётся неисследованным. Мало информации о реакциях различных структур, тканей и органов водных растений на металлы. Кроме этого, недостаточно данных о влиянии веществ-мелиораторов на процессы поглощения указанными организмами тяжелых металлов.
Регенерация фиторемедиаторов и подбор оптимальных для этого условий могут быть интересными, как с точки зрения теории физиологии
растений, так и с позиций теории и практики очистки сточных вод. Отбор регенератов может послужить основой для выведения штаммов/линий устойчивых к высоким концентрациям металлов растений.
Целью настоящей работы явилось изучение возможности регенерации рясок малой и крошечной после их пребывания в растворах солей никеля и меди, а также в растворах, содержащих указанные металлы с добавками кальция.
Материалы и методы
В работе использовали аквариумную культуру ряски крошечной Lemnaperpusilla Torr. и ряски малой Lemnaminor L. Определение видов проводили по [12]. Представители L. minor были отобраны из естественного источника в черте города Энгельса (+51 28' 9.96''с. ш., +46 5' 33.76'' в. д.), стерилизованы по методике со спиртом и 4 % раствором гипо-хлорита натрия, как описано в [13]. Растения в количестве 30-40 колоний пересаживали с питательной среды Хогланда[14] в сульфатные растворы никеля и меди(М1804-7Н20, ГОСТ 4465-74; CuS045H20, ГОСТ 4165-78) с концентрацией катионов 1 и 10 мг/л и в растворы со смесью ионов тяжелых металлов и кальция (Ca(N03)24H20, ГОСТ 4142-77), концентрации ионов металлов и в этих случаях также составляли 1 и 10 мг/л. Листецы выдерживали в течение 5 суток, после чего вновь помещали в питательную среду и проводили визуальные наблюдения и гистохимические исследования в течение месяца[15, 16]. Раз в неделю растения пересаживали на свежую среду. Оценку статистической значимости различий по средним в выборках
проводили, рассчитывая H-критерий Краскела-Уоллиса, уровень значимости принимали равным 0,05 [17]. Обработку данных проводили в программах Microsoft Excel 2010 и PAST 3.07 (University of Oslo). На рисунках представлены средние значения и их стандартные отклонения.
Обсуждение результатов
Регенерация ряски крошечной после растворов никеля и смесей никель.кальций
В течение 5 суток пребывания листецов ряски крошечной в растворах никеля с концентрациями 1 и 10 мг/л, а также в растворах никеля с добавлением нитрата кальция (концентрация ионов Ca2+ равнялась в этих случаях концентрации Ni2+) была отмечена частичная диссоциация колоний, развитие хлороза, отпадение корней, снижение тур-гора. В концентрированном растворе процесс потери зелёной окраски шел быстрее, чем в разбавленном. При этом у дочерних листецов, как правило, хлорозу подвергался проксимальный участок листе-ца, ближе к узлу; сама зона узла оставалась зелёной. Следует отметить, что в концентрированной смеси с кальцием материнские листецы сохраняли более интенсивную зеленую окраску, чем в растворах без кальция. Формирование новых листецов не наблюдалось, происходил лишь рост почек.
Гистохимический анализ не выявил принципиальных различий в распределении никеля в листе-цах после пребывания в растворах металла и смесях с кальцием.
Спустя сутки после пересаживания листе-цов на питательную среду повторная обработка растений раствором диметилглиоксима показала, что листецы практически полностью освобождаются от тяжелого металла: некоторое его количество выявлялось в проводящей системе и корне.
В процессе наблюдений за пересаженными листецами было отмечено дальнейшее развитие хлороза, как у дочерних, так и у материнских листе-цов. Однако, у последних обесцвечивание шло с меньшей скоростью. Кроме того, у дочерних происходило разрушение тканей в проксимальной части. Листецы, пересаженные со смеси Ni:Ca, c концентрацией 10 мг/л, проявляли замедленную интенсивность развития хлороза по сравнению с растениями, пребывавшими в концентрированном растворе никеля. Листецы, выдержанные в разбавленных растворе Ni2+ и смеси Ni:Ca, визуально по интенсивности окраски, а также степени развития хлороза не отличались.
Регенерация наблюдалась начиная с 6-8 суток после пересадки у листецов, находившихся в смеси Ni2+:Ca2+ с концентрацией металлов 1 мг/л. Растения, выдержанные в растворе никеля 5 суток, после пересадки на питательную среду начали формировать новые листецы на 9-10 сутки: такую способность показал лишь один материнский листец с одной чашки из 3-х.
Листецы, находившиеся в растворе Ni 10 мг/л, после пересадки потеряли пигментацию, ни одной новой почки в течение месяца наблюдений у таких растений обнаружено не было. После пребы-
2+
вания в смеси никель: кальции с той же концентрацией металлов на 9-10 сутки было отмечено формирование новой почки у материнского листеца в одной из чашек.
Интересно отметить, что листецы, сформировавшиеся после пересадки, весьма рано сами образовывали дочерние растения: в длину такие листецы были от 1,9-3 мм, а в ширину 0,9-1,3 мм. Для этого вида ряски в процессе роста на питательной среде было отмечено, что одиночные листецы формируют дочерние, достигнув 4-5 мм в длину и 2-2,5 мм в ширину.
В итоге к 30 суткам регенерация листецов происходила у растений, находившихся в растворах никеля с концентрацией металла 1 мг/л и смеси №Са (концентрация металлов составляла 1 и 10 мг/л). Новые организмы формировались от пересаженных материнских и дочерних листецов. Помимо уже отмеченного более быстрого формирования регенерантами дочерних листецов, морфологически регенеранты отличались от листецов, выращенных на питательной среде, слабым развитием аэренхимы.
Количественные результаты регенерации представлены на рис. 1. В целом численность листе-цов и колоний (от 2 и более объединенных листе-цов), регенерировавших после пребывания в растворе и смесях никеля и кальция значимо не отличались между собой(Н = 2,43 и р=0,30 - для листецов; Н = 2,54 и р=0,28 - для колоний).
Рис. 1 - Количество регенерировавших листецов ряски крошечной после пребывания в растворе никеля и смесях никеля с кальцием (п=3)
Изменения листецов ряски малой в растворах никеля и в смеси с кальцием, в целом, были аналогичны тем, что фиксировались у ряски малой: снижение интенсивности зелёной окраски, развитие хлороза, диссоциация колони. Существенные отличия были отмечены в варианте с концентрированным раствором никеля (10 мг/л): диссоциация колоний составляла не более 10 % от исходного количества колоний и практически полное отсутствие отделения корней. Во время пребывания листецов в растворах никеля с концентрациями 1 г/л, а также в растворах никеля с добавлением нитрата кальция (концентрация ионов Са2+ равнялась в этих случаях концентрации Ы12+: 1 и 10 мг/л) была отмечена частичная диссоциация колоний, снижение
интенсивности зелёной окраски материнских лис-тецов, развитие хлороза и некроза.
Регенерация ряски малой после растворов и смесей никель.кальций
Листецы, после пребывания в растворах и смесях никеля с кальцием, интенсивно накапливали металл, о чем говорит интенсивное окрашивание после обработки диметилглиоксимом. Было отмечено, что интенсивность окрашивания листецов из растворов была немного выше, чем из смесей. Спустя сутки после пересадки на питательную среду растения показывали некоторое наличие металла, особенно в корнях.
Отмеченное ранее особое поведение колоний ряски малой в концентрированном растворе никеля (С = 10 мг/л) - незначительный процент диссоциации и отпадения корней - сохранилось до конца наблюдений. Видимыми признаками токсического действия металла были: развитие хлороза и некроза, интенсивнее процесс шёл у дочерних листецов. При этом после смеси N1:08 (С = 10 мг/л) наблюдали и диссоциацию, и отпадение корней. Тем не менее, процесс формирования новых листецов протекал у растений, находившихся в течение 5 суток именно в смеси никель:кальций.
Результаты эксперимента представлены на рис. 2. Так же, как и в случает с ряской крошечной, количество листецов и колоний, сформировавшихся после пребывания в растворе никеля (С =1 мг/л), и смесях никель:кальций (С металлов 1 и 10 мг/л) статистически не отличались между собой (Н = 0,29 и р=0,87 - для листецов; Н = 0,50 и р=0,78 - для колоний). Регенерация растений после нахождения в растворе тяжелого металла С =10 мг/л полностью отсутствовала.
Изменения во внешнем виде листецов рясок и процессы диссоциации колоний в растворах и смесях меди были аналогичны описанным выше. Однако хлороз, особенно в концентрированных растворах, развивался интенсивнее.
Рис. 2 - Количество регенерировавших листецов ряски малой после пребывания в растворе никеля и смесях никеля с кальцием (п=3)
Регенерация после растворов меди и смесей медь:кальций
Ряска крошечная
Гистохимический анализ показал интенсивное накопление меди в вегетативной ткани материнских листецов, корнях. У дочерних листецов также
окрашивались вегетативные ткани, отделительная зона. В концентрированных растворах и смесях интенсивность окраски была выше, чем у листецов из разбавленных растворов. Однако по насыщенности окраски разницы между листецами из растворов и смесей обнаружено не было.
На следующие сутки после пересадки некоторое количество металла выявлялось в тканях лис-тецов, преимущественно дочерних, и в корнях.
В течение 30-ти суточного культивирования с еженедельным пересаживанием на свежую питательную среду случаев регенерации обнаружено не было, все листецы - материнские и дочерние - погибли.
Ряска малая
Исследование листецов на содержание меди в тканях показало, что у материнских растений из концентрированного раствора и смеси меди присутствует, в основном, в корне, отделительной зоне, в то время как в основных тканях медь содержится в небольших количествах.
Вероятно, это может быть связано с тем, что на 5 сутки основная масса клеток погибает, и происходит сброс металла в раствор. Клеточные стенки корней пассивно удерживают медь. У листецов из разбавленных растворов и смесей металл выявлялся как в корнях, так и в вегетативных тканях.
Выдержка в течение 1 суток на питательной среде Хогланда привела к тому, что у листецов из раствора с концентрацией 10 мг/л изменился характер распределения окраски, и, следовательно, меди в клетках и тканях: стала окрашиваться основная масса растений, а в корнях металл выявлялся в небольших количествах. У листецов из менее концентрированных растворов интенсивность окрашивания снизилась.
Формирование новых почек было зарегистрировано на 8-9 сутки после пересадки из разбавленных растворов и смесей лишь у дочерних листецов. В дальнейшем эти листецы давали почки, которые, в свою очередь, становились материнскими листецами для следующих поколений рясок. Процесс шел медленно, неравномерно, но непрерывно: к 30 суткам сформировались новые колонии, и в тоже время некоторые дочерние листецы только начали продуцировать новые почки. Пересаженные материнские листецы новых почек не дали. Растения из концентрированных растворов погибли: ни дочерние, ни материнские листецы новых почек не сформировали.
Количества регенерировавших листецов и колоний представлены на рис. 3. Значимых различий в вариантах после раствора и смеси с концентрациями металлов 1 мг/л выявлено не было (Н = 0,43 и р=0,51 - для листецов; Н = 1,19 и р=0,28 - для колоний).
Пребывание растений ряски малой и крошечной в растворах никеля и смесях никеля и кальция привело к развитию хлороза/некроза. Действительно, известно, что тяжелые металлы вызывают уменьшение содержания в клетках фотосинтетических пигментов (хлорофиллов а и Ь, каротиноидов),
растворимых цитоплазматических белков. Но вместе с тем на действие металлов рясковые отвечают некоторым повышением активности антиоксидант-ных ферментов [18]. Поэтому можно говорить об окислительном стрессе, который вызывают металлы в клетках рясковых. Несмотря на то, что после пересадки и выдержки уже в течение суток в питательной среде листецы сбрасывают большую часть накопленного металла, в процессе дальнейшей культивации отмечался хлороз и даже полное разрушение проксимальной части у некоторых дочерних листецов ряски крошечной. Такие явления свидетельствуют о том, что поражения клеток от металлов оказались слишком серьёзными, чтобы растения смогли восстановиться даже после прекращения действия токсиканта.
Рис. 3 - Количество регенерировавших листецов ряски малой после пребывания в растворе меди и смеси меди с кальцием(п=3)
Факты регенерации свидетельствуют о том, что меристематические клетки в основании листе-цов, как дочерних, так и материнских, в среднем, оказываются более устойчивы к тяжелым металлам, чем вегетативные клетки из дистальных отделов. Такая устойчивость может определяться либо различной чувствительностью вегетативных и мери-стематических тканей растений к химическим агентам, либо аккумуляцией и, возможно, последующей детоксикацией ионов металлов различными тканями. Как показали ультраструктурные исследования [19] имеются различия в строении клеток разных зон листецов, а также листецов разных возрастов. Меристематические клетки молодых листецов, образующие проксимальную зону, обладают крупными ядрами округлой формы с хорошо оформленным ядрышком. Это говорит о высокой физиологической активности клетки. Вегетативные ткани зрелых листецов образованы клетками с ядрами неправильной формы без ядрышек.
Кроме этого, как показали данные гистохимического исследования, проведённого на вольфии-бескорневой, её листецы имеют на поверхности особую полисахаридную кутикулу, которая защищает растения от внешних воздействий. Показано, что морфология кутикулы, а, возможно, и состав, имеет гетерогенный характер и различается на отдельных участках поверхности [20]. Вероятно, по-
добный защитный полисахаридный слой имеется и у представителей рода Ьвшпа.
Особого внимания заслуживают эффекты кальция. Отмеченное в некоторых случаях замедленное развитие хлороза и, самое главное, регенерация листецов в концентрированных смесях могут быть объяснены конкуренцией ионов кальция и ионов тяжелых металлов за сайты связывания и проникновения в клетки. К настоящему времени в литературе эти вопросы проработаны достаточно полно [21-23]. Предлагаются три механизма защитного, смягчающего действия кальция. Первый механизм основан на снижении поверхностного электрического мембранного потенциала фо за счет связывания катионов кальция с отрицательно заряженными гидрофильными головками фосфолипидов мембраны. Снижение отрицательного заряда на внешней клеточной поверхности, в свою очередь, приводит к уменьшению силы притяжения катионов тяжелых металлов и их диффузии в клетки. Второй тип снижения токсичности тяжелых металлов кальцием связывают с тем, что кальций в норме является необходимым компонентом мембран их структурирующим. Тяжелые металлы могут вытеснять кальций из сайтов на мембране, что приводит к нарушению её целостности и проявляется в развитии различных патологических процессов. Добавление кальция, поэтому, способно восстановить целостность цитоплазматической мембраны и снизить поступление тяжелых металлов в клетки. Третья группа защитных механизмов, как полагается, связана со спецификой действия каждого конкретного токсиканта.
Хотя приведенные выше механизмы сформулированы на основе экспериментов на корнях наземных растений, правомочным, на наш взгляд, будет их применение и к рясковым, так как нижняя поверхность листецов фактически и выполняет функции корней [24].
Колонии рясок вида Ь.штвг в растворах металлов с концентрацией 10 мг/л показали низкий процент диссоциации по сравнению с теми, которые находились в разбавленных растворах и концентрированных смесях металл:кальций. Для объяснения таких результатов рассмотрим механизм разъединения колоний рясковых, реализующийся в норме. Дочерние и материнские листецы в колонии соединяются черешком, или гиалиновой нитью. Последняя состоит из 4-5 рядов прямоугольных клеток. Эти клетки содержат особые структуры - миелиновые фигуры, которые представляют собой несколько мембранных пузырьков один в другом, по типу матрешки. Предположительно, эти образования содержат гидролитические ферменты, разрушающие срединную пластинку клеточных стенок соседних клеток, что и приводит к диссоциации колонии [19]. Высвобождение этих ферментов происходит, когда дочерний листец достигает определенных размеров, созревает. Тогда можно предположить следующий механизм разъединения колоний в растворах и смесях металлов с кальцием. В разбавленных растворах и смесях (1 мг/л) тяжелые металлы, проникая в клетки, вызывают окислительный стресс, в частно -сти, перекисное окисление липидов и повреждают
миелиновые фигуры в гиалиновых нитях. Высвобождающиеся ферменты разрыхляют оболочки клеток, что приводит к отделению дочерних листецов от материнских. Вероятно, в концентрированных растворах токсиканты, помимо преждевременного высвобождения гидролаз из миелиновых фигур, вызывают и денатурацию самих этих ферментов, тем самым блокируя процесс диссоциации. Кроме того, тяжелые металлы в высоких концентрациях, возможно, образуют межмолекулярные сшивки полимеров клеточных стенок, упрочняя их. Кальций, конкурируя с ионами тяжелых металлов и защищая растения, тем не менее, по всей видимости, не препятствует выходу ферментов из вакуолей, что и приводит к диссоциации колоний ряски малой.
Колонии ряски крошечной диссоциировали с одинаковой интенсивностью в разных растворах и смесях. Возможно, это связано с разным химическим составом клеточных стенок рассматриваемых видов и особенностями почечных кармашков - сила сцепления дочернего листеца и стенок кармашка ряски малой может быть выше, чем у ряски крошечной.
Проведенное исследование может рассматриваться, как своего рода селекционная работа, направленная на отбор среди популяций рясок по признаку устойчивости к тяжелым металлам, а потому представляет интерес, как в теоретическом плане с позиции физиологии растений, так и в практическом.
Работа выполнена при финансовой поддержке Министерства образования и науки РФ в рамках проектной части государственного задания № госрегистрации 114112570078.
Литература
1. P. Schröder, J. Navarro-Avinô, Н. Azaizeh, Environ. Sci. Pollut. Res, 14, 7, 490-497, (2007).
2. V. Hooda, J. Environ. Biol, 28, 2, 367-376, (2007).
3. Ch. D. Jadia, M. H. Fulekar, Afr. JBiotechnol, 8, 6, 921928, (2009).
4. I. Raskin, R. D. Smith, D. E. Salt, Plant Biotech. J., 8, 221-226, (1997).
5. Л.Н. Ольшанская, Н.А. Собгайда., М.Л. Русских, О.А. Арефьева, Р.Ш. Валиев, Инноватика и экспертиза, 2, 9, 166-172, (2012).
6. M. A. Nayyef., A. A. Sabbar, J. Appl. Phytotechnol. Environ. Sanit.,1, 4, 163-172, (2012).
7. N. Jafari, M. Akhavan, Am. Eurasian J. Agric. Environ. Sci, 10, 1, 34-41, (2011).
8. N. Khellaf, M. Zerdaoui, Ecotoxicol, 19, 1363-1368, (2010).
9. L. Kaur, K. Gadgil, S. Sharma, Int. J. Bioassays. 1, 191195, (2012).
10. Р.Ш. Валиев, Л.Н. Ольшанская, О.А. Арефьева, А.А. Бодня, И.Г. Шайхиев, Вестник Казанского технологического университета, 17, 1, 222-225 (2014).
11. М.В. Вдовина, В.П. Мишта, Е.Э. Нефедьева, И.Г. Шайхиев, Вестник Казанского технологического университета, 17, 3, 184-185 (2014).
12. D. H. Les, E. Landolt, D. J. Crawford, Plant. Syst. Evol., 204, 161-177, (1997).
13. С. Е. Гайдукова. Автореф. дисс. канд биол. наук, РГАУ-МСХА имени К. А. Тимирязева, Москва, 2011. 18 с.
14. D. R. Hoagland, D. I. Arnon, California Agricultural Experimental Station Circular.,347, 1-32, (1950).
15. И. В. Серегин, А. Д. Кожевникова, Физиол. растений, 58, 617-623, (2011).
16. Р. Ш. Валиев, Л. Н. Ольшанская, Л. В. Головина, Международный Научный Институт «Educatio», 3, 155159, (2014).
17. И. Гайдышев, Анализ и обработка данных: специальный справочник, СПб, Питер, 2001. 752 с.
18. M. N. V. Prasad, P. Malec, A. Waloszek, MBojko, K. Strzalka, PlantSci, 61, 881-889, (2001).
19. M. M. Chiu, R. H. Falk, Cytologia, 40, 313-322, (1971).
20. А. А. Галицкая.Автореф. дисс. канд биол. наук, СГУ имени Чернышевского, Саратов, 2012. 20 с.
21. Y-M. Wang, T. B. Kinraide, P. Wang, X. Z. Hao, D. M. Zhou, Int. J. Mol. Sci, 15, 22661-22677, (2014).
22. D.-M. Zhou, P. A. Wang, Plant Signal. Behav., 6, 3, 461465, (2011).
23. T. B. Kinraide, Plant Physiol., 118, 513-520, (1998).
24. E. M. Leon, D. L. Sutton, J. Aquat. Plant Manag, 25, 2830, (1985).
© Р. Ш. Валиев - асп., инж. каф. экологии и дизайна «Саратовский государственный технический университет им. Гагарина Ю.А» (СГТУ им. Гагарина Ю.А.) Энгельсский технологический институт (филиал), [email protected]; Л. Н. Ольшанская -д.х.н., профессор, зав. каф. экологии и дизайна СГТУ им. Гагарина Ю.А. Энгельсский технологический институт (филиал), [email protected]; А. В. Зобкова - студ. той же кафедры.
© R. Sh. Valiev - post graduate student, engineer of laboratory, department «Ecology and design» of Federal «Saratov State Technical University» (Gagarin Yu. A. SSTU), Engels Technological Institute (branch), [email protected]; L. N. Olshanskaja - Doctor of science, professor, department «Ecology and design» of Gagarin Yu.A. SSTU Engels Technological Institute (branch), [email protected]; A. V. Zobkova - student in the same department.
Все статьи номера поступили в редакцию журнала в период с 01.04.15. по 30.05.15.
