CC BY
63
JOURNAL OF NEW MEDICAL TECHNOLOGIES - 2018 - V. 25, № 1 - P. 71-78
Раздел II
МЕДИКО-БИОЛОГИЧЕСКИЕ НАУКИ (14.03.00)
Section II
MEDICAL AND BIOLOGICAL SCIENCES (14.03.00)
УДК: 615.22:616-092.9 DOI: 10.24411/1609-2163-2018-15943
РАСПРЕДЕЛЕНИЕ НИФЕДИПИНА В ОРГАНИЗМЕ ТЕПЛОКРОВНЫХ ЖИВОТНЫХ
Л.Л. КВАЧАХИЯ, В.К. ШОРМАНОВ
ФГБОУВО «Курский государственный медицинский университет», ул. К. Маркса д.3, г. Курск, 305041, Россия
Аннотация. Нифедипин - лекарственное средство, широко примиеняющееся в медицинской практике в качестве блокатора медленных кальциевых каналов и обладающее токсическими свойствами по отношению к теплокровным организмам. Токсичность данного вещества и наличие случаев смертельного отравления нифедипином определяет его судебно-химическое значение.
Важной задачей судебно-химического исследования является выявление органов и биожидкостей, в которых отравляющее вещество присутствует в наибольших количествах.
С этой целью было проведено изучение особенностей распределения нифедипина в организме всеядных теплокровных животных (крысы) после внутрижелудочного введения половинной летальной дозы отравляющего вещества. Изолирование нифедипина из органов, их содержимого и биожидкостей животных проводили ацетоном в режиме двукратного настаивания (по 45 минут на каждом этапе) при массовом соотношении изолирующей жидкости и биоматрицы 2:1.
Очистку извлечённого соединения осуществляли хроматографией в колонке «Силасорб С-18» 30 мкм (элюент - ацетонитрил-вода (7:3 по объёму). Для идентификации и количественного определения исследуемого соединения использовали методы тонкослойной хроматографии, газовой хроматографии в сочетании с масс спектрометрией и УФ-спектрофотометрии.
Присутствие наибольших количеств исследуемого вещества зафиксировано в желудке с содержимым, тонком кишечнике с содержимым, мышцах, селезёнке и печени. Полученные результаты позволяют рекомендовать данные органы в качестве основных объектов судебно-химических экспертиз при отравлении нифедипином.
Ключевые слова: нифедипин, распределение в организме, судебно-химический анализ.
Нифедипин (2,6-диметил-4-(2-нитрофенил)-1,4-дигидропиридин-3,5-дикарбоксилат) является антагонистом ионов кальция и оказывает сосудорасширяющее, отрицательное инотропное действие, уменьшает потребность миокарда в кислороде, а также обладает слабой антиаритмической активностью [1,2,5].
По физическим свойствам нифедипин -желтый кристаллический порошок с температурой плавления 172-1740С, очень хорошо растворимый в хлороформе, практически нерастворимый в воде и трудно растворимый в этаноле [2,7].
Данное вещество токсично для теплокровных животных и человека. Его ЬЮ50 при внут-
рижелудочном введении лабораторным животным составляет 1022 мг/кг. Известны случаи летального отравления людей нифедипином при ошибочном приёме, завышении доз в процессе лечения или с целью самоубийства. Отмечены многочисленные летальные отравления нифедипином людей на территории Российской Федерации и за рубежом [6,7,9].
Токсические свойства, широкое применение нифедипина, наличие случаев летального отравления делают его потенциальным объектом судебно-химического исследования. Для изолирования нифедипина из трупного материала описано использование классических методов, которые не позволяют достичь высо-
кой степени изолирования рассматриваемого вещества (степень извлечения 7-30%) и относительно малочувствительны [3,5].
Для определения органов и биожидкостей
- наиболее целесообразных объектов исследования при экспертизе случаев отравления -необходимо предварительное изучение на лабораторных животных особенностей распределения отравляющего вещества в организме теплокровных
Цель исследования - изучение характера распределения нифедипина в организме всеядных теплокровных (крысы) при летальном отравлении, вызванного введением отравляющего агента в желудок.
Материалы и методы исследования. Объект исследования - субстанция нифедипи-на с содержанием основного вещества не менее 99,9%, соответствующая НД.
В ходе экспериментов использовались крысы породы Ш1з1ат (возраст - 4 месяца, масса
- 230-245 г), из которых были сформированы 5 опытных групп и 1 контрольная, в каждую из которых входило по 5 особей. Животным опытных групп через пластмассовый зонд вводили рассматриваемое вещество в желудок в виде водной суспензии в количестве 1022 мг на 1 кг массы крысы (Юзе при пероральном введении). После того, как животные погибали, их трупы подвергались вскрытию, одинаковые биологические объекты (органы или биожидкости), взятые от погибших особей внутри каждой из групп, объединяли и исследовали на наличие в них нифедипина. Параллельно подобным образом исследовали органы и биожидкости животных контрольной группы.
В качестве аналитических методов рассмотрены тонкослойная хроматография (ТСХ), электронная спектрофотометрия и газовой хроматографии и масс спектрометрии (ГХ-МС), так как применение инструментальных видов колоночной хроматографии в анализе нифеди-пина известно из литературных источников [8,10-12].
Схема изолирования. В каждом случае определённое количество измельченного (средние размеры частиц 0,2-0,4 см) паренхиматозного или полого органа, содержимого полого органа или биожидкости заливали количеством ацетона, в два раза (по массе) превышавшем количество биологического объекта. Смесь биоматериала с изолирующим агентом выдерживали в течение получаса, периодически перемешивая.
По истечении указанного времени жидкую часть смеси (ацетоновое извлечение) отделяли от твёрдого остатка, а процесс настаивания повторяли в описанном выше режиме. Первое и второе ацетоновые извлечения сливали в одну выпарительную чашку, растворитель и остатки воды испаряли в токе воздуха (температурный интервал 18-22оС) до получения сухого остатка [4,5].
Очистка извлеченного соединения. Сухой остаток подвергали обработке 2,1 мл ацетонитри-ла, прибавляли 0,9 мл воды, получаемый раствор вносили в макроколонку сорбента «Сила-сорб С-18» 30 мкм (размер колонки 120x11 мм. Аналит элюировали из колонки двухкомпо-нентным полярным элюентом ацетонитрил-вода (7:3). Фракции элюата, истекающего из макроколонки (по 2 мл каждая) собирали в градуированные пробирки. Серию фракций с 4 по 6 сливали в выпарительную чашку, а растворители удаляли из чашки, помещая её в поток воздуха комнатной температуры. После удаления растворителей остаток обрабатывали 5-7 мл этанола, количественно переносили в мерную колбу вместимостью 10 мл и доводили этанолом до метки (исходный раствор).
В две фарфоровые выпарительные чашки (№1 и №2) вносили по 1,0-4,5 мл исходного раствора и удаляли из него растворитель в потоке воздуха комнатной температуры.
Идентификация в тонком слое сорбента. Остаток, находящийся в чашке №1, обрабатывали небольшими порциями этанола по 0,20,3 мл, количественно перенося раствор в виде полосы на линию старта хроматографической пластины «Сорбфил» ПТСХ-АФ-А-УФ. Рядом на линию старта наносили 5-10 мкл 0,08% раствора (в этаноле) вещества-свидетеля. Хромато-графировали, используя элюент хлороформ-диоксан (2:8). Получаемые тонкослойные хро-матограммы проявляли, облучая их УФ-светом с длиной волны 254 нм. Нифедипин, идентифицировали по величине Я/.
Идентификация и количественное определение с использованием УФ-спектрофотометрии. Часть хроматограммы с находящимся на ней пятном исследуемого вещества вырезали, вносили в градуированную пробирку вместимостью 10 мл и элюировали вещество из сорбента в течение 15 минут 10 мл этанола в режиме периодического перемешивания. Полученный этанольный элюат отделяли в кварцевую кювету с длиной оптического пути 10 мм и прово-
дили исследование его светопоглощения в диапазоне длин волн от 200 до 500 нм на спектрофотометре модели СФ-2000. Если оптическая плотность элюата превыщала 1,2, его разбавляли этанолом. Количественное определение нифедипина проводили в области 325 нм.
Идентификация методом ГХ-МС. Сухой остаток, находящийся в выпарительной чашке №2, обрабатывали 2 мл трихлорметана. 4 мкл, взятые из полученного раствора, вводили в хроматограф фирмы Agilent Technologies (США) модели 6890N с масс-селективным квадрупольным детектором модели 5973N (Agilent Technologies). Процесс хро-матографирования осуществляли в колонке DB-1MS (J&WScientific, США) с неподвижной жидкой фазой диметилполисилоксан (длина колонки 30 м, внутренний диаметр 0,25 мм, толщина пленки фазы 0,25 мкм). Начальная температура термостата колонки составляла 80°С (задержка на 2 минуту). Температура программировалась от 80 °С до 250°С со скоростью 40°С в минуту с выдержкой при конечной температуре 6 минут. Температура инжектора составляла 280°С, температура интерфейса - 300°С. В качестве газа-носителя использовался гелий. Подача газа-носителя производилась со скоростью 39 см/с. Проба вводилась в режиме без деления потока, задержка 3 мин. Фрагментация молекул аналита в ионизационной камере осуществлялась с использованием электронного удара (70 эВ). Обнаружение вещества проводилось в режиме регистрации по полному ионному току (диапазон сканирования 40550 m/z). Анализируемое соединение идентифицировали как по значению времени удерживания, так и по совпадению его масс-спектра с масс-спектром стандарта на 86% и более.
Результаты и их обсуждение. При идентификации в тонком слое сорбента нифедипин проявлялся на хроматограммах в УФ-свете в виде темных розово-фиолетовых пятен на более светлом общем фоне пластины. Анализируемое вещество идентифицировали на основе совпадения значения его абсолютной хроматограической подвижности (Rf) в тонком слое силикагеля со значением Rf вещества-стандарта (0,85±0,03).
По результатам идентификации нифеди-пина методом УФ-спектрофотометрии отмечается совпадение формы спектральных кривых аналита, извлечённого из биоматриц, а также положения в них максимумов (при 240 и 337 нм) с этими же характеристиками вещества-стандарта.
По величине оптической плотности эта-нольного элюата, измеренной в области 325 нм, рассчитывали количественное содержание нифедипина, используя уравнение гра-дуировочного графика, которое в настоящем случае имело следующий вид:
А=0,062517*С+0,025457 (коэффициент корреляции 0,99955), в котором А - оптическая плотность фотометрируемого раствора, С - содержание нифедипина в фотометрируемом растворе (мкг/мл). Полученный результат пересчитывали на необходимое количество той или иной биоматрицы.
При исследовании извлечений из биоматриц, взятых от крыс, не получавших нифедипин, установлено отсутствие данного вещества в паренхиматозных и полых органах, их содержимом, а также в крови животных контрольной серии. Измеренное при длине волн 240 нм фоновое поглощение элюатов из участков хроматограмм, по площади и положению относительно линии старта соответствующих анализируемому веществу, не превышало 0,19 единиц оптической плотности для различных биологических объектов в пересчёте на 5 г биоматериала.
В предложенных условиях проведения идентификации сочетанием газожидкостной хроматографии (ГЖХ) и масс-селективного детектирования значение времени удерживания нифедипина, извлечённого из биоматериала, совпадало с таковым вещества-стандарта и соответствовало интервалу 9,18±0,12 минуты.
При сравнении хроматограмм исследуемого соединения с хроматограммой вещества-стандарта (метод газовой хроматографии и масс спектрометрии) не наблюдалось присутствие дополнительных пиков и заметного смещения базовой линии в зоне, соответствующей промежутку значений времени удерживания 8,50-9,50 мин.
Сравнение масс-спектров вещества-стандарта и нифедипина, выделенного из биоматриц, показывают, что в масс-спектре стандарта нифедипина, так же как и в масс-спектрах исследуемого вещества, извлечённого из биологических объектов, взятых от отравленных животных, отмечается присутствие сигналов характерных осколков (заряженных частиц), наиболее интенсивными из которых являются частицы с массами (m/Z): 224, 284 и 329. Основным (масса которого принимается за 100%) является осколок с массой 329.
Таблица
Результаты изучения распределения нифедипина в организме теплокровных (крысы)
Результаты определения рассматриваемого соединения в 10 биологических объектах (паренхиматозных органах, полых органах и их содержимом, биожидкостях), взятых от трупов отравленных животных, представлены в табл.
Как видно из табл., нифедипин присутствует в неизменном виде как в органах, так и в крови погибших организмов. Наибольшие количества отравляющего вещества (мг в 100 г органа или биожидкости) обнаруживаются в содержимом желудка
(673,928±88,491), тонком кишечнике с содержимым (467,607±47,935) мышцы (50,556±2,221) и желудок (38,797±2,383), несколько меньшие - в селезенке (36,506±2,793), печени (33,234±3,952), сердце (32,636±3,034), почки (28,255±2,397), легкие (17,169±0,639), и крови (4,567±0,246) отравленных животных.
Проведённые исследования позволяют сделать следующие выводы:
1. Изучено распределение нифедипина в организме теплокровных животных (крысы) при введении LD5o данного отравляющего вещества в желудок.
2. Показано, что отравляющий агент обнаруживается в значительных количествах в трупах погибших от отравления крыс в неизменном виде.
3. Наибольшие количества нифе-дипина присутствуют в содержимом желудка (673,928±88,491), тонком кишечнике (467,607±47,935), мышцы (50,556±2,221) и печени (33,234±3,952).
Масса ор- Найдено нифедипина
ганов (сум-
марная для мг в исследуемой массе биологического
Орган или биожидкость 5 особей), взятая для мг в 100 г биологического объекта Метрологические характеристики
следования, г объекта
1 2 3 4 5
7,02 2,090 29,775 x=28,255
7,34 1,962 26,736 5=1,928
Почки 7,42 2,074 27,955 &=0,862
6,85 2,123 30,994 Дх=2,397
6,94 1,771 25,516 е=8,48
8,33 2,573 30,890 x=33,234
8,33 2,745 32,956 S=3,178
Печень 8,33 3,130 37,575 Sx=1,421
8,33 2,958 35,513 Дх=3,952
8,33 2,410 28,936 е=11,89
3,38 1,041 30,793 x=32,636
3,23 1,164 36,023 S=2,440
Сердце 3,51 1,027 29,249 S^1,091
3,62 1,248 34,480 Дх=3,034
3,36 1,086 32,336 £=9,30
4,50 0,718 15,965 x=17,169
4,21 0,774 18,373 S=1,429
Лёгкие 4,82 0,813 16,869 S^0,639
4,47 0,673 15,061 Дх=1,777
4,63 0,893 19,277 £=10,35
8,33 0,334 4,013 x=4,567
8,33 0,426 5,114 S=0,198
Кровь 8,33 0,416 4,995 Sx=0,088
8,33 0,346 4,148 Дх=0,246
8,33 0,355 4,263 £=5,38
8,33 36,894 442,905 x=467,607
Тонкий кишечник 8,33 8,33 8,33 41,006 34,865 43,040 492,273 418,549 516,689 S=38,556 Sx=17,243 Дх=47,935
8,33 38,928 467,319 £=10,25
8,33 3,361 40,349 x=38,797
8,33 3,111 37,342 S=1,916
Желудок 8,33 3,456 41,493 Sx=0,857
8,33 3,002 36,038 Дx=2,383
8,33 3,204 38,461 £=6,14
8,33 48,613 583,593 x=673,928
Содержимое желудка 8,33 8,33 8,33 63,663 52,364 59,913 764,258 628,615 719,247 S=71,177 Sx=31.831 Дл=88,491
8,33 56,113 673,629 £=13,13
8,33 3,998 47,996 x=50,556
8,33 4,330 51,986 S=1,786
Мышцы 8,33 4,092 49,126 Sx=0,799
8,33 4,186 50,256 Дx=2,221
8,33 4,425 53,116 £=4,39
DISTRIBUTION OF NIFEDIPINE IN THE ORGANISM OF WARM-BLOODED ANIMALS
L.L. KVACHAKHIYA, V.K. SHORMANOV
Kursk State Medical University, K. Marx street 3, Kursk, 305041, Russia
Abstract. Nifedipine is a medicinal product widely used in medical practice as a slow calcium channel blocker and possessing toxic properties in relation to warm-blooded organisms. The toxicity of this sub-
JOURNAL OF NEW MEDICAL TECHNOLOGIES - 2018 - V. 25, № 1 - P. 71-78
stance and the presence of cases of fatal poisoning with nifedipine determine its significance for forensic chemistry.
An important task of a forensic chemical study is to identify the organs and biofluids in which the poison is present in the greatest amount.
To this end, a study was carried out of the distribution of nifedipine in the body of omnivorous warmblooded animals (rats) after intragastric administration of a half-lethal dose of the poison. Isolation of nifedi-pine from the organs, their contents, and biofluids of the animals was carried out with acetone in the mode of double infusion (45 minutes at each stage) with a mass ratio of the isolating liquid to the biomatrix 2:1.
Purification of the recovered compound was carried out by chromatography using a 30 pm Silasorb S-18 column (acetonitrile-water eluent (7:3 by volume)). For determination and quantification of the analyte we used thin layer chromatography, gas chromatography in combination with mass spectrometry (GC-MS), and ultraviolet spectrophotometry.
The largest quantities of the analyte were found in stomach with its contents, in small intestine with intestinal contents, as well as in muscles, spleen and liver. The obtained results make it possible to recommend these organs as the main objects for forensic chemical examination in cases of nifedipine poisoning.
Keywords: nifedipine, distribution in the organism, forensic chemical analysis.
Nifedipine (2,6-dimethyl-4-(2-nitrophenyl)-1,4-dihydropyridine-3,5-dicarboxylate) is an antagonist of calcium ions, a vasodilator with negative inotropic effect, reducing myocardial oxygen demand and having weak antiarrhythmic activity [1,2,5].
Physically, nifedipine is yellow crystalline powder with a melting point of 172-174 0C, very soluble in chloroform, almost insoluble in water and sparingly soluble in ethanol [2,7].
This substance is toxic to warm-blooded animals and man. Its LD50 after intragastric administration to laboratory animals is 1022 mg/kg. There are recorded cases of fatal poisoning of people with nifedipine as a result of maladministration or overdosing in the process of treatment, or for committing suicide. Numerous cases of fatal nife-dipine poisoning of people have been recorded both in the Russian Federation and abroad [6,7,9].
Toxic properties and widespread application of nifedipine, as well as the available records of fatal poisoning cases make it a potential object of forensic chemical research. Classical methods of isolating nifedipine from cadaveric material have been described which do not allow to achieve a high degree of isolation of the substance in question (recovery -7-30%) and are relatively insensitive [3,5].
To determine which organs and biofluids could be the most appropriate objects for examination of poisoning cases, it is necessary to conduct on laboratory animals a preliminary study of peculiarities of the toxic substance's distribution in the organism of warm-blooded animals.
Purpose of the study is analyzing the character of distribution of nifedipine in the organism of warm-blooded omnivores (rats) after fatal poisoning caused by delivering the toxic agent into the stomach.
Materials and methods. The object of research is nifedipine (substance) with basic component content not less than 99.9%, in correspondence with the product specification file.
Experiments were carried out on Wistar rats (age - 4 months, weight - 230-245 g), of which there were formed five experimental groups and one control group, each of which consisted of five animals. The animals in the experimental groups received the analyte intragastrically through a plastic tube in an aqueous suspension in the amount of 1022 mg per kg weight of rat (oral LD50). After the animals died, their bodies were subjected to autopsy, identical biological objects (bodies or biofluids) taken from the dead animals within each group were pooled and assayed for nifedipine. Biofluids and organs of animals in the control group were also examined in the same way.
The applied analytical methods included thin layer chromatography (TLC), electron spectrophotometry, and gas chromatography and mass spectrometry (GC-MS), as the use of instrumental types of column chromatography in analysis of nifedipine is known from the literature [8,10-12].
Isolation procedure. In each case, a certain amount of morselized (average fragment size of 0.2-0.4 cm) parenchymal or hollow organ, contents of a hollow organ, or biofluid was put in the amount of acetone twice (by weight) exceeding the amount of the biological object. The mixture of biomaterial and isolating agent was kept for half an hour with intermittent stirring. After the specified time the liquid portion of the mixture (acetone extract) was separated from the solid residue, and the infusion process was repeated in the mode described above. The first and second acetone extracts were poured into one dish, and the solvent and the remaining water were evaporated in an air
JOURNAL OF NEW MEDICAL TECHNOLOGIES - 2018 - V. 25, № 1 - P. 71-78
stream (temperature interval 18-22 0C) until solids were obtained [4, 5].
Purification of the extracted compound. The solids were treated with 2.1 ml of acetonitrile, then 0.9 ml of water was added, and the resulting solution was put into a 30 pm Silasorb C-18 sorbent macrocolumn (column size 120*11 mm). The ana-lyte was eluted from the column using binary polar acetonitrile-water eluent (7:3). Fractions of the eluate flowing from the macrocolumn (2 ml each) were collected into graduated tubes. Fractions 4 to 6 were poured into an evaporating dish, and the solvents were removed from the dish by means of placing it in a room temperature air stream. After removal of the solvents, the solids were treated with 5-7 ml of ethanol, quantitatively transferred to a 100 ml capacity volumetric flask and made up to the mark with ethanol (initial solution).
The initial solution was put into two porcelain evaporating dishes (No. 1 and No.2), about 1.0-4.5 ml each, and the solvent was removed from it in room temperature air stream.
Determination in a thin layer of sorbent. The solids in dish No. 1 were treated with small portions of ethanol (0.2-0.3 ml), and the solution was quantitatively transferred in the form of a stripe onto the start line of a Sorbfil PTSH-AF-A-UF chromatographic plate. Next to the start line there was applied 5-10 ml of 0.08% solution (in ethanol) of the tracking substance. Chromatography was carried out using dioxane and chloroform (2:8) as eluent. The resulting thin-layer chromatograms were stained by irradiation with UV-light of wavelength 254 nm. Nifedipine was identified by the Rf'value.
Determination and quantification by UV spectrophotometry. The part of chromatogram with the spot of the analyte on it was cut out, put into a 10 ml capacity graduated test tube, and the substance was eluted from the sorbent for 15 minutes with 10 ml of ethanol with intermittent mixing. The resulting ethanol eluate was collected into a quartz cuvette with an optical path length of 10 mm, and a study of its light absorbance was conducted in the wavelength range from 200 to 500 nm using an SF-2000 spectrophotometer. If the optical density of the eluate exceeded 1.2, it was diluted with ethanol. Quantification of nifedipine was performed at 325 nm.
Determination by GC-MS. The solids in evaporating dish No. 2 were treated with 2 ml of trichlo-romethane. 4 pl of the resulting solution was injected into 6890N (Agilent Technologies, USA) chromatograph system with 5973N (Agilent Technologies) quadrupole mass selective detector. The chromatographic process was carried out in DB-
1MS (J & WScientific, USA) column with dimethyl-polysiloxane liquid stationary phase (column length 30 m, internal diameter 0.25 mm, phase film thickness 0.25 mm). The starting temperature of the column oven was 80°C (2 minute delay). The temperature was programmed to change from 80°C to250°C at a rate of 40°C per minute and to hold at the final temperature for 6 minutes. The injector temperature was 280°C, the interface temperature - 300°C. Helium was used as the carrier gas. The carrier gas was supplied at a speed of 39 cm/s. The sample was injected in splitless mode, with 3 min delay. Fragmentation of analyte molecules in the ionization chamber was performed using electron ionization (70 eV). Detection of the substance was carried out in the mode of registration by total ion current (scan range 40550 m/z). The analyte was identified both by the value of retention time and by the coincidencece of its mass spectrum with the mass spectrum of the standard by 86% or more.
Results and discussion. When identified in a thin layer of sorbent, nifedipine showed up in the chromatograms under UV light as dark pink-purple spots on a lighter overall background of the plate. The analyte was identified by the match of its chromatographic mobility (Rf) in a thin layer of silica gel to the Rf value of the standard substance (0.85±0.03).
The results of identification of nifedipine by UV spectrophotometry indicated that the shape of spectral curves of the analyte extracted from biomatrices and the position of their maxima (at 240 and 337 nm) matched the same characteristics of the standard substance.
The value of the ethanol eluate absorbance measured in the region of 325 nm was used to calculate the quantitative content of nifedipine using the equation of the calibration curve, which in this case had the following form: A=0.062517 • C+0.025457 (correlation coefficient 0.99955), wherein A - absorbance of the photometrically scanned solution, C - the content of nifedipine in the photometrically scanned solution (pg/ml). The obtained result was calculated in terms of the required amount of this or that biomatrix.
A study of extracts from biomatrix taken from rats which had not received nifedipine revealed the absence of the substance in parenchymal and hollow organs and their contents, as well as in the blood of the control group animals. Measured at the wavelength of 240 nm, the background absor-bance of the eluates from the portions of chroma-tograms corresponding to the analyte in their size and position in relation to the start line did not
exceed 0.19 absorbance units for different biological objects, calculated for 5 g of biomaterial.
Table
The results of the study of nifedipine distribution in the organism of warm-blooded animals (rats)
In the proposed conditions of identification using a combination of gas-liquid chromatography (GLC) and mass selective detection, the value of
Литература
1. Машковский М.Д. Лекарственные средства. 16-е изд., перераб., испр. и доп. М: Новая волна, 2012.
the retention time of nifedipine extracted from the biological material coincided with that of the standard substance, and corresponded to the interval 9.18±0.12 minutes.
Comparison of the chromatograms of the ana-lyte with the chromatogram of the standard substance (by method of gas chromatography and mass spectrometry) did not reveal additional peaks or significant baseline shift in the area corresponding to the retention time interval of 8.50-9.50 m.
Comparison of the mass spectra of the standard substance and of the nifedipine isolated from biomatrices shows that in the mass spectrum of nifedipine standard, as well as in the mass spectra of the analyte extracted from the biological objects taken from the poisoned animals, there are signs of characteristic fragments (charged particles), the most intense of which are particles with the following weights (m/Z): 224, 284 and 329. The main fragment (the weight of which is taken as 100%) is the one with the weight 329.
Results of determination of the analyzed compound in 10 biological objects (parenchymal organs, hollow organs and their contents, biological fluids) taken from cadavers of poisoned animals are presented in the table.
As seen from the table, nifedipine is present in intact form both in organs and in the blood of dead organisms. The greatest amounts of the toxic substance (mg per 100 g of organ or biofluid) are found in gastric contents (673.928±88.491), small intestine and intestinal contents (467.607±47.935), muscles (50.556±2.221) and stomach (38.797±2.383), slightly lower amounts -in spleen (36.506±2,793), liver (33.234 ±3,952), heart (32.636±3.034), kidneys (28.255± 2,397), lungs (17.169± 0.639) and blood (4,567±0,246) of the poisoned animals.
The study has led to the following conclusions:
1. The distribution of nifedipine in the organism of warm-blooded animals (rats) has been studied with LDso of the toxic substance administered intragastrically.
2. It has been shown that the poisoning agent is found intact in significant amounts in cadavers of the rats killed by poisoning.
3. The greatest amounts of nifedipine are present in gastric contents (673.928±88.491), small intestine (467.607±47.935), muscles (50.556±2.221) and liver (33.234 ±3.952).
References
1. Mashkovskii MD. Lekarstvennyye sredstva. 16th ed., rev., corr. and ext. Moscow: Novaya volna; 2012.
Weight of the organs Amount of nifedipine found
Organ or biofluid (total for 5 specimens) taken for the study, g mg in the studied weight of the biological object mg per 100 g of the biological object Metrological characteristics
1 2 3 4 5
7.02 2.090 29.775 x= 28.255
7.34 1.962 26.736 S= 1.928
Kidneys 7.42 2.074 27.955 Sx= 0.862
6.85 2.123 30.994 Дx= 2.397
6.94 1.771 25.516 e= 8.48
8.33 2.573 30.890 x= 33.234
8.33 2.745 32.956 S= 3.178
Liver 8.33 3.130 37.575 Sx = 1.421
8.33 2.958 35.513 Дх= 3,952
8.33 2.410 28.936 £= 11.89
3.38 1.041 30.793 x= 32.636
3.23 1.164 36.023 S= 2.440
Heart 3.51 1.027 29.249 Sx= 1.091
3.62 1.248 34.480 Дx= 3.034
3.36 1.086 32.336 e= 9.30
4.50 0.718 15.965 x= 17.169
4.21 0.774 18.373 S= 1.429
Lungs 4.82 0.813 16.869 Sx= 0.639
4.47 0.673 15.061 Дx= 1.777
4.63 0.893 19.277 e= 10.35
8.33 0.334 4.013 x= 4.567
8.33 0.426 5.114 S= 0.198
Blood 8.33 0.416 4.995 Sx= 0.088
8.33 0.346 4.148 Дx= 0.246
8.33 0.355 4.263 e= 5.38
8.33 36.894 442.905 x= 467.607
Small intestine 8.33 41.006 492.273 S= 38.556
8.33 34.865 418.549 Sx= 17.243
8.33 43.040 516.689 Дx= 47.935
8.33 38.928 467.319 e= 10.25
8.33 3.361 40.349 x= 38.797
8.33 3.111 37.342 S= 1.916
Stomach 8.33 3.456 41.493 Sx= 0.857
8.33 3.002 36.038 Дx= 2,383
8.33 3.204 38.461 e= 6.14
8.33 48.613 583.593 x= 673.928
Gastric contents 8.33 63.663 764.258 S= 71.177
8.33 52.364 628.615 Sx= 31.831
8.33 59.913 719.247 Дx= 88.491
8.33 56.113 673.629 e= 13.13
8.33 3.998 47.996 x= 50.556
8.33 4.330 51.986 S= 1.786
Muscles 8.33 4.092 49.126 Sx= 0.799
8.33 4.186 50.256 Дx= 2.221
8.33 4.425 53.116 e= 4.39
JOURNAL OF NEW MEDICAL TECHNOLOGIES - 2018 - V. 25, № 1 - P. 71-78
1216 p. Russian.
1216 с.
2. НД 42-11925-01. Нифедипин (субстанция) / На основе письма Департамента Государственного контроля лекарственных средств и медицинской техники. М., 2001. 18 с.
3. Шорманов В.К., Квачахия Л.Л., Маркелов М.Ю., Конарева Е.Г. Определение нифедипина в биологическом материале // Судебно-медицинская экспертиза. 2011. Т. 54 , № 4 . С. 31-34.
4. Шорманов В.К., Квачахия Л.Л., Щербаков Д.П. Химико-токсикологическое определение дилтиа-зема // Судебно-медицинская экспертиза. 2015. Т. 58, № 2. С. 39-45.
5. Шорманов В.К., Квачахия Л.Л. Идентификация нифедипина в биологических жидкостях // Фармация. 2013. Т. 62, № 8. С. 16-19.
6. Aglony M., Cavagnaro F., Rios J.C. A suicide attempt with an oral calcium channel blocker // Veterinary and human toxicology. 2000. Vol. 42, N 2. P. 99-100.
7. Clarke's analysis of drugs and poisonsin Pharmaceuticals, body fluids and postmortem material. 3rd ed. London: Pharmaceutical Press, 2004. Vol. 2. 550 p.
8. Determination of nifedipine in human plasma and its use in bioequivalence study / Dai J., Guo Y., Qian G. [et al.] // International journal of pharmaceutics. 2002. Vol. 341, N 1. P. 91-96.
9. Fatal nifedipine ingestions in children / Dougherty T., Lee D.C., Greene T. [et al.] // The Journal of emergency medicine. - 2000. - Vol. 19, N4. - P. 359-361.
10. Najjar T.A., Abou-Auda H.SAl-Khamis K.I. Liquid chromatographic assay of nifedipine in human plasma and its application to pharmacokinetic studies // Journal of pharmaceutical and biomedical analysis. 2000. Vol. 22, N 2. P. 241-249.
11. Rahman N., Azmi S.N.H. New spectrophotometric methods for the determination of nifedipine in pharmaceutical formulations // Acta Biochimica Polonica-ENGLISH EDITION. 2005. Vol. 52, N 4. P. 915.
12. Spectrophotometric determination of nifedipine / E. Kalleswarl, R. Vasanthl, S. Prasanth [et al.] // Indian drugs. 2002. Vol. 39, N 11. P. 610-612.
2. ND 42-11925-01. Nifedipine (substance). Based on the letter of the Department of State Control of Drugs and Medical Devices. Moscow; 2001. 18 p. Russian.
3. Shormanov VK, Kvachakhiya LL, Markelov MY, Ko-nareva EG. Opredeleniye nifedipina v biologicheskom materiale [Determination of nifedipine in the biological material]. Sudebno-meditsinskaya ekspertiza. 2011:54(4);31-4. Russian.
4. Shormanov VK, Kvachakhiya LL, Scherbakov DP. Khimiko-toksikologicheskoye opredeleniye diltiazema [Chemical-toxicological determination of diltiazem]. Sudebno-meditsinskaya ekspertiza. 2015:58(2);39-45. Russian.
5. Shormanov VK, Kvachakhiya LL. Identifikatsiya nifedipina v biologicheskikh zhidkostyakh [Determination of nifedipine in biological fluids]. Farmatsiya. 2013:62(8);16-9. Russian.
6. Aglony M, Cavagnaro F, Rios JC. A suicide attempt with an oral calcium channel blocker. Veterinary and human toxicology. 2000:42(2);99-100.
7. Clarke's analysis of drugs and poisonsin в оригинале написано так. Может, имелось в виду poisoning? Pharmaceuticals, body fluids and postmortem material. 3rd ed. London: Pharmaceutical Press; 2004. Vol. 2.
8. Dai J, Guo Y, Qian G, et al. Determination of nifedipine in human plasma and its use in bioequivalence study. International journal of pharmaceutics. 2002:341(1);91-6.
9. Dougherty T, Lee DC, Greene T, et al. Fatal nifedipine ingestions in children. The journal of emergency medicine. 2000:19(4);359-61.
10. Najjar TA, Abou-Auda HS, Al-Khamis KI. Liquid chromatographic assay of nifedipine in human plasma and its application to pharmacokinetic studies. Journal of pharmaceutical and biomedical analysis. 2000:22(2);241-9.
11. Rahman N, Azmi SNH. New spectrophotometric methods for the determination of nifedipine in pharmaceutical formulations. Acta Biochimica Polonica -ENGLISH EDITION. 2005:52(4);915.
12. Kalleswarl E, Vasanthl R, Prasanth S, et al. Spec-trophotometric determination of nifedipine. Indian drugs. 2002:39(11);610-2.
