CC BY
11
УДК 620.95.504
https://doi.org/10.24412/2310-8266-2024-3-4-38-42
Получение экологически чистого биодизеля из микроводорослей
Агагусейнова М.М.
Азербайджанский государственный университет нефти и промышленности, AZ1010, г. Баку, Азербайджанская Республика
ORCID: http://orcid.org/0000-0003-2471-2136, E-mail: [email protected]
Резюме: Работа посвящена разработке технологии получения биодизеля. Рассмотрены существующие технологии получения альтернативных источников энергии из растительного сырья, основные виды растительного сырья, используемые для получения источников энергии. Поиск проводился по существующим технологиям использования природного сырья в производстве топлив. Исследование посвящено возможностям использования микроводорослей в процессе получения биодизеля. Проведен патентный поиск по способам улавливания и сбора водорослей, а также способам их переработки в биодизель. Рассмотрена концепция направленного культивирования для повышения содержания липидов в микроводорослях. Описаны современные методы сгущения, сушки, дезинтеграции клеточной стенки микроводорослей и различные способы извлечения липидов из биомассы. Представлена оценка современного рынка по производству продуктов на основе микроводорослей. В результате исследований разработана технология получения липидов из биомассы Scenedesmus Acuminatus, включающая следующие этапы: культивирование, сгущение биомассы, сушку. Представлены физико-химические методы исследования качества сухой биомассы и липидов микроводорослей (фотометрия, потенциометрия, вольтамперометрия, титрометрический анализ, тонкослойная и газожидкостная хроматография). В представленной работе осуществлен подбор условий культивирования микроводоросли и разработана технология получения липидов из сухой биомассы.
Ключевые слова: водоросли, биодизель, экстракция, биомасса, глицерин, переэте-рификация.
Для цитирования: Агагусейнова М.М. Получение экологически чистого биодизеля из микроводорослей // НефтеГазоХимия. 2024. № 3-4. С. 38-42. D0I:10.24412/2310-8266-2024-3-4-38-42
PRODUCTION OF ECOLOGICAL PURE BIODIESEL FROM MICROALGAE
Aghahuseynova Minira M.
Azerbaijan State University of Oil and Industry, AZ1010, Baku, Azerbaidjan Republic ORCID: http://orcid.org/000-0003-2471-2136, E-mail: [email protected]
Abstract: The work is devoted to the development of technology for obtaining biodiesel. The existing technologies for obtaining alternative energy sources from plant materials, the main types of plant materials used to obtain energy sources are considered. The search was conducted on existing technologies for using natural raw materials in fuel production. The study is devoted to the possibilities of using microalgae in the process of obtaining biodiesel. A patent search was conducted for methods of catching and collecting algae, as well as methods for processing them into biodiesel. The concept of targeted cultivation for increasing the lipid content in microalgae is considered. Modern methods of thickening, drying, disintegration of the cell wall of microalgae and various methods for extracting lipids from biomass are described. An assessment of the modern market for the production of products based on microalgae is presented. As a result of the research, a technology for obtaining lipids from Scenedesmus Acuminatus biomass was developed, including the following stages: cultivation, thickening of biomass, drying. The paper presents physicochemical methods for studying the quality of dry biomass and lipids of microalgae (photometry, potentiometry, voltammetry, titrimetric analysis, thin-layer and gas-liquid chromatography). In the presented work, the selection of microalgae cultivation conditions was carried out and a technology for obtaining lipids from dry biomass was developed.
Keywords: algae, biodiesel, extraction, biomass, glycerol, transesterification.
For citation: Aghahuseynova M.M. PRODUCTION OF ECOLOGICAL PURE BIODIESEL
FROM MICROALGAE. Oil & Gas Chemistry. 2024, no. 3-4, pp. 38-42.
DOI:10.24412/2310-8266-2024-3-4-38-42
Введение
В мире все более привлекательными становятся экологически чистые виды топлива, прежде всего из биомассы наземных и морских растений, аккумулирующих солнечную энергию. Микроводоросли считаются одними из наиболее перспективных организмов в качестве устойчивого источника пищи, кормов, фармацевтических препаратов и биотоплива. Кроме того, фототрофные микроводоросли часто обладают высокой скоростью деления, поглощают СО2 и не требуют для выращивания плодородной земли. Объект работы - переработка растений-водорослей в биодизель.
На сегодняшний день разные страны, учитывая климатические зоны и сельскохозяйственные традиции, в производстве биодизеля опирались на различные источники масложиро-вого сырья. Так, США ориентируются в основном на сою и животный жир, Европа - на рапс, Малайзия и Индонезия - на масличную пальму, а Филиппины - на кокосовую пальму. Кроме того, многие страны стараются использовать технические и отработанные масла и жиры [1].
Наиболее перспективным источником сырья для производства биодизеля являются водоросли. С одного акра земли можно получить 255 л соевого масла или 2400 л пальмового масла. С одной и той же площади водной поверхности можно произвести до 3570 барр. биодизеля.
Биодизель имеет ряд неоспоримых преимуществ перед обычным дизельным топливом, основными из которых являются:
- более низкий уровень вредных выбросов, особенно твердых частиц (дым);
- практически нейтральный эффект с точки зрения выбросов парниковых газов;
- значительно лучшие показатели по токсичности и биоразлагаемости;
- меньший износ (за счет смазывающего действия биодизеля) и, соответственно, увеличение ресурса двигателя [2-5].
Кроме того, биодизель, как показали опыты, не наносит вреда растениям и
НАШ САЙТ В ИНТЕРНЕТЕ: WWW.NEFTEGAZOHIMIYA.RU
1ИЧЕСКИЕ ТЕХНОЛОГИИ И ПРОДУКТЫ
животным при попадании в воду. Он подвергается практически полному биологическому разложению: в почве или воде микроорганизмы перерабатывают 99% биодизеля за 28 дней, что позволяет говорить о минимизации загрязнения рек и озер.
У микроводорослей липиды содержат значительное количество ненасыщенных жирных кислот, до 25% общего количества жирных кислот. Поэтому биодизель из водорослей обеспечивает работу автотранспорта в зимних условиях [6].
Использование морских водорослей в качестве источника липидов (масла) позволяет снизить стоимость сырья в пять раз по сравнению с рапсом и соей, то есть стоимость биодизеля из морских водорослей будет в 2,5-3,0 раза меньше, чем из рапса и сои. Рапсовое масло является относительно дешевым сырьем для производства биодизеля. Из тонны рапса можно получить от 300 до 360 кг масла, а из этого масла - 120-170 кг биодизельного топлива [7-11].
Биотопливо является многообещающей альтернативой истощенным и неустойчивым ископаемым видам топлива. Биомасса водорослей является привлекательным сырьем для производства биотоплива. Для выращивания водорослей не требуются пахотные земли, как для пищевых культур, используемых в качестве биотоплива, а также не требуются сложные методы обработки, необходимые для производства конечного продукта из биомассы, обогащенной лигноцеллюлозой [12, 13]. Многие микроводоросли являются миксотрофами, поэтому их можно использовать как в качестве источников энергии, так и в качестве очистителей сточных вод. Одним из основных этапов производства водорослевого биотоплива является выращивание биомассы [14, 15]. Для этого используются фотобиореак-торы и наружные системы. Первые позволяют тщательно контролировать выращивание, вторые дешевле и проще. Процессы переработки биомассы можно разделить на термохимические, химические, биохимические методы и методы прямого сжигания. Для производства биодизеля биомасса, обогащенная триглицеридами, подвергается пе-реэтерификации. Для производства биоспиртов биомасса подвергается ферментации [16-19].
Таким образом, для разработки более эффективных подходов к получению биотоплива из микроводорослей необходимо проведение комплексных исследований, направленных на выделение новых перспективных штаммов-продуцентов липидов, а также изучение их метаболических характеристик для получения биомассы с наиболее приемлемым составом липидов при производстве биотоплива с использованием экологически чистого биокаталитического подхода.
Методы
Основными объектами исследования были микроводоросли Scenedesmus Аситта^, сухая биомасса и ли-пидный экстракт из биомассы Scenedesmus Аситта^. Описаны методы определения скорости роста биомассы, методы сгущения биомассы (физико-химические и механические), методы сушки биомассы: ИК-сушка (при 36,5±2°С и влажности 70%), сушка вымораживанием (при -7°С и применении трехступенчатого давления) и сушка на воздухе (при 26±1°С и влажности 70%); способы дезинтеграции клеточной стенки микроводорослей, химическая обработка, физическая обработка, механическая обработка и методы экстракции
липидов (по методам Сокслета и Рэндалла). В культиватор для выращивания биомассы Scenedesmus Аситта^ вносят питательную среду и маточную культуру микроводорослей. Суспензию клеток через 10 дней концентрируют через центробежный сепаратор или вакуум-фильтр. Для промышленных целей целесообразнее использовать центробежный сепаратор, так как он имеет более высокую производительность. Полученную биомассу обезвоживают с помощью ИК-излучения или сушки вымораживанием. Для промышленных целей целесообразнее использовать ИК-сушку, так как она потребляет меньше электроэнергии и имеет меньшую стоимость по сравнению с сублимационной сушкой. Для разрушения клеточной мембраны микроводорослей рекомендуется использовать микроволновую печь или гомогенизатор, после чего подготовленная биомасса поступает на экстракцию липидов. Полученные липиды подвергают сгущению для удаления остаточного содержания растворителя. Для дезинтеграции клеточной мембраны микроводорослей, экстракции липидов, регенерации растворителя и сушки липидов в промышленных масштабах эти операции обеспечивают экономически эффективную технологию экстракции липидов. Остаточная биомасса может быть использована в качестве основы для получения сорбционных материалов, что обеспечит без-отходность данной технологии. Условия культивирования Scenedesmus Аситта^ подобраны для быстрого роста биомассы: освещение люминесцентными лампами; температура культивирования 21±3°С; рН 7,0±0,5 при постоянной аэрации воздуха со скоростью не менее 1,7 л/мин. Эти условия позволяют получить биомассу с оптической плотностью 45 млн клеток/мл за 10 дней. Исходя из выбранных условий, нами был разработан и изготовлен фотобиореак-тор (ФБР - FBR) из оргстекла объемом 90 л с датчиками контроля рН среды и температуры для синтеза биомассы в больших объемах. FBR оснащен системой аэрации в нижней части и светодиодными панелями, позволяющими регулировать интенсивность света. На следующем этапе работы изучено влияние электромагнитного спектра на скорость культивирования микроводорослей. Для этого была разработана и создана экспериментальная установка, позволяющая варьировать спектральную область света. Культивирование проводили согласно указанным выше условиям. Из табл. 1 видно, что излучение света в спектральной области 635-745 нм позволяет увеличить продукцию биомассы Scenedesmus Аситта^ и содержание в ней липидов.
В табл. 2 показано влияние содержания нитратов (от 0 до 0,5 г/л Ш03) в питательной среде на рост биомассы и выход липидов Scenedesmus Аситта^.
Согласно результатам, максимальный выход липидов (25,0±0,5%) наблюдается в биомассе, полученной из среды без добавления Ш03. Однако прирост биомассы в этой среде был самым низким. Второй по величине выход ли-пидов (24,2±0,5%) был получен из биомассы, выращенной при 0,3 г/л нитрата. Скорость роста при этой концентрации была наибольшей.
Таблица 1
Влияние области спектра на выход липидов из биомассы
Спектральная область (нм] Концентрация клеточной суспензии 106 клеток/мл Выход липидов, %
630-745 (красный) 29,5± 0,9 24,1±0,4
455-480 (синий) 9,0± 0,6 19,7±0,3
515-560 (зеленый) 7,1±0,4 19,8±0,3
НефтеГазоХимия 39
Получение сухой биомассы
Были изучены физико-химические и механические методы для выбора наиболее эффективного и подходящего метода сгущения биомассы. Оценка эффективности физико-химического метода заключалась в использовании комбинации смесей коагулянта (хлорид железа FeCl3•6H2O в концентрациях 4, 6, 8, 10, 20, 30 мг/л) и фло-кулянтов (2% раствор хитозана), 1% раствор полиакриламида и их смеси в различных пропорциях.
Установлено, что добавление коагулянта FeCl3 в количестве 6 мг/л и смеси флокулянтов (2% раствор хитозана + ПАК в соотношении 1:1) в количестве 10 мл/л позволяет достичь степени осаждения до 96% за 10 минут. Добавление большего количества реагентов нецелесообразно, так как есть риск ухудшения качества биомассы.
Микроскопический анализ выпавшей биомассы после окрашивания метиле-новым синим показал, что количество погибших (окрашенных) клеток составляет не более 5%. Таким образом, можно было предположить, что целостность клеток и их внутриклеточного содержимого не нарушена, а собранную биомассу можно использовать для экстракции липидов. Применение методов механического сгущения (центрифугирование и микрофильтрация) позволяет собирать биомассу микроводорослей высокого качества без действия химических реагентов и получать высокий выход липидов. Из табл. 3 видно, что наименьший выход липидов получен из биомассы, полученной физико-химическим методом сгущения (коагуляция и флокуляция). В дальнейшем для получения сухой биомассы использовали метод центрифугирования, так как он является эффективным и наиболее экономичным.
Для оценки эффективности метода сушки исследовали содержание остаточной влаги в образцах, количество жизнеспособных клеток, содержание липидов.
Результаты показали, что наиболее подходящим методом сушки биомассы для получения липидов является сушка вымораживанием (при 17°С и применении трехступенчатого давления). Происходит при низких температурах, препятствует процессу окисления жиров, частично разрушает клеточные стенки микроводорослей, все это позволяет увеличить выход липидов.
Липиды микроводорослей подвергаются переэтерифика-ции в соответствии с показанной химической реакцией, в которой масло смешивается со спиртом с образованием сложного эфира и глицерина, а этанол регенерируется (схема 1).
В процессе переэтерификации к липидной смеси микроводорослей добавляют катализатор и спирт (предпочтительно метанол). Реакция снижает молекулярную массу, вязкость и увеличивает летучесть липидов микроводорослей. Оптимальное соотношение метанол : масло 6:1. В качестве катализатора используется гидроксид калия, поскольку применение кислотных катализаторов экономически нецелесообразно. Температура процесса составляет 40°С, что обеспечивает выход биодизеля около 60%. Повышение температуры процесса выше 50°С нежелательно, так как особо не влияет на выход целевого продукта [6]. Таким образом, оптимальными параметрами процесса являются:
- мольное соотношение метанол:масло равно 6:1;
Таблица 2
Влияние концентрации KNO3 в питательной среде на рост биомассы и выход липидов у Scenedesmus Аcuminatus
Концентрация KNO3 в питательной среде г/л Концентрация клеточной суспензии 106 клеток/мл Выход липидов, %
0 11,8±0,3 25,0±0,5
0,1 35,7±0,5 21,3±0,5
0,2 39,5±0,5 20,0±0,4
0,3 41,4±0,5 24,2±0,5
0,4 33,9±0,4 22,8±0,3
Таблица 3
Влияние выбора метода сгущения биомассы на выход липидов
Методы сгущения биомассы Выход липидов, %
Центрифугирование 22,3±0,5
Микрофильтрация 21,1±0,2
Коагуляция и флокуляция 8,1±0,1
- атмосферное давление;
- температура процесса 40°С;
- перемешивание реакционной массы;
- время пребывания смеси в реакционной зоне 1 ч.
Результаты исследования
Экстракция липидов. Особенность строения клеточной мембраны Scenedesmus Acuminatus затрудняет выделение липидов из биомассы. Таким образом, стадия дезинтеграции необходима для повышения эффективности экстракции липидов. В табл. 4 показано влияние различных методов дезинтеграции на процент разрушенных клеток и выход липидов из сухой биомассы.
По результатам исследования микроволновая и механическая обработка (гомогенизация) сопоставимы. Однако механический метод более безопасный, быстрый, удобный и экономичный, поэтому его и использовали в дальнейшем.
Также экстракцию проводили по методу Сокслета при соотношении неполярного и полярного растворителя 9:1. Ротационные испарители используются для удаления растворителей из реакционных смесей. Растворитель удаляется в вакууме, улавливается конденсатором и собирается для повторного использования или утилизации. Производство биодизеля требует экстракции липидов и жирных кислот. Экстракция растворителем обычно используется для извлечения липидов и жирных кислот из микроводородной биомассы, поскольку это быстрый и эффективный метод. Для этого обычно используют смесь гексана, этанола (96%) или гексанэтанола (96%). Экстрактор Сокслета извлекает компоненты с помощью сконденсированных паров растворителя. Сконденсировавшиеся пары встречаются с порошком пробы, и растворимая часть порошка смешивается с растворителем.
Количество липидов после экстракции без дезинтеграции и после экстракции с дезинтеграцией исследовали (г/л) (табл. 5).
НАШ САЙТ В ИНТЕРНЕТЕ: WWW.NEFTEGAZOHIMIYA.RU ХИМИЧЕСКИЕ ТЕХНОЛОГИИ И ПРОДУКТЫ
•о-
Таблица 4
Влияние метода дезинтеграции клеточных мембран на количество разрушенных клеток и выход липидов из биомассы Scenedesmus Acuminatus
Метод дезинтеграции Количество разру шенных клеток, % Выход липидов, %
Физический 81,3±2,3 20,4±0,4
Биологический (ферменты) 51,6±1,4 18,3±0,2
Механический (гомогенизация) 75,4±1,8 20,3±0,4
Химическая (осмотическая дегидратация): 15% раствор сахарозы, 15% раствор №0 48,0±0,7 23,7±0,7 17,0±0,3 16,8±0,2
Количество липидов в экстракте, г/л
„ ^ Масса липидов после экс-Сухая биомасса ' тракции без распада Масса липидов после экстракции с дезинтеграцией
0,1835 0,028 0,03
0,805 0,083 0,094
13055 0,223 0,257
1,8095 0,176 0,233
2,8 0,288 0,356
УФ-спектры липидов
Таблица 6
Физико-химические свойства липидов
Индикаторы Липиды из водорослей
Прозрачность Прозрачный
Количество твердых частиц Не основан
Кинематическая вязкость при 25°С мм2/с 56,09
Плотность при 20°С кг/м3 912
Сера, % масс. 0,0011
Температура кипения, °С 320
Температура вспышки, °С 155
Точка облачности, °С 5
Температура застывания, °С 7
Поскольку понятие липидов очень широкое, был проведен спектроскопический анализ полученной фракции липидов (рис. 1).
Наиболее характерными для сложных эфиров можно считать валентные колебания карбонильной группы (связи
С=О). Соответствующая удлиненная полоса при 1734 и 1737 см-1 хорошо видна в спектрах. Триацилглицерины по своей структуре представляют собой эфиры высших алифатических кислот, для которых характерны валентные колебания сложноэфир-ной связи -С-О- в диапазоне частот 1200-1170 см-1 [8]. Такие колебания в рассматриваемом спектре липид-ной фракции микроводорослей соответствуют полосе при 1171 см-1. В спектрах липидной фракции микроводорослей области 1468 (1460), 2858 и 2960 (2958) см-1 соответствуют ножницеобразным, симметричным и асимметричным валентным колебаниям многочисленных метиленовых групп (-СН2-). После дезинтеграции была получена более узкая липидная фракция.
На основании результатов спектроскопического исследования можно утверждать, что основную часть ли-пидной фракции, полученной путем экстракции после распада клеток водорослей, составляют триацил-глицерины, необходимые для синтеза биодизельного топлива, который осуществляется путем переэтерифика-ции. Исследованы некоторые физико-химические свойства полученных липидов (табл. 6).
Заключение
1. Для получения биомассы с высоким содержанием липидов необходимо учитывать условия культивирования микроводорослей и экстракции липи-дов. На состав липидной фракции существенное влияние оказывает количество нитратов в питательной среде.
2. Подобраны режимы направленного культивирования биомассы Scenedesmus Аситта^ (рН = 7,0±0,5; освещенность 5200±300 лк; освещенность ЛДС в области спектра 635-745 нм; температура 21±3°С; аэрация не менее 1,7 л/мин) для получения максимального выхода липидов. Установлено, что содержание нитратов (0,3 г/л) позволяет увеличить содержание ненасыщенных жирных кислот до 80%.
3. Выделены стадии приготовления биомассы микроводорослей: сгущение (центрифугирование при 3500 об/мин, 15 мин), сушка (лио-филизация при -17°С и приложение трехступенчатого давления), дезинтеграция клеточных оболочек микроводорослей (механическая при 10000 об/мин, 5 мин) для увеличения выделения липидов из биомассы.
4. Выбранные условия экстракции (Т=140°С, время экстракции 150 мин (16 циклов) и система растворителей гексан:этанол (9:1) для увеличения выхода липидов до 23% сухого остатка биомассы.
Рис. 1
НефтеГазоХимия 41
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Ramos-Suarez J.L., Martinez A., Carreras N. Optimization of the digestion process of Scenedesmus sp. and Opuntia maxima for biogas production. Energy Convers Manage. 2014, vol. 36, no. 5, pp.1263-1270.
2. David M. Mousdale. Biofuels Biotechnology, Chemistry and Sustainable development, 2008, CRC Press and Taylor & Francis Group, 2008, 385 p.
3. Mat Aron N.S., Khoo K.S., Chew K.W., Show P.L., Chen W.H., Nguyen H.P. Sustainability of the four generations of biofuels- A review. Int. J. Energy Res. 2020, vol. 44, no.12, pp. 266-282
4. Bertrand E., Vandenberghe L., Soccol C., Sigoillot J., Faulds C. First generation bioethanol, in: Green fuels technology. Springer, Cham, 2016, pp. 175-212
5. Samios D., Pedrotti F., Nicolau A., Reiznautt Q.B., Martini D.D., Dalcin F.M. A transesterification Double Step Process - TDSP for biodiesel preparation from fatty acids triglycerides. Fuel Processing Technology, 2009, vol. 90, pp. 599605
6. Агагусейнова М.М., Абдуллаева Г.Н. Каталитическое оксигенирование олефинов нефтяными металлопорфиринами // Изв. вузов. Сер. «Химия и химическая технология». 2010. Т. 53. Вып. 9. С. 12-16.
7. Chow M.C., Jackson W.R., Chaffee A.L., Marshall M. Thermal treatment of algae for production of biofuel. Energy and Fuels. 2013, vol. 27, pp. 1926-1950.
8. Aghahuseynova M.M. Syntesis and proporties of metalcomplexes catalysts based on oil metallophyrins. Eureka. Physics and Engineering. 2020, vol. 4, pp. 19-28.
9. Demirbas A., Demirbas M. Importance of algae oil as a source of biodiesel. Energy Conversion And Management. 2011, vol. 52, no.1, pp.163-170.
10.Cesarini S., Pastor F., Nielsen P., Diaz P., Moving towards a competitive fully enzymatic biodiesel process. Sustainability. 2015, vol. 7, no. 6, pp. 7884-7903.
11.Olusegun D., Samuel, M., Olawale U. Critical Review of In-situ
Transesterification Process for Biodiesel Production. The Pacific Journal of
Science and Technology. 2012, vol.13, no. 2, pp. 98-109.
12.Jiang R., Ingle K., Golberg A. Macroalgae (seaweed) for liquid transportation biofuel production: what is next? Algal Res. 2016, vol. 14, pp. 48-57.
13.Teresa M., Antonio A., Martins. S. Microalgae for biodiesel production and other applications: Renewable and Sustainable Energy Reviews. 2010, vol.14, pp. 217-232.
14.Demirbas A. Biofuels sources, biofuel policy, biofuel economy and global biofuel projections. Energy Conversion and Management. 2008, vol. 49, pp. 2106-2116.
15.Xia A., Herrmann C., Murphy J. D. "How do we optimize third generation algal biofuels?," Biofuels. Bioproducts and Biorefining. 2015, vol. 9, no. 4, pp. 109130.
16.Notoya M. Production of biofuel by macroalgae with preservation of marine resources and environment, in: Seaweeds and Their Role in Globally Changing Environments. Springer, Dordrecht Netherlands. 2010, vol. 5, pp. 217-228
17.Oh S.Y., Yo D.I., Shin Y., Kim H.C., Kim H.K., Chung Y.S., Park W.H., Youk J.H. Crystalline structure analysis of cellulose treated sodium hydroxide and carbon dioxide by mean of X-ray diffraction and FTIR spectroscopy. Carbohydr. Res. 2005, vol. 340, no.15, pp. 2376-2391.
18.Schenk P., Thomas-Hall S., Stephens E., Marx U., Mussgnug J., Posten C., Kruse O., Hankamer B. Second generation biofuels: high-efficiency microalgae for biodiesel production. Biodiesel Production Processes. 2008, vol.1, pp. 2043.
19.Cernadas H., Flórez-Fernández N., González-Muñoz M., Torres D. Retrieving of high-value biomolecules from edible Himanthalia elongata brown seaweed using hydrothermal processing. Food and Bioproducts Processing. 2019, vol. 7, pp. 275-286.
REFERENCES
1. Ramos-Suárez J.L., Martínez A., Carreras N. Optimization of the digestion process of Scenedesmus sp. and Opuntia maxima for biogas production. Energy Convers Manage. 2014, vol. 36, no. 5, pp. 1263-1270.
2. 2.Mousdale D.M. Biofuels biotechnology, chemistry and sustainable development. CRC Press and Taylor & Francis Group Publ. 2008. 385 p.
3. Mat Aron N.S., Khoo K.S., Chew K.W., Show P.L., Chen W.H., Nguyen H.P. Sustainability of the four generations of biofuels- A review. Int. J. Energy Res. 2020, vol. 44, no. 12, pp. 266-282.
4. Bertrand E., Vandenberghe L., Soccol C., Sigoillot J., Faulds C. First generation bioethanol, in: Green fuels technology. Springer, Cham Publ. 2016. pp.175-212
5. 5.Samios D., Pedrotti F., Nicolau A., Reiznautt Q.B., Martini D.D., Dalcin F.M. A transesterification Double Step Process - TDSP for biodiesel preparation from fatty acids triglycerides. Fuel Processing Technology. 2009, vol. 90, pp. 599605
6. Agaguseynova M.M., Abdullayeva G.N. Catalytic oxygenation of olefins with petroleum metalloporphyrins.Izvest/ya vysshikh uchebnykh zavedeniy. Seriya «Khimiya i khimicheskaya tekhnologiya». 2010, vol. 53, no. 9, pp. 12-16 (In Russian).
7. Chow M.C., Jackson W.R., Chaffee A.L., Marshall M. Thermal treatment of algae for production of biofuel. Energy and Fuel, 2013, vol. 27, pp. 1926-1950.
8. Aghahuseynova M.M. Syntesis and proporties of metalcomplexes catalysts based on oil metallophyrins. Eureka. Physics and Engineering. 2020, vol. 4, pp. 19-28.
9. Demirbas A., Demirbas M. Importance of algae oil as a source of biodiesel. Energy Conversion And Management. 2011, vol. 52, no. 1, pp. 163-170.
10.Cesarini S., Pastor F., Nielsen P., Diaz P., Moving towards a competitive fully enzymatic biodiesel process. Sustainability. 2015, vol. 7, no. 6, pp. 7884-7903.
11.Olusegun D., Samuel, M., Olawale U. Critical review of in-situ transesterification
process for biodiesel production. The Pacific Journal of Science and Technology, 2012, vol.13, no. 2, pp. 98-109.
12.Jiang R., Ingle K., Golberg A. Macroalgae (seaweed) for liquid transportation biofuel production: what is next? Algal Res. 2016, vol. 14, pp. 48-57.
13.Teresa M., Antonio A., Martins. S. Microalgae for biodiesel production and other applications. Renewable and Sustainable Energy Reviews, 2010, vol.14,pp.217-232.
14.Demirbas A. Biofuels sources, biofuel policy, biofuel economy and global biofuel projections. Energy Conversion and Management. 2008, vol. 49, pp. 2106-2116.
15.Xia A., Herrmann C., Murphy J. D. "How do we optimize third generation algal biofuels?" Biofuels. Bioproducts and Biorefining. 2015, vol. 9, no. 4, pp.109130.
16.Notoya M. Seaweeds and their role in globally changing environments. Vol.5. Dordrecht, Springer Publ., 2010. pp. 217-228.
17.Oh S.Y., Yo D.I., Shin Y., Kim H.C., Kim H.K., Chung Y.S., Park W.H., Youk J.H. Crystalline structure analysis of cellulose treated sodium hydroxide and carbon dioxide by mean of X-ray diffraction and FTIR spectroscopy. Carbohydr. Res, 2005, vol.340, no.15, pp. 2376-2391.
18.Schenk P., Thomas-Hall S., Stephens E., Marx U., Mussgnug J., Posten C., Kruse O., Hankamer B. Second generation biofuels: high-efficiency microalgae for biodiesel production. Biodiesel Production Processes, 2008, vol. 1, pp. 2043.
19.Cernadas H., Flórez-Fernández N., González-Muñoz M., Torres D. Retrieving of high-value biomolecules from edible Himanthalia elongata brown seaweed using hydrothermal processing. Food and Bioproducts Processing, 2019, vol.7, pp. 275-286.
ИНФОРМАЦИЯ ОБ АВТОРЕ / INFORMATION ABOUT THE AUTHOR
Агагусейнова Минира Магомед Али, д.х.н., проф. кафедры химии и технологии неорганических веществ, Азербайджанский государственный университет нефти и промышленности.
Minira M. Aghahuseynova, Dr. Sci (Chem.). Prof. of the Department of Chemistry and Technology of Inorganic Substances, Azerbaijan State University of Oil and Industry.
