CC BY
125
© О.Н. Беспалова, Т.Э. Иващенко, О.А. Тарасенко, О.В. Малышева, В.С. Баранов, Э.К. Айламазян
НИИ акушерства и гинекологии им. Д.О. Отта РАМН: лаборатория пренатальной диагностики наследственных болезней, Санкт-Петербург
ПЛАЦЕНТАРНАЯ НЕДОСТАТОЧНОСТЬ И ПОЛИМОРФИЗМ ГЕНОВ ГПЮТАТИОН^-ТРАНСФЕРАЗ М1, Т1 И Р1
■ Этиология плацентарной недостаточности (ПН) разнообразна и в настоящее время недостаточно изучена. Причинами ПН могут быть нарушения формирования плаценты, возникающие из-за наличия у будущей матери генетических, эндокринных, инфекционных, иммунологических причин, под влиянием курения, различных вредных факторов окружающей среды и т.д. В данной работе изучены частоты полиморфных аллелей генов глутатион^-трансфераз М1, Т1 и Р1, участвующих в метаболизме различных ксенобиотиков в плацентах с диагностированной ПН и без ПН.
■ Ключевые слова: плацентарная недостаточность (ПН); задержка внутриутробного развития плода (ЗВУР); гены GSTM1, GSTT1 и GSTР1
Введение
Плацентарная недостаточность (ПН) является одной из ключевых проблем современного акушерства и перинатологии. Плацентарная недостаточность представляет собой патофизиологический феномен, состоящий из комплекса нарушений трофической, эндокринной и метаболической функций плаценты, ведущих к ее неспособности поддерживать адекватный и достаточный обмен между организмами матери и плода [9, 15, 17]. Функциональная несостоятельность плаценты может являться причиной задержки внутриутробного развития плода (ЗВУР), осложненного течения раннего неонатального периода у недоношенных детей и быть одним из звеньев механизма прерывания беременности [8]. Развитие ПН приводит не только к увеличению перинатальной смертности (которая, по данным Савельевой Г.М., 1991, составляет 60 %), но и может способствовать высокой частоте соматической и инфекционной заболеваемости новорожденных, служить причиной нарушений физического и умственного развития детей [12].
Этиология ПН разнообразна и зависит от многих факторов. Причинами ПН могут быть как эндогенные, так и экзогенные факторы [12, 13, 18, 19]. К эндогенным факторам относятся нарушения формирования плаценты, возникающие из-за наличия у будущей матери генетических, эндокринных, инфекционных, иммунологических причин, под влиянием курения, различных вредных факторов окружающей среды, а также заболевания женщины, особенно на ранних сроках беременности.
Большое влияние на развитие ПН оказывает воздействие различных неблагоприятных факторов окружающей среды, например, таких, как тяжелые металлы (ртуть, свинец), органические соединения, ионизирующее излучение, стрессовые факторы, алкоголь. К сожалению, на сегодняшний день существуют лишь немногочисленные данные о влиянии потенциальных токсинов окружающей среды на репродуктивные функции человека.
Исследования последних лет показали, что восприимчивость организма к вредным воздействиям окружающей среды зависит от активности ферментов системы детоксикации ксенобиотиков и, при ослабленной работе данной системы, риск возникновения некоторых заболеваний репродуктивной системы (эндометриоза, невынашивания беременности, гестоза и др.) увеличивается [2, 4, 21, 26, 29]. Тестирование генов II фазы детоксикации позволяет идентифицировать индивидуумов с «быстрыми» и «медленными» типами метаболизма ксенобиотиков при различной патологии и определять тактику ведения данных пациентов, а также профилактику заболеваний.
Известно, что глютатион^-трансферазы (GST), характерные представители ферментов II фазы детоксикации, присутствуют в самых разных тканях и начинают экспрессироваться достаточно
рано, еще в эмбриональном периоде развития. Полиморфизм в генах этих ферментов может приводить к повышению или снижению активности белка и, таким образом, к дисбалансу между I и II фазами [7, 23]. Можно предположить, что данный дисбаланс может вызывать избыточное накопление в организме матери различных токсинов, приводящих к задержке внутриутробного развития плода или/и к его гибели.
В последнее время при изучении этиологии и патогенеза мультифакториальных заболеваний большое внимание уделяется исследованию полиморфизма, так называемых «генов предрасположенности». Полиморфные варианты генов не всегда являются нейтральными и зачастую приводят к появлению белковых продуктов с несколько измененными физико-химическими свойствами или измененной ферментативной активностью. Таким образом, функционально «ослабленные» аллели этих генов совместимы с рождением и жизнью в постнатальном периоде, но при неблагоприятных условиях способствуют развитию того или иного заболевания.
Целью настоящей работы явилось изучение особенностей аллельного полиморфизма генов GSTT1, GSTМ1 и GSTP1, контролирующих синтез ферментов II фазы детоксикации, при ПН.
Материалы и методы
Плаценты были получены у 58 родильниц при физиологических срочных родах и спонтанных преждевременных родах с диагностированной ПН (по данным УЗИ, допплерометрии, биохимическим показателям и гистологического обследования) и у 34 родильниц при физиологических срочных родах без диагностированной ПН. В группу 1 (контроль) вошли 34 плаценты от родильниц без невынашивания беременности (НБ) в анамнезе. У данных пациенток течение данной беременности не осложнялось ПН, а также при последующем гистологическом обследовании плацент не было выявлено ПН. В группу 2 вошли 32 плаценты от родильниц без НБ в анамнезе и без установленного при данной беременности диагноза ПН, однако на основании исследований плацент диагноз ПН был поставлен. В 3 группу вошли 26 плацент от родильниц без НБ в анамнезе и с установленным диагнозом ПН (задержкой внутриутробного развития плода) по данным УЗИ, подтвержденным неонатологом при рождении ребенка и гистологическим исследованием плацент.
Выделение ДНК из образцов ткани проводили в соответствии с общепринятой методикой, с некоторыми модификациями.
Методом ПЦР/ПДРФ анализа исследована час-
тота нулевых аллелей генов GSTT1 и GSTM1, а также частота аллелей и генотипов GSTP1 гена в образцах ДНК плацент у пациенток с ПН и без ПН.
Смесь для амплификации, объемом 25 мкл, включала 15 нМ каждого праймера, 67 мМ трис-HCl, рН 8,8, 16,6 мМ сульфата аммония, 6,7 мМ MgCl2, 6,7 мкМ ЭДТА, 10 мМ меркаптоэтанола, 170 мкг BSA, 1,0 мМ каждого dNTP и 1U Tth-ДНК-полимеразы (производства «Бион», Москва).
Для амплификации фрагментов генов GSTM1 (GSTM1 F GAA CTC CCT GAA AAG CTA AAG C; GSTM1 R GTT GGG CTC AAA TAT ACG GTG g) и GSTT1 (GST T1 F TTC CTT ACT GGT CCT CAC ATC TC; GST T1 R TCA CCG GAT CAT GGC CAG CA) использовали следующие условия ПЦР: после денатурации (94 °С, 7 минут) проводили 32 цикла амплификации в режиме 94 °С - 1 минута; 53 °С - 1 минута; 72 °С - 1 минута 20 секунд. Для амплификации использовали программируемый термоциклер «ДНК-технология» (Москва).
После окончания ПЦР специфичность амплификации и количество амплификата проверяли методом электрофореза в 7,0 % полиакриламид-ном геле с последующей окраской этидиумбро-мидом и визуализацией в проходящем УФ свете. Гомозиготы по нулевому аллелю определяли по отсутствию на электрофореграммах продукта амплификации размером 315 п.о. для GSTT1 и фрагмента 271 п.о. для GSTM1. В качестве внутреннего контроля использовали амплификацию фрагмента гена CYPA1 (192 п.о.). Гетерозиготные особи 0/+ не дискриминировались.
Для амплификации двух фрагментов гена GSTP1 (GST p 1F CTC TAT GGG AAG GAC CAG CAG GAG; GST p 2R CAA GCC ACC TGA GGG GTA AGG; GST p 3 F GTT GTG GGG AGC AAG CAG AGG; GST p 4 R GCC TTC ACA TAG TCA TCC TTG CGC) использовали следующие условия ПЦР: после денатурации (94 °С, 7 минут) проводили 32 цикла амплификации в режиме 94 °С - 40 секунд; 60 °С - 40 секунд; 72 °С - 1 минута. Для амплификации использовали программируемый термоциклер «Perkin-Elmer Cetus» (США). После амплификации продукты ПЦР подвергались расщеплению с помощью специфических эндонуклеаз Bso MA1 (праймеры GST p 1F и GST p 2R) и Bst FN1 (праймеры GST p 3F и GST p 4R) по прописям, рекомендованным фирмой-изготовителем рестриктаз в буфере, прилагаемом к ферменту. Продукты реакции анализировали в 7,0 % полиакриламидном геле с последующей окраской этидиумбромидом и визуализацией в проходящем УФ свете.
Статистическую обработку результатов проводили с использованием компьютерной программы «STATISTICA v5.5a». При сравнении частот
генотипов использовали стандартный критерий %2. Относительный риск (OR) развития заболевания при определенном генотипе рассчитывали по стандартной формуле OR=a/b х d/c, где a и b — количество больных, имеющих и не имеющих мутантный генотип, соответственно, c и d — количество человек в контрольной группе, имеющих и не имеющих мутантный генотип, соответственно. OR указан с 95 % доверительным интервалом. Границы доверительного интервала вычисляли по формулам: OR = OR(1 - 1,96/^2) и
т f J min
ORmax = OR(1 + 196/Vx2).
Результаты
Согласно полученным результатам, в образцах ДНК из плацент родильниц из группы 3 с диагностированной ПН (ЗВУР плода) частота гомозигот GSTM1 0/0 (61,5 ± 9,5 %) была несколько выше, чем во 2 группе с гистологическим диагнозом ПН (40,6 ± 8,7 %о), и достоверно превышала данный уровень в группе контроля (35,3 ± 8,2 %, р < 0,05). Относительный риск развития ПН, а именно ЗВУР плода у пациентов, имеющих нулевой генотип GSTM1 гена в плацентах, повышен почти в 3 раза (OR 2,83, Cl:1,03-7,76) (табл.).
Частота гомозигот по нулевому аллелю гена GSTT1 0/0 достоверно не отличалась в трёх груп-
пах (17,6 ± 6,5 %, 15,6 ± 6,4 % и 23,1 ± 8,3 %), что соответствовало популяционному уровню GSTТ1 0/0 Северо-Западного региона России (23,3 ± 6,9 %).
Известно, что полиморфизм гена GSTР1 обусловлен заменой нуклеотидов в 313 или 341 положении кДНК последовательности, что приводит к появлению трёх функционально значимых аллелей: А, В и С. Аллели В и С кодируют ферменты с пониженной активностью, причем у гомозигот (В\В; С\С) активность фермента ниже, чем у соответствующих гетерозигот (А\В; А\С).
Исходя из полученных данных, частота генотипа А\А достоверно не отличалась в группах 1 и 2 (50 ± 8,6 % и 37,5 ± 9,5 %, соответственно), и была почти в 2 раза ниже в плацентах группы 3 (26,9 ± 8,7 %, р < 0,05) по сравнению с группой контроля. В плацентах от родильниц с задержкой внутриутробного развития плода частота генотипа А\С (38,5 ± 9,5 %) была достоверно выше, чем в группе контроля (11,7 ± 5,5 %, р < 0,05) (см. табл.). Относительный риск развития ПН, а именно ЗВУР плода, у пациентов, имеющих генотип А\С GSTР1 в плацентах, повышен в 4 раза ДО 4,31, С1:1,32-14,1).
При анализе распределения генотипов и аллелей гена GSTP1 мы условно объединили аллели
Таблица
Распределение генотипов GSTM1, GSTT1 и GSTР1 генов в плацентах с ПН (гистологически установленной и с ЗВУР плода) и без ПН (группе контроля)
^^^Группы 1 группа контроля 2 группа с ПН (по гистологии) 3 группа с ПН (ЗВУР)
(n = 34) (n = 32) (n = 26)
Генотипы^-^ M ± m, % M ± m, % M ± m, %
GSTM1
Норма 22 64,7 ± 8,2* 19 59,4 ± 8,7 10 38,5 ± 9,5
0\0 12 13 16
35,3 ± 8,2* 40,6 ± 8,7 61,5 ± 9,5
GSTT1
Норма 28 82,4 ± 6,5 27 84,4 ± 6,4 20 76,9 ± 8,3
0\0 6 5 6
17,6 ± 6,5 15,6 ± 6,4 23,1 ± 8,3
GSTP1
А\А 17 12 7
50 ± 8,6* 37,5 ± 9,5 26,9 ± 8,7
А\В 9 9 6
26,5 ± 7,6 28,2 ± 7,9 23,1 ± 8,3
А\С 4 8 10
11,8 ± 5,5* 25,0 ± 7,7 38,5 ± 9,5
В\В 2 2 1
5,9 ± 4,0 6,2 ± 4,3 3,8 ± 3,8
В\С 1 0 2
2,9 ± 2,9 - 7,7 ± 5,2
С\С 1 2,9 ± 2,9 1 3,1 ± 3,1 0
Примечание. Достоверность различий между 1 и 3 группой: * — р < 0,05
80% 704 604 50% 40% 30% 20% 10% 0%
1 группа контроля 2 группа ПН (гнспшогня) 31руппа (ЗВУР плода)
Рис. 1. Распределение генотипов гена GSTP1 в плацентах с ПН (гистологически установленной и с ЗВУР плода) и без ПН (группе контроля)
■ GSTM1-KJSTT1+ □ GSTM1+GSTT10\0
■ GSTM10\0GSrn+ D GSTM10\0GSTT10\0
ПН (гистология) ПН (гипотрофия плода
Рис. 2. Распределение сочетаний полиморфных вариантов генов GSTM1 и GSTТ1 в плацентах с ПН и в группе контроля
С и В и обозначили их как аллель D, где D — функционально ослабленный аллель В или С. В плацентах от родильниц с ЗВУР плода и с гистологически установленной ПН частота носительства функционально ослабленных аллелей не отличалась и была достаточно высокой (73,1 ± 8,7 % и 62,5 ± 8,6 %, соответственно). В группе с ЗВУР плода частота носительства функционально ослабленных аллелей была достоверно выше, чем в группе контроля (73,1 ± 8,7 % и 50 ± 8,6 %, соответственно, р < 0,01) (рис. 1).
При анализе распределения сочетаний различных генотипов GSTM1 и GSTT1 генов в плацентах с ПН и без ПН, сочетанные генотипы были разделены на 4 подгруппы: подгруппа 1 — генотипы GSTM1+, GSTT1+; подгруппа 2 — генотипы GSTM1 0/0, GSTT1+; подгруппа 3 — генотипы GSTM1+, GSTT1 0/0 и подгруппа 4 — генотипы GSTM1 0/0; GSTT1 0/0.
Как следует из полученных данных, в общей группе плацент с ПН соотношение трёх генотипов (GSTM1 0/0, GSTT1 0\0; GSTM1 0/0, GSTT1+; GSTM1+, GSTT1 0/0) достоверно не отличаются от такового в плацентах без ПН. Во 2 группе с гистологически установленным диагнозом ПН частота функционально активного ге-
нотипа GSTM1+/GSTT1+ встречается достоверно чаще (50,0 ± 8,8 %), чем в группе 3 (ЗВУР плода) (23,1 ± 8,3 %; р < 0,05) (рис. 2).
В дальнейшем нами проведена оценка соче-танного распределения низко функциональных аллелей в обследованных группах. Распределение частот сочетаний аллелей всех трех изученных генов GSTМ1, Т1 и Р1 в контроле и в плацентах с гистологически диагностированной ПН и с ЗВУР плода представлены на рисунке 3. Из полученных данных следует, что в плацентах группы 3 с ЗВУР плода достоверно чаще встречается генотип GSTM1 0/0, GSTT1+, GSTP1D/-(30,8 ± 9,1 %) (р < 0,05; OR 3,49, CL:1,02-11,9) по сравнению с группой контроля (11,6 ± 5,5 %). Генотип GSTM1+, GSTT1+, GSTP1 А\А зарегистрирован с одинаковой частотой как в 1 группе, так и во 2 (14,7 ± 6,1 % и 18,8 ± 6,9 %, соответственно). В группе 3 генотип GSTM1+, GSTT1+, GSTP1 А\ А встречается почти в 5 раз реже, чем во 2 группе (3,8 ± 3,8 %) и в 4 раза реже, чем в 1 группе (см. рис. 3).
Нами проанализированы случаи курения в семьях с ПН (матери и\или отца) и проведен анализ распределение частоты генотипов GSTМ1, GSTT1и GSTР1 в трёх исследуемых группах в зависимости от курения супругов. В трёх группах примерно одинаковый процент семей, где один или оба супруга являются курильщиками (активными или пассивными). В группе контроля только в 5 из 34 семьях (14,7 ± 6,1 %) не курят. Во 2 группе курят в 75,0 ± 7,7 % супружеских парах и в 3 группе в 77,0 ± 8,3 % парах.
Согласно полученным данным, изучаемые группы не отличались по частотам генотипов гена GSTM1 и GSTT1. При проведении анализа полиморфизма гена GSTP1 в плацентах с ПН и без ПН у курящих супружеских пар обнаружено увеличение частоты носительства функционально ослабленных аллелей гена GSTР1 в плацентах
GSTM10\0 GSTT10\0 GSTP1D/-
GSTMl-KjSITl+ GSTP1A/A
GSTM1+ GSTT1+ GSTP1D/-
GSTMl-KJSTTltftO GSTP1A/A
GSTM10\0 GSTT10\0 GSTP1A/A
GSTM10\0 GSIT1+ GSTP1D/-p<0,05
GSTM10\0 GSTT1+ GSTP1A/A
1 группа контроля
GSTM1+ GSTT10\0 GSTP1D/-2 группа ПН (гистология)
□ 3 группа (ЗВУР плода)
Рис. 3. Распределение генотипов генов GSTМ1, Т1 и Р1 в плацентах с ПН (гистологически установленной и с ЗВУР плода) и без ПН (группе контроля)
контроль ПН (гистология) ПН (1ВУР плода)
Рис. 4. Распределение генотипов гена GSTP1 в плацентах с ПН (гистологически установленной и с ЗВУР плода) и без ПН (группе контроля) у курящих супружеских пар
3 группы (с ЗВУР) (73,1 ± 8,7 %) по сравнению с 2 группой (с гистологически установленной ПН) и группой контроля (54 ± 7,7 % и 46,2 ± 9,8 %, соответственно) (рис. 4).
Обсуждение
Накопленные к настоящему времени научные знания указывают на то, что развитие ПН определяется многими факторами. В значительной степени здоровье плода зависит как от генетической программы его развития, так и от структурной и функциональной полноценности плаценты. Функциональное состояние плаценты во многом обусловлено степенью её развития и сохранностью компенсаторно-приспособительных механизмов [16]. Несомненно, что вредные привычки, воздействие неблагоприятных факторов окружающей среды и т. п., также способствуют развитию ПН. Однако хотелось бы подчеркнуть, что наличие одного или даже нескольких факторов риска не означает, что развитие ПН неизбежно. Хорошо известно, что нередко даже самые неблагоприятные факторы не отражаются на внутриутробном состоянии плода.
Исследованные нами гены GSTM1, GSTT1, GSTP1 кодируют ферменты, участвующие во II фазе системы детоксикации ксенобиотиков. Учитывая, что белковые продукты этих генов в значительной мере отвечают за эффективность II фазы детоксикации, полученные результаты позволяют предполагать участие неблагоприятных внешних факторов химической природы в этиологии и ге-незе ПН.
При изучении генетических факторов предрасположенности к ПН впервые получены результаты, свидетельствующие о высокой доли гомозигот GSTМ1 0/0 в группе плацент с установленным диагнозом ПН (задержкой внутриутробного развития плода) по сравнению с группой контроля (61,5 ± 9,5 % и 35,3 ± 8,2 %, соответствен-
но, р < 0,05). Относительный риск развития ПН, а именно ЗВУР плода, у пациентов, имеющих нулевой генотип GSTМ1 гена в плацентах, повышен почти в 3 раза ДО 2,83, С1:1,03-7,76).
При анализе полиморфизма ген GSTP1 нами впервые получены данные о повышении частоты носительства функционально ослабленных аллелей В или С в плацентах из группы с ПН (ЗВУР плода) по сравнению с плацентами без ПН (73,1 ± 8,7 % и 50 ± 8,6 %, соответственно, р < 0,01), причем частота генотипа А\С GSTР1 в группе с ПН (ЗВУР плода) была существенно выше по сравнению с группой контроля (38,5 ± 9,5 % и 11,8 ± 5,5 %, соответственно, р < 0,05). Относительный риск развития ПН, а именно ЗВУР плода, у пациентов, имеющих генотип А\С GSTР1 в плацентах, повышен в 4 раза (OR 4,31, С1:1,32-14,1).
Как известно, ген GSTР1 кодирует фермент, который экспрессируется в основном в репродуктивном тракте и плаценте [24, 28]. Исходя из этого, можно предположить, что при наличии функционально ослабленного генотипа инактивация ксенобиотиков в плаценте должна происходить особенно медленно. В таких условиях неблагоприятное воздействие вредных метаболитов на организм может проявляться достаточно сильно и существенно увеличивать риск возникновения плацентарной недостаточности и как следствие задержка внутриутробного развития плода.
Так как негативное действие генов может более выражено проявляться при сочетании функционально ослабленных генотипов нескольких генов, проведенная нами оценка распределение частот сочетаний полиморфных вариантов всех трех изученных генов GSTМ1, Т1 и Р1 в различных группах позволила выявить некоторые закономерности. Так, например, в плацентах группы 3 со ЗВУР плода достоверно чаще встречается генотип GSTM1 0\0, GSTT1+, GSTP1D/- (30,8 ± 9,1 %) по сравнению с группой контроля (11,8 ± 5,5 %), где D — функционально ослабленный аллель В или С. Относительный риск развития ПН, а именно ЗВУР плода, у пациентов, имеющих генотип GSTM1 0\0, GSTT1+ ,GSTP1D/-, в плацентах повышен почти в 5 раз (OR 4,6, ^:1,16-18,1).
В настоящее время количество научных работ, в которых проводится поиск генетических маркеров ПН (ЗВУР), весьма невелико, и в подавляющей части из них не было обнаружено каких-либо ассоциаций с развитием данной патологии. При анализе литературы нам не удалось обнаружить ни одной работы, посвященной изучению полиморфизма генов GST при плацентарной недостаточности. Однако с каждым годом увеличивается количество работ, свидетельствующих об изменениях интенсивности свободно-радикальных про-
цессов и антиоксидантного статуса плаценты при ПН [1, 10, 27]. Эти данные косвенно подтверждают участие ферментов системы детоксикации в развитии данной патологии.
Как известно, плацента осуществляет множество функций: трофика и белковый синтез, гормо-новыделение и гормономодуляция, синтез биологически активных веществ, антитоксическая функция выделения метаболитов, регуляция процессов перекисного окисления липидов (ПОЛ) и антиоксидантной системы (АОС) и др. [5, 25]. Глутатион-Б-трансферазы активно участвуют в обезвреживании продуктов ПОЛ и пероксидов ДНК, восстанавливают органические гидроперекиси в спирты и изомеризуют некоторые стероиды и простагландины. Известно, что интенсификация ПОЛ, связанная с полиморфизмом системы детоксикации, оказывает токсическое действие на биомембраны клеток. Показано также, что дисбаланс в системе ПОЛ-АОС может быть обусловлен снижением концентрации в крови стероидных гормонов, обладающих антиоксидантными свойствами, что также влияет на патогенез ПН [18, 22].
Таким образом, можно предположить, что при наличии определенных полиморфизмов генов GST происходит истощение глутатионзависимой антиоксидантной защиты и угнетение детоксици-рующей функции плаценты, приводящей к развитию ПН.
Согласно данным литературы, курение относится к одной из причин развития ЗВУР плода. Показано, что у курящих женщин частота данной патологии может достигать 26 % [3]. Подсчитано, если все женщины в развитых странах бросят курить, число смерти плода и младенцев уменьшится на 10 % [11]. Однако не только никотин, но и окись углерода табачного дыма (пассивное курение) индуцирует вазоконстрикцию, эндоте-лиальное повреждение, ингибирование синтеза простагландинов в сосудах плаценты, приводит к её преждевременному старению. Функциональное состояние, зрелость и степень кальцификации плаценты находятся в прямой зависимости от количества потребляемых сигарет. Под воздействием табачного дыма с ранних сроков беременности на фоне ангиопатии сосудов матки возникает ПН [6, 14, 20].
При изучении полиморфизма гена GSTP1 в плацентах с ПН и без ПН у курящих супружеских пар нами впервые продемонстрировано увеличение частоты носительства функционально ослабленных аллелей гена GSTP1 в плацентах группы 3 (с ЗВУР) (73,1 ± 8,7 %) по сравнению с группой 2 (с гистологически установленной ПН) (54 ± 7,7 %) и группой контроля (46,2 ± 9,8 %). Таким образом, курение в семье в сочетании с
функционально ослабленным генотипом GSTP1 гена в плаценте может являться фактором риска возникновения ЗВУР плода.
Интересно отметить, что на сегодня не существует единого мнения о такой акушерской патологии, как ПН, как у нас в стране, так и за рубежом. Удивительно, но до сих пор акушеры, неонатологи, врачи функциональной диагностики говорят на разных языках. Проанализировав многочисленные данные иностранной литературы, мы не встретили термина «плацентарная недостаточность» (который характерен для отечественного акушерства). Все исследования в данной области касаются задержки внутриутробного состояния плода («intrauterine growth restriction», IUGR).
К сожалению, изучение генетических маркеров, связанных с ПН, сейчас все еще находится на этапе первоначального развития и имеет, несомненно, огромный потенциал в будущем, как для акушерства, так и для клинической медицины в целом. ПН является мультифакториальной патологией, и, вероятно, для ее развития необходимо сочетание нескольких неблагоприятных факторов в разных системах организма. Что представляют собой эти факторы риска в каждом конкретном случае часто остается неизвестным и требует специального анализа. Необходимы дальнейшие исследования для решения вопроса о том, в какой мере гены GST, участвующие в метаболизме ксенобиотиков (гены «внешней среды»), вовлечены в мультифакториальный патологический процесс, следствием которого и является ПН, однако уже сейчас можно сказать, что полиморфизм генов GST вовлечен в развитие такой патологии как внутриутробная задержка развития плода.
Литература
1. Арутюнян А.В. Методы оценки свободнорадикального окисления и антиоксидантной системы организма / Арутюнян А.В., Дубинина Е.Е., Зыбина Н.Н. — СПб.: Фолиант, 2000. — 104 с.
2. Баранов В.С. Геном человека и гены «предрасположенности» (Введение в предиктивную медицину) / Баранов В.С., Баранова Е.В., Иващенко И.Н., Асеев М.В. — СПб.: Интермедика, 2000.
3. Борисенко Л.В. Перинатальные аспекты табакокурения: ав-тореф. дис. ...канд.мед.наук. — М., 2003. — 21 с.
4. Генетические факторы предрасположенности к привычному невынашиванию беременности ранних сроков / Беспалова О.Н., Аржанова О.Н., Иващенко И.Н. [и др.] // Ж. акуш. и жен. болезн. — 2001. — № 2. — С. 8-13.
5. Зубжицкая Л.Б. Иммуноморфологическое состояние плаценты при акушерской патологии /Зубжицкая Л.Б., Коше-лева Н.Г., Семенов В.В.; под ред. Айламазяна Э.К. — СПб.: Нордмедиздат, 2005. — 304 с.
6. Кирющенков А.П. Влияние вредных факторов на плод / Кирющенков А.П., Тараховский М.Л. — М.: Медицина, 1990. — 272 с.
7. Коненков В.И. Медицинская и экологическая иммуногене-тика / Коненков В.И. — Новосибирск, 1999. — 250 с.
8. Медведев М.В. Задержка внутриутробного развития плода /
Медведев М.В., Юдина Е.В. - 2-е изд. - М.: РАВУЗДПГ, 1998. - 208 с.
9. Милованов А.П. Патология системы мать-плацента-плод / МиловановА.П. - М.: Медицина, 1999.
10. Назаренко С.А. Изменчивость хромосом и развитие человека / Назаренко С.А. — Томск: Изд-во Томского ун-та, 1993. - 200 с.
11. Оценка антитабачной деятельности. Опыт и руководящие принципы. - М.: Медицина, 1999. - 223 с.
12. Плацентарная недостаточность / Савельева Г.М., Дживе-легова Г.Д. [и др.]. - М.: Медицина, 1991.
13. Плацентарная недостаточность: диагностика и лечение: Учебное пособие / Аржанова О.Н., Кошелева Н.Г. [и др.]; Ред. Э.К. Айламазян. - СПб.: Издательство Н-Л, 2001. -32 с.
14. Ранние сроки беременности / Под ред. проф. В.Е. Радзин-ского, А.А. Оразмурадова. - М., 2005. - 448 с.
15. Руководство по безопасному материнству / Кулаков В.И., Серов В.Н., Барашнев Ю.И. [и др.]. - М.: Триада-Х, 1998.
16. СеровВ.Н. Руководство по практическому акушерству / Серов В.Н., Стрижаков А.Н., Маркин С.А. - М.: МИА, 1997.
17. Сидельникова В.М. Привычная потеря беременности / Си-дельникова В.М. - М.: Триада-Х, 2005. - 308 с.
18. Сидорова И.С. Клинико-диагностические аспекты фе-топлацентарной недостаточности / Сидорова И.С., Макаров И. О. - М.: МИА, 2005. - 296 с.
19. ФедороваМ.В. Плацента и её роль при беременности / Федорова М.В., Калашникова Е.П. - М.: Медицина, 1986.
20. Daly A.K. Molecular basis of polymorphic drug metabolism / Daly A.K. // J. Mol. Med. - 1995. - Vol. 73. - P. 539-553.
21. Glutathione S-transferase M1 and T1 polymorphisms and the risk of recurrent pregnancy loss / Sata F., Yamada H., Kondo T. [et al.] // Mol. Hum. Reprod. - 2003. - Vol. 9, N 3. -P. 165-169.
22. Hayes J.D. Glutathione S-transferase polymorphisms and their biological consequences / Hayes J.D., Strange R.C. // Pharmacology. - 2000. - Vol. 61, N 3. - P. 154-66.
23. Lear J.T. Detoxifying enzyme genotypes and susceptibility to cutaneous malignancy / Lear J.T., Smith A.G., Strange R.C., Fryer A.A. // British J. of Dermatology. - 2000. - Vol. 142, N 1. - P. 8-15.
24. Metabolic gene polymorphism frequencies in control populations / Garte S., Gaspari L., Alexandrie A. [et al.] // Cancer Epidemiology Biomarkers Prevention. - 2001. -Vol. 10. - P. 1239-1248.
25. Meyer U.A. Molecular mechanisms of genetic polymorphisms of drug metabolism / Meyer U.A., Zanger U.M. //Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. - 1997. - Vol. 37. - P. 269-296.
26. Polymorphisms in biotransformation enzymes and the risk for recurrent early pregnancy loss / Zusterzeel P.L., Nelen W.L., Roelofs H.M. [et al.] // Mol. Hum. Reprod. - 2000. - Vol. 6, N 5. - P. 474-478.
27. Stepan H. Reduced antioxidant capacity in second-trimester pregnancies with pathological uterine perfusion / Stepan H.,
Heihoff-Klose A., Faber R. // Ultrasound. Obstet. Gynecol. -2004. - Vol. 23, N 6. - P. 579-583.
28. WangZ. SNPs, protein structure and disease / Wang Z., Moult J. // Hum. Mutat. - 2001. - Vol. 17, N 4. - P. 263-270.
29. Xenobiotic metabolism genes and the risk of recurrent spontaneous abortions / Hirvonen A., Taylor J.A., Wilcox A. [et al.] // Epideimiology. - 1996. - Vol. 7. - P. 206-208.
Статья представлена М.А. Тарасовой
НИИ акушерства и гинекологии им. Д.О. Отта РАМН,
Санкт-Петербург
ASSOCIATION OF GLUTATHIONE-S-TRANSFERASE GENES POLYMORPHISMS WITH PLACENTAL INSUFFICIENCY
Bespalova O.N., Ivaschenko T.E., Tarasenko O.A., Malisheva O.V., Baranov V.S., Aylamazjan E.K.
■ Summary: Placental insufficiency (PLI) is a key problem of modern obstetrics. Its etiology is variable and mostly unclear. Interactions between noxious environmental factors and unfavorable genetic background are suspected to play a decisive role in PLI origin. Personal susceptibility to adverse effects of environmental factors, including chemical exposure, mainly depends on individual peculiarities of genetic polymorphism. Glutathione-S-transferase genes are responsible for xenobiotics conjugating enzymes of Phase II detoxification system and have been implicated as risk factors for PLI. The genetic polymorphisms of three genes GSTM1, GSTT1 and GSTT1 were studied by PCR/RFLP analysis in placentas with and without PLI. The frequency of GSTM1 0/0 genotype in placentas with intrauterine growth restriction (IUGR) was significantly higher if compared with this one in the control group (61,6 % and 35,3 % respectively, p < 0,05). The frequency of D/- genotype (D = B or C alleles) of the GSTP1 was 3 times higher in group with IUGR, than in group without PLI (p < 0,01). It was shown that smoking in family in a combination of functionally weakened genotype of GSTP1 gene in placenta could be a risk factor of developing IUGR. Concordance of GSTT1 0/0, GSTT1+ and GSTP1 D/-genotypes was found in 31 % in group with IUGR in comparison with controls (8,7 %) (OR 4,6, CI: 1,16-18,10). Thus the genetic polymorphisms of glutathione-S-transferase genes might be a risk factor of developing IUGR.
■ Key words: placental insufficiency (PI); intrauterine growth retardation (IUGR); genes GSTM1, GSTT1 and GSTP1
