CC BY
10ORIGINAL RESEARCHES
Научная статья
https://doi.org/10.36233/0372-9311-99
Щ Check for updates
Оценка способности холерных вибрионов формировать биоплёнку на поверхности хитинового панциря речного рака
Меньшикова Е.А.И, Курбатова Е.М., Водопьянов С.О., Писанов Р.В., Титова С.В.
Ростовский-на-Дону противочумный институт Роспотребнадзора, Ростов-на-Дону, Россия
Аннотация
Введение. Большинство бактерий существуют в природных экосистемах не в виде свободно плавающих клеток, а в виде прикреплённых к субстрату биоплёнок. Одним из наиболее экологически важных субстратов является хитин. Vibrio cholerae, как и большинство представителей семейства Vibrionaceae, обладают хитинолитическим комплексом и могут разлагать хитин. Способность V. cholerae образовывать биоплёнку на хитиновых субстратах может объяснить механизм формирования экологической ниши для сохранения и переноса возбудителя в новые регионы с вероятностью формирования новых очагов холеры. Цель работы — методом ПЦР в режиме реального времени определить способность V. cholerae формировать биоплёнку на хитиновом панцире речного рака (Astacus astacus).
Материалы и методы. Проведён сравнительный анализ сроков образования биоплёнки V. cholerae различных серогрупп и токсигенности.
Результаты. Установлено, что V. cholerae независимо от серогруппы и токсигенности способны образовывать биоплёнку, однако токсигенные штаммы tepA+ обладают большей интенсивностью биоплёнкообразо-вания, чем нетоксигенные, у которых ген tepA отсутствует.
Ключевые слова: холерный вибрион, биопленка, хитин, показатель биопленкообразования
Источник финансирования. Авторы заявляют об отсутствии внешнего финансирования при проведении исследования.
Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией настоящей статьи.
Для цитирования: Меньшикова Е.А., Курбатова Е.М., Водопьянов С.О., Писанов Р.В., Титова С.В. Оценка способности холерных вибрионов формировать биоплёнку на поверхности хитинового панциря речного рака. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2021;98(4):434-439. DOI: https://doi.org/10.36233/0372-9311-99
Original article
https://doi.org/10.36233/0372-9311-99
Evaluation of the ability of cholera vibrios to form a biofilm on the surface of the chitinous shell of a crayfish by real-time PCR
Elena A. Menshikova^, Ekaterina M. Kurbatova, Sergey O. Vodopyanov, Ruslan V. Pisanov, Svetlana V. Titova
Rostov-on-Don Plague Control Researsh Institute, Rostov-on-Don, Russia
Abstract
Introduction. Most of the bacteria exist in natural ecosystems not in the form of free floating cells, but in the form of biofilms attached to the substrate. One of the most ecologically important substrates is chitin. Vibrio cholerae, like most members of the Vibrionaceae family, has a chitinolytic complex and can degrade chitin. The ability of V. cholerae to form a biofilm on chitinous substrates can explain the mechanism of the formation of an ecological niche for the preservation and transfer of the pathogen to new regions with the likelihood of the formation of new foci of cholera.
© Коллектив авторов, 2021
ОРИГИНАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ
Aim — to determine the ability of V. cholerae to form a biofilm on the chitinous shell of crayfish (Astacus astacus) by means of real-time PCR.
Materials and methods. A comparative analysis of the timing of biofilm formation by V. cholerae of different serogroups and toxigenicity was carried out.
Results. In the course of the study, it was found that cholera vibrios were shown to be capable of forming a biofilm regardless the serogroup and toxigenicity. However, toxigenic tcpA+ strains have a higher intensity of biofilm formation than nontoxigenic ones, in which the tcpA gene is absent.
Keywords: Vibrio cholerae, biofilm, chitin, biofilm formation index
Funding source. This study was not supported by any external sources of funding.
Conflict of interest. The authors declare no apparent or potential conflicts of interest related to the publication of this article.
For citation: Menshikova E.A., Kurbatova E.M., Vodopyanov S.O., Pisanov R.V., Titova S.V. Evaluation of the ability of cholera vibrios to form a biofilm on the surface of the chitinous shell of a crayfish by real-time PCR. Journal of microbiology, epidemiology and immunobiology = Zhurnal mikrobiologii, epidemiologii i immunobiologii. 2021;98(4):434—439. DOI: https://doi.org/10.36233/0372-9311-99
Введение
В результате накопленных к настоящему времени экспериментальных данных некоторые исследователи стали рассматривать планктонную форму как способ перемещения микробной клетки от одной поверхности к другой, т.е. как кратковременное состояние в жизни бактерий [1]. В настоящее время известно, что большинство бактерий существуют в природных экосистемах не в виде свободно плавающих клеток, а в виде прикреплённых к субстрату биопленок [1]. Формирование биоплёнки — одна из стратегий выживания Vibrio cholerae, которая ассоциируется с повышенной стрессоустойчивостью, расширением доступа к питательным веществам и использованием её в качестве средства для распространения, когда возбудитель холеры прикрепляется к живым мобильным хозяевам [2].
M. Sultana и соавт. (2018), проводя исследования поверхностных водоёмов, пришли к выводу, что биоплёнки являются средством персистенции и неотъемлемой частью годового жизненного цикла V. cholerae в Бангладеш. При мониторинге поверхностных водоёмов в течение года авторы установили, что в весенне-летний период V. cholerae находятся в планктонной форме, и это совпадает с ежегодными сезонными вспышками холеры в этом регионе [3]. По данным F. Yildiz (2009), D. Srivastava (2012), переход от свободного плавания к прикреплённому образу жизни [4, 5] усиливает природную компетентность и горизонтальный перенос генов [6], а также обеспечивает повышенную защиту от хищников [7].
Особую роль в сохранении V. cholerae в водных экосистемах играют хитиновые покрытия членистоногих, некоторых диатомовых водорослей и грибов, на поверхности которых вибрион способен существовать в виде биоплёнки. Хитин — один из наиболее распространённых в природе полисахаридов. Эволюционно хитин для вибрионов служит основным питательным субстратом, а сформированные на его поверхности биоплёнки служат местом их обитания и убежищем от неблагоприят-
ных факторов окружающей среды. Известно, что для человека биоплёнки могут являться средством инфицирования при употреблении загрязнённой планктоном воды или термически необработанных морепродуктов [8-12]. Несмотря на то что в последние десятилетия получены обширные экспериментальные знания о биоплёнках V. cholerae, до сих пор нет простых и доступных методов для оценки способности формирования V. cholerae на поверхности хитина.
Цель работы — оценка способности V. cholerae формировать биоплёнку на поверхности хитинового панциря речного рака (по показателю био-плёнкообразования — ПБ) методом ПЦР в режиме реального времени (ПЦР-РВ).
Материалы и методы
Для определения способности V. cholerae формировать биоплёнку был разработан метод с использованием хитина широкопалого речного рака Astacus astacus в качестве биотического субстрата1.
Фрагменты хитинового панциря речного рака размером 0,5 х 0,5 см и массой 100 мг помещали во флаконы (100 мл) с 30 мл речной воды и авто-клавировали при 132оС 30 мин. Штаммы V. cholerae El Tor ctxA+tcpA+ № Р-19613 (Инаба), № 5879 (Ина-ба), № 18332 (Огава), № 19241 (Инаба); ctxA-tcpA-№ 19754 (Инаба), № 20000 (Огава), № 17817 (Инаба); V. cholerae classical ctxA+tcpA+ № 434 (Огава) и V. cholerae nonO1/nonO139 ctxA-tcpA- № 30, выделенные в разные годы от людей и из воды поверхностных водоёмов, добавляли в среду культивирования до конечной концентрации 104 микробных клеток (МК) на 1 мл. Работу проводили в соответствии с требованиями биологической безопасно-сти2. Исследуемые штаммы V. cholerae культиви-
1 Водопьянов С.О., Водопьянов А.С., Меньшикова Е.А., Курбатова Е.М., Титова С.В. Способ моделирования биопленок формируемых Vibrio cholerae О1 серогруппы на поверхности хитина. Патент РФ № 2685878; 2019.
2 СП 1.3.3118-13. Безопасность работы с микроорганизмами I—II групп патогенности (опасности). М.; 2014.
ORIGINAL RESEARCHES
ровали при 15 ± 2°С, что соответствует весенне-осенней температуре в поверхностных водоёмах в Ростове-на-Дону.
Для постановки ПЦР фрагменты хитина извлекали пинцетом, трижды промывали в физиологическом растворе, несвязавшиеся клетки удаляли на листе фильтровальной бумаге и вносили в стандартные пробирки (Эппендорф) ёмкостью 1,5 мл с 1 мл физиологического раствора. Лизис клеток, включая образцы биоплёнок, проводили в соответствии с МУ 1.3.25 69-093. Полученные препараты использовали для постановки ПЦР-РВ. С целью определения количества клеток вибрионов при проведении ПЦР-РВ были использованы образцы с известным количеством искомой ДНК — стандарты, в качестве которых использовали разведения взвесей суточных культур V. cholerae с известной концентрацией клеток, которую определяли путём высева на агаровые пластины и последующего подсчёта КОЕ. Количество клеток в исследуемых препаратах рассчитывали автоматически с помощью программного обеспечения амплификатора «DTlite 5S1» (ДНК-технология). В качестве мишени амплификации использовали ген hlyA [13, 14]. ПБ рассчитывали как отношение количества МК V. cholerae на фрагменте хитинового панциря к их количеству в среде инкубации над хитиновыми пластинами.
Для визуализации экзополисахарида (основного компонента матрикса биоплёнки) и клеток V. cholerae фрагменты хитинового панциря с биоплёнкой отпечатывали на предметном стекле с помощью пинцета, после чего фрагменты хитина погружали в дезинфицирующий раствор, а покровное стекло с мазком-отпечатком фиксировали в 96о спирте в течение 20 мин. Препараты окрашивали конго красным и фуксином (оба «Интерхим»). В качестве контроля использовали планктонную форму штаммов. Исследуемые образцы изучали в световом микроскопе «Zeiss Axiostarplus» («Carl Zeiss Microscopy»).
Наличие/отсутствие роста исследуемых штаммов параллельно подтверждали бактериологическим методом, отпечатывая фрагменты хитинового панциря с биоплёнкой на агаровых пластинах (агар Мартена, рН 7,4 ± 0,2).
Результаты
В ходе исследования установили, что у большинства токсигенных штаммов V. cholerae, выделенных от человека, начало образования биоплёнки происходило со 2-х суток от начала эксперимента. ПБ этих штаммов на 2-е сутки составлял 1,0-1,7.
3 МУ 1.3.2569-09. Организация работы лабораторий, использующих методы амплификации нуклеиновых кислот при работе с материалом, содержащим микроорганизмы НУ групп патогенности. М.; 2010.
На 6-7-е сутки от начала эксперимента количество МК на хитиновом панцире превышало их количество в планктоне (2,4-8,1). Исключение составили штаммы V. cholerae El Tor № 5879 ctxA+tcpA+, V. cholerae classical № 434 ctxA+tcpA+, у которых максимальное количество МК на хитиновом субстрате отмечали на 35-е сутки от начала эксперимента (3,0 и 7,5 соответственно). Интересно, что эти штаммы относятся к разным сероварам (Инаба и Огава). У штаммов ctxA+tcpA+ водного происхождения на 2-е сутки от начала эксперимента этот показатель был ниже — 0,5-0,8. К 7-м суткам инкубации ПБ токсигенных штаммов, выделенных из воды, значительно превышал этот показатель штаммов ctxA+, выделенных от человека (3,5-8,1).
У штаммов V. cholerae El Tor ctxA-tcpA- и V. cholerae nonO1/nonO139 водного происхождения количество МК на хитиновом панцире превышало количество МК в субстрате также на 6-7-е сутки, однако ПБ были значительно ниже, чем у токсиген-ных штаммов (0,1-1,7). Возможно, данный процесс у этих штаммов остановился на стадии обратимой адгезии. В течение срока наблюдения ПБ изменялся (уменьшался или увеличивался; таблица), следовательно, биоплёнкообразование — это динамичный процесс.
При визуализации мазков-отпечатков к 7-м суткам у токсигенных штаммов на всех микропрепаратах отмечали крупное скопление клеток V. cholerae, окружённых аморфным веществом (эк-зополисахаридом), окрашенным в ярко-розовый цвет, без чёткой формы, т.к., наслаиваясь друг на друга, они образовывали разного размера конгломераты (рис. 1, а).
Нетоксигенные V. cholerae образовывали скопления разных размеров, окружённые аморфным веществом розового цвета по всему полю зрения, однако размеры скоплений клеток и окраска экзо-полисахарида были менее интенсивными, чем у токсигенных штаммов (рис. 1, б). В контрольных пробах (планктонная форма) в микропрепаратах наблюдали единичные клетки V. cholerae (рис. 2).
Ранее нами было проведено электронно-микроскопическое исследование образцов биоплёнок V. cholerae O1 El Tor Inaba штамм № Р-19613 ctxA+tcpA+ и V. cholerae O1 El Tor Ogava штамм № Р-20000 ctxA-tcpAСравнительный анализ элек-тронограмм показал, что образование биоплёнки на поверхности хитина у V. cholerae происходит независимо от наличия генов токсин-корегулируемых пилей адгезии tcpA и холерного токсина ctxA, однако интенсивность биоплёнкообразования у данных штаммов различна [15].
Обсуждение
Исходя из полученных данных, токсигенный штамм V. cholerae О1 ctxA+tcpA+ обладает боль-
ОРИГИНАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ
ПБ V. cholerae на хитиновом панцире речного рака
Biofilm formation index of V. cholerae on the chitinous carapace of crayfish
Штамм Strain name Номер Number Наличие генов ctx и tcp Presence of ctx and tcp gene Объект выделения Source of isolation Срок инкубации, сут Incubation time, days
1 2 5 6 7 17 20 25 35
01 El Tor 5879 ctxA+tcpA+ Человек Human 0,5 1,0 0,9 1,1 0,4 0,8 0,8 0,8 3,0
01 El Tor 18332 ctxA+tcpA+ Человек Human 0,2 1,7 1,2 0,6 2,4 0,8 0,6 0,5 0,5
01 El Tor 19613 ctxA+tcpA+ Вода Water 0,3 0,8 0,4 0,5 3,5 1,3 1,0 2,4 1,0
01 El Tor 301 ctxA+tcpA+ Вода Water 0,4 0,5 1,4 1,7 8,1 3,2 2,7 0,6 0,3
01 classical 434 ctxA+tcpA+ Человек Human 0,2 1,4 0,9 2,5 1,1 3,0 2,5 2,1 7,5
01 El Tor 19754 ctxAicpA" Вода Water 0,2 0,4 0,4 0,1 0,4 0,2 0,4 0,3 0,2
01 El Tor 17817 ctxAicpA" Вода Water 0,03 0,1 0,1 0,3 0,1 0,3 0,2 0,2 0,1
01 El Tor 20000 ctxAicpA" Вода Water 0,1 1,1 1,2 1,2 1,7 0,9 1,0 0,7 0,7
nonO/nonO139 30 ctxAicpA" Вода Water 0,3 1,2 0,3 1,7 0,5 0,6 0,2 0,3 0,3
б
Рис. 1. Биоплёнка V. cholerae на хитиновом фрагменте, х1600.
а — V. cholerae № 19613 ctxA+tcpA+; б — V. cholerae № 20000 ctxA-tcpA-.
Fig. 1. V. cholerae biofilm on a chitinous fragment, ><1600.
а — V. cholerae No. 19613 ctxA+tcpA+; b — V. cholerae No. 20000 ctxA-tcpA-.
б
Рис. 2. Планктонная форма V. cholerae, ><1600.
а — V. cholerae № 19613 ctxA+tcpA+; б — V. cholerae № 20000 ctxA-tcpA-.
Fig. 2. Planktonic form of V. cholerae, ><1600. а — V. cholerae No. 19613 ctxA+tcpA+; b — V. cholerae No. 20000 ctxA-tcpA-.
шей интенсивностью биоплёнкообразования, чем штаммы V. сЫ1егае О1 с^Л-КрЛ-. На это указывают большая толщина биопленки, объём, плотность матрикса и активность их метаболических процессов.
Такая разница в структурных образованиях биоплёнок между токсигенными и нетоксигенными штаммами, выявленная при изучении в световом микроскопе и методом трансмиссионной электронной микроскопии, свидетельствует о том, что их образование зависит в значительной степени от наличия ^срА в геноме штаммов V. с^1егае, взятых в эксперимент. Это согласуется с выводами ряда авторов о большей биоплёнкообразующей способности штаммов ^срА+, что указывает на эпидемическую опасность биоплёнкообразования [15-19].
Заключение
Таким образом, представленные результаты подтверждают возможность использования методических приёмов, предлагаемых в работе, для оценки способности V. сЫ1егае формировать биоплёнку на биотических субстратах. Способность токсигенных штаммов V. с^1егае колонизировать поверхность хитиновых субстратов может привести к накоплению возбудителя в поверхностных водоёмах в случае завоза с эндемичных по холере территорий. Полученные результаты могут быть использованы как в фундаментальных научных исследованиях, так и в практических целях для дополнительной оценки патогенетического и персистентного потенциала штаммов V. с^1егае.
а
а
СПИСОК ИСТОЧНИКОВ
1. Чернявский В.И. Бактериальные биопленки и инфекции (лекция). Аннали Мечниковського 1нституту. 2013; (1): 86-90. Available at: http://www.imiamn.org.ua/journal/1_2013/ PDF/18.pdf
2. Hall-Stoodley L., Costerton J.W., Stoodley P., Bacterial biofilms: from the natural environment to infectious diseases. Nat. Rev. Microbiol. 2004; 2(2): 95-108. https://doi.org/10.1038/nrmicro821
3. Sultana М., Nusrin S.N., Hasan A., Sadique A., Ahmed K., Islam A., et al. Biofilms comprise a component of the annual cycle of Vibrio cholera in the Bay of Bengal estuary. mBio. 2018; 9(2): e00483-18. https://doi.org/10.1128/mbio.00483-18
4. Yildiz F.H., Visick K.L. Vibrio biofilms: so much the same yet so different. Trends Microbiol. 2009; 17(3): 109-18. https://doi.org/10.1016/j.tim.2008.12.004
5. Srivastava D., Waters C.M. A tangled web: regulatory connections between quorum sensing and cyclic di-GMP. J. Bacteriol. 2012; 194(17): 4485-93. https://doi.org/10.1128/jb.00379-12
6. Lo Scrudato M., Blokesch M. The regulatory network of natural competence and transformation of Vibrio cholerae. PLoS Genet. 2012; 8(6): e1002778.
https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1002778
7. Matz C., Kjelleberg S. Off the hook — how bacteria survive protozoan grazing. Trends Microbiol. 2005; 13: 302-7. https://doi.org/10.1016/j.tim.2005.05.009
8. Куликалова Е.С., Урбанович Л.Я., Саппо С.Г., Миронова Л.В., Марков Е.Ю., Мальник В.В. и др. Биопленка холерного вибриона: получение, характеристика и роль в резервации возбудителя в водной окружающей среде. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2015; 92(1): 3-11.
9. Meibom K.L., Li X.B., Nielsen A.T., Wu C.Y., Rosemanand S., Schoolnik G.K. The Vibrio cholerae chitin utilization program. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004; 101(8): 2524-9. https://doi.org/10.1073/pnas.0308707101
10. Hunt D.E., Gevers D., Vahora N.M., Polz M.F. Conservation of the chitin utilization pathway in the Vibrionaceae. Appl. Environ. Microbiol. 2008; 74(1): 44-51. https://doi.org/10.1128/aem.01412-07
11. Rinaudo M. Chitin and chitosan: properties and applications. Prog. Polym. 2006; 31(7): 603-32. https://doi.org/10.1016/j.progpolymsci.2006.06.001
12. Lutz C., Erken M., Noorian P., Sun S., McDougald D. Environmental reservoirs and mechanisms of persistence of Vibrio. Front. Microbiol. 2013; 4: 375. https://doi.org/10.3389/fmicb.2013.00375
13. Silva A.J., Benitez J.A. Vibrio cholerae biofilms and oholera pathogenesis. PLoS Negl. Trop. Dis. 2016; 10(2): e0004330. https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0004330
14. Lyon W.J. TaqMan PCR for detection of Vibrio cholerae O1, O139, non-O1, and non-O139 in pure cultures, raw oysters, and synthetic seawater. Appl. Environ. Microbiol. 2001; 67(10): 4685-93. https://doi.org/10.1128/aem.67.10.4685-4693.2001
15. Симонова И.Р., Головин С.Н., Титова С.В., Половцева В.С., Меньшикова Е.А., Курбатова Е.М. Трансмиссионная электронная микроскопия биоплёнок vibriocholerae на хитине. В кн.: Холера и патогенные для человека вибрионы. Сборник статей проблемной комиссии (48.04) Координационного научного совета по санитарно-эпидемиологической охране территории Российской Федерации. Ростов-на-Дону; 2018: 69-73.
16. Shahkarami M. Vibrio cholerae biofilm development on natural and artificial chitin substrates: Diss. 2005.
Available at: https://scholarworks.sjsu.edu/etd_theses/2839
17. Sun S., Tay Q.X.M., Kjelleberg S., Rice S.A., McDougald D. Quorum sensing-regulated chitin metabolism provides grazing
ORIGINAL RESEARCHES
resistance to Vibrio cholerae biofilms. ISME J. 2015; 9(8): 1812-20. https://doi.org/10.1038/ismej.2014.265
18. Nahar S., Sultana M., Naser M.N., Nair G.B., Watanabe H., Ohnishi M., et al. Role of shrimp chitin in the ecology of toxigenic Vibrio cholerae and cholera transmission. Front. Microbiol. 2011; 2: 260. https://doi.org/10.3389/fmicb.2011.00260
19. Pruzzo C., Vezzulli L., Colwell R.R. Global impact of Vibrio cholerae interactions with chitin. Environ. Microbiol. 2008; 10(6): 1400-10.
https://doi.org/10.1111/j.1462-2920.2007.01559.x
REFERENCES
1. Chernyavskiy V.I. Bacterial biofilms and infections (lecture). Annaly Mechnikovskogo Instituta. 2013; (1): 86-90. Available at: http://www.imiamn.org.ua/journal/1_2013/ PDF/18.pdf (in Russian)
2. Hall-Stoodley L., Costerton J.W., Stoodley P., Bacterial biofilms: from the natural environment to infectious diseases. Nat. Rev. Microbiol. 2004; 2(2): 95-108. https://doi.org/10.1038/nrmicro821
3. Sultana M., Nusrin S.N., Hasan A., Sadique A., Ahmed K., Islam A., et al. Biofilms comprise a component of the annual cycle of Vibrio cholera in the Bay of Bengal estuary. mBio. 2018; 9(2): e00483-18. https://doi.org/10.1128/mbio.00483-18
4. Yildiz F.H., Visick K.L. Vibrio biofilms: so much the same yet so different. Trends Microbiol. 2009; 17(3): 109-18. https://doi.org/10.1016Zj.tim.2008.12.004
5. Srivastava D., Waters C.M. A tangled web: regulatory connections between quorum sensing and cyclic di-GMP. J. Bacteriol. 2012; 194(17): 4485-93. https://doi.org/10.1128/jb.00379-12
6. Lo Scrudato M., Blokesch M. The regulatory network of natural competence and transformation of Vibrio cholerae. PLoS Genet. 2012; 8(6): e1002778. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1002778
7. Matz C., Kjelleberg S. Off the hook - how bacteria survive protozoan grazing. Trends Microbiol. 2005; 13: 302-7. https://doi.org/10.1016/j.tim.2005.05.009
8. Kulikalova E.S., Urbanovich L.Ya., Sappo S.G., Mironova L.V., Markov E.Yu., Mal'nik V.V., et al. Cholera vibrio biofilm: production, characterization and role in reservation of causative agent in water environment. Zhurnal mikrobiologii, epidemi-ologii i immunobiologii. 2015; 92(1): 3-11. (in Russian)
9. Meibom K.L., Li X.B., Nielsen A.T., Wu C.Y., Rosemanand S., Schoolnik G.K. The Vibrio cholerae chitin utilization program. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004; 101(8): 2524-9. https://doi.org/10.1073/pnas.0308707101
10. Hunt D.E., Gevers D., Vahora N.M., Polz M.F. Conservation of the chitin utilization pathway in the Vibrionaceae. Appl. Environ. Microbiol. 2008; 74(1): 44-51. https://doi.org/10.1128/aem.01412-07
11. Rinaudo M. Chitin and chitosan: properties and applications. Prog. Polym. 2006; 31(7): 603-32. https://doi.org/10.1016/j.progpolymsci.2006.06.001
12. Lutz C., Erken M., Noorian P., Sun S., McDougald D. Environmental reservoirs and mechanisms of persistence of Vibrio. Front. Microbiol. 2013; 4: 375. https://doi.org/10.3389/fmicb.2013.00375
13. Silva A.J., Benitez J.A. Vibrio cholerae biofilms and Cholera pathogenesis. PLoS Negl. Trop. Dis. 2016; 10(2): e0004330. https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0004330
14. Lyon W.J. TaqMan PCR for detection of Vibrio cholerae O1, O139, non-O1, and non-O139 in pure cultures, raw oysters, and synthetic seawater. Appl. Environ. Microbiol. 2001; 67(10): 4685-93. https://doi.org/10.1128/aem.67.10.4685-4693.2001
15. Simonova I.R., Golovin S.N., Titova S.V., Polovtseva V.S., Men'shikova E.A., Kurbatova E.M. Transmission electron microscopy of Vibrio cholerae biofilms on chitin. In: Cholera
ОРИГИНАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ
and Vibrions Pathogenic to Humans. Collection of Articles of the Problem Commission (48.04) of the Coordinating Scientific Council for Sanitary and Epidemiological Protection of the Territory of the Russian Federation [Kholera i patogennye dlya cheloveka vibriony. Sbornik statey problemnoy komissii (48.04) Koordinatsionnogo nauchnogo soveta po sanitarno-epidemio-logicheskoy okhrane territorii Rossiyskoy Federatsii]. Ros-tov-na-Donu; 2018: 69-73. (in Russian) 16. Shahkarami M. Vibrio cholerae biofilm development on natural and artificial chitin substrates: Diss. 2005. Available at: https:// scholarworks.sjsu.edu/etd_theses/2839
17. Sun S., Tay Q.X.M., Kjelleberg S., Rice S.A., McDougald D. Quorum sensing-regulated chitin metabolism provides grazing resistance to Vibrio cholerae biofilms. ISME J. 2015; 9(8): 1812-20. https://doi.org/10.1038/ismej.2014.265
18. Nahar S., Sultana M., Naser M.N., Nair G.B., Watanabe H., Ohnishi M., et al. Role of shrimp chitin in the ecology of toxigenic Vibrio cholerae and cholera transmission. Front. Microbiol. 2011; 2: 260. https://doi.org/10.3389/fmicb.2011.00260
19. Pruzzo C., Vezzulli L., Colwell R.R. Global impact of Vibrio cholerae interactions with chitin. Environ. Microbiol. 2008; 10(6): 1400-10. https://doi.org/10.1111/j.1462-2920.2007.01559.x
Информация об авторах
Меньшикова Елена Аркадьевнан — к.б.н., с.н.с. лаб. экологии холерных вибрионов Ростовского-на-Дону противочумного института Роспотребнадзора, Ростов-на-Дону, Россия, super. [email protected], https://orcid.org/0000-0002-6003-4283 Курбатова Екатерина Михайловна — н.с. лаб. экологии холерных вибрионов Ростовского-на-Дону противочумного института Роспотребнадзора, Ростов-на-Дону, Россия, https://orcid. org/0000-0001-5268-0499
Водопьянов Сергей Олегович — д.м.н., г.н.с., исполняющий обязанности заведующего лаб. биохимии микробов Ростовско-го-на-Дону противочумного института Роспотребнадзора, Ростов-на-Дону, Россия, https://orcid.org/0000-0002-9056-3231 Писанов Руслан Вячеславович — к.б.н., в.н.с., исполняющий обязанности заведующего лаб. диагностики особо опасных инфекций Ростовского-на-Дону противочумного института Роспо-требнадзора, Ростов-на-Дону, Россия, https://orcid.org/0000-0002-7178-8021
Титова Светлана Викторовна — к.м.н., в.н.с. лаб. экологии холерных вибрионов Ростовского-на-Дону противочумного института Роспотребнадзора, Ростов-на-Дону, Россия, https://orcid. org/0000-0002-7831-841X
Участие авторов. Все авторы внесли существенный вклад в проведение поисково-аналитической работы и подготовку статьи, прочли и одобрили финальную версию до публикации.
Статья поступила в редакцию 06.11.2020; принята к публикации 10.02.2021; опубликована 30.08.2021
Information about the authors
Elena A. MenshikovaM — Cand. Sci. (Biol.), senior researcher, Laboratory of Vibrio cholerae ecology, Rostov-on-Don Anti-Plague Institute, Rostov-on-Don, Russia, [email protected], https:// orcid.org/0000-0002-6003-4283
Ekaterina M. Kurbatova — researcher, Laboratory of Vibrio cholerae ecology, Rostov-on-Don Anti-Plague Institute, Rostov-on-Don, Russia, https://orcid.org/0000-0001-5268-0499
Sergey O. Vodopyanov — D. Sci. (Med.), main researcher, Acting Head, Laboratory of biochemistry of microbes, Rostov-on-Don Anti-Plague Institute, Rostov-on-Don, Russia, https://orcid.org/0000-0002-9056-3231
Ruslan V. Pisanov — Cand. Sci. (Biol.), leading researcher, Acting Head, Laboratory for diagnostics of especially dangerous infections, Rostov-on-Don Anti-Plague Institute, Rostov-on-Don, Russia, https:// orcid.org/0000-0002-7178-8021
Svetlana V. Titova — Cand. Sci. (Med.), leading researcher, Laboratory of Vibrio cholerae ecology, Rostov-on-Don Anti-Plague Institute, Rostov-on-Don, Russia, https://orcid.org/0000-0002-7831-841X
Author contribution. All authors made a substantial contribution to the conception of the work, acquisition, analysis, interpretation of data for the work, drafting and revising the work, final approval of the version to be published.
The article was submitted 06.11.2020; accepted for publication 10.02.2021;
published 30.08.2021
