Mycoplasma pneumoniae – современные данные о строении, молекулярной биологии и эпидемиологии возбудителя Текст научной статьи по специальности «Клиническая медицина»

>

11

IAV

Том 251 №4 2023

Основан в 1999 г.

ISSN 1684-4386

Клиническая Микробиология и Антимикробная Химиотерапия

В номере

M. pneumoniae: современные данные

Профиль госпитализированных пациентов, умерших от COVID-1 9

Диссеминированная инфекция M. genavense у ранее здорового ребенка

Цефподоксима проксетил в терапии респираторных инфекций

In vitro активность цефподоксима в отношении H. influenzae, S. pneumoniae и S. pyogenes

Изавуконазол

Потребление антимикробных препаратов в России в 2008-2022 гг.

Мутации в генах резистентности к цефидероколу у P. aeruginosa

Использование автоматического анализатора для диагностики инфекций мочевыводящих путей

Герпесвирусные инфекции у пациентов, перенесших трансплантацию сердца

Лекарственная устойчивость M. tuberculosis у пациентов с туберкулезными спондилитами

Оценка эффективности лечения лепры

415

421

МЕЖРЕГИОНАЛЬНАЯ АССОЦИАЦИЯ ПО КЛИНИЧЕСКОЙ МИКРОБИОЛОГИИ И АНТИМИКРОБНОЙ ХИМИОТЕРАПИИ INTERREGIONAL ASSOCIATION FOR CLINICAL MICROBIOLOGY AND ANTIMICROBIAL CHEMOTHERAPY

MAKMAX IACMAC

(-AO Й MHKPq

1997

Конференции MAKMAX-2024

II Северо-Западная конференция по антимикробной терапии и клинической микробиологии Мурманск 28-29 марта

XXVI Международный конгресс по антимикробной терапии и клинической микробиологии Москва, гостиница «Космос» 29-31 мая

I Северо-Кавказская конференция по антимикробной терапии и клинической микробиологии Махачкала 17-18 октября

КЛИНИЧЕСКАЯ МИКРОБИОЛОГИЯ И АНТИМИКРОБНАЯ ХИМИОТЕРАПИЯ

Том 25 №4

2023

Межрегиональная ассоциация по клинической микробиологии и антимикробной химиотерапии

Научно-исследовательский институт антимикробной химиотерапии ФГБОУ ВО СГМУ Минздрава России Учредитель

Межрегиональная ассоциация по клинической микробиологии и антимикробной химиотерапии Издатель

Межрегиональная ассоциация по клинической микробиологии и антимикробной химиотерапии www.iacmac.ru Журнал зарегистрирован Комитетом РФ по печати 30.09.1999 г. (№019273) Тираж 3000 экз. Подписка на сайте издателя https://service.iacmac.ru Адрес для корреспонденции 214019, г. Смоленск, а/я 5. Тел./факс: (4812)45 06 02 Электронная почта: [email protected] Электронная версия журнала: https://cmac-journal.ru Журнал входит в Перечень рецензируемых научных изданий, в которых должны быть опубликованы основные научные результаты диссертаций на соискание ученой степени кандидата наук, на соискание ученой степени доктора наук

Присланные в редакцию статьи проходят рецензирование Мнение редакции может не совпадать с точкой зрения авторов публикуемых материалов

Ответственность за достоверность рекламных публикаций несут рекламодатели При перепечатке ссылка на журнал обязательна

Журнал является научным изданием для врачей, в связи с чем на него не распространяются требования Федерального закона от 29.12.2010 436-Ф3 «О защите детей от информации, причиняющий вред их здоровью и развитию»

© Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия, 2023.

Содержание

Болезни и возбудители

332

350

358

Эйдельштейн И.А.

Mycoplasma pneumoniae - современные данные о строении, молекулярной биологии и эпидемиологии возбудителя

Зырянов С.К., Бутранова О.И., Абрамова А.А.

Профиль госпитализированных пациентов c летальным исходом вследствие COVID-19

Долгополов И.С., Зайцева А.В., Хамцова Ж.В., Иванова А.В., Цветкова Е.О. Диссеминированная инфекция Mycobacterium genavense у ранее здорового ребенка: описание клинического случая и обзор литературы

Антимикробные препараты

Резолюция совета экспертов 366 Цефподоксима проксетил - новые возможности антибактериальной терапии респираторных инфекций

Козлов Р.С., Иванчик Н.В., Склеенова Е.Ю., Микотина А.В., Азизов И.С., Трушин И.В., Дехнич А.В.

372 In vitro активность цефподоксима в отношении клинических изолятов Haemophilus influenzae, Streptococcus pneumoniae и Streptococcus pyogenes

Веселов А.В.

379 Клиническая фармакология и практические аспекты применения изавуконазола

Гомон Ю.М., Колбин А.С., Арепьева М.А., Каляпин А.А., Балыкина Ю.Е., Курылев А.А. Кузьменков А.Ю., Козлов Р.С. 395 Потребление антимикробных препаратов в РФ в 2008-2022 гг.: фармакоэпидемиологическое исследование

Антибиотикорезистентность

Бочарова Ю.А., Савинова Т.А., Маянский Н.А., Чеботарь И.В. 401 Новые мутации в генах, связанных с устойчивостью к цефидероколу, у клинического изолята Pseudomonas aeruginosa

Опыт работы

Коробова А.Г., Мещурова С.Ю., Трушина Е.Е., Самоходская Л.М. 408 Опыт использования автоматического анализатора для диагностики инфекций мочевыводящих путей

Каражас Н.В., Пульнова Н.Л., Рыбалкина Т.Н., Бошьян Р.Е., Корниенко М.Н., Аветисян Л.Р., Черешнева Е.В., Иванова М.Ю., Кабикова О.Ф., Габриэлян Н.И. 415 Значение герпесвирусных инфекций в этиологии бронхолегочных осложнений у пациентов, перенесших трансплантацию сердца

Лавренчук Л.С., Миногина Т.В., Вахрушева Д.В., Скорняков С.Н. 421 Лекарственная устойчивость клинических изолятов Mycobacterium tuberculosis, выделенных из резектатов костной ткани пациентов с туберкулезными спондилитами

Сароянц Л.В., Арнаудова К.Ш., Башкина О.А., Наумов В.З. 428 Роль персонализированной медицины в оценке эффективности лечения лепры

CM1 AC

https://cmac-joumal.ru

CLINICAL MICROBIOLOGY AND ANTIMICROBIAL CHEMOTHERAPY

Vol 25 No4

2023

The official publication of the Interregional Association for Clinical Microbiology and Antimicrobial Chemotherapy and Institute of Antimicrobial Chemotherapy

Publisher

Interregional Association for Clinical Microbiology and Antimicrobial Chemotherapy www.iacmac.ru

Journal is registered by Russian Committee on Press and Mass Media 30 September 1999 (No 019273) Print run 3,000

Corresponding Address

Journal «Clinical Microbiology and Antimicrobial Chemotherapy»,

P.O. BOX 5, Russia, 214019, Smolensk

Tel./Fax: +7 (4812) 45 06 02 E-mail: [email protected]

Internet address: https://cmac-journal.ru

Peer reviewed

Opinions expressed do not necessarily reflect the views of the Editorial Board

The publisher disclaims any responsibility for reliability of advertisements

All rights reserved

Proper citation is required

Contents

Diseases and Pathogens

Edelstein I.A.

332 Mycoplasma pneumoniae - modern data on the structure, molecular biology and epidemiology of the pathogen

Zyryanov S.K., Butranova O.I., Abramova A.A. 350 Characteristics of hospitalized patients with lethal outcome due to COVID-19

Dolgopolov I.S., Zaitseva A.V., Khamtsova Zh.V., Ivanova A.V., Tsvetkova E.O. 358 Disseminated Mycobacterium genavense infection in an otherwise healthy child: a clinical case and literature review

Antimicrobials

Resolution of the Board of Experts 366 Cefpodoxime proxetil - new opportunities in antibacterial therapy of respiratory infections

Kozlov R.S., Ivanchik N.V., Skleenova E.Yu., Mikotina A.V., Azizov I.S., Trushin I.V., Dekhnich A.V. 372 In vitro activity of cefpodoxime against Russian clinical isolates of Haemophilus influenzae, Streptococcus pneumoniae and Streptococcus pyogenes

Veselov A.V.

379 Clinical pharmacology and practical aspects of isavuconazole use

Gomon Yu.M., Kolbin A.S., Arepyeva M.A., Kalyapin A.A., Balykina Yu.E., Kurylev A.A., Kuzmenkov A.Yu., Kozlov R.S. 395 Antimicrobial drug consumption in the Russian Federation (2008-2022): pharmacoepidemiological study

Antimicrobial Resistance

Bocharova Yu.A., Savinova T.A., Mayansky N.A., Chebotar I.V. 401 New mutations in genes associated with cefiderocol resistance in a clinical isolate of Pseudomonas aeruginosa

Personal Experience

Korobova A.G., Meshchurova S.Yu., Trushina E.E., Samokhodskaya L.M. 408 Experience with the use of an automated system for diagnosis of urinary tract infections

Karazhas N.V., Pulnova N.L., Rybalkina T.N., Boshyan R.E., Kornienko M.N., Avetisyan L.R., Chereshneva E.V., Ivanova M.Yu., Kabikova O.F., Gabrielyan N.I. 415 Significance of herpesvirus infections in the etiology of bronchopulmonary complications in patients undergoing heart transplantation

Lavrenchuk L.S., Minogina T.V., Vakhrusheva D.V., Skornyakov S.N. 421 Antimicrobial resistance of Mycobacterium tuberculosis clinical isolates from patients with tuberculous spondylitis

Saroyants L.V., Arnaudova K.Sh., Bashkina O.A., Naumov V.Z. 428 The role of personalized medicine in evaluating the effectiveness of leprosy treatment

RM'AX

https://cmac-journal.ru

Ответственный редактор Editor-in-Chief

P.C. Козлов Смоленск R.S. Kozlov Smolensk

Главный редактор Associate Editor-in-Chief

А.И. Синопальников Москва A.I. Sinopalnikov Moscow

Зам. главного редактора Deputy Editor-in-Chief

А.В. Дехнич Смоленск A.V. Dekhnich Smolensk

Ответственный секретарь Editorial Manager

А.В. Веселов Смоленск A.V. Veselov Smolensk

Редакционная коллегия Editorial Board

С.Н. Авдеев Москва S.N Avdeev Moscow

Г. П. Арутюнов Москва G.P. Arutyunov Moscow

Г.Е. Афиногенов С.-Петербург G.E. Afinogenov St.-Petersburg

А.А. Визель Казань A.A. Vizel Kazan

О.М. Драпкина Москва O.M. Drapkina Moscow

Е.В. Елисеева Владивосток E.V. Eliseeva Vladivostok

Н.А. Ефименко Москва N.A. Efimenko Moscow

А.А. Зайцев Москва A.A. Zaitsev Moscow

С.К. Зырянов Москва S.K. Zyryanov Moscow

Л.К. Катосова Москва L.K. Katosova Moscow

Н.Н. Климко С.-Петербург N.N. Klimko St.-Petersburg

Ю.В. Лобзин С.-Петербург Ju.V. Lobzin St.-Petersburg

В.В. Малеев Москва V.V. Maleev Moscow

Э.А. Ортенберг Тюмень E.A. Ortenberg Tjumen

В.И. Петров Волгоград V.I. Petrov Volgograd

Г.Г. Пискунов Москва G.G. Piskunov Moscow

В.В. Покровский Москва V.V. Pokrovskiy Moscow

Д.А. Попов Москва D.A. Popov Moscow

А.П. Ребров Саратов A.P. Rebrov Saratov

В.А. Руднов Екатеринбург V.A. Rudnov Ekaterinburg

А.М. Савичева С.-Петербург A.M. Savicheva St.-Petersburg

С.В. Сидоренко С.-Петербург S.V. Sidorenko St.-Petersburg

Д.А. Сычев Москва D.A. Sychev Moscow

Н.Н. Хачатрян Москва N.N. Khachatryan Moscow

И.В. Шлык Санкт-Петербург I.V. Shlyk St.-Petersburg

М.В. Эйдельштейн Смоленск M.V. Edelstein Smolensk

Международный редакционный совет International Advisory Board

К. Набер Штраубинг, Германия K. Naber Straubing, Germany

A. Родлоф Лейпциг, Германия A. Rodloff Leipzig, Germany

Д. Ло Фо Bонг Копенгаген, Дания D. Lo Fo Wong Copenhagen, Denmark

Д. Ливермор Лондон, Великобритания D. Livermore London, UK

Д. МакИнтош Лондон, Великобритания D. Mcintosh London, UK

Ж. Жанель Виннипег, Канада G. Zhanel Winnipeg, Canada

Е. Иделевич Мюнстер, Германия E. Idelevich Munster, Germany

К. Экманн Гановер, Германия C. Eckmann Hannover, Germany

М. Бассетти Удине, Италия M. Bassetti Udine, Italy

Т. Мацумото Китакуши, Япония T. Matsumoto Kitakyushu, Japan

Х. Гарау Барселона, Испания J. Garau Barcelona, Spain

Э. Каплан Миннеаполис, США E. Kaplan Minneapolis, USA

Информационно-техническое сопровождение Editorial Management

С.Б. Якушин, научный редактор Cмоленск S.B. Yakushin, manuscript editor Smolensk

А.Г. Коробова, научный редактор Москва A.G. Korobova, manuscript editor Moscow

А.А. Шашкевич, дизайнер Cмоленск A.A. Shashkevich, designer Smolensk

Н.С. Малышева, технический редактор Cмоленск N.S. Malysheva, technical assistant Smolensk

А.А. Авраменко, редактор сайта Cмоленск A.A. Avramenko, web production specialist Smolensk

И.В. Трушин, разработчик сайта Cмоленск I.V. Trushin, web developer Smolensk

А.Г. Виноградова, информационный Cмоленск A.G. Vinogradova, information Smolensk

менеджер manager

КЛИНИЧЕСКАЯ МИКРОБИОЛОГИЯ И АНТИМИКРОБНАЯ ХИМИОТЕРАПИЯ

Том 25 №4 120231

RM'A'X

https://cmac-joumal.ru

КЛИНИЧЕСКАЯ МИКРОБИОЛОГИЯ И АНТИМИКРОБНАЯ ХИМИОТЕРАПИЯ

Том 25 №4

2023

DOI: 10.36488/cmac.2023.4.332-349

Обзорная статья

Mycoplasma pneumoniae - современные данные о строении, молекулярной биологии и эпидемиологии возбудителя

Эйдельштейн И.А.

НИИ антимикробной химиотерапии ФГБОУ ВО СГМУ Минздрава России, Смоленск, Россия

Контактный адрес:

Инна Александровна Эйдельштейн

Эл. почта: [email protected]

Ключевые слова: Mycoplasma pneumoniae, геном, эпидемиология, пневмония, резистентность к макролидам.

Конфликт интересов: автор заявляет об отсутствии конфликтов интересов.

Mycoplasma pneumoniae - распространенный возбудитель внебольничных респираторных инфекций у детей и взрослых. За последнее время накопилось много новых данных об этом патогене, его молекулярной биологии, цитоадгезии и эпидемиологии. В данном обзоре подробно описаны особенности микроорганизма и патогенеза вызываемых заболеваний, клинические проявления, приведены данные по эпидемиологии заболеваемости респираторным микоплазмозом и внебольничной пневмонией, вызванной этим микроорганизмом в мире, обсуждаются вопросы бессимптомного но-сительства, рассмотрены проблемы лабораторной диагностики, антибактериальной терапии и ан-тибиотикорезистентности возбудителя.

Review

Mycoplasma pneumoniae - modern data on the structure, molecular biology and epidemiology of the pathogen

Edelstein I.A.

Institute of Antimicrobial Chemotherapy, Smolensk, Russia

Mycoplasma pneumoniae is a common etiologic agent of respiratory tract infections and community-acquired pneumonia (CAP) in children and adults. Recently, much new data on this pathogen, its molecular biology, cytoadherence and epidemiology have been accumulated. This review describes in detail the features of the microorganism and the pathogenesis of the diseases caused, clinical manifestations, provides data on the epidemiology of the incidence of respiratory mycoplasmosis and CAP caused by this microorganism in the world, discusses the issues of asymptomatic carriage, considers the problems of laboratory diagnosis, antibiotic therapy and antibiotic resistance of the pathogen.

Contacts:

Inna A. Edelstein

E-mail: [email protected]

Key words: Mycoplasma pneumoniae, genome, epidemiology, pneumonia, macrolide resistance.

Conflicts of interest: author reports no conflicts of interest relevant to this article.

Биологические характеристики Mycoplasma pneumoniae

Микоплазмы - самые мелкие (как по размеру клеток, так и по размеру генома) самовоспроизводящиеся способные к бесклеточному существованию организмы. Среди более 200 описанных видов микоплазм патогенными для человека являются лишь несколько. Самый известный и наиболее изученный из них - Mycoplasmoides pneumoniae (ранее Mycoplasma pneumoniae).

Впервые микроорганизм, известный сегодня как M. pneumoniae, был выделен из мокроты пациента с атипичной пневмонией в 1944 г. Патоген, названный «Eaton agent», вызывал респираторные инфекции у людей, имел малый размер, свободно проходил через бакте-

риальные фильтры, не рос на стандартных питательных средах и из-за сходных свойств был отнесен к вирусам. Только в 1960-х гг. были получены доказательства бактериальной природы микроорганизма после того, как удалось выделить его на бесклеточной среде [1].

В соответствие с новой классификацией, основанной на данных полногеномного секвенирования, M. pneumoniae относится к роду Mycoplasmoides, семейству Mycoplasmoidaceae, порядку Mycoplasmoidales, классу Mollicutes [2, 3]. Микроорганизм состоит из прокарио-тического нуклеоида, диффузно распределенного в виде нитей ДНК и РНК; рибосом и трехслойной цитоплазма-

Эйдельштейн И.А.

тической мембраны, толщина которой составляет 1 0 нм [4]. Мембрана состоит из двух слоев - электронно-плотного и электронно-прозрачного, что обуславливает специфику таких морфологических и физиологических свойств микроорганизма как полиморфизм, пластичность, осмотическая неустойчивость к воздействию детергентов. Клетки М. pneumoniae имеют удлиненную форму с выступом на конце - органеллой прикрепления (указано стрелкой) (Рисунок 1).

Воспроизведение микроорганизма происходит путем бинарного деления, в процессе которого органелла прикрепления во время репликации и перед отделением нуклеоидов мигрирует на противоположный полюс клетки (Рисунок 2). Электронная микроскопия и анализ генома подтверждают отсутствие у М. pneumoniae фла-гелл и пилей [5].

Клетки M. pneumoniae имеют длину 0,3-1 мкм и ширину 0,1-0,2 мкм, подвижны и обладают полярностью. Почти 90% популяции клеток M. pneumoniae в культуре составляют одиночные грушевидные по форме клетки, а на долю 10% приходятся ветвящиеся полину-клеотидные тяжи. Объем всей клетки составляет примерно 5% от объема клетки Bacillus subtilis [6]. Колонии M. pneumoniae редко превышают 2 мм в диаметре, поэтому для визуализации их морфологических признаков необходимо исследование под стереомикроскопом. При фазово-контрастной микроскопии хорошо видна гетерогенность популяции не только по величине, но и по оптической плотности отдельных клеток. Циркулярный геном M. pneumoniae состоит из 816 394 пар оснований (bp), что составляется всего 1/6 генома Escherichia coli [7, 8]. ДНК представлена кольцевой двуспиральной структурой, а для генома микоплазм характерно низкое содержание гуанина и цитозина (Г+Ц) в ДНК, не более 38-40%.

Наряду с другими микоплазмами, M. pneumoniae обладает очень ограниченной метаболической и биосинтетической активностью. Микроорганизм абсорбирует предшественники нуклеиновых кислот и не синтезирует пурины и пиримидины de novo [9]. Ферментация глюкозы до молочной кислоты и уксусной кислоты в процессе фос-форилирования на уровне субстрата, опосредованного фосфоглицериновой киназой, пируваткиназой и аце-тат-киназной активностью, обеспечивает микоплазмам накопление энергетических запасов; глицерин и некоторые другие углеводы также могут быть метаболизиро-ваны для получения АТФ. M. pneumoniae осуществляет все реакции гликолиза, но цикл трикарбоновой кислоты и полная цепь переноса электронов, содержащая ци-тохромы, отсутствуют [10]. M. pneumoniae способна к редукции тетразола, это свойство исторически использовалось в диагностике для дифференциации данного микроорганизма от комменсальных орофарингеальных микоплазм [11].

Малый размер генома, отсутствие клеточной стенки и ограниченные биосинтетические возможности обуславливают некоторые биологические особенности M. pneumoniae: полиморфизм клеток, осмотическую хрупкость, зависимость от клеток организма-хозяина,

Эйдельштейн И.А.

Рисунок 1. Электронная микроскопия М. pneumoniae на поверхности чашек [49]

Рисунок 2. Схема деления клеток M. pneumoniae

потребность в стеролах при культивировании микроорганизма in vitro, способность как к внутриклеточной, так и к внеклеточной персистенции [12]. Микоплазмы неустойчивы во внешней среде, чувствительны к низким температурам, склонны к высыханию, разрушаются под действием ультрафиолета и многих дезинфицирующих растворов. Необходимые метаболиты, в том числе стеролы, микроорганизмы получают непосредственно из клеточных мембран организма-хозяина без затраты энергетических ресурсов, внедряясь или сливаясь с ними, поэтому M. pneumoniae называют мембранным паразитом. В отсутствие жесткой клеточной стенки стеролы являются необходимыми компонентами трехслойной клеточной мембраны, обеспечивающей структурную поддержку этих хрупких микроорганизмов.

Еще одним структурным компонентом, необходимым для внеклеточной выживаемости микоплазм, является белковый каркас, формирующий цитоскелет. К возможным функциям цитоскелета, помимо поддержания формы клетки, относят обеспечение полярности, связанной с

прикреплением к субстрату и подвижностью, а также цитокинез, включая образование борозды деления и сегрегацию хромосом.

Вирулентность и механизмы патогенности

Спектр респираторных заболеваний, вызываемых M. pneumoniae, связан со способностью патогена к тесному взаимодействию с эпителиальной тканью дыхательных путей. Механическое прикрепление является предпосылкой для повреждения эпителия, что приводит к прекращению движения ресничек мерцательного эпителия и подавлению мукоцилиарного транспорта, апоптозу, локализованному повреждению респираторного эпителия и гиперактивации иммунного ответа [13]. Нарушение функций ресничек сохраняется до года.

Процесс прикрепления и инвазии представлен на Рисунках 3 и 4.

При инвазии клетки микроорганизма персистируют в цитоплазме клеток хозяина и/или находятся в ассоциации с клеточным ядром. Внутриклеточная локализация способствует уходу от иммунного ответа хозя-

Место

М. pneumoniae Реснички прикрепления

Мерцательный 0,5 m

эпителий

Рисунок 3. Процесс прикрепления и инвазии М. pneumoniae в эпителиальные ткани хозяина [162]

респираторный тракт

прямое прикрепление I I активированный И проникновение •i воспаление pli

кровеносный сосуд I 1 Ф 1

прикрепление М. pneumonia« к эритроцитам или антитела и клетки мосительстао антигеигредстапляющими клетками специфичные для М. рлеитолюе

Рисунок 4. Основные этапы инвазии M. pneumoniae в клетки дыхательного эпителия

Р1

комплекс

адгезии чашеобразный

HMW3 комплекс фибриллы

HMW2 I

Р65 HMW1

Рисунок 5. Строение электронно-плотного ядра органеллы прикрепления M. pneumoniae

ина и соответственно хроническому течению инфекции. Цитоскелетные перестройки, инвазия и рецепторы, связанные с проникновением микоплазм в клетки хозяина in vitro хорошо описаны в работах Rottem S., однако факторы, регулирующие молекулярно-генетические механизмы взаимодействия микоплазм с клетками человека, пока не ясны [14]. Прикрепление к поверхности клеток хозяина является важным этапом для выживания микроорганизма и патогенеза, а белки цитоадгезии считаются основными факторами вирулентности микоплазм. В ци-тоадгезии M. pneumoniae к клеткам организма-хозяина ключевая роль принадлежит поляризованной органелле прикрепления, схематическое строение которой представлено на Рисунке 5 [15, 16].

Органелла прикрепления представляет собой клеточный выступ длиной около 290 нм c характерным изгибом, содержащий цитоплазму, в которой находится сложное белковое нерастворимое в детергентах электронно-плотное ядро [17, 18]. Мембрана органеллы обогащена трансмембранным адгезином Р1 и связывающими белками В (Р90) и С (З40) [19, 20]. Ядро ор-ганеллы состоит из двух разнородных параллельных стержней (толстого, содержащего белок HMW2, и тонкого, содержащего HMW1) с многочисленными поперечными бороздами. Концевой участок органеллы прикрепления соединен с толстым стержнем через терминальную структуру, содержащую белки P65 и HMW3 [21]. В основе структуры органеллы находится чашеобразный комплекс, который содержит белки P200, TopJ, P24, P28, P41 (HMW2-S) и взаимодействует с клеточной мембраной [21, 22]. Исследования показывают, что входящие в комплекс белки P41 и P24, необходимы для нормального взаимодействия между органеллой прикрепления и телом клетки. При отсутствии P41 ор-ганелла прикрепления во время скольжения отделяется от тела клетки, при этом белки P41 и P24 имеют решающее значение для правильного выбора времени и местоположения сборки органеллы прикрепления во время роста и развития клеток [23, 24].

После прикрепления к основанию ресничек эпителиальной клетки микоплазмы способны активно перемещаться по поверхности клетки-хозяина [16]. Этот феномен был назван скользящей подвижностью. Исследования лабораторного штамма, у которого в ор-ганелле прикрепления отсутствует адгезин P200, показали, что несмотря на то, что этот штамм имеет

Эйдельштейн И.А.

нормальную морфологию органеллы прикрепления и характеристики адгезии, он является авирулентным [25]. Поскольку единственной наблюдаемой потерей функции в клетках этого патогена является трехкратное уменьшение скорости скольжения, можно предположить, что оптимальная скользящая подвижность необходима для эффективного взаимодействия с клетками респираторного эпителия человека и их колонизации.

Молекулярный механизм, лежащий в основе скользящей подвижности у M. pneumoniae, остается неясным. В литературе описано несколько различных моделей, в которых в качестве основного источника двигательной активности предлагается электронно-плотное ядро ор-ганеллы, вращение, или вибрация [17, 26]. Хотя у других видов микоплазм не было обнаружено корреляции между морфологией органеллы прикрепления и свойствами подвижности, возможно, у данного микроорганизма некоторые элементы ядра органеллы участвуют в процессе скольжения [27]. Другие исследователи рассматривают участие в подвижности белков адгезии P1 и P30 [23, 28]. Кроме того, было идентифицировано большое количество генов, потери которых влияют на морфологию колоний M. pneumoniae и скользящую подвижность [7].

Колонизируя слизистую оболочку респираторного тракта, микоплазмы продуцируют супероксидные анионы и перекись водорода, которые вызывают повреждения плазматической мембраны клетки-хозяина. В опытах с Mycoplasma mycoides была выявлена корреляция между патогенностью и образованием пероксида в качестве побочного продукта метаболизма глицерина под действием L-a-глицерофосфат оксидазы [29, 30]. Поскольку специфический участок гена M. pneumoniae кодирует тот же фермент, а метаболизм глицерина приводит к получению перекиси, предполагается, что похожий метаболический путь определяет патогенность возбудителя [31]. HPr киназа (HprK) является центральной в определении углеродных метаболитов и регуляции метаболизма углерода [32]. Для клеток микроорганизма глицерин необходим в процессе активации этого фермента. В отличие от аналога у B. subtilis его активность при низких концентрациях АТФ указывает на то, что M. pneumoniae использует бифункциональный белок серин-треониновую киназу-фосфорилазу [33]. Однако конечные цели этого пути, которые в других организмах включают фактор транскрипции, отсутствующий у M. pneumoniae, остаются неясными. При взаимодействии этого патогена с клеткой организма-хозяина происходит активация путей утилизации глицерина и синтеза ацетата из пирувата. Это приводит к образованию перекиси водорода, что обуславливает вирулентность микроорганизма.

Супероксидный анион, продуцируемый M. pneumoniae, подавляет активность каталазы, снижая ферментативный распад внутриклеточных пероксидов, и делает клетку-хозяина более восприимчивой к окислительному повреждению [34]. Гемадсорбация и гемолиз эритроцитов у морской свинки, вызываемые этим микроорга-

Эйдельштейн И.А.

низмом, также опосредованы пероксидами. Это свойство было положено в основу диагностического теста, позволяющего отличить M. pneumoniae от других ком-менсальных микоплазм, которые обычно встречаются в дыхательных путях человека, но подобным образом не адсорбируются. Поглощение микроорганизмом лакто-ферина в клетках организма-хозяина - еще один возможный механизм формирования локального повреждения путем образования реактивных гидроксильных радикалов в результате попадания комплексов железа в микроокружение, которое становится локально кислотным, и также индуцирует образование пероксида водорода (H2O2) и супероксид-анионов [35]. В дополнение к прямому окислительному повреждению H2O2 может активировать тирозинкиназа-зависимые сигнальные пути, приводящие к аберрантной активации иммунной системы.

В пневмоцитах II типа, инфицированных M. pneu-moniae, наблюдается увеличение концентрации интер-лейкина-8 (IL-8), фактора некроза опухоли (TNF-a) и продукции интерлейкина-1 (бета) мРНК [36], что подтверждает предположение о том, что в результате цито-адгезии микроорганизма к эпителиальным клеткам дыхательных путей человека происходит увеличение числа лимфоцитов и других воспалительных клеток, а также образование цитокинов, которые впоследствии индуцируют образование воспалительных инфильтратов. В клетках, колонизированных M. pneumoniae, в результате местного повреждения может развиться ряд цито-патических эффектов: клетки эпителия могут потерять реснички; внутри цитоплазмы под действием вакуоли-зирующего цитокина возможно образование вакуолей; могут наблюдаться глубокие изменения клеточного метаболизма - снижение потребления кислорода; замедление углеродного обмена и поглощение аминокислот, что в конечном итоге приводит к оголению и повреждению эпителия [37]. Некоторые клинические проявления микоплазменной инфекции, например, стойкий, непрекращающийся кашель, являются следствием описанных выше субклеточных процессов [38].

До недавнего времени считалось, что M. pneumoniae не продуцирует экзотоксины, однако обнаружение специфического CARDS токсина (Community-Acquired Respiratory Distress Syndrome Toxin) изменило взгляды исследователей. Было обнаружено, что первоначально идентифицированный как поверхностно-активный белок A (SP-A), CARDS-токсин некоторой частью своей длины схожий с субъединицей S1 коклюшного токсина, обладает AДФ-рибозилтрансферазной активностью [39]. Его общая структура, выявленная с помощью рентгеновской кристаллографии, уникальна по сравнению с другими AДФ-рибозилирующими бактериальными токсинам [40]. Подобные белки кодируются в геномах лишь некоторых других микоплазм, делая CARDS-токсин микоплаз-менно-специфической молекулой. Экспериментально было доказано, что CARDS-токсин усиливает вирулентность M. pneumoniae. При взаимодействии этого патогена с клетками организма-хозяина индуцируется транс-

крипция гена (MPN372), кодирующего CARDS-токсин, и повышаются уровни этого белка, поддерживая его роль во взаимодействии с клеткой хозяина. Искусственное введение в организм экспериментальных животных очищенного рекомбинантного CARDS-токсина воспроизводит существенные особенности клинической картины респираторного микоплазмоза, включая увеличение производства цитокинов, эозинофилию и гиперреактивность дыхательных путей, очень напоминающих клиническую картину астмы [41, 42]. Подобно тому, как это происходит в клетках культуры тканей, обработанных CARDS-токсином, в инфицированных участка дыхательных путей животных обнаруживается повреждение реснитчатого эпителия [39, 41]. Положительная корреляция между продукцией CARDS-токсина и тяжестью заболевания M. pneumoniae свидетельствует о значимости этого токсина как детерминанты заболевания [43]. Кроме того, у пациентов с положительным тестом на ДНК M. pneumoniae может наблюдаться положительная реакция на антитела к CARDS-токсину, что подтверждает его роль в патогенезе данного заболевания человека [39]. Рекомбинантный CARDS-токсин также стимулирует образование Rab9-ассоциированных вакуолей в клетках культуры ткани (вызывает вакуолизацию или патологическое изменение клеток бронхиального эпителия) [44].

Неизвестно, все ли клетки-хозяина являются субстратами CARDS-токсина, среди возможных значимых клеточных мишеней называют нуклеотид-связывающий домен, лецитин-богатые повторы и белок 3 (NLRP3). Он является своеобразным цитоплазматическим маркером для разнообразных патоген-ассоциированных молекулярных фрагментов молекул (PAMPs) и молекулярных фрагментов, ассоциированных с повреждениями (DAMPs), которые запускают сборку наиболее известных из четырех субъединиц инфламмасомы, белкового комплекса, индуцирующего воспаление посредством активации и секреции интерлейкина-1 [45, 46]. Воздействует ли АДФ-рибозилирование белка NLRP3 CARDS-токсинами на его активность в настоящее время неизвестно, предположительно M. pneumoniae может иметь возможность подавлять иммунный ответ воспалительного типа (host innate inflammatory responses) модифицируя этот белок. Для достижения своих субстратов CARDS-токсин транспортируется из клетки M. pneumoniae во внутреннюю часть клетки-хозяина в процессе рецепторно-опосредо-ванного эндоцитоза. CARDS-токсин не имеет традиционных сигналов экспорта, но до 10% этого токсина локализовано на поверхности клеток M. pneumoniae [47]. Рецепторы для CARDS-токсина, по-видимому, представляют собой не только поверхностно-активный белок A, но и аннексин A2, и этот белок в свою очередь обладает активностью связывающей фосфатидилхолин и сфинго-миелин, предположительно способствующей взаимодействию с наружной мембраной клетки-хозяина [48].

Увеличение производства аннексина А2 в клетках тканевой культуры также увеличивает связывание и токсичность CARDS-токсинов, подчеркивая важность

этого рецептора [48]. Клетки микроорганизма задействуют свой уникальный С-терминальный домен, чтобы проникать в клетки организма-хозяина через механизм, который называется рецепторно-опосредованный эндоцитоз.

В последнее время всё чаще обсуждается роль образования бактериальных биоплёнок и капсульных структур в патогенезе и персистенции микоплазменных инфекций [49]. Считается, что в составе биоплёнок патогенные клетки сохраняются на протяжении длительного времени и могут являться причиной формирования очагов хронической инфекции, а также влиять на устойчивость патогена к иммунной защите организма-хозяина и антимикробным препаратам. Свойства капсул, описанных у M. pneumoniae, остаются недостаточно изученными, однако исследователи предполагают, что эти структуры способствуют адгезии бактериального патогена к клеткам-хозяевам и могут оказывать на них токсическое действие [50].

Эпидемиология и распространенность

M. pneumoniae вызывает заболевания верхних и нижних дыхательных путей, включая внебольничную пневмонию (ВП), фарингит, трахеит, трахеобронхит [51-53]. Пневмонии микоплазменной этиологии составляют около 4-8% от общего числа ВП, во время эпидемических подъемов это значение может увеличиваться до 20-40%, а в закрытых коллективах до 70% [54, 55]. Кроме того, некоторые внелегочные проявления и постинфекционные осложнения могут быть также ассоциированы с M. pneumoniae [6, 49, 56] .

Возбудитель передается воздушно-капельным путем при контакте с больными с манифестной или бессимптомной формой заболевания. Инкубационный период может составлять от 7 до 14 суток (в отдельных случаях до 23 дней), период контагиозности - от 5 дней до нескольких недель в зависимости от формы заболевания. Из-за особенностей строения и жизнедеятельности патогена для распространения заболевания необходим продолжительный тесный контакт, поэтому для микоплазменных инфекций характерны внутрисемейные случаи заболеваний, а также вспышки в организованных коллективах закрытого и полузакрытого типа, таких как школы, больницы, военные части, религиозные общины и учреждения для людей с ограниченными умственными возможностями [13, 24, 57-64, 65, 66]. Некоторые исследования показали, что M. pneumoniae является основной причиной бактериальной пневмонии среди госпитализированных и не госпитализированных военнослужащих [24, 67].

Как правило, наибольшая заболеваемость микоплаз-менными инфекциями отмечается у детей. У данной возрастной группы этот патоген вызывает до 40% случаев внебольничных пневмоний и является причиной госпитализации в 18% случаев [13, 68-72]. Согласно данным ряда исследований, полученным с использованием серологических, культуральных и молекулярных

Эйдельштейн И.А.

методов (ПЦР), пневмонии микоплазменной этиологии редко регистрируются у пациентов в возрасте до 5 лет и наиболее распространены среди школьников в возрасте до 15 лет с последующим спадом заболеваемости у взрослой популяции пациентов [68, 73]. Тем не менее, инфицирование и развитие пневмонии возможно, как у взрослых, так и у детей в возрасте до 5 лет [74]. В совокупности эти исследования доказывают, что M. pneumoniae следует рассматривать как возможный этиологический агент ВП у лиц всех возрастов (с различной тяжестью заболевания).

Распространение и развитие микоплазменной инфекции носит эпидемический характер. Вспышки, которые могут охватывать широкие географические регионы, имеют тенденцию возникать каждые 3-7 лет и продолжаются в течение 1-3 лет. Предположительно, продолжительность эпидемических вспышек связана с длительным инкубационным периодом, малой контаги-озностью, относительно низкой скоростью передачи и способностью к длительной персистенции в респираторном тракте организма-хозяина [58]. Согласно результатам ряда исследований, значительную роль в эпидемиологии заболеваний может играть изменение первичной структуры адгезина P1 [75]. Многолетние наблюдения показывают, что два наиболее часто выделяемых из клинических образцов подтипа M. pneumoniae имеют различия в последовательности повторяющихся элементов RepMP2/3 и RepMP4 в гене белка P1. Предполагается, что циклические эпидемии, имеющие тенденцию возникать каждые 3-5 лет, могут быть связаны с переходом от одного подтипа P1 к другому. Поскольку эти два основных подтипа являются иммунологически различными, доминирование одного из них может вызывать временный коллективный иммунитет, который защищает от инфицирования возбудителем этого варианта, позволяя второму проявиться [76]. Действительно, было зарегистрировано чередование преобладания штаммов подтипа 1 и подтипа 2 в популяции [77, 78]. Однако в литературе также представлены данные об одновременной циркуляции обоих вариантов [54, 79-82].

Несмотря на различные климатические условия и ландшафтные особенности, вспышки инфекций регистрируются в разных географических регионах. Эпидемические вспышки регистрировались в 19621964 гг., 1971-1973 гг., 2004-2006 гг., 2010-2011 гг. в Дании [83]; в 1991-1992 гг., 1995 г., 1998-1999 гг., 2002-2003 гг., 2006-2007 гг., 2010-2011 гг. в Англии и Уэльсе; в 2005 г., 2010-2011 гг. в Финляндии; в 20102011 гг. в Швеции [51, 84, 85]; в 2011 г. в Норвегии, Нидерландах и Японии; в 2010-2012 гг., 2012-2013 гг. в Китае [86-88]; в 2003 г., 2006-2007 гг., 2011 г. в Корее; в 2010-2012 гг. в Израиле [89-91]; в 20052006 гг. в Чили [80]. В России распространение инфекции, вызванной M. pneumoniae, также носит характер эпидемических вспышек, а максимальный подъем заболеваемости приходится, как правило, на осенний и зимний периоды. Вспышки респираторного микоплазмоза были зафиксированы в Хабаровском крае (г. Хабаровск,

Эйдельштейн И.А.

п. Ванино) в августе 2004 г. - феврале 2005 г. и в октябре-ноябре 2016 г., в г. Москве - в сентябре-октябре 2012 г., в Смоленской области (п. Озерный) в феврале-марте 2013 г. [92].

Недавние исследования показали, что частота бессимптомного носительства микоплазм у здоровых лиц колеблется в большом диапазоне. Группа исследователей из Нидерландов с помощью ПЦР в реальном времени обнаружила ДНК M. pneumoniae у 21% здоровых детей и у 16% детей с симптомами острой респираторной инфекции [93]. Результаты серологических исследований на IgM, IgG, и IgA и данные, полученные с использованием культурального метода также не показали существенных различий между группой с бессимптомным инфицированием и группой с наличием клинических симптомов заболевания (возраст участников составил от 3 месяцев до 16 лет). Кроме того, ученые обнаружили, что микроорганизмы могут сохраняться в окологлоточном кольце до 4 месяцев после перенесенного заболевания, а процент бессимптомного носи-тельства варьируется в зависимости от сезона и года отбора проб. В исследовании, проведенном в США, сообщалось, что у 56% здоровых детей в составе ми-кробиоты слизистых оболочек верхних дыхательных путей присутствовала M. pneumoniae, а при исследовании вспышки показатели носительства составляли от 6,7% до 13% [94]. Однако в других исследованиях также сообщалось о низкой доле носительства у здоровых людей [95].

Клинические проявления инфекций, вызванных M. pneumoniae

Клиническая картина микоплазменной инфекции разнообразна. Наиболее распространенным проявлением является трахеобронхит, сопровождающийся сухим или продуктивным кашлем [96]. У некоторых пациентов могут наблюдаться неспецифические симптомы, сходные с проявлениями инфекций верхних дыхательных путей: головная боль, боль в горле, насморк, средний отит. У пациентов, жалующихся на боль в горле, в большинстве случаев не наблюдается лимфоаденопатии и экссудата. Аускультация грудной клетки может выявить влажные и сухие хрипы, если заболевание ограничено трахео-бронхитом, и инспираторные влажные хрипы и притупление перкуторного звука, если развилась пневмония. Динамика течения этого процесса и его клинические особенности были изучены не только в условиях естественного инфицирования, но и на добровольцах, интрана-зально инфицированных аттенуированными штаммами M. pneumoniae либо смывами из носоглотки больных в 60-70-е гг. XX в. Поскольку инфекции нижних дыхательных путей со сходными симптомами могут быть вызваны различными бактериями или вирусами, постановка диагноза дополнительно должна сопровождаться проведением лабораторных исследований. Респираторные инфекции, вызванные M. pneumoniae, в некоторых случаях могут приводить к тяжелым осложнениям, среди кото-

рых можно отметить абсцессы лёгких, облитерирующие бронхиолиты с последующей пневмонией, клеточный бронхиолит, бронхоэктазы, плевральный выпот с эмпиемой, хронический интерстициальный фиброз и респираторный дистресс-синдром у взрослых [56].

Случаи тяжелого течения микоплазменной пневмонии с летальным исходом были описаны, но на сегодняшний день остаются крайне редкими [97, 98]. Смертельные случаи были зарегистрированы как среди здоровых молодых людей, так и среди пожилых людей с сопутствующими заболеваниями. В описанных эпизодах смерть ассоциирована с диффузной пневмонией, респираторным дистресс-синдромом, сосудистым тромбозом и диссеминированным внутрисосудистым свертыванием, часто с полиорганной недостаточностью. В некоторых случаях смерть произошла от внелегочных осложнений, таких как синдром Стивенса-Джонсона, без заметных респираторных проявлений [56, 97, 99, 100].

У пациентов с легко протекающими инфекциями результаты общего и биохимического анализа крови не выявляют существенных патологических изменений, может наблюдаться незначительное повышение С-реактивного белка. У пациентов с более тяжелыми формами болезни, в частности первичной атипичной пневмонией, значения воспалительных маркеров (С-реактивный белок и скорость оседания эритроцитов) могут быть значительно повышены, у 50% пациентов наблюдается повышение уровня холодовых агглютининов [101].

На сегодняшний день имеется много сообщений о легком, почти бессимптомном течении инфекции, в ряде случаев диагностируемой только рентгенологически. Чаще всего микоплазменная пневмония протекает как очаговая пневмония. Рентгенологические признаки атипичной пневмонии микоплазменной этиологии не отличаются от признаков вирусных инфекций нижних дыхательных путей и представляют собой картину по типу «матового стекла». Более выраженные рентгенологические изменения обычно встречаются в нижних долях лёгких. Односторонние плевральные выпоты более распространены у детей. В некоторых исследованиях сообщается, что у пациентов с микоплазменной инфекцией, сопровождающейся длительным кашлем (более одной недели) на компьютерной томографии грудной клетки выявляются утолщение бронхиальной стенки, увеличение внутригрудных лимфатических узлов, лимфоадено-патия, диффузная сетчатая или линейная инфильтрация [102]. При микоплазмозе вентиляционная функция лёгких снижается, уменьшается энергетический резерв дыхательных мышц, объем лёгких и бронхиальная проходимость, а также значительно замедляется процесс очищения дыхательных путей от слизи и сопутствующей микробиоты. Снижение функций дыхательной системы и цилиарной активности мерцательного эпителия способствует инвазивности возбудителя, возможности экзогенной реинфекции и проникновению в ткань лёгкого других патогенных микроорганизмов. Таким образом, воздействие микоплазменной инфекции на функции респираторных путей может способствовать развитию

смешанной инфекции, микоплазменно-вирусной или ми-коплазменно-бактериальной, которую характеризует как правило тяжелое течение с осложнениями.

Стоит отметить, что M. pneumoniae иногда может спровоцировать широкий спектр внелегочных патологий [49]. В первую очередь речь идет о поражении центральной нервной системы (ЦНС) [103]. Чаще всего у таких пациентов регистрируется энцефалит, менингоэн-цефалит, полирадикулоневрит и асептический менингит [104-107]. Часто манифестная респираторная инфекция предшествует симптомам поражения ЦНС. Согласно исследованию Tsiodras S. и соавт. средний интервал между появлением респираторных и неврологических симптомов составил 9,6 дней (диапазон 2-14 дней) [108]. Так, 1-10% случаев серологически подтвержденные микоплазменные инфекции у пациентов, требующих госпитализации, ассоциированы с неврологическими проявлениями [109]. Общая частота случаев составляет < 0,1%. Предполагается, что осложнения могут возникнуть в результате прямого воздействия нейротоксина, вырабатываемого патогеном [104]. Дерматологические проявления, включающие крапивницу, анафилактическую пурпуру, мультиформную экссудативную эритему и синдром Стивенса-Джонсона, также являются одними из наиболее распространенных и тяжелых внелегочных осложнений и могут встречаться у 25% пациентов с инфекциями, вызванными M. pneumoniae [109-111].

Среди других неспецифических проявлений называют септический артрит, острый рабдомиолиз, конъюнктивит, ирит, увеит, гемолитическую анемию, почечную дисфункцию, а также нарушения со стороны желудочно-кишечного тракта [112-115]. Многие исследователи сообщают о роли M. pneumoniae в развитии кардиологических осложнений. В последние годы активно обсуждается участие этого патогена в патогенезе астмы [116-120].

Лабораторная диагностика

Методы идентификации M. pneumoniae включают культивирование, серологический анализ и методы амплификации нуклеиновых кислот. Сравнительная характеристика их относительных преимуществ и недостатков приведена в Таблице 1.

Биологические свойства патогена, его ограниченный метаболический и биосинтетический потенциал делают культивирование трудоемким и дорогостоящим для рутинной практики методом. Этот диагностический подход редко используется при подборе терапии мико-плазменных инфекций в условиях экстренной помощи, однако эффективно применяется в клинических исследованиях новых противомикробных препаратов с целью получения штаммов с заданными свойствами, для которых необходимо проводить исследование чувствительности in vitro.

Для идентификации до вида микоплазм, выделенных из клинических образцов в бульоне и/или на агаре, необходимо использовать дополнительные подтверждаю-

Эйдельштейн И.А.

Таблица 1. Сравнительная характеристика методов идентификации M. pneumoniae

Молекулярные методы Культуральные методы Серологические методы

Требования к взятию и хранению клинических образцов Возможно исследование любого клинического материала, собранного надлежащим образом, образцы, подходящие для культивирования, могут быть протестированы дополнительно молекулярными методами; возможно тестирование нежизнеспособных организмов; образцы можно замораживать в соответствующей транспортной среде до обработки; зафиксированная в формалине ткань может быть использована для анализа методом ПЦР Клинический материал, содержащий достаточно большое количество клеток, необходимо забирать в специальные транспортные среды и хранить в условиях, обеспечивающих сохранение жизнеспособности и инфекционных свойств возбудителя Не требуется особых условий обработки, достаточно хранения сыворотки в надлежащем холодовом режиме

Оборудование и оснащение Лаборатории должны быть оснащены всем необходимым оборудованием для выделения нуклеиновых кислот и проведения ПЦР, анализ и интерпретация результатов требует хорошо обученного квалифицированного персонала Не требуется специальное оборудование, кроме общелабораторного. Для идентификации возбудителя до вида требует дополнительных молекулярных методов (ПЦР) Не требуется специфического оборудования, для некоторых тест-систем дополнительно необходимы спектрофотометры или флуоресцентный микроскоп

Относительная стоимость Стоимость реагентов зависит от типа анализа; затраты на выполнение анализа и время могут быть существенно сокращены при одновременной обработке партии образцов и параллельного выявления других микроорганизмов в мультиплексном варианте Расходы для приготовления многокомпонентных питательных сред для микоплазм больше, в сравнении с культивированием других бактерий Стоимость тест-систем зависит от формата детекции и типа используемого набора агентов

Время ПЦР в режиме реального времени позволяет получить результаты исследования в течение одного рабочего дня Положительные образцы могут быть выявлены в течение 5 дней, для подтверждения отрицательных результатов необходимо инкубировать материал до 6 недель Непосредственное время ручных манипуляций может быть сравнительно небольшим и занимать несколько минут для некоторых автоматизированных тестов, однако для постановки диагноза необходимы парные сыворотки, собранные с интервалом не менее 14 дней

Чувствительность Большинство тест-систем имеет чувствительность в диапазоне от 100-500 КОЕ/мл Может обнаруживать 100-1000 жизнеспособных организмов при соблюдении оптимальных условий культивирования Серологические методы основаны на выявлении циркулирующих в периферической крови антител разных классов - 1дА, 1дМ, 1дО, т.е. являются непрямыми

Специфичность ПЦР-тесты, характеризующиеся правильным выбором мишени, адаптированными протоколами амплификации и типом детекции, обладают высокой специфичностью Специфичность метода может достигать 100% для положительных образцов, но требует применения дополнительных тестов (ПЦР) для подтверждения видовой принадлежности микроорганизма Специфичность зависит от типа анализа; реакция связывания комплимента является неспецифическим методом и обладает перекрестной реактивностью; метод ИФА также может приводить к ложноположи-тельным результатам, если для исследования используется однократный забор крови (для пациентов с изначально высоким уровнем антител)

щие молекулярные методы, например, такие как ПЦР, поскольку респираторные комменсальные микоплазмы иногда могут приводить к диагностической путанице, а также к ложной интерпретации результатов и возможной потере чистой культуры.

Серологические методы направлены на выявление в крови пациента специфических антител классов IgM и IgG к M. pneumoniae. Основными видами коммерческих серологических тестов для идентификации мико-плазм являются иммуноферментный анализ (ИФА) с использованием микротитровальных планшетов/мембран

Эйдельштейн И.А.

различного типа, реакция агглютинации, реакция имму-нофлюоресценции.

1дМ обычно можно обнаружить в течение недели после начала заболевания, титр антител класса IgG начинает повышаться примерно через 7-14 дней. Уровень антител достигает пика через 3-6 недель, после чего происходит постепенное снижение в период от нескольких месяцев до нескольких лет [49].

При интерпретации результатов следует дифференцировать перенесенную ранее инфекцию от текущей. Так, повышенный уровень 1дМ у детей старше 6 меся-

цев после перенесенной микоплазменной инфекции может сохраняться продолжительное время. Кроме того, некоторые люди имеют высокий фоновый уровень IgG, поэтому измерение уровня антител этого класса в одном образце сыворотки, взятой в острую фазу воспаления, может привести к неспецифическим результатам [121, 122]. У пациентов с нарушениями иммунитета не формируется специфический иммунный ответ на бактериальные антигены.

Чувствительность серологической диагностики острых микоплазменных инфекций зависит от сроков сбора образцов, а также от характеристик используемого теста. Самый точный диагностический результат серологической оценки для M. pneumoniae получают, тестируя парные сыворотки, собранные с интервалом не менее 2 недель, одновременно исследуя их на антитела класса IgM и IgG. При нарастании титра в 4 раза подтверждается диагноз предполагаемого заболевания [49, 123]. Это делает серологические методы эффективными для эпидемиологических исследований, но не для рутинной практики в условиях амбулаторного и стационарного лечения.

Из-за существенных ограничений культуральных и серологических методов наибольшее значение в диагностике микоплазменных инфекций приобрели методы амплификации нуклеиновых кислот, использующие в качестве мишени действия высоко консервативный и специфический для того или иного вида микоплазмы участок ДНК или РНК, многократно копируемый с помощью специально разработанных олигонуклеотидных праймеров. Эти методы как правило обладают большей аналитической чувствительностью, чем непрямые методы диагностики [124]. Помимо высокой диагностической чувствительности полимеразная цепная реакция (ПЦР) имеет ряд других существенных преимуществ: сокращение времени тестирования и интерпретации результатов, способность выявить возбудитель при наличии всего нескольких клеток (при этом не обязательно поддерживать его жизнеспособность), а также возможность выявления нуклеиновых кислот патогена в сохранившихся тканях [55, 125-127]. Использование ПЦР представляется эффективным для этиологической идентификации микоплазменных инфекций у пациентов с внелегочными проявлениями без респираторных симптомов. ПЦР-анализ применяют также для исследования крови и спинномозговой жидкости, что способствует более быстрой постановке верного диагноза, поскольку культуральные методы в этих случаях редко дают положительный результат [101].

Помимо классической ПЦР для выявления и идентификации M. pneumoniae часто применяют ПЦР в других форматах, характеризующихся еще большей чувствительностью и специфичностью. Использование ПЦР в режиме реального времени (ПЦР-РВ) позволяет существенно сократить время тестирования и снизить риск контаминации, а также получить анализ точечных мутаций, приводящих к антибиотикорезистентности [128]. Повышению специфичности способствует исполь-

зование третьего олигонуклеотидного зонда, который связывается со специфической мишенью, минимизируя таким образом перекрестную реактивность [124]. Мультиплексная ПЦР разработана для одновременной детекции основных респираторных патогенов в клинических образцах и может применяться в эпидемиологических службах для быстрой расшифровки вспышек острых респираторных бактериальных и вирусных заболеваний, а также для мониторинга эпидемиологической обстановки. Метод широко применяется в клинической практике для постановки диагноза и назначения адекватного лечения.

Мишени действия, используемые в различных типах ПЦР-анализов для выявления M. pneumoniae, включают 16S рРНК, 16S-23S рРНК спейсерную область, ген CARDS-токсина, АТФ-оперон, ген dnaK, гены: pdhA, tuf, parE, pdhA, ptsL, и некодиющие повторяющиеся элементы repMp1 [49, 84, 129].

Несмотря на то, что ПЦР обладает высокой чувствительностью при выявлении M. pneumoniae, для точной дифференциации острых и персистирующих микоплаз-менных инфекций рекомендуется проводить дополнительную серологическую диагностику.

К другим методам амплификации нуклеиновых кислот относят реакцию транскрипционной амплификации NASBA (Nucleic Acid Sequence-Based Amplification), петлевую изометрическую амплификацию (LAMP), амплификацию с замещением цепи (SDA).

В основе реакции транскрипционной амплификации NASBA лежит технология амплификации молекулы РНК патогена. Двухцепочечная ДНК генерируется из РНК при участии ферментов обратной транскрип-тазы, РНК-полимеразы и РНК-азы в изотермических условиях [125]. Основной областью применения метода считается диагностика инфекций, вызванных РНК-содержащими вирусами, однако исследования показывают, что применение NASBA эффективно также и для выявления некоторых бактериальных патогенов, таких как M. pneumoniae, что позволяет использовать его в качестве независимого дополнительного метода лабораторной диагностики [130, 131].

Петлевая изотермическая амплификация (Loop mediated isothermal amplification, LAMP) - относительно новый метод амплификации нуклеиновых кислот для прямого обнаружения микроорганизмов в клинических образцах. В основе LAMP-технологии, впервые описанной в 2000 г. Notomi T. и соавт., лежит использование олигонуклеотидных праймеров и замещения цепи ДНК-полимеразы для амплификации ДНК-мишени при постоянной температуре [132]. Поскольку ДНК-мишень амплифицируется в больших количествах, в качестве побочного продукта образуются пирофосфат-ионы, которые, соединяясь с ионами Mg2+, образуют осадок в реакционной смеси. Это вызывает повышенную мутность и позволяет анализировать продукт реакции по внешнему виду смеси. Проведенные в Японии, Китае и США исследования, посвященные обнаружению данным методом M. pneumoniae в соскобах с задней

Эйдельштейн И.А.

стенки глотки, показали в целом благоприятные результаты с точки зрения диагностической чувствительности [128, 133-138]. На данный момент технология LAMP рекомендуется в качестве первоочередного диагностического метода для выявления острых микоплазменных инфекций в Японии [136].

В настоящее время активно обсуждаются возможности применения альтернативных методов лабораторной диагностики для верификации микоплазменной инфекции. В клинических лабораториях многих стран широкое распространение как быстрое и точное средство идентификации грамположительных и грамотрицательных бактерий получила матричная лазерная десорбционная ионизационная времяпролетная масс-спектрометрия (MALDI-TOF MS), технология, позволяющая анализировать целые бактериальные клетки вместо участка ДНК или РНК [101]. После предварительного этапа культивирования исследованию подлежит изолированная колония, образец облучают импульсным лазером, вызывая абляцию и десорбцию образца и матрицы, которые затем ионизируются и ускоряются в масс-спектрометре для генерации уникального спектра, который сравнивается с эталонными из библиотеки микроорганизмов. В случае культивирования M. pneumoniae и при наличии масс-спектрометра фактические затраты на тест незначительны и идентификация и субтипирование проводятся в течение нескольких минут. Однако длительный и трудоемкий по своей технологии процесс предварительного культивирования микоплазм ограничивает потенциальные преимущества использования MALDI-TOF MS для диагностики данного микроорганизма.

Характеристика антимикробных препаратов, применяемых в лечении респираторного микоплазмоза

Отсутствие клеточной стенки определяет природную устойчивость M. pneumoniae к р-лактамам и ко всем антимикробным препаратам, мишенью действия которых она является, таким как гликопептиды и фосфомицин [52]. Микоплазмы также резистентны к сульфаниламидам, полимиксинам, триметоприму, рифампицину и ли-незолиду [52]. Антибиотики с потенциальной активностью, которые используются в клинической практике, включают препараты группы макролидов, линкозамиды, стрептограмины и кетолиды, тетрациклины и фторхино-лины [52].

Макролиды и линкозамиды ингибируют синтез белка на рибосомах бактериальных клеток. Данные исследований наглядно продемонстрировали прямое связывание этих антимикробных препаратов с конкретными нуклеотидами в доменах II и V пептидилтрансферазной петли 23S рРНК [139]. Минимальные подавляющие концентрации (МПК) препаратов этой группы являются самыми низкими в отношении M. pneumoniae по сравнению с другими классами антибиотиков. Азитромицин и кетолиды (телитромицин, кетромицин) обладают лучшей активностью in vitro, тогда как линкозамиды, особенно

Эйдельштейн И.А.

линкомицин, проявляют умеренную активность. В целом макролиды являются препаратами выбора при лечении микоплазменных инфекций [140].

Мишенью действия фторхинолонов являются два бактериальных фермента ДНК-гиразы и топоизомеразы VI, необходимых для нормальной репликации бактериальной ДНК [141]. Фторхинолоны нового поколения, такие как левофлоксацин и ципрофлоксацин, активны против всех изученных микоплазм человека, включая M. pneumoniae [142]. Однако МПК фторхинолонов выше, чем у макролидных антибиотиков [142].

Тетрациклины и родственные им глицилциклины ингибируют синтез бактериальных белков [143]. Они обладают бактериостатической активностью вследствие связывания c рибосомной субъединицей 30S, состоящей из 16S рРНК и нескольких рибосомных белков. Основной участок, связывающий тетрациклины, локализован в зоне, образованной остатками спирали 34 и 31 на 16S рРНК [144].

Антибиотикорезистентность M. pneumoniae

До 2000-х гг. сообщения о резистентности к макролидам M. pneumoniae носили единичный характер. В публикациях с 1968 по 1999 г. упоминалось о нескольких устойчивых к эритромицину штаммах в Японии, Израиле, Финляндии, Франции и США [145-148]. С 2000-х гг. ситуация резко изменилась: сразу несколько японских исследователей сообщили о значительном увеличении показателей резистентности к этой группе препаратов. В 2006 г. они достигали 30%, в 2009 г. - около 60%, к 2010-2011 гг. доля устойчивых штаммов выросла до 89% [87, 149, 150]. В Китайской Народной Республике согласно данным многочисленных исследований распространенность устойчивости достигает 90%. Процент устойчивых штаммов в Южной Корее, Гонконге и Тайвани составляет 62,9, 47,1 и 23,3% соответственно [11]. Такие высокие показатели в этих регионах связаны в первую очередь с обширным использованием макролидов в клинической практике. В Северной Америке, Европе и Австралии показатели макролидоу-стойчивости резко контрастируют с данными азиатских стран. В США и Канаде оценка распространенности резистентности варьируется от 3,5 до 13,2%, в Европе показатели остаются ниже 10% [11]. В настоящее время опубликованы данные о выявлении резистентных штаммов на территории России [151].

Резистентность к макролидным антибиотикам у M. pneumoniae обусловлена модификацией мишени действия - мутациями в генах 23S рРНК и рибосомных белках L4 и L22 [52, 139]. Результаты молекулярно-генети-ческих исследований показали, что транзиция А2058G (нумерация по E. coli) в пептидил-трансферазной петле V домена 23S рРНК является наиболее распространенной мутацией, ассоциированной с приобретенной резистентностью к макролидам [11]. Другие замены отмечаются в позициях 2058 (A2058C, A2058T), 2059 (A2059G, A2059C), 2062 (A2062G) и 2611 (C2611G, C2611A)

[151]. О мутациях в домене II 23S рРНК не сообщается [11]. Мутации в консервативных областях рибосомных белков L4 и L22 (точечные замены аминокислот, инсер-ция и делеция) также не связаны с макролидорезистент-ностью, что было продемонстрировано у исследованных in vitro лабораторных штаммов с индуцированной резистентностью [140]. Редкие мутации были зарегистрированы в рибосомных белках L4 и L22 in vivo, но не были связаны с значительным увеличением МПК макролидов

[152]. Результаты сравнения данных полученных с использованием секвенирования с результатами исследования чувствительности к антибиотикам также подтверждают, что мутации A2058G и A2059G приводят к клинически значимой устойчивости микоплазм к 14- и 15-членным макролидам и линкозамидам [152-155]. Для 16-членных макролидов мутация A2058G ассоциируется с промежуточным уровнем устойчивости к этим антибиотикам [11].

На сегодняшний день не сообщается о выявлении клинических изолятов M. pneumoniae резистентных к фторхинолонам и тетрациклину. Устойчивые микоплазмы для обоих классов препаратов были получены исключительно при исследованиях in vitro [52].

Мутации в генах субъединиц gyrA и gyrB ДНК-гиразы и parC и paгЕ топоизомеразы IV являются основными механизмами, обуславливающими антибиотикорезистент-ность микоплазм к фторхинолонам. В исследованиях, посвященным изучению приобретенной устойчивости к фторхинолонам, отмечается рост МПК для ципрофлок-сацина, левофлоксацина и моксифлоксацина до 32, 16 и 4 мкг/мл соответственно. Скорость мутаций при этом ниже для левофлоксацина и моксифлоксацина и находится в диапазоне от 1,3 х 1 0-6 до 7 х 1 0-9 [141].

Модификации мишени действия в результате мутаций в гене 16S рРНК тетрациклинорезистентных образцов были описаны в опытах с использованием субингибиру-ющих концентраций доксициклина. Вследствие приобретения мутаций у M. pneumoniae снижалась чувствительность к тетрациклину, доксициклину и миноциклину до МПК « 2 мкг/мл [143].

Что касается клинических проявлений, то в исследованиях не сообщается о различиях между пациентами, инфицированными макролидорезистентными и макролидочувствительными штаммами M. pneumoniae. Клинические симптомы, степень тяжести пневмонии, результаты лабораторных исследований, рентгенографические данные и прогностические факторы остаются схожими вне зависимости от чувствительности этого патогена к макролидам [156-160]. Закономерно отмечается более низкая эффективность лечения макро-

лидными антибиотиками у пациентов, инфицированных резистентными изолятами, что сказывается на длительности течения заболевания и ведет к увеличению сроков госпитализации [160, 161].

Заключение

За последние несколько лет появились новые данные о клеточной биологии, строении и механизмах патогенеза M. pneumoniae, был описан первый экзотоксин, улучшилось понимание эпидемиологии микоплазменных инфекций, более подробно была изучена роль микроорганизма как распространенного и значимого возбудителя ВП.

На сегодняшний день установлено, что M. pneumoniae может вызывать респираторные инфекции у людей всех возрастов, а пневмонии микоплазменной этиологии составляют значительный процент от общего числа ВП, особенно в период эпидемий. Хотя большинство вызываемых M. pneumoniae инфекций протекают легко, в ряде случаев, когда речь идет об организованных коллективах закрытого и полузакрытого типа, распространение инфекции может носить молниеносный характер, характеризоваться тяжелым течением и спровоцировать широкий спектр осложнений и внеле-гочных патологий.

Несмотря на высокую распространенность мико-плазменных инфекций, по-прежнему сохраняется проблема эффективной диагностики заболеваний. Из-за особенностей возбудителя клинические проявления заболевания неспецифичны, а традиционные методы диагностики ограничены, поэтому доступность и распространенность надежных и удобных в использовании молекулярных методов выявления M. pneumoniae в клинических образцах имеет огромное значение для диагностики и ведения пациентов, для углубления знаний о бессимптомном носительстве и потенциальной роли микроорганизма при хронических заболеваниях лёгких.

Поскольку клинически значимая резистентность зафиксирована и описана во всем мире (в том числе и в России), а высокая распространенность макролидоре-зистентных изолятов M. pneumoniae в Азии и Северной Америке подчеркивает возможность появления устойчивости к макролидам в других географических регионах, всё большую актуальность приобретает вопрос поиска эффективных методов для быстрого обнаружения связанных с резистентностью мутаций. На сегодняшний день в России нет зарегистрированной коммерческой тест-системы, которая бы позволяла выявлять маркеры резистентности к макролидным антибиотикам.

Эйдельштейн И.А.

Литература

1. Saraya T. The history of Mycoplasma pneumoniae pneumonia. Front Microbiol. 2016;7:364. DOI: 10.3389/ fmicb.2016.00364

2. Gupta R.S., Oren A. Necessity and rationale for the proposed name changes in the classification of Mollicutes species. Reply to: 'Recommended rejection of the names Malacoplasma gen. nov., Mesomycoplasma gen. nov., Metamycoplasma gen. nov., Metamycoplasmataceae fam. nov. [Gupta, Sawnani, Adeolu, Alnajar and Oren 2018] and all proposed species comb. nov. placed therein', by Balish M., et al. (Int J Syst Evol Microbiol, 2019;69:3650-3653). Int J Syst Evol Microbiol. 2020;70(2):1431-1438. DOI: 10.1099/ijsem.0.003869

3. Gupta R.S., Sawnani S., Adeolu M., Alnajar S., Oren A. Phylogenetic framework for the phylum Tenericutes based on genome sequence data: proposal for the creation of a new order Mycoplasmoidales ord. nov., containing two new families Mycoplasmoidaceae fam. nov. and Metamycoplasmataceae fam. nov. harbouring Eperythrozoon, Ureaplasma and five novel genera. Antonie Van Leeuwenhoek. 2018;111(9):1583-1630. DOI: 10.1007/s10482-018-1047-3

4. Hu J., Ye Y., Chen X., Xiong L., Xie W., Liu P. Insight into the pathogenic mechanism of Mycoplasma pneumoniae. Curr Microbiol. 2023;80(1):14. DOI: 10.1007/s00284-022-03103-0

5. Charon N.W. Mycoplasma takes a walk. Proc Natl Acad Sci. 2005;102(39):13713-13714. DOI: 10.1073/ pnas.0506508102

6. Atkinson T.P., Balish M.F., Waites K.B. Epidemiology, clinical manifestations, pathogenesis and laboratory detection of Mycoplasma pneumoniae infections. FEMS Microbiol Rev. 2008;32(6):956-973. DOI: 10.1111/j.1574-6976.2008.00129.x

7. Himmelreich R., Hilbert H., Plagens H., Pirkl E., Li B.C., Herrmann R. Complete sequence analysis of the genome of the bacterium Mycoplasma pneumoniae. Nucleic Acids Res. 1996;24(22):4420-4449. DOI: 10.1093/ nar/24.22.4420

8. Rudd K.E. EcoGene: a genome sequence database for Escherichia coli K-12. Nucleic Acids Res. 2000;28(1):60-64. DOI: 10.1093/nar/28.1.60

9. Dandekar T., Snel B., Schmidt S., Lathe W., Suyama M., Huynen M., Bork P. Comparative genome analysis of the Mollicutes. In: Molecular Biology and Pathogenicity of Mycoplasmas. Springer US; 2002:255-278. DOI: 10.1007/0-306-47606-1_11

10. Pollack J.D., Myers M.A., Dandekar T., Herrmann R. Suspected utility of enzymes with multiple activities in the small genome Mycoplasma species: the replacement of the missing "household" nucleoside diphosphate kinase gene and activity by glycolytic kinases. Omi A J Integr Biol. 2002;6(3):247-258. DOI: 10.1089/15362310260256909

11. Pereyre S., Goret J., Bebear C. Mycoplasma pneumoniae: current knowledge on macrolide resistance and

Эйдельштейн И.А.

treatment. Front Microbiol. 2016;7:974. DOI: 10.3389/ fmicb.2016.00974

12. Wernegreen J.J. For better or worse: genomic consequences of intracellular mutualism and parasitism. Curr Opin Genet Dev. 2005;15(6):572-583. DOI: 10.1016/j. gde.2005.09.013

13. Talkington D.F., Schwartz S.B., Besser R.E., Waites K.B. Emerging from obscurity: understanding pulmonary and extrapulmonary syndromes, pathogenesis, and epidemiology of human Mycoplasma pneumoniae infections. In: Emerging Infections 5. American Society of Microbiology. 2001. DOI: 10.1128/9781555816988. ch4

14. Rottem S. Interaction of mycoplasmas with host cells. Physiol Rev. 2003;83(2):417-432. DOI: 10.1152/ physrev.00030.2002

15. Balish M.F. Subcellular structures of mycoplasmas. Front Biosci. 2006;11(1):2017. DOI: 10.2741/1943

16. Balish M.F., Krause D.C. Mycoplasmas: a distinct cytoske-leton for wall-less bacteria. J Mol Microbiol Biotechnol. 2006;11(3-5):244-255. DOI: 10.1159/000094058

17. Henderson G.P., Jensen G.J. Three-dimensional structure of Mycoplasma pneumoniae's attachment organelle and a model for its role in gliding motility. Mol Microbiol. 2006;60(2):376-385. DOI: 10.1111/j.1365-2958.2006.05113.x

18. Seybert A., Herrmann R., Frangakis A.S. Structural analysis of Mycoplasma pneumoniae by cryo-electron tomography. J Struct Biol. 2006;156(2):342-354. DOI: 10.1016/j. jsb.2006.04.010

19. Nakane D., Adan-Kubo J., Kenri T., Miyata M. Isolation and characterization of P1 adhesin, a leg protein of the gliding bacterium Mycoplasma pneumoniae. J Bacteriol. 2011;193(3):715-722. DOI: 10.1128/JB.00796-10

20. Layh-Schmitt G., Herrmann R. Localization and biochemical characterization of the ORF6 gene product of the Mycoplasma pneumoniae P1 operon. Infect Immun. 1992;60(7):2906-2913. DOI: 10.1128/iai.60.7.2906-2913.1992

21. Nakane D., Kenri T., Matsuo L., Miyata M. Systematic structural analyses of attachment organelle in Mycoplasma pneumoniae. PLoS Pathog. 2015;11(12):e1005299. DOI: 10.1371/journal.ppat.1005299

22. Boonmee A., Ruppert T., Herrmann R. The gene mpn310 (hmw2) from Mycoplasma pneumoniae encodes two proteins, HMW2 and HMW2-s, which differ in size but use the same reading frame. FEMS Microbiol Lett. 2008;290(2):174-181. DOI: 10.1111/j.1574-6968.2008.01422.x

23. Hasselbring B.M., Jordan J.L., Krause D.C. Mutant analysis reveals a specific requirement for protein P30 in Mycoplasma pneumoniae gliding motility. J Bacteriol. 2005;187(18):6281-6289. DOI: 10.1128/ JB.187.18.6281-6289.2005

24. Gray G.C., Duffy L.B., Paver R.J., Putnam S.D., Reynolds R.J., Cassell G.H. Mycoplasma pneumoniae: a

frequent cause of pneumonia among U.S. Marines in southern California. Mil Med. 1997;162(8):524-526. PMID: 9271902.

25. Jordan J.L., Chang H.Y., Balish M.F., Holt L.S., Bose S.R., Hasselbring B.M., et al. Protein P200 is dispensable for Mycoplasma pneumoniae hemadsorption but not gliding motility or colonization of differentiated bronchial epithelium. Infect Immun. 2007;75(1):518-522. DOI: 10.1128/IAI.01344-06

26. Hegermann J., Herrmann R., Mayer F. Cytoskeletal elements in the bacterium Mycoplasma pneumoniae. Naturwissenschaften. 2002;89(10):453-458. DOI: 10.1007/s00114-002-0359-2

27. Hatchel J.M., Balish M.F. Attachment organelle ultrastructure correlates with phylogeny, not gliding motility properties, in Mycoplasma pneumoniae relatives. Microbiology. 2008;154(1):286-295. DOI: 10.1099/ mic.0.2007/012765-0

28. Seto S., Kenri T., Tomiyama T., Miyata M. Involvement of P1 adhesin in gliding motility of Mycoplasma pneumoniae as revealed by the inhibitory effects of antibody under optimized gliding conditions. J Bacteriol. 2005;187(5):1875-1877. DOI: 10.1128/JB.187.5.1875-1877.2005

29. Vilei E.M., Frey J. Genetic and biochemical characterization of glycerol uptake in Mycoplasma mycoides subsp. mycoides SC: its impact on H2O2 production and virulence. Clin Vaccine Immunol. 2001;8(1):85-92. DOI: 10.1128/ CDLI.8.1.85-92.2001

30. Pilo P., Vilei E.M., Peterhans E., Bonvin-Klotz L., Stoffel M.H., Dobbelaere D., Frey J. A metabolic enzyme as a primary virulence factor of Mycoplasma mycoides subsp. mycoides small colony. J Bacteriol. 2005;187(19):6824-6831. DOI: 10.1128/JB.187.19.6824-6831.2005

31. Low I.E. Effect of medium on H(2)O(2) levels and peroxidase-like activity by Mycoplasma pneumoniae. Infect Immun. 1971;3(1):80-86. DOI: 10.1128/iai.3.1.80-86.1971

32. Galinier A., Kravanja M., Engelmann R., Hengstenberg W., Kilhoffer M.C., Deutscher J., Haiech J. New protein kinase and protein phosphatase families mediate signal transduction in bacterial catabolite repression. Proc Natl Acad Sci. 1998;95(4):1823-1828. DOI: 10.1073/ pnas.95.4.1823

33. Merzbacher M., Detsch C., Hillen W., Stulke J. Myco-plasma pneumoniae HPr kinase/phosphorylase. Assigning functional roles to the P-loop and the HPr kinase/ phosphorylase signature sequence motif. Eur J Biochem. 2004;271(2):367-374. DOI: 10.1046/j.1432-1033.2003.03935.x

34. Almagor M., Kahane I., Yatziv S. Role of superoxide anion in host cell injury induced by Mycoplasma pneumoniae infection. A study in normal and trisomy 21 cells. J Clin Invest. 1984;73(3):842-847. DOI: 10.1172/JCI111279

35. Tryon V.V, Baseman J.B. The acquisition of human lactoferrin by Mycoplasma pneumoniae. Microb Pathog. 1987;3(6):437-443. DOI: 10.1016/0882-4010(87)90013-1

36. Yang J., Hooper W.C., Phillips D.J., Talkington D.F.

Regulation of proinflammatory cytokines in human lung epithelial cells infected with Mycoplasma pneumoniae. Infect Immun. 2002;70(7):3649-3655. DOI: 10.1128/ IAI.70.7.3649-3655.2002

37. Collier A.M., Baseman J.B. Organ culture techniques with mycoplasmas. Ann N Y Acad Sci. 1973;225(1):277-289. DOI: 10.1111/j.1749-6632.1973.tb45656.x

38. Waites K.B., Simecka J.W., Talkington D.F., Atkinson T.P. Pathogenesis of Mycoplasma pneumoniae infec-tions:adaptive immunity, innate immunity, cell biology, and virulence factors. In: Community-Acquired Pneumonia. Birkhäuser Basel. 2007. DOI: 10.1007/978-3-7643-7563-8_9

39. Kannan T.R., Baseman J.B. ADP-ribosylating and vacuolating cytotoxin of Mycoplasma pneumoniae represents unique virulence determinant among bacterial pathogens. Proc Natl Acad Sci. 2006;103(17):6724-6729. DOI:10.1073/pnas.0510644103

40. Becker A., Kannan T.R., Taylor A.B., Pakhomova O.N., Zhang Y., Somarajan S.R., et al. Structure of CARDS toxin, a unique ADP-ribosylating and vacuolating cyto-toxin from Mycoplasma pneumoniae. Proc Natl Acad Sci. 2015;112(16):5165-5170. DOI: 10.1073/ pnas.1420308112

41. Hardy R.D., Coalson J.J., Peters J., Chaparro A., Techasaensiri C., Cantwell A.M., et al. Analysis of pulmonary inflammation and function in the mouse and baboon after exposure to Mycoplasma pneumoniae CARDS toxin. PLoS One. 2009;4(10):e7562. DOI: 10.1371/journal.pone.0007562

42. Medina J.L., Coalson J.J., Brooks E.G., Le Saux C.J., Winter V.T., Chaparro A., et al. Mycoplasma pneu-moniae CARDS toxin exacerbates ovalbumin-induced asthma-like inflammation in BALB/c mice. PLoS One. 2014;9(7):e102613. DOI: 10.1371/journal. pone.0102613

43. Techasaensiri C., Tagliabue C., Cagle M., Iranpour P., Katz K., Kannan T.R., et al. Variation in colonization, ADP-ribosylating and vacuolating cytotoxin, and pulmonary disease severity among Mycoplasma pneumoniae strains. Am J Respir Crit Care Med. 2010;182(6):797-804. DOI: 10.1164/rccm.201001-0080OC

44. Johnson C., Kannan T.R., Baseman J.B. Cellular vacuoles induced by Mycoplasma pneumoniae CARDS toxin originate from Rab9-associated compartments. PLoS One. 2011;6(7):e22877. DOI: 10.1371/journal. pone.0022877

45. Bose S., Segovia J. A., Somarajan S. R., Chang T. H., Kannan T. R., Baseman J.B. ADP-ribosylation of NLRP3 by Mycoplasma pneumoniae CARDS toxin regulates inflammasome activity. MBio. 2014;5(6):e02186-14. DOI: 10.1128/mBio.02186-14

46. Im H., Ammit A.J. The NLRP3 inflammasome: role in airway inflammation. Clin Exp Allergy. 2014;44(2):160-172. DOI: 10.1111/cea.12206

47. Kannan T.R., Musatovova O., Balasubramanian S., Cag le M., Jordan J.L., Krunkosky T.M., et al. Mycoplasma pneumoniae community acquired respiratory distress

Эйдельштейн И.А.

syndrome toxin expression reveals growth phase and infection-dependent regulation. Mol Microbiol. 2010;76(5):1127-1141. DOI: 10.1111/j.1365-2958.2010.07092.x

48. Somarajan S. R., Al-Asadi F., Ramasamy K., Pandranki L., Baseman J.B., Kannan T.R. Annexin A2 mediates Myco-plasma pneumoniae community-acquired respiratory distress syndrome toxin binding to eukaryotic cells. MBio. 2014;5(4). DOI: 10.1128/mBio.01497-14

49. Waites K.B., Talkington D.F. Mycoplasma pneumoniae and its role as a human pathogen. Clin Microbiol Rev. 2004;17(4):697-728. DOI: 10.1128/CMR.17.4.697-728.2004

50. Wilson M.H., Collier A.M. Ultrastructural study of Mycoplasma pneumoniae in organ culture. J Bacteriol. 1976;125(1):332-339. DOI: 10.1128/jb.125.1.332-339.1976

51. Polkowska A., Harjunpää A., Toikkanen S., Lappalainen M., Vuento R., Vuorinen T., et al. Increased incidence of Mycoplasma pneumoniae infection in Finland, 20102011. Euro Surveill. 2012;17(5):20072. DOI: 10.2807/ ese.17.05.20072-en

52. Bebear C., Pereyre S., Peuchant O. Mycoplasma pneumoniae: susceptibility and resistance to antibiotics. Future Microbiol. 2011;6(4):423-431. DOI: 10.2217/ fmb.11.18

53. Higgins R.R., Lombos E., Tang P., Rohoman K., Maki A., Brown S., et al. Verification of the ProPneumo-1 assay for the simultaneous detection of Mycoplasma pneumoniae and Chlamydophila pneumoniae in clinical respiratory specimens. Ann Clin Microbiol Antimicrob. 2009;8(1):10. DOI: 10.1186/1476-0711-8-10

54. Jacobs E., Ehrhardt I., Dumke R. New insights in the outbreak pattern of Mycoplasma pneumoniae. Int J Med Microbiol. 2015;305(7):705-708. DOI: 10.1016/j. ijmm.2015.08.021

55. Loens K., Goossens H., Ieven M. Acute respiratory infection due to Mycoplasma pneumoniae: current status of diagnostic methods. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2010;29(9):1055-1069. DOI: 10.1007/s10096-010-0975-2

56. Kannan T.R., Hardy R.D., Coalson J.J., Cavuoti D.C., Siegel J.D., Cagle M., et al. Fatal outcomes in family transmission of Mycoplasma pneumoniae. Clin Infect Dis. 2012;54(2):225-231. DOI: 10.1093/cid/cir769

57. Dorigo-Zetsma J.W., Wilbrink B., van der Nat H., Bar-telds A.I. M., Heijnen M.A., Dankert J. Results of molecular detection of Mycoplasma pneumoniae among patients with acute respiratory infection and in their household contacts reveals children as human reservoirs. J Infect Dis. 2001;183(4):675-678. DOI: 10.1086/318529

58. Ferwerda A., Moll H.A., de Groot R. Respiratory tract infections by Mycoplasma pneumoniae in children: a review of diagnostic and therapeutic measures. Eur J Pediatr. 2001;160(8):483-491. DOI: 10.1007/ s004310100775

59. Muldoon R. L., Raucci J., Kowalski J., Rajashekaraiah K. An outbreak of Mycoplasma pneumoniae respiratory

illness in a semi-closed religious commune. Ann Emerg Med. 1982;11(11):613-615. DOI: 10.1016/S0196-0644(82)80203-5

60. Leibowitz Z., Schvartzman P., Epstein L., Lis I., Naot Y. An outbreak of Mycoplasma pneumoniae pneumonia in two kibbutzim: a clinical and epidemiologic study. Isr J Med Sci. 1988;24(2):88-92. PMID: 3356539.

61. Feikin D. R., Moroney J. F., Talkington D. F., Thacker W.L., Code J.E., Schwartz L.A., et al. An outbreak of acute respiratory disease caused by Mycoplasma pneumoniae and adenovirus at a federal service training academy: new implications from an old scenario. Clin Infect Dis. 1999;29(6):1545-1550. DOI: 10.1086/313500

62. Gray G.C., Callahan J.D., Hawksworth A.W., Fisher C.A., Gaydos J.C. Respiratory diseases among U.S. military personnel: countering emerging threats. Emerg Infect Dis. 1999;5(3):379-387. DOI: 10.3201/eid0503.990308

63. Mogabgab W.J. Mycoplasma pneumoniae and adenovirus respiratory illnesses in military and university personnel, 1959-1966. Am Rev Respir Dis. 1968;97(3):345-358. DOI: 10.1164/arrd.1968.97.3.345

64. Edwards E.A., Crawford Y.E., Pierce W.E., Peckin-paugh R.O. A longitudinal study of Mycoplasma pneu-moniae: infections in navy recruits by isolation and seroepidemiology. Am J Epidemiol. 1976;104(5):556-562. DOI: 10.1093/oxfordjournals.aje.a1 12330

65. Kleemola M., Jokinen C. Outbreak of Mycoplasma pneumoniae infection among hospital personnel studied by a nucleic acid hybridization test. J Hosp Infect. 1992;21(3):213-221. DOI: 10.1016/0195-6701(92)90078-Z

66. Fischman R.A., Marschall K.E., Kislak J.W., Green-baum D.M. Adult respiratory distress syndrome caused by Mycoplasma pneumoniae. Chest. 1978;74(4):471. DOI: 10.1378/chest.74.4.471

67. Gray G.C., Mitchell B.S., Tueller J.E., Cross E.R., Amund-son D.E. Pneumonia hospitalizations in the US navy and marine corps: rates and risk factors for 6,522 admissions, 1981-1991. Am J Epidemiol. 1994;139(8):793-802. DOI: 10.1093/oxfordjournals.aje.a117076

68. Alexander E.R., Foy H.M., Kenny G.E., Kronmal R.A., McMahan R., Clarke E.R., et al. Pneumonia due to Mycoplasma pneumoniae. N Engl J Med. 1966;275(3):131-136. DOI: 10.1056/NEJM196607212750303

69. Wubbel L., Muniz L., Ahmed A., Trujillo M., Carubelli C., McCoig C., et al. Etiology and treatment of community-acquired pneumonia in ambulatory children. Pediatr Infect Dis J. 1999;18(2):98-104. DOI: 10.1097/00006454199902000-00004

70. Luby J.P. Pneumonia caused by Mycoplasma pneumoniae infection. Clin Chest Med. 1991;12(2):237-244. PMID: 1906790.

71. Harris J.A.S., Kolokathis A., Campbell M., Cassell G.H., Hammerschlag M. R. Safety and efficacy of azithromycin in the treatment of community-acquired pneumonia in children. Pediatr Infect Dis J. 1998;17(10):865-871. DOI: 10.1097/00006454-199810000-00004

72. Heiskanen-Kosma T., Korppi M., Jokinen C., Kurki S.,

Эйдельштейн И.А.

Heiskanen L., Juvonen H., et al. Etiology of childhood pneumonia: serologic results of a prospective, population-based study. Pediatr Infect Dis J. 1998;17(11):986-991. DOI: 10.1097/00006454-199811000-00004

73. Foy H.M. Infections caused by Mycoplasma pneumoniae and possible carrier state in different populations of patients. Clin Infect Dis. 1993;17(Suppl. 1):S37-S46. DOI: 10.1093/clinids/17.Supplement_1.S37

74. Block S., Hedrick J., Hammersclag M.R., Cassell G.H., Craft J.C. Mycoplasma pneumoniae and Chlamydia pneumoniae in pediatric community-acquired pneumonia. Pediatr Infect Dis J. 1995;14(6):471-477. DOI: 10.1097/00006454-199506000-00002

75. Spuesens E.B.M., Oduber M., Hoogenboezem T., Sluijter M., Hartwig N.G., van Rossum A.M.C., Vink C. Sequence variations in RepMP2/3 and RepMP4 elements reveal intragenomic homologous DNA recombination events in Mycoplasma pneumoniae. Microbiology. 2009;155(7):2182-2196. DOI: 10.1099/ mic.0.028506-0

76. Dumke R., Catrein I., Herrmann R., Jacobs E. Preference, adaptation and survival of Mycoplasma pneumoniae subtypes in an animal model. Int J Med Microbiol. 2004;294(2-3):149-155. DOI: 10.1016/j. ijmm.2004.06.020

77. Zhao F., Liu L., Tao X., He L., Meng F., Zhang J. Culture-Independent Detection and genotyping of Mycoplasma pneumoniae in clinical specimens from Beijing, China. PLoS One. 2015;10(10):e0141702. DOI: 10.1371/ journal.pone.0141702

78. Kenri T., Okazaki N., Yamazaki T., Narita M., Izumi-kawa K., Matsuoka M., et al. Genotyping analysis of Mycoplasma pneumoniae clinical strains in Japan between 1995 and 2005: type shift phenomenon of M. pneumoniae clinical strains. J Med Microbiol. 2008;57(4):469-475. DOI: 10.1099/jmm.0.47634-0

79. Schwartz S.B., Thurman K.A., Mitchell S.L., Wolff B.J., Winchell J.M. Genotyping of Mycoplasma pneumoniae isolates using real-time PCR and high-resolution melt analysis. Clin Microbiol Infect. 2009;15(8):756-762. DOI: 10.1111/j.1469-0691.2009.02814.x

80. Martinez M.A., Ruiz M., Zunino E., Luchsinger V., Aguirre R., Avendano L. F. Identification of P1 types and variants of Mycoplasma pneumoniae during an epidemic in Chile. J Med Microbiol. 2010;59(8):925-929. DOI: 10.1099/ jmm.0.018333-0

81. Nilsson A.C., Björkman P., Welinder-Olsson C., Widell A., Persson K. Clinical severity of Mycoplasma pneumoniae (MP) infection is associated with bacterial load in oropharyngeal secretions but not with MP genotype. BMC Infect Dis. 2010;10(1):39. DOI: 10.1186/1471-233410-39

82. Diaz M.H., Benitez A.J., Winchell J.M. Investigations of Mycoplasma pneumoniae infections in the United States: trends in molecular typing and macrolide resistance from 2006 to 2013. J Clin Microbiol. 2015;53(1):124-130. DOI: 10.1128/JCM.02597-14

83. Uldum S.A., Bangsborg J.M., Gahrn-Hansen B., Ljung R.,

Molvadgaard M., Fons Petersen R., et al. Epidemic of Mycoplasma pneumoniae infection in Denmark, 2010 and 2011. Euro Surveill. 2012;17(5):20073. DOI: 10.2807/ ese.17.05.20073-en

84. Chalker V.J., Stocki T., Mentasti M., Fleming D., Sadler C., Ellis J., et al. Mycoplasma pneumoniae infection in primary care investigated by real-time PCR in England and Wales. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2011;30(7):915-921. DOI: 10.1007/s10096-011-1176-3

85. Linde A., Ternhag A., Torner A., Claesson B. Antibiotic prescriptions and laboratory-confirmed cases of Myco-plasma pneumoniae during the epidemic in Sweden in 2011. Euro Surveill. 2012;17(6):20082. PMID: 22340974.

86. Blystad H., Änestad G., Vestrheim D.F., Madsen S., Ron-ning K. Increased incidence of Mycoplasma pneumoniae infection in Norway 2011. Euro Surveill. 2012;17(5). DOI: 10.2807/ese.17.05.20074-en

87. Okada T., Morozumi M., Tajima T., Hasegawa M., Saka-ta H., Ohnari S., et al. Rapid effectiveness of minocyc l ine or doxycycline against macrolide-resistant Mycoplasma pneumoniae infection in a 2011 outbreak among Japanese children. Clin Infect Dis. 2012;55(12):1642-1649. DOI: 10.1093/cid/cis784

88. Qu J., Yu X., Liu Y., Yin Y., Gu L., Cao B., Wang C. Specific multilocus variable-number tandem-repeat analysis genotypes of Mycoplasma pneumoniae are associated with diseases severity and macrolide susceptibility. PLoS One. 2013;8(12):e82174. DOI: 10.1371/journal. pone.0082174

89. Kim E.K., Youn Y.S., Rhim J.W., Shin M.S., Kang J.H., Lee K.Y. Epidemiological comparison of three Myco-plasma pneumoniae pneumonia epidemics in a single hospital over 10 years. Korean J Pediatr. 2015;58(5):172. DOI: 10.3345/kjp.2015.58.5.172

90. Pereyre S., Charron A., Hidalgo-Grass C., Touati A., Moses A.E., Nir-Paz R., Bebear C. The spread of Myco-plasma pneumoniae is polyclonal in both an endemic setting in France and in an epidemic setting in Israel. PLoS One. 2012;7(6):e38585. DOI: 10.1371/journal. pone.0038585

91. Nir-Paz R., Abutbul A., Moses A.E., Block C., HidalgoGrass C. Ongoing epidemic of Mycoplasma pneumoniae infection in Jerusalem, Israel, 2010 to 2012. Euro Surveill. 2012;17(8):20095. PMID: 22401504.

92. Edelstein I., Rachina S., Touati A., Kozlov R., Henin N., Bebear C., Pereyre S. Mycoplasma pneumoniae monoclonal P1 type 2c outbreak, Russia, 2013. Emerg Infect Dis. 2016;22(2):348-350. DOI: 10.3201/eid2202. 151349

93. Spuesens E.B.M, FraaijP.L.A., Visser E.G., Hoogen-boezem T., Hop W.C., van Adrichem L.N., et al. Carriage of Mycoplasma pneumoniae in the upper respiratory tract of symptomatic and asymptomatic children: an observational study. PLoS Med. 2013;10(5):e1001444. DOI: 10.1371/journal.pmed.1001444

94. Wood P.R., Hill V.L., Burks M.L., Peters J.I., Singh H., Kannan T.R., et al. Mycoplasma pneumoniae in children

Эйдельштейн И.А.

with acute and refractory asthma. Ann Allergy Asthma Immunol. 2013;1 10(5):328-334.e1. DOI: 10.1016/j. anai.2013.01.022

95. Centor R.M., Atkinson T.P., Ratliff A.E., Xiao L., Crabb D.M., Estrada C.A., et al. The clinical presentation of Fusobacterium-positive and streptococcal-positive pharyngitis in a university health clinic. Ann Intern Med. 2015;162(4):241. DOI: 10.7326/M14-1305

96. Vervloet L.A., Marguet C., Camargos P.A.M. Infection by Mycoplasma pneumoniae and its importance as an etiological agent in childhood community-acquired pneumonias. Brazilian J Infect Dis. 2007;11(5):507-514. DOI: 10.1590/S1413-86702007000500012

97. Koletsky R.J., Weinstein A.J. Fulminant Mycoplasma pneumoniae infection. Report of a fatal case, and a review of the literature. Am Rev Respir Dis. 1980;122(3):491-496. DOI: 10.1164/arrd.1980.122.3.491

98. Chan E.D., Welsh C.H. Fulminant Mycoplasma pneumoniae pneumonia. West J Med. 1995;162(2):133-142. PMID: 7725685.

99. Park S.J., Pai K.S., Kim A.R., Lee J.H., Shin J.I., Lee S.Y. Fulminant and fatal multiple organ failure in a 12-year-old boy with Mycoplasma pneumoniae infection. Allergy Asthma Immunol Res. 2012;4(1):55-57. DOI: 10.4168/ aair.2012.4.1.55

100. Izumikawa K., Izumikawa K., Takazono T., Kosai K., Morinaga Y., Nakamura S., et al. Clinical features, risk factors and treatment of fulminant Mycoplasma pneumoniae pneumonia: a review of the Japanese literature. J Infect Chemother. 2014;20(3):181-185. DOI: 10.1016/j. jiac.2013.09.009

101. Waites K.B., Xiao L., Liu Y., Balish M.F., Atkinson T.P. Mycoplasma pneumoniae from the respiratory tract and beyond. Clin Microbiol Rev. 2017;30(3):747-809. DOI: 10.1128/CMR.00114-16

102. Miyashita N., Akaike H., Teranishi H., Nakano T., Ouchi K., Okimoto N. Chest computed tomography for the diagnosis of Mycoplasma pneumoniae infection. Respirology. 2014;19(1):144-145. DOI: 10.1111/resp.12218

103. Leonardi S., Pavone P., Rotolo N., La Rosa M. Stroke in two children with Mycoplasma pneumoniae infection a causal or casual relationship? Pediatr Infect Dis J. 2005;24(9):843-845. DOI: 10.1097/01.inf.0000177284.88356.56

104. Guleria R., Nisar N., Chawla T.C., Biswas N.R. Mycoplasma pneumoniae and central nervous system complications: a review. J Lab Clin Med. 2005;146(2):55-63. DOI: 10.1016/j.lab.2005.04.006

105. Meyer Sauteur P.M., Moeller A., Relly C., Berger C., Plecko B., Nadal D.; Swiss Pediatric Surveillance Unit (SPSU). Swiss national prospective surveillance of paediatric Mycoplasma pneumoniae-associated encephalitis. Swiss Med Wkly. 2016 Jan 11:146:w14222. DOI: 10.4414/ smw.2016.14222

106. Kammer J., Ziesing S., Davila L., Bültmann E., Illsinger S., Das A.M., et al. Neurological manifestations of Mycoplasma pneumoniae infection in hospitalized children and their long-term follow-up. Neuropediatrics. 2016;47(05):308-317. DOI: 10.1055/s-0036-1584325

SnflenbrnTeMH M.A.

107. Narita M. Pathogenesis of neurologic manifestations of Mycoplasma pneumoniae infection. Pediatr Neurol. 2009;41(3):159-166. DOI: 10.1016/j.pediatrneurol. 2009.04.012

108. Tsiodras S., Kelesidis I., Kelesidis T., Stamboulis E., Giamarellou H. Central nervous system manifestations of Mycoplasma pneumoniae infections. J Infect. 2005; 51(5):343-354. DOI: 10.1016/j.jinf.2005.07.005

109. Sánchez-Vargas F.M., Gómez-Duarte O.G. Mycoplasma pneumoniae - an emerging extra-pulmonary pathogen. Clin Microbiol Infect. 2008;14(2):105-115. DOI: I0.1ll1/j.1469-069l.2007.0l834.x

110. Tay Y.K., Huff J.C., Weston W.L. Mycoplasma pneumoniae infection is associated with Stevens-Johnson syndrome, not erythema multiforme (von Hebra). J Am Acad Dermatol. 1996;35(5):757-760. DOI: 10.1016/S0190-9622(96)90732-X

111. Latsch K., Girschick H.J., Abele-Horn M. Stevens Johnson syndrome without skin lesions. J Med Microbiol. 2007;56(12):1696-1699. DOI: 10.1099/ jmm.0.47318-0

112. Narita M. Pathogenesis of extrapulmonary manifestations of Mycoplasma pneumoniae infection with special reference to pneumonia. J Infect Chemother. 2010;16(3):162-169. DOI: 10.1007/s10156-010-0044-X

113. Oishi T., Narita M., Ohya H., Yamanaka T., Aizawa Y., Matsuo M., et al. Rhabdomyolysis associated with antimicrobial drug-resistant Mycoplasma pneumoniae. Emerg Infect Dis. 2012;18(5):849-851. DOI: 10.3201/ eid1805.111149

114. Weng W.C., Peng S.S.F., Wang S.B., Chou Y.T., Lee W.T. Mycoplasma pneumoniae-associated transverse myelitis and rhabdomyolysis. Pediatr Neurol. 2009;40(2):128-130. DOI: 10.1016/j.pediatrneurol.2008.10.009

115. Jayantha U. Mycoplasma pneumoniae infection in Sri Lanka. Sri Lanka J Child Heal. 2008;36(2):43. DOI: 10.4038/sljch.v36i2.48

116. Nisar N., Guleria R., Kumar S., Chand Chawla T., Ranjan Biswas N. Mycoplasma pneumoniae and its role in asthma. Postgrad Med J. 2007;83(976):100-104. DOI: 10.1136/ pgmj.2006.049023

117. Kraft M., Cassell G.H., Pak J., Martin R.J. Mycoplasma pneumoniae and Chlamydia pneumoniae in asthma. Chest. 2002;121(6):1782-1788. DOI: 10.1378/ chest.121.6.1782

118. Martin R.J., Kraft M., Chu H.W., Berns E.A., Cassell G.H. A link between chronic asthma and chronic infection. J Allergy Clin Immunol. 2001;107(4):595-601. DOI: 10.1067/mai.2001.113563

119. Biscardi S., Lorrot M., Marc E., Moulin F., Boutonnat-Fau-cher B., Heilbronner C., et al. Mycoplasma pneumoniae and asthma in children. Clin Infect Dis. 2004;38(10):1341-1346. DOI: 10.1086/392498

120. Lieberman D., Lieberman D., Printz S., Ben-Yaakov M., Lazarovich Z., Ohana B., et al. Atypical pathogen infection in adults with acute exacerbation of bronchial asthma. Am J Respir Crit Care Med. 2003;167(3):406-410. DOI: 10.1164/rccm.200209-996OC

121. Nir-Paz R., Michael-Gayego A., Ron M., Block C. Evaluation of eight commercial tests for Mycoplasma pneumoniae antibodies in the absence of acute infection. Clin Microbiol Infect. 2006;12(7):685-688. DOI: 10.1111/j.1469-0691.2006.01469.x

122. Atkinson T.P., Waites K.B. Mycoplasma pneumoniae infections in childhood. Pediatr Infect Dis J. 2014;33(1):92-94. DOI: 10.1097/INF.0000000000000171

123. Thacker W.L., Talkington D.F. Analysis of complement fixation and commercial enzyme immunoassays for detection of antibodies to Mycoplasma pneumoniae in human serum. Clin Vaccine Immunol. 2000;7(5):778-780. DOI: 10.1128/CDLI.7.5.778-780.2000

124. Waites K.B., Xiao L., Paralanov V., Viscardi R.M., Glass J.I. Molecular methods for the detection of Mycoplasma and Ureaplasma infections in humans: a paper from the 2011 William Beaumont Hospital Symposium on molecular pathology. J Mol Diagn. 2012;14(5):437-450. DOI: 10.1016/j.jmoldx.2012.06.001

125. Diaz M.H., Winchell J.M. The evolution of advanced molecular diagnostics for the detection and characterization of Mycoplasma pneumoniae. Front Microbiol. 2016;7:232. DOI: 10.3389/fmicb.2016.00232

126. Ieven M., Loens K. Should serology be abolished in favor of PCR for the diagnosis of Mycoplasma pneumoniae infections? Curr Pediatr Rev. 2013;9(4):304-313. DOI: 10.2174/157339630904131223110501

127. Loens K., Ieven M. Mycoplasma pneumoniae: current knowledge on nucleic acid amplification techniques and serological diagnostics. Front Microbiol. 2016;7:448. DOI: 10.3389/fmicb.2016.00448

128. Saito R. Development and evaluation of a loopmediated isothermal amplification assay for rapid detection of Mycoplasma pneumoniae. J Med Microbiol. 2005;54(11):1037-1041. DOI: 10.1099/ jmm.0.46071-0

129. Pitcher D. Real-time detection of Mycoplasma pneumoniae in respiratory samples with an internal processing control. J Med Microbiol. 2006;55(2):149-155. DOI: 10.1099/ jmm.0.46281-0

130. Loens K., Ursi D., Ieven M., van Aarle P., Sillekens P., Oudshoorn P., Goossens H. Detection of Mycoplasma pneumoniae in spiked clinical samples by nucleic acid sequence-based amplification. J Clin Microbiol. 2002; 40(4):1339-1345. DOI: 10.1128/JCM.40.4.1339-1345. 2002

131. Loens K., Ursi D., Goossens H., Ieven M. Molecular Diagnosis of Mycoplasma pneumoniae respiratory tract infections. J Clin Microbiol. 2003;41(11):4915-4923. DOI: 10.1128/JCM.41.11.4915-4923.2003

132. Notomi T. Loop-mediated isothermal amplification of DNA. Nucleic Acids Res. 2000;28(12):e63. DOI: 10.1093/ nar/28.12.e63

133. Aizawa Y., Oishi T., Tsukano S., Taguchi T., Saitoh A. Clinical utility of loop-mediated isothermal amplification for rapid diagnosis of Mycoplasma pneumoniae in children. J Med Microbiol. 2014;63(Pt. 2):248-251. DOI: 10.1099/jmm.0.068288-0

134. Ishiguro N., Koseki N., Kaiho M., Kikuta H., Togashi T., Watanabe T., et al. Sensitivity and specificity of a loopmediated isothermal amplification assay for the detection of Mycoplasma pneumoniae from nasopharyngeal swab samples compared with those of real-time PCR. Clin Lab. 2015;61(5-6):603-606. DOI: 10.7754/clin. lab.2014.141016

135. Petrone B.L., Wolff B.J., DeLaney A.A., Diaz M.H., Winchell J.M. Isothermal detection of Mycoplasma pneumoniae directly from respiratory clinical specimens. J Clin Microbiol. 2015;53(9):2970-2976. DOI: 10.1128/ JCM.01431-15

136. Kakuya F., Kinebuchi T., Fujiyasu H., Tanaka R., Kano H. Genetic point-of-care diagnosis of Mycoplasma pneumoniae infection using LAMP assay. Pediatr Int. 2014;56(4):547-552. DOI: 10.1111/ped.12327

137. Gotoh K., Nishimura N., Ohshima Y., Arakawa Y., Hosono H., Yamamoto Y., et al. Detection of Mycoplasma pneumoniae by loop-mediated isothermal amplification (LAMP) assay and serology in pediatric community-acquired pneumonia. J Infect Chemother. 2012;18(5):662-667. DOI: 10.1007/s10156-012-0388-5

138. Ratliff A.E., Duffy L.B., Waites K.B. Comparison of the illumigene Mycoplasma DNA amplification assay and culture for detection of Mycoplasma pneumoniae. J Clin Microbiol. 2014;52(4):1060-1063. DOI: 10.1128/ JCM.02913-13

139. Bebear C.M., Pereyre S. Mechanisms of drug resistance in Mycoplasma pneumoniae. Curr Drug Targets Infect Disord. 2005;5(3):263-271. DOI: 10.2174/ 1568005054880109

140. Pereyre S., Guyot C., Renaudin H., Charron A., Bebear C., Bebear C.M. In vitro selection and characterization of resistance to macrolides and related antibiotics in Mycoplasma pneumoniae. Antimicrob Agents Chemother. 2004;48(2):460-465. DOI: 10.1128/AAC.48.2.460-465.2004

141. Gruson D., Pereyre S., Renaudin H., Charron A., Bebear C., Bebear C.M. In vitro development of resistance to six and four fluoroquinolones in Mycoplasma pneumoniae and Mycoplasma hominis, respectively. Antimicrob Agents Chemother. 2005;49(3):1190-1193. DOI: 10.1128/ AAC.49.3.1190-1193.2005

142. Sainath Rao S., Raghunathan M. In vitro activity of the new quinolone derivative RD-3 against clinical isolates of Mycoplasma pneumoniae and Mycoplasma hominis. J Antimicrob Chemother. 2009;64(6):1336-1338. DOI: 10.1093/jac/dkp375

143. Degrange S., Renaudin H., Charron A., Pereyre S., Be-bear C., Bebear C.M. Reduced susceptibility to tetra-cyclines is associated in vitro with the presence of 16S rRNA mutations in Mycoplasma hominis and Mycoplasma pneumoniae. J Antimicrob Chemother. 2008;61(6):1390-1392. DOI: 10.1093/jac/dkn118

144. Pioletti M. Crystal structures of complexes of the small ribosomal subunit with tetracycline, edeine and IF3. EMBO J. 2001;20(8):1829-1839. DOI: 10.1093/ emboj/20.8.1829

Эйдельштейн И.А.

145. Pereyre S., Charron A., Renaudin H., Bebear C., Be-bear C.M. First report of macrolide-resistant strains and description of a novel nucleotide sequence variation in the P1 adhesin gene in Mycoplasma pneumoniae clinical strains isolated in France over 12 years. J Clin Microbiol. 2007;45(11):3534-3539. DOI: 10.1128/JCM.01345-07

146. Niitu Y., Hasegawa S., Suetake T., Kubota H., Ko-matsu S., Horikawa M. Resistance of Mycoplasma pneumoniae to erythromycin and other antibiotics. J Pediatr. 1970;76(3):438-443. DOI: 10.1016/S0022-3476(70)80485-1

147. Critchley I.A., Jones M.E., Heinze P.D., Hubbard D., Engler H.D., Evangelista A.T., et al. In vitro activity of levofloxacin against contemporary clinical isolates of Legionella pneumophila, Mycoplasma pneumoniae and Chlamydia pneumoniae from North America and Europe. Clin Microbiol Infect. 2002;8(4):214-221. DOI: 10.1046/j.1469-0691.2002.00392.x.

148. Stopler T., Branski D. Resistance of Mycoplasma pneumoniae to macrolides, lincomycin and streptogramin B. J Antimicrob Chemother. 1986;18(3):359-364. DOI: 10.1093/jac/18.3.359

149. Morozumi M., Iwata S., Hasegawa K., Chiba N., Ta-kayanagi R., Matsubara K., et al. Increased macrolide resistance of Mycoplasma pneumoniae in pediatric patients with community-acquired pneumonia. Antimicrob Agents Chemother. 2008;52(1):348-350. DOI: 10.1128/ AAC.00779-07

150. Matsuda K., Narita M., Sera N., Maeda E., Yoshitomi H., Ohya H., et al. Gene and cytokine profile analysis of macrolide-resistant Mycoplasma pneumoniae infection in Fukuoka, Japan. BMC Infect Dis. 2013;13(1):591. DOI: 10.1186/1471-2334-13-591

151. Edelstein I.A., Edelstein M.V., Romanov A.V., Zaitsev A.A., Rakovskaya I.V., Barkhatova O.I., et al. Four cases of resistance mutations in 23S rRNA gene in Mycoplasma pneumoniae isolated fromhospitalized military personnel. Kliniceskaa mikrobiologia i antimikrobnaa himioterapia. 2017;19(3):248-253. Russian. (Эйдельштейн И.А., Эйдельштейн М.В., Романов А.В., Зайцев А.А., Раков-ская И.В., Бархатова О.И. и соавт. Четыре случая выявления мутаций устойчивости в гене 23S рРНК Mycoplasma pneumoniae, выделенных от военнослужащих с пневмонией, находящихся на лечении в военном госпитале. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2017;19(3):248-253.)

152. Cao B., Zhao C., Yin Y., Zhao F., Song S.F., Bai L., et al. High prevalence of macrolide resistance in Mycoplasma pneumoniae isolates from adult and adolescent patients with respiratory tract infection in China. Clin Infect Dis. 2010;51(2):189-194. DOI: 10.1086/653535

153. Xin D., Mi Z., Han X., Qin L., Li J., Wei T., et al. Molecular mechanisms of macrolide resistance in clinical isolates of Mycoplasma pneumoniae from China. Antimicrob Agents Chemother. 2009;53(5):2158-2159. DOI: 10.1128/ AAC.01563-08

154. Zhao F., Liu G., Wu J., Cao B., Tao X., He L., et al. Surveillance of macrolide-resistant Mycoplasma pneu-moniae in Beijing, China, from 2008 to 2012. Antimicrob Agents Chemother. 2013;57(3):1521-1523. DOI: 10.1128/AAC.02060-12

155. Akaike H., Miyashita N., Kubo M., Kawai Y., Tanaka T., Ogita S., et al. In vitro activities of 11 antimicrobial agents against macrolide-resistant Mycoplasma pneumoniae isolates from pediatric patients: results from a multicenter surveillance study. Jpn J Infect Dis. 2012;65(6):535-538. DOI: 10.7883/yoken.65.535

156. Miyashita N., Akaike H., Teranishi H., Ouchi K., Okimoto N. Macrolide-resistant Mycoplasma pneumoniae pneumonia in adolescents and adults: clinical findings, drug susceptibility, and therapeutic efficacy. Antimicrob Agents Chemother. 2013;57(10):5181-5185. DOI: 10.1128/AAC.00737-13

157. Diaz M.H., Benitez A.J., Cross K.E., Hicks L.A., Kutty P., Bramley A.M., et al. Molecular detection and characterization of Mycoplasma pneumoniae among patients hospitalized with community-acquired pneumonia in the United States. Open Forum Infect Dis. 2015; 2(3):ofv106. DOI: 10.1093/ofid/ofv106

158. Cardinale F., Chironna M., Chinellato I., Principi N., Esposito S. Clinical relevance of Mycoplasma pneumoniae macrolide resistance in children. J Clin Microbiol. 2013;51(2):723-724. DOI: 10.1128/JCM.02840-12

159. Wu P.S., Chang L.Y., Lin H.C., Chi H., Hsieh Y.C., Huang Y.C., et al. Epidemiology and clinical manifestations of children with macrolide-resistant Mycoplasma pneumoniae pneumonia in Taiwan. Pediatr Pulmonol. 2013;48(9):904-911. DOI: 10.1002/ppul.22706

160. Matsubara K., Morozumi M., Okada T., Matsushima T., Komiyama O., Shoji M., et al. A comparative clinical study of macrolide-sensitive and macrolide-resistant Mycoplasma pneumoniae infections in pediatric patients. J Infect Chemother. 2009;15(6):380-383. DOI: 10.1007/ s10156-009-0715-7

161. Suzuki S., Yamazaki T., Narita M., Okazaki N., Suzuki I., Andoh T., et al. Clinical evaluation of macrolide-resistant Mycoplasma pneumoniae. Antimicrob Agents Chemother. 2006;50(2):709-712. DOI: 10.1128/AAC.50.2.709-712.2006

162. Baseman J.B., Tully J.G. Mycoplasmas: sophisticated, reemerging, and burdened by their notoriety. Emerg Infect Dis. 1997; 3(1):21-32. DOI: 10.3201/eid0301.970103

Эйдельштейн И.А.