CC BY
2УДК: 616.716.1:616-003.93-092.9 DOI: 10.29039/2224-6444-2024-14-3-16-22
МОРФОМЕТРИЧЕСКИЕ ПАРАМЕТРЫ МЕЖРАДИКУЛЯРНОЙ АЛЬВЕОЛЯРНОЙ
КОСТИ ВЕРХНЕЙ ЧЕЛЮСТИ ПОСЛЕ ИМПЛАНТАЦИИ АЛЛОГЕННЫХ МЕЗЕНХИМАЛЬНЫХ СТВОЛОВЫХ КЛЕТОК В ДЕФЕКТ БОЛЬШЕБЕРЦОВОЙ КОСТИ НА РАЗНЫХ СТАДИЯХ ФОРМИРОВАНИЯ РЕГЕНЕРАТА
Зинченко Е. В.1, Мосягина Н. А.1, Труфанова М. С.1, Соловьёва И. В.1, Гафарова Э. А.2
'Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования «Луганский государственный медицинский университет имени Святителя Луки» Министерства здравоохранения Российской Федерации (ФГБОУ ВО «Луганский государственный медицинский университет имени Святителя Луки»), 291045, Луганская Народная Республика, г.о. Луганский, кв-л 50 -летия обороны Луганска, д. 1г, Луганск, Россия
2Ордена Трудового Красного Знамени Медицинский институт имени С. И. Георгиевского федерального государственного автономного образовательного учреждения высшего образования «Крымский федеральный университет имени В. И. Вернадского» (Медицинский институт им. С. И. Георгиевского ФГАОУ ВО «КФУ им. В. И. Вернадского»), 295051, бул. Ленина, 5/7, Симферополь, Россия
Для корреспонденции: Мосягина Надежда Александровна, ассистент кафедры анатомии человека, оперативной хирургии и топографической анатомии, Луганский государственный медицинский университет имени Святителя Луки, e-mail: [email protected]
For correspondence: Nadezhda A. Mosyagina, assistant professor of the department of human anatomy, operative surgery and topography anatomy, Saint Luka Lugansk State Medical University, e-mail: mosyaginan @bk .ru
Information about authors:
Zinchenko E. V., https://orcid.org/0000-0002-2628-334X Mosyagina N. A., https://orcid.org/0000-0001-9176-8549 Trufanova M. S., https://orcid.org/0000-0002-4110-7467 Solovyeva I. V., https://orcid.org/0000-0001-8617-8296 Gafarova E. A., https://orcid.org/0000-0002-3374-1011
РЕЗЮМЕ
Цель исследования - определить динамику изменений структуры межрадикулярной альвеолярной кости верхней челюсти у белых крыс после введения аллогенных мезенхимальных стволовых клеток (АМСК) в дефект большеберцовых костей на различных стадиях формирования регенерата. Материал и методы. 90 половозрелых белых крыс массой 190-225 г, были разделены на 7 групп. Группа А - контрольные животные, группа В - крысы, которым наносили дефект большеберцовых костей диаметром 2,0 мм. В группе С-АМСК на 3 сутки в дефект имплантировали АМСК. В группах D-АМСК, E-АМСК, F-АМСК, G-АМСК имплантировали в зону дефекта на 10, 15, 24 и 45 сутки после его нанесения. Окрашенные гематоксилин-эозином срезы межкорневой области первого верхнего моляра использовали для гистоморфометрии. Рассчитывали объемную долю кости (BV), толщину трабекул (TrT) и ширину межтрабекулярных пространств (ISp). Результаты. В группе В BV была меньше значений группы A с 15 по 90 сутки после вмешательства на 4,95-7,43%, а TrT с 7 по 90 сутки - на 4,48-8,33%; ISp с 7 по 90 сутки превышала значения группы A на 5,57-9,58%. Имплантация АМСК в локус повреждения в различные сроки после операции сопровождалась восстановлением структуры альвеолярной кости межкорневой перегородки верхнего первого большого коренного зуба. При этом наиболее эффективным является введение АМСК на 10-е сутки повреждения. В этом случае TrT через 15, 24, 45 и 90 суток после операции была больше значений группы В на 4,26%, 4,77%, 6,05% и 5,32%, а BV с 30 по 90 сутки - на 5,60%, 5,80% и 5,21%. Также, с 30 по 90 сутки после операции ISp была меньше значений группы В на 5,47%, 7,85% и 5,36%. Введение АМСК через 24 и 45 суток после нанесения дефекта большеберцовых костей малоэффективно. Заключение. Имплантация АМСК в локус костного повреждения в различные сроки после операции сопровождается восстановлением структуры альвеолярной кости межкорневой перегородки верхнего первого большого коренного зуба. Наиболее эффективным является введение АМСК на 10-е сутки повреждения. На 24- и 45-е сутки после нанесения дефекта большеберцовых костей введение АМСК менее эффективно.
Ключевые слова: крысы, межрадикулярная альвеолярная кость, аллогенные мезенхимальные стволовые клетки, верхняя челюсть, дефект большеберцовой кости.
MORPHOMETRIC PARAMETERS OF THE MAXILLARY INTERRADICULAR ALVEOLAR BONE AFTER IMPLANTATION OF ALLOGENIC MESENCHYMAL STEM CELLS INTO THE TIBIAL DEFECT AT DIFFERENT STAGES OF REGENERATION
Zinchenko E. V.1, Mosyagina N. A.1, Trufanova M. S.1, Solovyeva I. V.1, Gafarova E. A.2
'Saint Luka Lugansk State Medical University, Lugansk, Russia
2Medical Institute named after S.I. Georgievsky of Vernadsky CFU, Simferopol, Russia
SUMMARY
Aim: to analyze changes in the structure of the interradicular alveolar bone of the maxilla in rats after the introduction of allogeneic mesenchymal stem cells (AMSC) into a tibial defect at various stages of regenerate formation. Material and methods. We used 90 sexually mature white rats weighing 190-225 g, which were divided into 7 groups. Group A included control animals, group B included rats to which a defect of the tibia with a diameter of 2.0 mm was applied. In group C- AMSC, AMSC were implanted into the defect on the 3rd day. In groups D-AMSC, E-AMSC, F-AMSC, G-AMSC were implanted into the defect area on the 10th, 15th, 24th and 45th days after its application. For histomorphometric analysis, hematoxylin and eosin-stained sections of the interradicular area of the first maxillary molar were used. Bone volume fraction (BV), trabecular thickness (TrT), and intertrabecular space width (ISp) were calculated. Results. In group B, BV was lower than the values of group A from day 15 to day 90 after the intervention by 4.95-7.43%, and TrT from day 7 to day 90 was lower by 4.48-8.33%; ISp from day 7 to day 90 exceeded the values of group A by 5.57-9.58%. Injections of AMSCs into the injury site at different times after surgery contributed to the restoration of the alveolar bone structure of the interradicular septum of the upper first molar. The most effective was the introduction of AMSC on the 10th day after injury. During this period, the trabecular thickness (TrT) from the 15th to the 90th day after surgery exceeded the values of group B by 4.26%, 4.77%, 6.05% and 5.32%, while the volume fraction of bone tissue (VT) from the 30th to the 90th day was higher than the values of group B by 5.60%, 5.80% and 5.21%. Also, from day 30 to day 90 after surgery, ISp was lower than the values of group B by 5.47%, 7.85% and 5.36%. The introduction AMSC on the 24th and 45th days after the creation of the tibia defect was ineffective. Conclusion. Implantation of AMSC into the area of bone damage at different stages after surgery contributes to the restoration of the alveolar bone structure of the interradicular septum of the upper first molar. The greatest efficiency was demonstrated by the introduction of AMSC on the 10th day after the injury. Injections of AMSC on the 24th and 45th days after the defect formation did not lead to the expected results.
Key words: rats, upper jaw, interradicular alveolar bone, allogeneic mesenchymal stem cells, tibial defect.
За последнее десятилетие появилось более глубокое понимание возможностей мезенхи-мальных стволовых клеток (МСК) в регенерации скелета, благодаря в основном доклиническим исследованиям и нескольким проводимым клиническим исследованиям, посвященным потенциалу использования МСК-терапии в сочетании с керамическими, биоразлагаемыми, синтетическими или матричными каркасами для восстановления тканей опорно-двигательного аппарата. Постоянное развитие методов лечения с применением МСК для восстановления функций опорно-двигательного аппарата находит подтверждение в многочисленных клинических исследованиях, проводимых на людях, а также в экспериментальных работах на животных, ориентированных на улучшение ветеринарной практики [1]. Несмотря на существующие проблемы, связанные с разработкой различных методик тканевой инженерии, достигнуты значительные успехи в восстановлении и регенерации скелетной ткани. Подходы к этим процессам продолжают развиваться и совершенствоваться, при этом особое внимание уделяется изучению механизмов, способствующих регенерации [2]. К таким механизмам можно отнести выбор правильного источника МСК, будь то аллогенные или аутологичные, как данные стволовые клетки локализуются в месте дефекта на прямую или косвенно путем миграции и влияют ли они на уже имеющиеся эндогенные стволовые клетки [3]. Время, в которое происходит введение экзогенных МСК также имеет очень важное значение для достижения макси-
мального восстановления поврежденной кости
[4]. Проводятся исследования по определению того, как МСК впоследствии интегрируются для формирования правильной конфигурации клеток и способности дифференцировать и восстанавливать функциональную скелетную ткань и как механическая нагрузка оказывается на сконструированную МСК кость. Ещё одним направлением является улучшение или восстановление повреждённой или нарушенной микросреды до начала регенеративной терапии, чтобы обеспечить более высокую эффективность восстановления скелета
[5]. Кроме того, для формирования кости необходима благоприятная сосудистая среда, где кровоснабжение способствует регенерации кости, смягчая гипоксические условия и некроз внутри каркаса, а также обеспечивая тесную связь между ангиогенезом и остеогенезом. Для этого требуются особые биоматериалы и методы доставки, чтобы привлечь эндогенные МСК или доставить экзогенные МСК.
С учетом всего вышеизложенного, несмотря на наличие обширного массива научных данных о влиянии МСК на организм, исследования морфологических изменений в опорном комплексе зубочелюстной системы после травмы какой-либо из костей добавочного скелета и последующей имплантации АМСК на разных этапах ремодели-рования костной регенерации еще не представлены.
Цель исследования - определить динамику изменений структуры межрадикулярной альвеолярной кости верхней челюсти у белых крыс по-
сле введения АМСК в дефект большеберцовых костей на различных стадиях формирования регенерата.
МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ
Исследование проводилось на 90 крысах-самцах массой 190-225 г, разделенных на 7 групп: группа А - контрольные животные, в группе В крысам наносили сквозной дефект диаметром 2 мм в метадиафизарной области большеберцовых костей [6]. В группе С-АМСК на 3 сутки в дефект имплантировали АМСК. В группах D-АМСК, E-АМСК, F-АМСК, G-АМСК вводили в зону дефекта через 10, 15, 24 и 45 суток от повреждения. Из полостей большеберцовых и бедренных костей крыс-самцов вымывали костномозговые клетки при помощи питательной среды Игла МЕМ («Биолот», Россия). Клетки культивировали во флаконах площадью 25 см2 («CORNING», США) в среде Игла МЕМ, обогащенной L-глутамином, 10% эмбриональной телячьей сывороткой, с добавлением двух антибиотиков в течение 14 суток при температуре 37° в атмосфере 5% СО2 в условиях СО2-инкубатора HF15UV («Heal Force», Китай), со сменой / среды каждые 5 суток. Манипуляция проводилась после декапитации экспериментальных животных под эфирным наркозом.
В ходе исследования крысы содержались в стандартных условиях вивария в соответствии с правилами, принятыми Европейской конвенцией по защите позвоночных животных, используемых для экспериментальных и научных целей (Страсбург, 1986 г.) [7]. По окончанию эксперимента на 7, 15, 30, 60 и 90-е сутки животных подвергали декапитации под эфирным наркозом, в последующем проводили забор верхних челюстей с дальнейшей зачисткой мягких тканей. Подготовка костного материала проводилась по стандартным гистологическим методам. Парафиновые срезы окрашивали гематоксилин-эозином. Срезы выполнялись на уровне первого верхнего моляра с толщиной 6-8 мкм. Полученный материал подвергался морфометрической диагностике, в которую входили такие параметры, как расчет объемной доли костной ткани (BV), толщины трабекул (TrT) и ширины межтрабекулярных пространств (ISp) [8; 9].
Все полученные данные были проанализированы с применением методов вариационной статистики с использованием лицензированных программ Microsoft Office Excel и Statistica 10.0. Для проверки нормальности распределения полученных числовых данных был использован тест Колмогорова-Смирнова. Статистическую значимость отклонений оценивали с помощью параметрического метода сравнения двух незави-
симых выборок - критерия Стьюдента (в случае нормального распределения). Если распределение не имело нормального характера, применялся критерий Манна-Уитни. Различия считались статистически значимыми при уровне вероятности ошибки 5% (р<0,05) [10].
РЕЗУЛЬТАТЫ
У животных из группы А в период с 7 по 90 сутки наблюдения ВУ изменялась в пределах 73,33-74,00%, при этом ТгТ увеличивалась - с 93,00±1,18 мкм до 96,01±1,44 мкм, в то время как ^р уменьшалась с 68,83±1,05 мкм до 67,50±0,96 мкм (таблица 1).
В группе В объемная доля костной ткани (ВУ) в межкорневой перегородке первого верхнего моляра была на 5,86% ниже, чем в группе А на 15-й день после операции, на 7,43% ниже на 30-й день, на 6,97% ниже на 60-й день и на 4,95% ниже на 90-й день. ТгТ на 7-й день была меньше на 4,48%, на 15-й день - на 8,33%, на 30-й день - на 7,75%, на 60-й день - на 7,52% и на 90-й день - на 5,38% по сравнению с группой А. Кр превышали значения группы А на 5,57% на 7-й день, на 6,81% на 15-й день, на 7,07% на 30-й день, на 9,58% на 60-й день и на 5,93% на 90-й день эксперимента.
В группе С-АМСК, несмотря на то, что ВУ через 7 суток отставала от значений группы В на 4,91%, через 60 суток на 5,31% и на 4,98% через 90 суток она уже превышала их. ТгТ через 60 и 90 суток отставала от значений группы В на 6,28% и 4,66%, а ^р превышала их на 5,48% и 5,69%.
ТгТ в группе D-АМСК была больше значений группы В через 15 суток на 4,26%, на 4,77% через 30 суток, на 6,05% через 60 суток и на 5,32% через 90 суток, а ВУ на 5,60% - 30 сутки, на 5,80% - 60 сутки и на 5,21% - 90 сутки. В свою очередь, Кр отставала от значений группы В на 5,47% на 30 сутки, на 7,85% на 60 сутки и на 5,36% на 90 сутки.
В группе Е-АМСК ТгТ была меньше значений группы В после операции на 60 сутки на 6,95% и на 90 сутки на 5,36%, а ВУ превышала их на 30 сутки на 4,87% и на 5,31% на 60 сутки, а ТгТ на 5,67% на 60 сутки.
ТгТ в группе F-АМСК превышала значения группы В на 4,91% через 60 суток, а ВУ на 4,62% через 30 суток, на 5,07% через 60 суток и на 4,27% через 90 суток. ^р в свою очередь отставала от значений группы В на 5,61% через 60 суток. Наконец, в группе G-АМСК лишь ТгТ превышала значения группы В на 4,54% на 60 сутки.
ОБСУЖДЕНИЕ
Из всего вышеизложенного, можно сделать вывод, что травма большеберцовых костей сопровождается резорбтивными изменениями структуры интеррадикулярной альвеолярной ко-
Таблица 1. Параметры гистоморфометрии альвеолярной кости в межкорневой перегородке первого верхнего моляра у белых крыс после имплантации АМСК в зону дефекта (X±Sx). Table 1. Histomorphometric parameters of alveolar bone in the interradicular septum of the first upper molar in white rats after implantation of AMSC into the defect zone (X±Sx).
Группа Сроки, сутки BV, % TrT, мкм ISp, мкм
1 2 3 4 5
7 73,33±0,99 93,00±1,18 68,83±1,05
15 74,00±1,06 94,00±1,37 68,50±0,76
А 30 74,00±1,21 94,67±1,23 68,33±1,02
60 74,17±0,95 95,33±1,50 67,83±0,95
90 74,00±1,13 96,00±1,44 67,50±0,96
7 71,33±1,20 88,83±0,95* 72,67±1,05л
15 69,67±1,05* 86,17±1,17* 73,17±1,05л
В 30 68,50±0,92* 87,33±1,05* 73,17±1,14л
60 69,00±0,89* 88,17±1,22* 74,331,20л
90 70,33±1,05* 90,83±1,51* 71,50±1,09л
7 67,83±0,83* 85,83±1,25* 74,00±1,03л
15 68,50±0,92* 87,50±1,18* 72,50±1,09л
С-АМСК 30 71,00±1,15 90,50±1,28* 70,00±1,03
60 72,67±1,02л 93,00±1,51л 69,67±1,12*
90 73,83±0,95л 96,00±1,59л 68,17±0,91*
15 70,50±1,12* 89,83±1,17*л 70,67±1,02
D-АМСК 30 72,33±1,05л 91,50±1,26л 69,17±0,87*
60 73,00±0,73л 93,50±1,26л 68,50±0,76*
90 74,00±0,97л 95,67±1,28л 67,67±0,76*
30 71,83±1,01л 90,83±1,51 70,17±0,95
Е-АМСК 60 72,67±0,99л 93,17±1,17л 69,17±1,05*
90 73,50±1,18 95,50±1,75 67,67±0,92*
30 71,67±1,02л 90,17±1,42* 70,17±0,95
F-АМСК 60 72,50±1,12л 92,50±1,57л 70,17±1,17*
90 73,33±0,88л 94,33±1,36 68,50±0,96
G-АМСК 60 71,83±1,05 92,17±1,25л 71,50±1,26л
90 73,33±1,05 94,67±1,36 68,33±1,15
Примечание: * - обозначает статистически значимые (р<0,05) различия с показателями группы А; А - обозначает статистически значимые (р<0,05) различия с показателями группы В.
Notation: * - indicates statistically significant (p<0.05) differences with the indicators of group A; а -indicates statistically significant (p<0.05) differences with the indicators of group B.
сти верхней челюсти с максимальными проявлениями к 30-60 суткам и постепенным уменьшением выявленных отклонений в последующем.
Вторичное заживление кости после перелома требует отдельных, хорошо скоординированных, но пересекающихся физиологических процессов. Регенерация начинается с воспалительной фазы, во время которой удаляется некротическая ткань и запускается ангиогенез. Затем происходит ин-
фильтрация мезенхимальных стволовых клеток, которые способствуют энхондральной оссифика-ции, стабилизируя место перелома за счёт формирования кальцинированного хрящевого матрикса. Эта мягкая мозоль впоследствии рассасывается хондрокластами, что позволяет сформировать твёрдую мозоль - минерализованный матрикс, синтезируемый остеобластами. Последующая фаза ремоделирования использует остеокласты
для рассасывания незрелой губчатой кости, постепенно заменяя её пластинчатой костью, образуемой остеобластами [11]. Данные процессы заживления кости зависят от многочисленных межклеточных и молекулярных взаимодействий [12]. Под влиянием определенных факторов процесс восстановления костной ткани нарушается и требует дополнительных, новых подходов в лечении заболеваний, таких как несрастающие-ся переломы или дефекты костей критического размера, опухоли, инфекции, заболевания опорно-двигательного аппарата, такие как остеопороз, остеомиелит, несовершенный остеогенез и др. Бесспорная медицинская потребность в оказании помощи при лечении заболеваний опорно-двигательного аппарата стала причиной для разработки новых подходов и усовершенствования имеющихся, с целью улучшения стратегий тканевой инженерии в данном сегменте.
Имплантация АМСК в зону дефекта больше-берцовых костей на 3-и сутки после манипуляции сопровождается восстановлением структуры интеррадикулярной альвеолярной кости верхней челюсти через 60 и 90 суток после манипуляции в сравнении с группой В. Введение АМСК через 10 суток после операции сопровождается аналогичными процессами с 15 по 90 сутки наблюдения после оперативного вмешательства, а введение АМСК на 15-е сутки - с 30 по 90 сутки.
АМСК обладают мультипотентностью, противовоспалительными, иммуномодулирующи-ми свойствами, которые так необходимы для регенеративной терапии. Эта популяция стволовых клеток также способна поддерживать гемопоэз и стимулировать ангиогенез. Кроме того, высвобождение паракринных факторов МСК влияет на окружающую микросреду, что представляет особый важное значение для восстановления органов. Доказано, что даже если АМСК не приживуться с высокой эффективностью после трансплантации, они способны поддерживать жизнеспособность окружающих тканей за счёт выроботки данных паракринных факторов [13].
Имплантация АМСК в зону дефекта боль-шеберцовых костей на 24-е и 45-е сутки после манипуляции сопровождается значительно менее выраженными признаками восстановления структуры альвеолярной кости.
Исходя из этого, оптимальным сроком введения АМСК в область костного дефекта с позиции восстановления структуры альвеолярной кости верхней челюсти являются 10-е сутки после повреждения (стадия формирования клеточной бластемы) [14; 15]. Можно предположить, что это связано с различными формами эндокринного ответа организма на костную травму [16].
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
При нанесении дефекта большеберцовых костей межкорневая альвеолярная кость верхней челюсти характеризуется развитием в ней ре-зорбтивных процессов с максимальными проявлениями на 30-60 сутки после манипуляции. Имплантация АМСК в локус повреждения в различные сроки после операции сопровождается восстановлением структуры альвеолярной кости межкорневой перегородки верхнего первого большого коренного зуба. При этом наиболее эффективным является введение АМСК на 10-е сутки повреждения. Введение АМСК через 24 и 45 суток после нанесения дефекта большеберцо-вых костей малоэффективно.
Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Conflicts of interest. The authors have no conflicts of interest to declare
ЛИТЕРАТУРА
1. Nantavisai S., Egusa H., Osathanon T., Sawangmake C. Mesenchymal stem cell-based bone tissue engineering for veterinary practice. Heliyon 2019;5:e02808. doi:10.1016/j.heliyon.2019.e02808
2. Gómez-Barrena E., Padilla-Eguiluz N. G., García-Rey E., Hernández-Esteban P., Cordero-Ampuero. J., Rubio-Suarez J. C. Reborne and orthounion research consortia. sValidation of a long bone fracture non-union healing score after treatment with mesenchymal stromal cells combined to biomaterials. Injury 2020;51:55-62. doi:10.1016/ j.injury.2020.02.030.
3. Whitt J., Al-Sabbagh M., Dawson D., Shehata E., Housley-Smith M., Villasante-Tezanos A. G., Kutkut A. Efficacy of stem cell allograft in maxillary sinus bone regeneration: a randomized controlled clinical and blinded histomorphometric study. Int. J. Implant. Dent. 2020;6:1-10. doi:10.1186/ s40729-020-00222-w.
4. Rojewski M. T., Lotfi R., Gjerde C., Mustafa K., Veronesi E., Ahmed A. B., Wiesneth M., Körper S., Sensebé L., Layrolle P., et al. Translation of a standardized manufacturing protocol for mesenchymal stromal cells: a systematic comparison of validation and manufacturing data. Cytotherapy 2019;21:468-482. doi:10.1016/j.jcyt.2019.03.001."
5. Nantavisai S., Egusa H., Osathanon T., Sawangmake C. Mesenchymal stem cell-based bone tissue engineering for veterinary practice. Heliyon 2019;5:e02808. doi:10.1016/j.heliyon.2019.e02808
6. Лузин В. И., Ивченко Д. В., Панкратьев А. А., Скоробогатов А. Н., Самойленко А. А. Методика моделирования костного дефекта у лабораторных животных. Украшський медичний альманах. 2005;8 (2):162.
7. European convention for the protection of vertebrate animals used for experimental and other scientific purpose: Council of Europe 18.03.1986. Strasbourg, 1986.
8. Alikhani M., Alikhani M., Alansari S., Almansour A., Hami-daddin M. A., Khoo E., et al. Therapeutic effect of localized vibration on alveolar bone of osteoporotic rats. Plosone. 2019;14(1):e0211004. doi: 10.1371/journal. pone.0211004.
9. Соловьева И. В., Пилавов А. М., Рябков
B. С. Влияние имплантации в дефект больше-берцовых костей гидроксилапатитного материала ОК-015 на структуру межрадикулярной альвеолярной кости верней челюсти. Морфологический альманах имени В. Г. Ковешникова. 2023;21(2):79-84.
10. Юнкеров В. И., Григорьев С. Г. Мате-матико-статистическая обработка данных медицинских исследований (2-е изд., доп.). СПб.: ВмедА;2005.
11. Schindeler A., McDonald M. M., Bokko P., Little D. G. Bone remodeling during fracture repair: The cellular picture. Semin. cell dev. biol. 2008;19:459-466. doi:10.1016/j. semcdb.2008.07.004.
12. Arthur A., Gronthos S. Clinical application of bone marrow mesenchymal stem/stromal cells to repair skeletal tissue. Int. J. Mol. Sci. 2020;21:9759. doi:10.3390/ijms21249759.
13. Wada N., Gronthos S., Bartold P. M. Immunomodulatory effects of stem cells. Periodontal 2000. 2013; 63:198-216. doi:10.1089/ scd.2012.0676
14. Соловьева И. В., Лузин В. И., Оберемок
C. Е. Строение надпочечников после введения мезенхимальных стволовых клеток различными способами на разных стадиях формирования регенерата большеберцовых костей. Проблемы экологической и медицинской генетики и клинической иммунологии. 2020;5 (161):37.
15. Зинченко Е. В., Лузин В. И. Оценка влияния введения мезенхимальных стволовых клеток на разных этапах формирования регенерата костной ткани на фоне нанесения дефекта боль-шеберцовых костей на химический состав плечевых костей крыс. Морфологический альмнах В. Г. Ковешникова. 2020;3:3-10.
16. Соловьева И. В. Оценка влияния имплантации в большеберцовые кости гидроксилапатит-ного материала 0К-015 и внутривенного введения аллогенных мезенхимальных стволовых клеток на изменение структурно-функционального состояния аденогипофиза щитовидной и надпо-ченых желез. Морфологический альманах В. Г. Ковешникова. 2023; 21 (2): 113-119.
REFERENCES
1. Nantavisai S., Egusa H., Osathanon T., Sawangmake C. Mesenchymal stem cell-based bone tissue engineering for veterinary practice. Heliyon 2019;5:e02808. doi: 10.1016/j.heliyon.2019.e02808
2. Gómez-Barrena E., Padilla-Eguiluz N. G., García-Rey E., Hernández-Esteban P., Cordero-Ampuero J., Rubio-Suarez J. C. Reborne and orthounion research consortia validation of a long bone fracture non-union healing score after treatment with mesenchymal stromal cells combined to biomaterials. Injury 2020;51:55-62. doi: 10.1016/ j.injury.2020.02.030.
3. Whitt J., Al-Sabbagh M., Dawson D., Shehata E., Housley-Smith M., Villasante-Tezanos A. G., Kutkut A. Efficacy of stem cell allograft in maxillary sinus bone regeneration: a randomized controlled clinical and blinded histomorphometric study. Int. J. Implant. Dent. 2020;6:1-10. doi: 10.1186/s40729-020-00222-w
4. Rojewski M. T., Lotfi R., Gjerde C., Mustafa K., Veronesi E., Ahmed A. B., Wiesneth M., Körper S., Sensebé L., Layrolle P., et al. Translation of a standardized manufacturing protocol for mesenchymal stromal cells: a systematic comparison of validation and manufacturing data. Cytotherapy 2019;21:468-482. doi: 10.1016/j.jcyt.2019.03.001.
5. Nantavisai S., Egusa H., Osathanon T., Sawangmake C. Mesenchymal stem cell-based bone tissue engineering for veterinary practice. Heliyon 2019;5:e02808. doi: 10.1016/j.heliyon.2019.e02808
6. Luzin V. I., Ivchenko D. V., Pankratyev A. A., Skorobogatov A. N., Samoilenko A. A. Method of modeling bone defect in laboratory animals. Ukrainian Medical Almanac. 2005;8(2):162. (In Russ.)
7. European convention for the protection of vertebrate animals used for experimental and other scientific purpose: Council of Europe 18.03.1986. Strasbourg, 1986.
8. Alikhani M., Alikhani M., Alansari S., Almansour A., Hami-daddin M. A., Khoo E., et al. Therapeutic effect of localized vibration on alveolar bone of osteoporotic rats. Plosone. 2019;14(1): e0211004. doi: 10.1371/journal.pone. 0211004.
9. Solovieva I. V., Pilavov A. M., Ryabkov V. S. Effect of implantation of hydroxyapatite material 0K-015 into the defect of the tibia on the structure of the interradicular alveolar bone of the upper jaw. Morphological almanac named after V. G. Koveshnikov. 2023. 21 (2): 79-84. (In Russ.)
10. Yunkerov V. I., Grigoriev S. G. Mathematical and statistical processing of medical research data [2nd ed., Add.]. SPb.: VmedA; 2005. (In Russ.)
11. Schindeler A., McDonald M. M., Bokko P., Little D. G. Bone remodeling during
fracture repair: The cellular picture. Semin. Cell dev.biol. 2008;19:459-466. doi: 10.1016/j. semcdb.2008.07.004.
12. Arthur A., Gronthos S. Clinical application of bone marrow mesenchymal stem/stromal cells to repair skeletal tissue. Int. J. Mol. Sci. 2020;21:9759. doi: 10.3390/ijms21249759.
13. Wada N., Gronthos S., Bartold P. M. Immunomodulatory effects of stem cells. Periodontal 2000. 2013;63:198-216. doi: 10.1089/scd.2012.0676
14. Solovieva I. V., Luzin V. I., Oberemok S. E. The structure of the adrenal glands after the introduction of mesenchymal stem cells by different methods at different stages of the formation of the tibial regenerate. Problems of environmental
and medical genetics and clinical immunology. 2020;5(161):37. (In Russ.)
15. Zinchenko E. V., Luzin V. I. The effect of mesenchymal stem cells at different stages of bone regeneration after tibia fracture modeling on chemical composition of the humeri in rats. V. G. Koveshnikov Morphological almanac. 2020;3:3-10. (In Russ.)
16. Solovieva I. V. Evaluation of the effect of implantation of hydroxyapatite material 0K-015 into the tibia and intravenous administration of allogeneic mesenchymal stem cells on changes in the structural and functional state of the adenohypophysis of the thyroid and adrenal glands. V. G. Koveshnikov morphological almanac. 2023;21(2):113-119. (In Russ.)
