CC BY
69
УДК 582.232.5
Р. Р. Шалыгина1, С. С. Шалыгин2,3, В. В. Редькина1
1 Институт проблем промышленной экологии Севера КНЦ РАН 2Полярно-альпийский ботанический сад-институт им. Н.А. Аврорина КНЦ РАН 3John Carroll University, USA
МОРФОЛОГИЧЕСКАЯ И МОЛЕКУЛЯРНАЯ ХАРАТЕРИСТИКА ЦИАНОБАКТЕРИИ NOSTOC SP., ИЗОЛИРОВАННОЙ ИЗ ПОЧВЫ МУРМАНСКОЙ ОБЛАСТИ
Аннотация. Штамм Nostoc sp., выделенный в чистую культуру из почв Кольского полуострова в районе Кандалакшского алюминиевого завода (КАЗ), отличается намного большим размером гетероцит и акинет по сравнению с другими видами рода Nostoc. Филогенетический анализ участка 16S рРНК показал, что данный штамм располагается точно в середине Nostoc sensu lato в кладе с Nostoc Bashkir 6A и Nostoc PCC9709. Мы предполагаем, что выделенный штамм является новым видом рода Nostoc sp., но для точного определения видовой принадлежности необходимы дальнейшие исследования участков других генов.
Ключевые слова: Кольский полуостров, цианобактерии, Nostoc, Nostocaceae, 16S рРНК, полифазный подход.
R. R. Shalygina, S. S. Shalygin, V. V. Redkina
MORPHOLOGICAL AND MOLECULAR CHARACTERISTICS OF CYANOBACTERIA NOSTOC SP. ISOLATED FROM SOIL, MURMANSK REGION
Abstract. The strain of Nostoc sp. isolated in pure culture from the soils of the Kola Peninsula in the Kandalaksha aluminum factory area differed much larger heterocytes and akinetes compared with other species of the genus Nostoc. Phylogenetic analysis of the 16S rRNA site showed that our strain is located exactly in the middle of Nostoc sensu lato in the clade with Nostoc Bashkir 6A and Nostoc PCC9709. We assume that our strain is a new species of the genus Nostoc sp., however, for a more accurate identification of a specific accessory, we need further studies of other regions of genes.
Keywords: Kola Peninsula, cyanobacteria, Nostoc, Nostocaceae, 16S rRNA, polyphasic approach.
Введение
Nostoc sp. Vauch. ex Born. & Flah, широко распространенный и встречающийся в различных местообитаниях род, представители которого образуют колонии, (Dodds et al., 1995; Komarek, 2013). На Кольском полуострове виды рода Nostoc распространены довольно широко. Д. А. Давыдовым (2010, 2014) отмечалось наличие 9 видов в Мурманской области в различных местообитаниях: Nostoc coeruleum Lyngb. ex Born. et Flah., N. commune Vauch. ex
Born. et Flah., N. ellipsosporum Rabenh. ex Born. et Flah., N. linckia Born. ex Born. et Flah., N. microscopicum Carm. ex Born. et Flah., N. minutum Desmaz., N. paludosum Kütz. ex Born. et Flah., N. punctiforme (Kütz.) Hariot, N. verrucosum Vauch. ex Born. et Flah., N. zetterstedtii Aresch. Э. А. Штина отмечала наличие видов этого рода в лесных почвах: Nostoc linckia (Roth.) Breb. et Flah. и N. muscorum (C. Ag.) Elenk. (Евдокимова и др., 1988). Также N. linckia Born. ex Born. et Flah. встречен в почвах лесо-тундровой зоны (Штина, Ройзин, 1966). Нами были выявлены представители рода носток в окультуренных почвах Полярной опытной станции Всероссийского института растениеводства (Редькина, 2012), в почвах заповедника Пасвик под злаковой растительностью и хвощами (Редькина, Шалыгина, 2015), в торфяных и болотных почвах полуострова Рыбачий (Редькина, Шалыгина, 2016), а также в зонах антропогенного влияния: в почвах по градиенту загрязнения от Кандалакшкого алюминиевого завода на расстоянии 2, 5, 10, 20 км (Редькина, Шалыгина, 2015), в почвах по градиенту загрязнения от комбината Печенганикель (3, 5, 7, 13, 20, 30 км) (Редькина, 2015), в хвостах обогащения апатит-нефелиновых руд (Шалыгина, Редькина, 2016).
Штамм Nostoc sp. был выделен в чистую культуру из почвенного образца, взятого на расстоянии 0,5 км от Кандалакшского алюминиевого завода из зоны максимального загрязнения, где содержание фтора в органогенном горизонте превышает фоновый уровень почти в 12 раз, ПДК - в 7 раз ^валовой = 2381 мг/кг, FH2O = 99 мг/кг) (Евдокимова, Мозгова, 2015). Видовую идентификацию штаммов крайне сложно осуществить, основываясь на морфологии, так как род характеризуется наличием сходных признаков у видов, различными жизненными стадиями в зависимости от условий среды, изменениями морфологии в культуре. Поэтому необходим анализ нуклеотидных последовательностей гена 16S рРНК. Мы амплифицировали и секвенировали ПЦР-фрагменты гена 16S рРНК (размер секвенированной области составил 1805 пар нуклеотидов) штамма, требующего подтверждения принадлежности к роду Nostoc. Для дальнейшего применения нашего штамма в качестве тест-объекта при определении токсичности почв необходимо уточнить его таксономическую принадлежность с применением полифазного подхода. Этот подход включает в себя следующие аспекты: тщательное изучение морфологии, учет экологических и географических особенностей и молекулярно-генетические исследования, опирающиеся на монофилетическую концепцию вида (Johansen, Casamatta, 2005; Osorio-Santos et al., 2014; Dvorák et al., 2015), согласно которой используется исключительно монофилетическая линия таксонов, признанная на основе уникальных апоморфий (морфологических и ультраструктурных символов или биохимических и экофизиологических признаков) (Mares, Cantonati, 2016).
Целью данного исследования является морфологическая и молекулярно-генетическая характеристика штамма почвенной цианобактерии Nostoc sp., изолированной из зоны максимального загрязнения соединениями фтора в районе КАЗ, для дальнейшего использования этого штамма в лабораторных опытах по выявлению негативного воздействия фтора на биоту.
Материалы и методы
Выделение в чистую культуру и морфологические исследования.
Носток был изолирован в 2014 г. Редькиной В.В. из эродированной почвы на расстоянии 0,5 км к северу от Кандалакшского алюминиевого завода, 67°12'11.82" с.ш., 32°25'23.58" в.д.
Выделение штамма в чистую культуру проводили из смешанной методом многократного пересева. Культуру выращивали на жидкой питательной среде Болда с утроенным содержанием азота (Гайсина и др., 2008) и на среде Z8 (Kotai, 1972). Морфология была исследована с использованием световых микроскопов Olympus CX41 и Zeiss Axioscop (Germany) с реализацией дифференциально-интерференционного контраста при увеличении ><1000 с камерой MicroFire. Измерение морфологических параметров произведено с использованием программного обеспечения AxioVision 4.9.
Штамм хранится под названием Nostoc sp. KAZ1 в лаборатории экологии микроорганизмов Института проблем промышленной экологии Севера КНЦ РАН и в коллекции культур водорослей университета Джона Кэрролла в г. Кливленд, США. Информацию об экологии, точном географическом положении, а также сведения о микроместообитании можно найти в онлайн базе данных CYANOpro - http://kpabg.ru/cyanopro/ (Мелехин и др., 2013).
Молекулярно-генетические методы
Молекулярные исследования проводились в рамках стажировки в университете Джона Кэролла, США. ДНК выделяли с помощью набора UltraClean Microbial DNA Isolation Kit from MO BIO (Carlsbad, CA) согласно инструкциям производителя. Выделенную ДНК хранили при температуре -20 С. Для амплификации фрагмента последовательности гена 16S-23S ITS rRNA использовали праймеры R1 (5'-CTCTGTGTGCCTAGGTATCC-3') (Boyer et al., 2001) и 8F (5'-AGTTGATCCTGGCTCAG-3') (Perkerson III et al., 2011). Амплификацию проводили в термоциклере Bio-Rad C1000 по схеме: 35 циклов при 94 "С по 30 с, 53 "С по 30 с, 72 С 1 мин, 5 мин 72 "С и выдерживали при 4 "С. Концентрации реагентов были 13 Taq polymerase buffer (USB, Cleveland, Ohio), 1.5 mM MgCl2, 2.5 pmol ml-1 праймера, 1 ml DNA (100-200 ng), 0.2 mM dNTPs (USB), и 1.25 units Taq polymerase (USB). Продукты реакции амплификации разделяли методом электрофореза в 1 %-м агарозном геле в трис-борат-EDTA буферном растворе, окрашивали бромистым этидием. Для визуализации геля использовали трансиллюминатор Ultra-Lum с камерой Kodak Gel Logic 112 Imaging Systems, в качестве маркера длины фрагментов ДНК — Lambda DNA/EcoRI + HindIII markers (125 bp-21,226 bp) («Thermo Scientific», ЕС). Клонирование проводили с использованием pSC-amp. плазмиды Vector Mix и Escherichia coli (StrataClone SoloPack) по протоколу Stratagene Cloning Kit (La Jolla, CA). Для извлечения плазмиды использовали набор QIAprep Spin kits (Qiagen, Carlsbad, CA). При помощи EcoRI digestion получили подтверждение вставки нужной последовательности в плазмиду E.coli. Количество выделенной ДНК и ПЦР-продукта определяли на спектрофотометре Nano Photometer P330, Implen. Плазмиды были отправлены на секвенирование в компанию Functional Biosciences, Inc. (Madison, WI) с праймерами M13 forward (5'-GTAAAACGACGGCCAG-3'), M13 reverse (5'-GGAAACAGCTATGACCATG-3 '), primer 5 (5 ' -TGTACACACCGCCCGTC-3 '), primer 7 (5 ' -AATGGGATTAGATACCCCAGTAGTC-3 '), primer 8 (5'-AAGGAGGTGATCCAGCCACA-3 ') (Boyer et al., 2001, 2002).
Для первичной сборки сиквенсов использовали программное обеспечение Sequencher software (version 4.8, Ann Arbor, MI). При помощи базы данных National Center for Biotechnology Information (NCBI) проводили сравнительный анализ нуклеотидных последовательностей с использованием BLAST (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/BLAST). Выравнивание последовательностей проводили вручную по вторичной структуре гена 16S рРНК. В филогенетический анализ были включена группа таксонов из 113 OTUs (Operational Taxonomic Unit). Байесовский анализ был проведен на портале CIPRES (Miller и др 2012;. https://www.phylo.org/) с использованием модели GTR+G (9 млн.генераций). Чтобы помочь решить позицию ряда видов Nostoc, в качестве внешней группы таксонов («аутгруппы») был использован порядок Pleurocapsales (Chroococcidiopsis), а также следующие роды порядка Nostocales: Chakia, Scytonema, Brasilonema, Hapalosiphon, Rivularia, Petalonema, Stigonema, Cylindrospermum, Aulosira, Tolypothrix, Aphanizomenon, Mojavia, Trichormus, Desmonostoc, Camptylonemopsis, Microchaete, Fortiea. Визуализация филогенетического дерева была произведена в программе FigTree v.3.1., графическую обработку материала осуществляли в векторном редакторе Adobe Illustrator. Процент сходства для последовательностей 16S рРНК был вычислен в PAUP v. 4.02bb (Swofford, 1998).
Результаты и обсуждение
Местообитание
Выделенный штамм обнаружен в райолне, где почвы представлены Al-Fe-гумусовыми подзолами на моренных сильно завалуненных песчаных отложениях, растительность - сосняками кустарничко-мохово-лишайниковыми. Мощность органогенного горизонта (подстилки) составляла примерно 3-5 см, pH = 6,09 (Евдокимова и др., 2005).
Морфологическое описание
Nostoc sp. KAZ1 на агаре формирует темно сине-зеленые концентрические колонии, позже распростертые (рис. 1). В жидкой питательной среде он растет в виде тонких пленочек на поверхности и на дне колб/пробирок. Нити длинные, изредка со слоистыми прозрачными чехлами, трихомы с интенсивными перетяжками у поперечных перегородок (как у представителей рода Anabaena), ярко сине-зеленые. Вегетативные клетки от сферических до вытянутых и цилиндрических, с гранулярным содержимым в центре, 7-8 мкм длиной, 4-6 мкм шириной. Гетероциты образуются в безазотистой среде либо в старой среде Z8. Гетероциты округлые, реже овальные, интеркалярные, шире, чем вегетативные клетки, светло-коричневые, 6-9 мкм в диаметре. Акинеты одиночные и/или до 10 в ряду, округлые, изредка слегка вытянутые, с множеством гранул внутри, иногда 3-4 клеточные, время от времени со слоистыми прозрачными чехлами, 711 мкм в диаметре. Коккоидные формы присутствуют.
В отношении морфологии Nostoc sp. KAZ1 наиболее близок к Desmonostoc muscorum (Agardh ex Bornet et Flahault) Hrouzek et Ventura, от которого отличается характером чехлов и акинет. У Desmonostoc muscorum присутствуют желто-коричневые чехлы, акинеты вытянуто-овальные с желтыми неслоистыми оболочками. Следует отметить, что D. muscorum обычно встречается во влажных почвах, в почвах около термальных источников, а также на скалах, в отличие от нашего штамма, изолированного из загрязненной соединениями фтора почвы.
Рис. 1. Микрофотографии Nostoc sp. KAZ1 1. Макроколония на агаре, шкала 1 см. 2. Коккоидные формы. 3. Трихомы без чехла. 4. Трихомы с гетероцитой в центре. 5 Прорастание трихомов из акинет. 6. Несколько крупных акинет в ряд со слоистыми оболочками. Шкала - 10 мкм.
Молекулярное исследование
Сиквенс 16S-23S ITS рРНК гена данного штамма был депонирован в базу данных NCBI как Nostoc KAZ1-RS22 под номером KU175687.
Сравнение последовательности участка 16S-23S ITS рРНК гена длиной 1805 пар нуклеотидов с последовательностями из NCBI показало, что наиболее близкой была последовательность Nostoc cf. punctiforme Bashkir clone 6A (Score=3273, Identities=98%, Query cover=100%) и Nostoc punctiforme PCC 73102 (Score=2902, Mentities=95%, Query cover=100%).
Процент сходства нуклеотидных последовательностей. В таблице 1 представлены результаты попарного сравнения последовательностей гена 16S рРНК между видами рода Nostoc и внешней группы таксонов; 16S-23S ITS рРНК регион был исключен из-за относительно высокой вариабельности. В анализ были включены штаммы, составляющие общий кластер с Nostoc KAZ1, а также виды рода Nostoc, которые имеют ясное таксономическое подтверждение.
Известно, что для прокариотических таксонов предложены проценты сходства для установления родовой и видовой принадлежности - 95% и 97,5% соответственно (Stackebrandt, Goebel, 1994). Однако для Nostocaceae эти величины являются слишком низкими (Flechtner et al., 2002; Casamatta et al., 2006; Johansen et al., 2014; Kastovsky et al., 2014; Rehakova et al., 2014; Bohunicka et al., 2015). Даже для менее генетически консервативных представителей порядка Synechococcales величины сходства варьируют в пределах 98-99% в отношении вида (Erwin, Thacker, 2008; Osorio-Santos et al., 2014; Pietrasiak et al., 2014). А для представителей Nostocaceae, являющихся более поздней ветвью эволюции, а, следовательно, более консервативных в отношении мутаций в гене, кодирующем рРНК, эти величины сходства должны быть больше, чем у Synechococcales.
Таблица 1
Процент сходства последовательностей гена 16S рРНК между Nostoc sp. и
Штамм 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 1 1.
1. Nostoc sp. KAZ1
2. Nostoc sp. Bashkir6A 99.
EU586732 4
3. Nostoc sp. PCC9709 99. 99.
AF027654 0 5
4. Nostoc commune NQ 23-3 98. 2 98. 5 98. 3
5. Nostoc desertorum 97. 97. 97. 97.
CM1VF14 6 8 5 4
6. Nostoc lichenoides JT1VF7 97. 6 97. 8 97. 8 98. 1 96. 8
7. Nostoc indistinguendum 96. 97. 96. 97. 96. 96.
AY577540 8 0 7 7 5 7
8. Desmonostoc sp. PCC9231 95. 95. 95. 95. 94. 95. 94.
AY742452 6 7 7 0 5 2 0
9. Mojavia pulchra JT2VF2 95. 96. 96. 95. 95. 95. 95. 94.
AY577534 8 0 0 7 7 3 3 7
10. Nostoc commune NC5-10 95. 95. 95. 94. 94. 95. 94. 96. 95.
EU586727 5 8 8 9 9 0 9 1 5
11. Nostoc ellipsosporum V 95. 95. 95. 95. 94. 95. 94. 96. 94. 96.
AJ630450 5 8 8 4 5 5 1 2 9 7 9 6.
12. Nostoc carneum IAM 95. 95. 95. 95. 94. 94. 95. 97. 96. 97.
AB325906 4 7 7 2 8 7 0 1 4 2
Попарное сравнение последовательностей гена 16S рРНК может применяться при описании новых видов, однако используется довольно редко. В нашем случае этот подход не позволяет однозначно разрешить позицию видов рода Nostoc. Для штаммов, образующих на филогенетическом дереве единый кластер, процент сходства выше 99%. Для внешней группы таксонов, родов Desmonostoc, Mojavia, а также для видов Nostoc ellipsosporum и Nostoc carneum процент сходства около 95% или выше. Из-за недостаточного количества информативных сайтов в гене 16S рРНК в группе рода Nostoc для распознавания видов необходимо дополнительное использование последовательностей 16S-23S ITS вместе с 16S рРНК (Erwin, Thacker, 2008; Perkerson et al., 2011; Osorio-Santos et al., 2014; Pietrasiak et al., 2014).
Филогенетический анализ. Нами были неоднократно построены филогенетические деревья, различные по: числу включенных в анализ штаммов и аутгрупп (113 OTUs, 122 OTUs, 285 OTUs и т.д.), включая множество штаммов из порядка Nostocophycideae (485 OTUs); количеству генераций при построении деревьев на портале CIPRES (от 1 млн. до 20 млн.). Однако зачастую эти деревья не позволяли разрешить позицию рода Nostoc и внешней группы. При числе таксонов 113 OTUs с числом генераций 9 млн. нами было получено дерево с минимальным числом политомий (рис. 2). Штаммы рода Nostoc на этом дереве сгруппировались в единый кластер с высокой поддержкой (0.98). В этот кластер
выпали и штаммы Nostoc KAZ1. В анализ также вошли некоторые проблемные в таксономическом отношении сиквенсы Nostoc commune из России (Патова и др., 2014), которые сгруппировались в кладе с наземными ностоками из Гавайских островов, что является весьма интересным и труднообъяснимым. Возможно, на подобное группирование сиквенсов на дереве повлияли короткие последовательности ностоков из России (около 400 п.н.).
При всех вариантах построенных деревьев наш штамм всегда образовывал единую группу с Nostoc Bashkir 6A и Nostoc PCC9709 с высокой поддержкой. Однако, присутствие в сестринской кладе планктонного вида Nostoc kihlmanii Lemmermann, который является единственным представителем в своем роде, имеющим аэротопы, говорит о генотипической консервативности участка 16S рРНК рода носток.
Рис. 2. Филогенетическое дерево, показывающее позицию Nostoc sp. КЛ21 по данным последовательностей гена 16S рРНК. Цифры у узлов показывают Байесовскую постериорную вероятность, серым прямоугольником отмечена область дерева, включающая род Nostoc.
Род носток на филогенетическом дереве имеет не полностью разрешенное положение. Типовым видом рода Nostoc является Nostoc commune (на филогенетическом дереве отмечен как Nostoc sensu stricto), клада которого в основном состоит из почвенных штаммов и фикобионтов лишайников (Rehakova et al., 2007). Однако род все еще является полифилетичным (Rajaniemi et al., 2005a, b), и в последнее время из него были выделены отдельные роды Mojavia Rehakova et Johansen (Rehakova et al., 2007), Desmonostoc Hrouzek et Ventura (Hrouzek et al., 2013), Trichormus (Ralfs ex Bornet et Flahualt) Komarek et Anagnostidis (1989) и Halotia (Genuario et al., 2015). Обособление этих таксономических единиц было основано на применении полифазного подхода, в частности с использованием молекулярно-генетических методов: филогенетический анализ 16S рРНК, исследование вторичной структуры 16S-23S ITS рРНК, анализ сходства нуклеотидных последовательностей. На филогенетическом дереве есть ностоки за пределами разрешенного рода, и в ближайшее время предполагается выявление новых таксонов (Komarek et al., 2014). Что касается обнаружения новых видов, то недавно были описаны Nostoc cavernicola (Miscoe et al., 2016), Nostocpunensis (Singh et al., 2016), в то время как до этих публикаций новые видовые таксоны были описаны лишь в 2007 году: Nostoc desertorum, Nostoc lichenoides, Nostoc indistinguendum (Rehakova et al., 2007). Такой большой временной промежуток как раз и говорит о сложности описания и выделения новых видов, так как представители рода Nostoc имеют сложную морфологию и консервативные участки гена 16S рРНК.
Выводы
Выделенный нами штамм Nostoc sp. KAZ1 морфологически характеризуется наличием апоморфии в виде крупных акинет со слоистыми оболочками. Анализ нуклеотидных последовательностей rern^S рРНК подтвердил принадлежность изучаемого штамма к роду Nostoc. На филогенетическом дереве сиквенсы имеют ясную позицию, являясь сестринской кладой линии, содержащей Nostoc sensu stricto. Все это позволяет предположить, что наш штамм является новым видом. Перед описанием данного таксона как нового вида рода Nostoc в дальнейшем планируется анализ вторичной структуры 16S-23S ITS рРНК и возможно, применение мультилокусного анализа с использованием других маркеров (23S рРНК, 5S, rbcLX, rpoC1, rpoB, Nf-family и др).
Благодарности
Выражаем благодарность профессору Джеффри Йохансену за консультации и возможность использования материально-технической базы лаборатории в университете Джона Кэрролла, а также рецензенту за конструктивные комментарии к статье. Работа выполнена при поддержке программы фундаментальных исследований РАН «Биоразнообразие природных систем. Биологические ресурсы России: оценка состояния и фундаментальные основы мониторинга». Проект 0233-2015-0006.
Литература
Гайсина Л.А., Фазлутдинова А.И., Кабиров Р.Р. Современные методы выделения и культивирования водорослей. Учебное пособие. Уфа. Изд-во Б1ПУ, 2008. 152 с
Давыдов Д.А. Цианопрокариоты и их роль в процессе азотфиксации в наземных экосистемах Мурманской области. М.: ГЕОС, 2010. 184 с.
Давыдов Д.А. Цианопрокариоты зональных и горных тундр Мурманской области // Труды Карельского научного центра РАН, 2014. № 2. С. 66-76
Евдокимова Г.А., Мозгова Н.П., Штина Э.А. Исследование влияния тяжелых металлов на почвенные водоросли в связи с проблемой биомониторинга // Антропогенное воздействие на экосистемы Кольского полуострова. Апатиты, 1988. С. 42 - 51.
Евдокимова Г.А., Зенкова И.В., Мозгова Н.П., Переверзев В.Н. Почва и почвенная биота в условиях загрязнения фтором. Апатиты: Изд. Кольского научного центра РАН, 2005. 155 с.
Евдокимова Г.А., Мозгова Н.П. Оценка загрязнения почв и растений в зоне воздействия газовоздушных выбросов алюминиевого завода // Теоретическая и прикладная экология No4, 2015. С.64-68.
Мелехин А.В., Давыдов Д.А., Шалыгин С.С., Боровичев Е.А. Общедоступная информационная система по биоразнообразию цианопрокариот и лишайников CRIS (Cryptogamic Russian Information System) // Бюл. моск. о-ва испытателей природы. Отд. биол. 2013. Т. 118. Вып. 6. С.51-56.
Патова А.Д., Патова Е.Н., Шадрин Д.М., Пылина Я.И., Егорова И.Н., Яровой С.А. Сравнительная молекулярно-генетическая характеристика популяций Nostoc commune Vauch. ex Born. &Flah. (Cyanoprokaryota) из разных регионов // Альгология, 2014. Т. 24 (3) С. 278-281.
Редькина В.В. История исследований почвенных водорослей на Кольском полуострове //Экологические проблемы северных регионов и пути их решения / Матер. IV Всерос. научн. конф. с межд. участием. Апатиты, 2-5 октября 2012. Апатиты: Изд-во КНЦ РАН. Ч.1. 2012. С. 115-119.
Редькина В.В. Водоросли и цианобактерии почв, испытывающих влияние газовоздушных выбросов комбината Печенганикель (г. Никель, Мурманская область) //Тез.и докл. III (XI) межд. Ботанической конф. молодых ученых в Санкт-Петербурге, 4-9 октября 2015 г. Спб.: БИН РАН, 2015. С. 54.
Редькина В.В., Шалыгина Р.Р. Влияние газо-воздушных выбросов алюминиевого завода на почвенные альгоценозы // Водоросли и цианобактерии в природных сельскохозяйственных экосистемах / Матер. II межд. науч.-практ. конф. Киров, 19 - 23 октября 2015 г. Киров: Вятска ГСХА. С. 234-237.
Редькина В.В., Шалыгина Р.Р. Почвенные водоросли под различными компонентами растительных сообществ на территории заповедника «Пасвик» //Водоросли и цианобактерии в природных сельскохозяйственных экосистемах / Матер. II межд. науч.-практ. конф. Киров, 19 - 23 октября 2015 г. Киров: Вятска ГСХА. С. 238-242.
Редькина В.В., Шалыгина Р.Р. Предварительные результаты исследования цианобактериально-водорослевых ценозов в почвах полуострова Рыбачий // Материалы VI Всероссийской научной конференции с международным участием «Экологические проблемы северных регионов и пути их решения». Апатиты: Изд. КНЦ РАН. - С. 142-144.
Шалыгина Р.Р., Редькина В.В. Предварительные результаты анализа таксономического состава водорослей и цианобактерий в хвостах обогащения апатит-нефелиновых руд АНОФ-2 // Материалы VI Всероссийской научной конференции с международным участием «Экологические проблемы северных регионов и пути их решения». Апатиты: Изд. КНЦ РАН. - С. 163-165.
Штина Э.А., Ройзин М.Б. Водоросли подзолистых почв Хибин // Ботанический журнал, 1966. Т. 51. №4. С. 509-519.
Bohunicka M., Pietrasiak N., Johansen J.R., Berrendero-Gomez E., Hauer T., Gaysina L., Lukesova A. Roholtiella, gen. nov. (Nostocales, Cyanobacteria) - a tapering and branching member of the Nostocaceae (Cyanobacteria). // Phytotaxa, 2015. Vol. 197. P. 84-103.
Boyer S.L., Flechtner V.R., Johansen J.R. Is the 16S-23S rRNA internaltranscribed spacer region a good tool for usein molecular systematics and populationgenetics? A case study in cyanobacteria. // Mol. Biol. Evol. 2001. Vol. 18. P. 1057-1069.
Boyer S.L., Johansen J.L., Flechtner V.R., Howard G.L. Phylogeny andgenetic variance in terrestrial Microcoleus(Cyanophyceae) species based on sequenceanalysis of the 16S rRNA gene and theassociated 16S-23S ITS region. // J. Phycol., 2002. Vol. 38. P. 1222-1235.
Casamatta D.A., Gomez S.R, Johansen J.R. Rexia erecta gen. et sp. nov. and Capsosira lowei sp. nov., two newly described cyanobacterial taxa from the Great Smoky Mountain National Park (USA) // Hydrobiologia, 2006. Vol. 561. P. 13-26.
Dodds WK, Gudder DA, Mollenhauer D. The ecology of Nostoc // J. Phycol., 1995. Vol. 31. P. 2-18.
Dvorak P., Poulickova A., Hasler P., Belli M., Casamatta D.A., Papini A. Species concepts and speciation factors in cyanobacteria, with connection to the problems of diversity and classification. // Biodivers. Conserv. 2015. Vol. 24. P. 739757.
Erwin P.M., Thacker R.W. Cryptic diversity of the symbiotic cyanobacterium Synechococcus spongiarum among sponge hosts // Molecular Ecology, 2008. Vol. 17. P. 2937-2947.
Flechtner V.R., Boyer S.L., Johansen J.R, DeNoble M.L. Spirirestis rafaelensis gen. et sp. nov. (Cyanophyceae), a new cyanobacterial genus from arid soils // Nova Hedwigia, 2002. Vol. 74. P. 1-24.
Genuario D.B., MarcM.G.3 Vaz V., Hentschke G.S., Sant'Anna C.L., Fiore M.F. Halotia gen. nov., a phylogenetically and physiologically coherent cyanobacterial genus isolated from marine coastal environments // International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2015. Vol. 65. P. 663-675.
Hrouzek P., Lukesova A., Mares J. & Ventura S. Description of the сyanobacterial genus Desmonostoc gen. nov. including D. muscorum comb. nov. as a distinct, phylogenetically coherent taxon related to the genus Nostoc // Fottea, 2013. Vol. 13 (2). P. 201-213.
Johansen J.R., Casamatt, D.A. Recognizing cyanobacterial diversity through adoption of a new species paradigm // Algological Studies, 2005. Vol. 116. P. 71-93.
Johansen J.R., Bohunicka M., Lukesova A., Hrckova K., Vaccarino M.A., Chesarino N.M. Morphological and molecular characterization within 26 strains of the genus Cylindrospermum (Nostocaceae, Cyanobacteria), with description of three new species // Journal of Phycology, 2014. Vol. 50. P. 187-202.
Kastovsky J., Berrendero Gomez E., Hladil J., Johansen J.R. Cyanocohniella calida gen. et sp. nov. (Cyanobacteria: Aphanizomenonaceae) a new cyanobacterium from the thermal springs from Karlovy Vary, Czech Republic // Phytotaxa, 2014. Vol. 181 (5). P. 279-292.
Komarek J., Anagnostidis K. Modern approach to the classification system of Cyanophytes 4 - Nostocales // Algological Studies, 1989. Vol. 56. P. 247-345.
Komarek J., Cyanoprokaryota. 3. Teil. 3rd part: Heterocytous genera. Berlin: Springer Spektrum, 2013. 1133 p.
Komarek J., Kastovsky J., Mares J., Johansen J.R. Taxonomic classification of cyanoprokaryotes (cyanobacterial genera), using a polyphasic approach // Preslia, 2014. Vol. 86. P. 295-335.
Kotai J. Instructions for preparation of modified nutrient solution Z8 for algae // NIVA, 1972. B-11/69.
Mares J., Cantonati M. Phylogenetic position of Geitleribactron purpureum (Synechococcales, Cyanobacteria / Cyanophyceae) and its implications for the taxonomy of Chamaesiphonaceae and Leptolyngbyaceae // Fottea, 2016. Vol. 16 (1). P. 104-111.
Miscoe Laura H., Johansen Jeffrey R., Kociolek J. Patrick; Lowe Rex L.; Vaccarino Melissa A., Pietrasiak Nicole, Sherwood Alison R. The diatom flora and cyanobacteria from caves on Kauai, Hawaii // Bibliotheca Phycologica, 2016. Vol. 120. P. 1-152.
Osorio-Santos K., Pietrasiak N., Bohunicka M., Miscoe L., Kovacik L., Martin M.P, Johansen J.R.. Seven new species of Oculatella (Pseudanabaenales, Cyanobacteria): taxonomically recognizing cryptic diversification // European Journal of Phycology, 2014. Vol. 49. P. 450-470.
Perkerson R. B. III, Johansen J. R., Kovacik L., Brand J., Kastovsky J., Casamatta D. A. A unique pseudanabaenalean (Cyanobacteria) genus Nodosolinea gen. nov. based on morphological and molecular data // J. Phycol., 2011. Vol. 47. P. 1397-1412.
Pietrasiak N., Muhlsteinova R., Siegesmund M., Johansen J.R. Phylogenetic placement of Symplocastrum (Phormidiaceae, Cyanobacteria) with descriptions of two new species: S. flechtnerae and S. torsivum // Phycologia, 2014. Vol. 53(6). P. 529541.
Rajaniemi P., Hrouzek P., Kastovska K., Willame R., Rantala A., Hoffmann L., Komarek J., Sivonen K. Phylogenetic and morphological evaluation of the genera Anabaena. Aphanizomenon, Trichormus and Nostoc (Nostocales, Cyanobacteria) // Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2005. Vol. 55. P. 11-26.
Rajaniemi P., Komarek J., Hrouzek P., Willame R., Kastovska K., Hoffmann L., Sivonen K. Taxonomic consequences from the combined molecular and phenotype evaluation of selected Anabaena and Aphanizomenon strains // Algological Studies 2005. Vol. 117. P.3 71-391.
Rehakova K., Johansen J.R., Casamatta D.A., Xuesong L., Vincent J. Morphological and molecular characterization of selected desert soil cyanobacteria: three species new to science including Mojaviapulchra gen. et sp. // Nov. Phycologia, 2007. Vol. 46 (5). P. 481-502.
Rehakova K., Mares J., Lukesova A. Zapomelova E., Bernardova K., Hrouzek P. Nodularia (Cyanobacteria, Nostocaceae): a phylogenetically uniform genus with variable phenotypes // Phytotaxa, 2014. Vol. 172. P. 235-246.
Singh P., Shaikh Z.M.. Gaysina L.A., Suradkar A., Samanta U. New species of Nostoc (cyanobacteria) isolated from Pune, India, using morphological, ecological and molecular attributes // Plant. Syst. Evol., 2016. doi: 10.1007/s00606-016-1337-z
Stackebrandt E., Goebel, B.M. Taxonomic note: a place for DNA-DNA reassociation and 16S rRNA sequence analysis in the present species definition in bacteriology // International Journal of Systematic Bacteriology, 1994. Vol. 44. P. 846849.
Swofford D.L. Phylogenetic analysis using parsimony (paup), version 4. Sinauer Associates, Sunderland, 1998. Available from: http://paup.csit.fsu.edu.
Wilmotte A., Van der Auwera G.,De Wachter R. Structure of the 16S ribosomal RNA of the thermophilic cyanobacterium Chlorogloeopsis HTF ('Mastigocladus laminosus HTF') strain PCC7518, and phylogenetic analysis // FEBS Letters, 1993. Vol. 317. P. 96-100.
Дата поступления: 1.10.2016
Сведения об авторах Шалыгина Регина Ринатовна
кандидат биологических наук, научный сотрудник Института проблем промышленной экологии Севера КНЦ РАН, Апатиты, [email protected]. Шалыгин Сергей Сергеевич
кандидат биологических наук, научный сотрудник, Полярно-альпийский ботанический сад-институт им. Н.А. Аврорина, Апатиты, куратор коллекции водорослей John Carroll University, USA, [email protected]. Редькина Вера Вячеславовна
кандидат биологических наук, старший научный сотрудник Института проблем промышленной экологии Севера КНЦ РАН, Апатиты, [email protected] .
