CC BY
261
УДК 616.916.5:616.5
МОНИТОРИНГ ШТАММОВ STAPHYLOCOCCUS AUREUS SSP. AUREUS, ИЗОЛИРОВАННЫХ ПРИ ГНОЙНО-ВОСПАЛИТЕЛЬНЫХ ЗАБОЛЕВАНИЯХ КОЖИ
И МЯГКИХ ТКАНЕЙ
© Жилина С.В., Миронов А.Ю., * Поликарпова С.В., Пивкина Н.В., *Рог А.А.
Кафедра микробиологии, вирусологии и иммунологии Московской медицинской академии им. И.М. Сеченова, Москва;
*
городская клиническая больница № 15 им. О.М. Филатова Департамента здравоохранения г. Москвы, Москва
E-mail: [email protected]
S. aureus ssp. aureus - приоритетный патоген гнойно-воспалительных заболеваний (ГВЗ) кожи и мягких тканей (61,9% всех грамположительных кокков). Его доля в этиологии этих ГВЗ остается неизменной. Выбор средств антибактериальной терапии стафилококковых ГВЗ ограничен распространением множественнорезистентных штаммов. Мониторинг MSSA и MRSA выявил существенные отличия в уровне резистентности этих популяций. К 2007 г. уровень резистентности изученных штаммов MSSA к гентамицину составил 5,1%, линкомицину - 7,1%, ципрофлоксацину - 4%, рифампину - 1%, эритромицину - 11%. Штаммов, устойчивых к фузидиевой кислоте, не найдено. Среди изученных штаммов MRSA уровень сочетанной in vitro резистентности к гентамицину, линкомицину, эритромицину в 2007 г. составил 90-93%. За восьмилетний период резистентность к рифампину выросла почти в 2 раза (20,2%), к ципрофлоксацину - в 3 раза (88,1%). Резистентность к фузидиевой кислоте регистрируется на уровне 5,1%. Штаммов стафилококка со сниженной устойчивостью к ванкомицину не найдено, однако клиническим фармакологом отмечено 6 случаев клинической неэффективности ванкомицина.
Ключевые слова: стафилококки, антибиотикорезистентность, гнойно-воспалительные заболевания (ГВЗ) кожи и мягких тканей.
MONITORING OF STAPHYLOCOCCUS AUREUS SSP. AUERUS STRAINS ISOLATED IN PYOINFLAMMATORY DISEASES OF THE SKIN AND SOFT TISSUE Zhilina S.V., Mironov A. Yu., Polikarpova S.V., Pivkina N.V., Rog A.A.
Microbiology, Virology & Immunology Department of the I.M. Sechenov Moscow Medical Academy, Moscow;
O.M. Filatov Municipal Clinical Hospital N 15, Moscow S. aureus ssp. aureus is the main pathogen causing pyoinflammatory diseases of the skin and soft tissue (61.9% of all gram-positive cocci). The portion of S. aureus ssp. aureus in etiology of pyoinflammatory diseases remains invariable. The choice of drugs for antibacterial therapy of pyoinflammatory diseases caused by S. aureus ssp. aureus is limited because of spreading the multiresistant strains. Monitoring of MSSA and MRSA revealed the global difference in the level of the resistance of these populations. By 2007 the level of activity of antibiotics for MSSA strains had been the following: Gentamicin - 5.1%, Linkomycin - 7.1%, Ciprofloxacin - 4%, Rifampin - 1%, Erythromycin - 11%. The study had not revealed any strains resistant to fusidic acid. In 2007 Gentamicin, Linkomycin, Erythromycin in vitro were active among the studied MRSA strains only in 7-10% of cases. Within 8-year period Rifampin became twice as little active (resistant strains 20.2%), and Ciprofloxacin became three times as little active (resistant strains 88.1%). Fusidic acid is active against MRSA strains in 94.9% of cases. The study had not revealed any strains of S. aureus that showed the reduced resistance to Vancomycin. In spite of this a clinical pharmacologist reported 6 cases of Vancomycin clinical inefficiency.
Key words: staphylococci, antibiotic resistance, pyoinflammatory disease, skin and soft tissue.
На протяжении многих десятилетий этиологическая роль грамположительных кокков в развитии гнойно-воспалительных заболеваний (ГВЗ) не теряет своей актуальности, в настоящее время значимость этих микробов вновь возрастает. Они широко распростране-
ны в природе и входят в состав условнопатогенной микрофлоры кожи, слизистых оболочек, а также других биотопов организма человека и животных. Как и все условнопатогенные микроорганизмы, грамположи-тельные кокки при снижении иммунного ста-
туса могут вызывать ГВЗ. На долю ГВЗ приходится 30-35% всех хирургических заболеваний, из которых от 25 до 50% этиологически обусловлены кокками [8]. Наибольшую клиническую значимость среди аэробных и факультативно-анаэробных грамположительных кокков имеют представители Staphylococcus spp., Streptococcus spp. и Enterococcus spp. Среди стафилококков до последнего времени основную роль играл золотистый стафилококк [2, 4, 10, 13, 16, 19, 24]. Он по-прежнему остаётся основным патогеном ГВЗ, хотя многие исследователи указывают на резкое увеличение роли коагулазонегативных стафилококков (КНС) в этиологии этих заболеваний [2, 12, 24]. Выделение S. aureus из клинического материала практически всегда свидетельствует о его этиологической значимости. Он является актуальным вне- и внутрибольничным патогеном; может быть этиологическим агентом при внутрибольничной инфекции (ВБИ) любой локализации, и, как отмечают все исследователи, при ГВЗ кожи и мягких тканей играет ведущую роль [4, 10, 17, 19, 20].
Штаммы стафилококков продуцируют значительное количество разнообразных факторов патогенности, к которым относятся микрокапсула, компоненты клеточной стенки, ферменты агрессии и токсины. Наибольшим набором факторов патогенности обладает S. aureus. С инвазией S. aureus связывают целый ряд ГВЗ (более 100 нозологических форм), в частности: фолликулиты, фурункулы и карбункулы, импетиго, гидраденит, мастит, раневые инфекции, бактериемию, эндокардиты, менингиты, перикардиты, инфекции нижних дыхательных путей, остеомиелиты, артриты, пиомиозиты, стафилококковые пищевые интоксикации, синдром "ошпаренной кожи", синдром токсического шока [4, 5, 8, 10, 16, 29].
Выбор средств антибактериальной терапии стафилококковых инфекций ограничен распространением антибиотикорезистентных штаммов. Антибиотикорезистентность - одна из наиболее серьёзных проблем в здравоохранении, имеющая глобальный характер. Многие исследователи отмечают, что если существующие негативные тенденции не изменятся, то медицина столкнётся с проблемами полувековой давности, существовав-
шими в доантибиотическую эру [21, 28]. В настоящий момент более 90% штаммов S. aureus обладают стафилококковыми плазмид-ными Р-лактамазами класса А и гидролизуют природные и полусинтетические пеницилли-ны (кроме метициллина и оксациллина) [4, 5,
10, 17, 19, 29]. В 80-х г. ХХ в. впервые зарегистрировано снижение устойчивости к по-лусинтетическим пенициллиназа-устойчивым пенициллинам (оксациллину и метициллину) [29]. Этот тип устойчивости связан с наличием гена mecA, кодирующего альтернативный пенициллинсвязывающий белок (ПСБ 2a), обладающий низкой афинностью к Р-лактамам, включая и цефалоспорины [2, 4,
19, 29]. Помимо гена mecA существуют связанные с ним гены fem, кодирующие резистентность. Наиболее важными из них считаются femAB [2]. Стафилококки, несущие модифицированные ПСБ, называют метицил-лин(оксациллин)-резистентными: метицил-
лин-резистентный S. aureus (MRSA) и мети-циллин-резистентный S. epidermidis (MRSE). Штаммы MRSA имеют тенденцию к приобретению множественной устойчивости к антибактериальным препаратам: аминогликози-дам, тетрациклинам, ко-тримоксазолу, фторхинолонам и линкозамидам [2, 19]. Считается, что более 50% штаммов MRSA обладают индуцибельной или конституционной резистентность к макролидам и линказами-дам, и ни один из представителей макролидов не активен в отношении истинного MRSA [1].
MRSA вызывает наиболее пристальное внимание. Участие в микробной инвазии MRSA ежегодно определяется с возрастающей частотой. По данным годового отчета Европейского центра по контролю и профилактике заболеваемости (ECDC - European Centre for Disease Prevention and Control) в 2007 г., примерно 5% ВБИ связаны с инвазией MRSA [26]. По данным многоцентрового исследования, проведенного в отделениях реанимации и интенсивной терапии (ОРИТ) 32 ЛПУ РФ, доля штаммов MRSA составила 49,9%, причём в некоторых ЛПУ достигала 86,7% [10]. Препаратами выбора при ГВЗ, вызванных MRSA, до последнего времени являлись гликопептиды (ванкомицин и тей-копланин). Сейчас широко обсуждаются альтернативы гликопептидам, в связи с распространением резистентных к ним штаммов
стафилококков. Резистентность к гликопептидам кодируется геном vanA: для обозначения ванкомицин-резистентных S. aureus используют акроним VRSA, а для штаммов с промежуточной чувствительностью - VISA. Если наблюдается сочетанная устойчивость к ванкомицину и тейкопланину, то говорят о гликопептид-резистентности, а штаммы обозначают как GRSA и GISA. Впервые снижение чувствительности к гликопептидам зарегистрировано в 1997 г. в Японии, а первое сообщение о VRSA отмечено в 2002 г. В настоящий момент в мире описано только
7 штаммов S. aureus с минимальной подавляющей концентрацией (МПК) ванкомицина
8 мг/л, сходных со стандартным штаммом Mu 50. Более 10 лет существует проблема промежуточной резистентности стафилококков к ванкомицину. Эти микробы характеризуются повышением МПК для ванкомицина: она не превышает 3 мг/л (штамм Mu 3) [1, 2, 21, 29, 34]. На территории РФ не зафиксировано случаев устойчивости стафилококков к гликопептидам [10].
Специалисты по инфекционному контролю и эпидемиологи считают, что, по крайней мере, 20-30% ВБИ могут быть предотвращены при условии интенсивного применения адекватных мер инфекционного контроля или, в соответствии с принятой в РФ терминологией, выполнения полного комплекса противоэпидемических мероприятий [21]. Мониторинг патогенов ВБИ является важным звеном контроля заболеваемости и распространения полирезистентных нозокомиальных штаммов. Существенную помощь оказывают данные мониторинга в назначении адекватной антибактериальной терапии при ГВЗ любой этиологии, в том числе и при стафилококковых ГВЗ.
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
Исследованы мазки, пунктаты и биоптаты ран от больных с ГВЗ и гнойно-септических заболеваниях (ГСЗ) различного генеза и локализации (трофические язвы, флегмоны, абсцессы и гангрены, остеомиелит, сепсис в стадии гнойных осложнений, осложнения термических травм и другие заболевания). Биоматериалы получены в период с 2000 г.
по 2007 г. от пациентов, госпитализированных в отделение гнойной хирургии городской клинической больницы № 15 им.
О.М. Филатова. Микробиологическое исследование включало изучение видового состава микрофлоры гнойного очага.
Выделение и идентификацию чистых культур микроорганизмов проводили по общепринятым отечественным и зарубежным методикам [6, 9, 29]. Идентификацию выделенных микроорганизмов проводили по морфологическим, тинкториальным, культуральным, ферментативным свойствам. Использовали тест-системы СТАФИтест16, НЕФЕРМ-тест 24, СТРЕПТОтест16, ЭНТЕРОтест16 производства "PLIVA-Lachema" (Чехия) [15]. Определение чувствительности к антибактериальным препаратам, а также контроль качества определения чувствительности проводили в соответствии с методическими указаниями МУК 4.2.1890-04 "Определение чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам" (2004), а также руководствуясь стандартами Института клинических и лабораторных стандартов - (Clinical and Laboratory Standards Institute - CLSI, ранее - NCCLS) [30-33]. При характеристике микроорганизмов использовались общепринятые категории: чувствительные, умеренно резистентные и резистентные. Для интегральной характеристики лекарственной устойчивости использовались термины " нечувствительные штаммы", объединяющие умеренно резистентные и резистентные микроорганизмы. Этот показатель используется в исследованиях по антибиотикорезистентно-сти, проводимых, например, Европейской системой по надзору за антибиотикорезистент-ностью (EARSS), а также в работах отечественных и зарубежных авторов [11, 22].
С 1999 г. в бактериологической лаборатории ГКБ № 15 им. О.М. Филатова разрабатывается и постоянно модернизируется "Автоматизированное рабочее место микробиолога, эпидемиолога и химиотерапевта" на базе планшетного фотометра iEMS-Reader (фирма "TERMO-Electron", Финляндия). Автоматизацию обеспечивают 2 программы: "Система микробиологического мониторинга "МИКРОБ" (СМММ и усовершенствованная версия СМММ-2) и "МИКРОБ-Автомат" [14, 15]. Использование банка данных программы
"МИКРОБ-Автомат" способствовало более точной идентификации микробов с использованием коммерческих тест-систем для идентификации. Статистическую обработку и анализ данных проводили с помощью компьютерной программы "Система микробиологического мониторинга "МИКРОБ" [15]. Возможности этой программы позволяли проводить не только статистический анализ полученных результатов, но и эпидемиологический анализ с исключением из подсчёта микробов, одинаковых по идентификации и фенотипическому признаку антибиотикоре-зистентности, выделенных от одного и того же пациента. Исключение повторностей позволяет оценить истинный спектр микрофлоры отделения и получить достоверную картину антибиотикочувствительности [14].
РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
За период с 2000 по 2007 гг. исследовано 9277 образцов раневого отделяемого и раневых поверхностей от 6797 пациентов. Из исследования исключены повторно выделившиеся от пациента штаммы с одинаковой антибиотикочувствительностью. Выделены
9107 культур: 5565 грамположительных кокков и 3318 грамотрицательных палочек, из которых 2065 относятся к семейству
Enterobacteriaceae и 1253 неферментирующих грамотрицательных бактерии (НГОБ). Кроме того, 224 (2,4%) изолята представлены непатогенными коринебактериями, патогенными грибами, грамотрицательными кокками рода Neisseria, облигатными анаэробами, аэробными спороносными грамположитель-ными палочками рода Bacillus. Родовой состав ведущих патогенов при ГВЗ кожи и мягких тканей представлен в табл. 1.
Таким образом, ведущими патогенами ГВЗ кожи и мягких тканей являются грампо-ложительные кокки - 61,1% (5565) изолятов. Около 70% (3918 изолятов) относятся к Staphylococcus sp., остальные 30% (1647 изолятов): стрептококки (преимущественно S. pyogenes) - 23,2% (1293 изолята) и энтерококки - 6,1% (341 изолят). Около 0,2% (13 изолятов) всех грамположительных кокков являются представителями родов Micrococcus, Gemella и Aerococcus. В видовом спектре ведущая роль принадлежит S. aureus ssp. mreus (61,9% всех грамположительных кокков) и S. pyogenes (15,2%) (рис. 1).
Таблица 1
Родовой состав ведущих патогенов ГВЗ кожи и мягких тканей
Патоген Абс. %
Грамположительные кокки, в том числе: 55б5 б1,1
• Staphylococcus spp. 3918 43,Q
• Streptococcus spp. 1293 14,2
• Enterococcus spp. 341 3,7
• прочие грамположительные кокки 13 Q,2
Грамотрицательные палочки, в том числе: 3318 3б,4
• семействo Enterobacteriaceae, в том числе: 2Q65 22,7
> Proteus spp. б29 б,9
> Escherichia spp. 557 б,1
> Klebsiella spp. 432 4,7
> Enterobacter spp. 252 2,8
> Morganella spp. 72 Q,8
> Citrobacter spp. 58 Q,6
> Serratria spp. 41 Q,5
> прочие Enterobacteriaceae 24 Q,3
• НГОБ, в том числе: 1253 13,8
> Pseudomonas spp. б14 б,7
> Acinetobacter spp. 585 б,4
> прочие НГОБ 54 Q,6
15,2%
61,9%
□ S. aureus ВКНС
О S. agalactiae Ж Streptococcus spp.
□ Enterococcus spp. В S. pyogenes
Рис. 1. Грамположительные кокки, изолированные из ран при ГВЗ кожи и мягких тканей в 2QQQ-2007 гг.
У///////////////////////////////////////////}/////////////,
2006
2004
2002
2000
0%
20%
40%
60%
80%
100%
Рис. 2. Динамика выделения стафилококков в 2000-2007 гг.
Из выделенных при ГВЗ 3918 штаммов стафилококков 3445 изолятов (87,9%) верифицированы как S. aureus ssp. o.ureus. На долю КНС приходится 473 (12,1%) изолята. Динамика коагулазонегативных стафилококков за 8 лет наблюдений выражена в незначительных годовых колебаниях в числе штаммов в пределах 10-15% от количества всех стафилококков. Доля S. aureus ssp. o.ureus за период наблюдений также существенно не менялась (рис. 2).
Распространённость ГВЗ, вызванных S. aureus ssp. o.ureus, имеет значительный разброс по количеству случаев в отделениях различного профиля. Выявлено существенное отличие в спектре ведущих патогенов ГВЗ в отделениях гнойной хирургии и ОРИТ одного и того же ЛПУ. Весь период наблюдений S. aureus ssp. o.ureus оставался ведущим патогеном в микробном пейзаже отделения гнойной хирургии. В 2006-2007 гг. в спектре патогенов ОРИТ S. aureus ssp. o.ureus имел 8-е по значимости место: 5,2% (47 штаммов) всей
микрофлоры ОРИТ. Из них 31,5% штамм изолирован из ран при ГВЗ кожи и мягких тканей, 22,2% - из бронхоальвеолярного ла-важа, взятого у пациентов с вентилятор-ассоциированной пневмонией, 16,7% - из крови при ГСЗ, 20,4% - из пунктатов и выпотов стерильных в норме биотопов, 9,4% - из других биоматериалов.
При определении чувствительности стафилококков в первую очередь тестировались препараты, имеющие основное клиническое значение: Р-лактамы, макролиды, фторхино-лоны, аминогликозиды и ванкомицин.
Чувствительность к бензилпенициллину, являющаяся индикатором активности природных и полусинтетических пенициллинов, не исследовалась. По данным литературы, Р-лактамазы встречаются у подавляющего большинства клинически значимых стафилококков (до 90% штаммов).
С 2000 по 2002 гг. чувствительность всех клинических изолятов S. aureus spp. aureus исследована в отношении гентамицина, ван-
комицина, линкомицина, ципрофлоксацина, фузидиевой кислоты, рифампина, эритромицина и оксациллина. С 2003 г. в качестве скриниг-теста для большинства штаммов использовалось определение чувствительности S. aureus spp. aureus к оксациллину. Для всех MRSA и ряда штаммов MSSA (около 100 штаммов за год) проводилось определение чувствительности к расширенному ряду препаратов.
С 2000 по 2007 гг. количество штаммов S. aureus spp. aureus, нечувствительных к ок-сациллину, увеличилось с 15,5% до 20,5%, а резистентных штаммов с 11,5% до 19,б% (рис. 3).
В период с 2000 по 2002 гг. существенно не изменилась чувствительность S. aureus в отношении рифампина и фузидиевой кислоты. На основании данных об антибиотико-чувствительности всей популяции S. aureus spp. aureus в отношении ципрофлоксацина, гентамицина, линкомицина и эритромицина наметилась тенденция к нарастанию устойчивости (рис. 4).
При мониторинге резистентности MSSA и MRSA-популяций в отношении гентамицина, линкомицина, эритромицина, ципрофлокса-
цина и рифампина выявлена существенная разница в уровне и динамике нарастания резистентности (рис. 5 и б). Резистентность штаммов MSSA за период наблюдений выросла в отношении гентамицина и линкоми-цина почти в 2 раза (с 2,3% до 5,1% и с 3,5% до 7,1% соответственно). В 2000 г. среди MSSA практически не регистрировалась резистентность к ципрофлоксацину: выявлена у 1 из 4В5 штаммов MSSA (0,2%). В 2007 году выявлено 4% MSSA, резистентных к ципро-флоксацину (б из 15В исследованных штаммов). Резистентность штаммов MSSA к рифампину остается на уровне 1%, фузидин-устойчивых штаммов не выявлено. Уровень резистентности к эритромицину в 2000-2QQ7 гг. колебался в пределах 11 -17% изолированных штаммов.
Резистентность штаммов MRSA in vitro к линкомицину за изученный период не претерпела значительных изменений и остается на уровне более 90% изолятов. На 10% выросла in vitro резистентность к гентамици-ну и эритромицину (почти 93% штаммов в 2QQ7 г.). Возрос уровень резистентности к рифампину (с 11,9% до 20,2%). Резистентность штаммов MRSA к ципрофлоксацину
Резистентные
□ Умеренно устойчивые
□ Чувствительные
Рис. 3. Динамика оксациллин-резистентности S. aureus spp. aureus в 2000-2007 гг.
ПИоксациллин
□ рифампин
□ эритромицин ИПгентамицин
□ линкомицин
В фузидиевая кислота В ципрофлоксацин
Рис. 4. Динамика резистентных штаммов S. aureus spp. aureus в 2000-2002 гг.
5б
□ рифампин Шципрфлоксацин Шгентамицин
□ линкомицин
□ эритромицин
□ клиндамицин
Рис. 5. Динамика антибиотикорезистентности MSSA в 2000-2007 гг.
□ рифампин
□ ципрофлоксаци н
^гентамицин
□ линкомицин
□ эритромицин
Рис. 6. Динамика антибиотикорезистентности MRSA в 2000-2007 гг.
увеличилась значительно с 28,6% в 2000 г. до 88,1% изолятов в 2007 г., а доля нечувствительных штаммов составила 99%.
В отношении фузидиевой кислоты резистентные штаммы MRSA впервые выявлены в 2002 году (3%). В 2006 г. вновь обнаружено 3 резистентных и 6 умеренно резистентных штаммов (всего 6% нечувствительных штаммов). В 2007 году количество нечувствительных к фузидиевой кислоте штаммов составило 5,1% всех MRSA.
При исследовании чувствительности к ванкомицину диско-диффузионным методом в 2000-2007 гг. всех выделенных штаммов S. aureus spp. aureus резистентных и умеренно-резистентных штаммов не выявлено. Зона задержки роста является величиной, соотнесённой с МПК и клиническим эффектом. Динамика диаметров зон задержки роста отражает тенденции к накоплению штаммов с некоторой степенью снижения чувствительности и, как правило, выражается в "дрейфе" кривых в сторону зоны резистентности. Построение кривых зависимости количества
штаммов от размера зоны задержки роста в настоящем исследовании не выявило ожидаемого "дрейфа" (рис. 7 и 8).
Отсутствие сдвига в построенных кривых связано с множеством причин. Во-первых, применение диско-диффузионного метода ограничено способностью крупных молекул ванкомицина диффундировать в агар. Во-вторых, несмотря на применение стандартных дисков, импрегнированных антибиотиком в заданной концентрации, существует вероятность отклонений концентраций, что может повлиять на диаметр зоны задержки видимого роста. В-третьих, отклонения плотности микробной взвеси в пределах погрешностей измерения денситометром или планшетным фотометром также возможны. В-четвертых, использование дисков для определения чувствительности разных производителей тоже влияет на разброс значений зон задержки роста. Несомненно, не меньшее значение имеют субъективные причины, т. к. измерение зон не автоматизировано.
50% т
-10%
Рис. 7. Зависимость % штаммов MSSA от зоны задержки роста.
50% -г
40% -30% -20% -10% -0%
23 -10% --
22
21
20
19
18
17
16
15
Рис. В. Зависимость % штаммов MRSA от зоны задержки роста.
-------2005
------- 2006
.......2007
-------1 - V/2008
Данные В-летнего мониторинга (2QQQ-2007 гг.) спектра микрофлоры гнойных ран подтверждают ведущую этиологическую роль грамположительных кокков и S. aureus ssp. aureus в этиологии ГВЗ кожи и мягких тканей. Значительной динамики в сторону увеличения или уменьшения роли КНС в этиологии этих ГВЗ не выявлено.
Широкая распространенность в ОРИТ общего профиля ГВЗ, вызванных S. aureus ssp. aureus, не нашла подтверждения. Уровень распространенности стафилококковых инфекций в обследованной ОРИТ существенно ниже такового в США и некоторых странах Европы [1, 2, 4, 5, 17, 1В, 19, 24].
Тревожным моментом, по данным В-лет-него наблюдения, является нарастание доли
штаммов MRSA. Учитывая значительную разницу в уровне сочетанной антибиотикоре-зистентности у MSSA и MRSA, необходимо отдельно наблюдать за динамикой резистентности этих популяций. Повышение частоты выделения MRSA из ран при ГВЗ, связанное с внутрибольничным распространением штаммов с определенным фенотипом анти-биотикорезистентности, может привести к ошибочным выводам о "нарастании резистентности" к широкому спектру антибиотиков среди всех штаммов S. aureus spp. aureus (рис. 4). В текущем наблюдении мониторинг антибиотикорезистентности MSSA выявил незначительное нарастание резистентности к исследованным антибиотикам при сохранении достаточно высокого уровня чувстви-
тельности (рис. 5). Среди штаммов MRSA уровень антибиотикорезистентности к целому ряду препаратов практически не менялся на протяжении В лет, оставаясь на уровне В0-90% резистентных штаммов (рис. б). Более 90% штаммов MRSA, изолированных из ран при ГВЗ, обладали ассоциированной резистентностью к гентамицину, линкомицину или клиндамицину и эритромицину. На основании анализа антибиотикорезистентности можно выделить 3 основных фенотипа: MRSA с сочетанной резистентностью к лин-козамидам, макролидам и ципрофлоксацину; MRSA с сочетанной резистентностью к лин-козамидам, макролидам, ципрофлоксацину и рифампину; MRSA с сочетанной резистентностью к линкозамидам, макролидам, ципро-флоксацину и фузидиевой кислоте. Согласно данным, полученным in vitro, 7-1Q% MRSA чувствительны к макролидам, линкозамидам и аминогликозидам. По всей вероятности, ок-сациллин-резистентность этих штаммов S. aureus spp. aureus неистинная и не кодирована геном mecA и связанными с ним генами множественной антибиотикорезистентности, а является результатом гиперпродукции плазмидных Р-лактамаз, при которой может происходить инактивация пенициллиназа-устойчивых пенициллинов [29]. Продолжающееся уменьшение доли MRSA, in vitro чувствительных к макролидам, линкозамидам и аминогликозидам, может быть связано с конкурентными отношениями разных клонов MRSA с разными механизмами резистентности, с одной стороны, и с другой - с истинным нарастанием резистентности к антибиотикам этих групп. Как известно, гентамицин, ципрофлоксацин и эритромицин были и остаются препаратами, часто применяемыми в амбулаторной практике, что, вероятно, может играть некоторую роль в нарастании уровня резистентности к этим антибиотикам. Наиболее вероятной причиной нарастания резистентности всё же является распространение наиболее конкурентно способных резистентных клонов во внутрибольничной среде, т.к. в настоящее время носительство внебольничных MRSA не распространено широко. Данные об уровне антибиотикорези-стентности внебольничных штаммов
S. aureus spp. aureus, полученные по результатам локальных наблюдений, собраны в
2005 г. в рамках проекта MARS, осуществляемого при совместной работе НИИАХ/ЦМАР/МАКМАХ. По нашим наблюдениям, 93% изолятов золотистого стафилококка, выделенных при ГВЗ из ран амбулаторных пациентов ВАО и ЮВАО г. Москвы, чувствительны к оксациллину, 7% изолятов были представлены множественно-резистентным MRSA. Все пациенты с MRSA имели в анамнезе хронические заболевания, приводящие к трофическим нарушениям, и неоднократные госпитализации в хирургические отделения ЛПУ г. Москвы.
Другим сложным моментом является глобальное распространение штаммов со сниженной чувствительностью к гликопептидам [21, 26, 27]. С увеличением доли штаммов MRSA в числе этиологических агентов ГВЗ кожи и мягких тканей неуклонно нарастает уровень потребления ванкомицина при лечении тяжёлых форм ГВЗ, склонных к генерализации с развитием стафилококковой бактериемии. Необходимо соблюдать настороженность в отношении соответствия результатов определения чувствительности к ванкомици-ну in vitro и его клинической эффективности. По данным клинического фармаколога ГКБ № 15 им. О.М. Филатова, за время наблюдений выявлено 6 случаев клинической неэффективности ванкомицина у пациентов с in vitro ванкомицин-чувствительными MRSA. Применение линезолида у этих пациентов имело клинический эффект.
Гликопептиды, в частности ванкомицин, имеют ряд особенностей, ограничивающих их клиническую ценность или эффективность. Это связано с затрудненной пенетра-цией препарата в ткани, низкой бактерицидной активностью и высоким риском нефро-токсичности при достижении необходимой концентрации в плазме [27]. Некоторые исследователи полагают, что свойства ванко-мицина, а также применение недостаточно высоких доз антибиотика из-за опасения врачей по поводу его токсичности, способствуют экспозиции штаммов стафилококка при субоптимальных концентрациях в плазме пациента. Это создает условия для селективного прессинга и ускорения формирования устойчивых к ванкомицину популяций стафилококка.
Кроме того, существуют проблемы надежности диагностики сниженной или гетерогенной чувствительности к ванкомицину штаммов стафилококка [2, 27]. "Золотым стандартом" определения чувствительности стафилококков к ванкомицину остается определение МПК методом серийных разведений, применение которого ограничено по ряду причин в практических лабораториях. Использование диско-диффузионного метода с определением зон задержки роста может привести к ошибкам в определении чувствительности. Крупные по размеру молекулы гликопептидов медленно диффундируют в агар, из-за чего искажаются данные об истинной зоне задержки роста. Коммерческие тест-системы для автоматизированного считывания также имеют ряд нареканий в плане точности определения МПК [23, 25]. Оптимальным методом для использования в практических лабораториях было бы определение чувствительности при помощи Е-тестов. Этот вариант диффузионного метода с применением полосок, пропитанных антибиотикам в градиентах концентраций, признан пригодным для достоверного тестирования чувствительности к ванкомицину [34]. Доступность этого метода в практических лабораториях РФ ограничена сроками разработки методических рекомендаций и сертификации самих градиентных полосок для применения в области здравоохранения.
Мониторинг зависимости количества штаммов от зон задержки роста ванкомицина, выполненный в текущем наблюдении, не дал результатов. В отличие от наших наблюдений, мониторинг значений МПК для ванко-мицина в ряде зарубежных центров в течение последнего десятилетия выявил популяционный сдвиг. При построении кривых зависимости количества штаммов от величины МПК выявлен погодовой дрейф этих кривых в сторону зоны резистентности. Дрейф кривых выявлен и среди МЯБЛ, и среди МББЛ. Сходные результаты получены независимо в нескольких европейских моноцентровых исследованиях [26, 34].
На основании проведенных исследова-ниий можно сделать следующие выводы.
1. Ведущими патогенами ГВЗ кожи и мягких тканей являются грамположительные кокки - 61,1%, 2/3 которых относятся к
Staphylococcus spp. Приоритетным патогенном является S. aureus ssp. o.ureus (б1,9% всех грамположительных кокков).
2. Количество штаммов MRSA увеличилось с 11,5% в 2000 г. до 19,б% в 2007 г.
3. К 2007 г. уровень резистентности изученных штаммов MSSA к гентамицину составил 5,1%, линкомицину - 7,1%, ципрофлоксацину - 4%, рифампину - 1%, эритромицину - 11%. Штаммов, устойчивых к фу-зидиевой кислоте не найдено.
4. В 2007 г. у изученных штаммов MRSA уровень сочетанной in vitro резистентности к гентамицину, линкомицину, эритромицину составил 90-93%. За В-летний период резистентность к рифампину выросла почти в 2 раза (20,2%), к ципрофлоксацину - в 3 раза (ВВ,1%). Резистентность к фузидиевой кислоте регистрируется на уровне 5,1%.
5. С учётом значительной разницы в уровне сочетанной антибиотикорезистентно-сти у MSSA и MRSA, необходимо отдельно наблюдать за динамикой резистентности этих популяций, во избежание ошибочных выводов о "нарастании резистентности" к широкому спектру антибиотиков среди всех штаммов S. aureus spp. aureus.
6. Практические лаборатории нуждаются в более точном и чувствительном методе определения чувствительности к ванкомици-ну. Необходимо соблюдать настороженность в отношении соответствия результатов определения чувствительности к ванкомицину in vitro и его клинической эффективности.
ЛИТЕРАТУРА
1. Белобородов В.Б. Проблемы антибактериальной терапии хирургических инфекций, вызванных резистентной грамположительной флорой // Consilium medicum. - 2QQ5. - Т. 7, № 4. - С. 12-22.
2. Белобородов В.Б. Резистентные грамположи-тельные микроорганизмы: современные возможности и перспективы терапии // Consilium medicum. - 2QQ4. - Т. б, № 1. - С. 5-8.
3. Белобородов В.Б., Кузьменко Т.Н. Практические рекомендации по диагностике и лечению инфекций кожи и мягких тканей, встречающихся в амбулаторной практике // Consilium medicum. Справочник поликлинического врача. - 2QQ6. - Т. 4, № 5. - С. 34-39.
4. Белобородов В.Б., Митрохин С.Д. Стафилококковые инфекции // Инфекции и антимик-
робная химиотерапия. - 2QQ3. - Т. 5, № 1. -С.12-18.
5. Ефименко Н.А., Гучев И.А., Сидоренко С.В. Инфекции в хирургии. Фармакотерапия и профилактика. - Смоленск, 2004. - 29б с.
6. ЗубковМ.Н. Практическое руководство по клинической микробиологии и антимикробной химиотерапии для врачей стационарной помощи. - М.: МГУП, 2002. - С. 3В-39.
7. Зубков М.Н. Этиология и антибактериальная терапия поверхностных и глубоких инфекций кожи // Consilium medicum. - 2QQ2. - Т. 4, № 5. - С. 6-9.
8. Медицинская микробиология, вирусология и
иммунология: Учебник / под ред.
А.А. Воробьева. - М.: Медицинское информационное агентство, 2004. - б91 с.
9. Об унификации микробиологических (бактериологических) методов исследования, применяемых в клинико-диагностических лабораториях лечебно-профилактических учреждений. Приказ Минздрава СССР № 535 от
22.Q4.1985.
1Q. Практическое руководство по антиинфекци-онной химиотерапии / под ред. Л.С. Страчунского. - Смоленск: МАКМАХ, 2QQ7. - 4б4 с.
11. Решедько Г.К., Рябкова Е.Л., Фаращук А.Н., Страчунский Л.С. Неферментирующие гра-мотрицательные возбудители нозокомиальных инфекций в ОРИТ России: проблемы антибиотикорезистентности // Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. - 2QQ6. - Т. В, № 3. - С. 10-16.
12. Руднов В.А. Сепсис: современный взгляд на проблему // Клиническая антимикробная терапия. - 2QQQ. - Т. 2, № 1. - С. 4-11.
13. Светухин А.М., Земляной А.Б., Изотова Г.Н., Павлова М.В. Антибактериальная терапия в комплексном лечении больных с синдромом диабетической стопы // Клиническая антимикробная терапия. - 1999. - Т. 1, № 1. -С.38-4Q.
14. Скала Л.З., Нехорошева А.Г., Лукин И.Н. и др. Система регистрации и анализа в работе микробиологических лабораторий // Эпидемиология и инфекционные болезни. - 2QQQ. - № 5. -С. 3б-41.
15. СкалаЛ.З., Сидоренко С.В., Нехорошева А.Г. и др. Практические аспекты современной клинической микробиологии // Тверь: ООО "Изд-во "Триада", 2QQ4. - С. 217-24Q.
16. Чистович Г.Н. Эпидемиология и профилактика стафилококковых инфекций. - Л.: Медицина, 19б9. - 140 с.
17. Яковлев С.В. Клиническое значение резистентности микроорганизмов для выбора ре-
жима антибактериальной терапии в хирургии // Consilium medicum. - Экстра-выпуск "Антибиотикорезистентность: мифы, факты и рациональный подход к составлению формуляров стационара". - 2001. - С. 11-14.
18. Яковлев С.В., Проценко Д.Н. Линезолид: новые возможности терапии инфекций, вызванных полирезистентными грамположительны-ми микроорганизмами // Инфекции и антимикробная химиотерапия. - 2004. - Т. 6, № 2. - С. 34-39.
19. Яковлев С.П. Современные проблемы антибактериальной терапии госпитальных инфекций: "горячие точки" резистентности // Consilium Medicum. Хирургия. - 2005. - T. 7, № 1. -С. 7-11.
20. Яфаев Р.Х., Зуева Л.П. Эпидемиология внутрибольничной инфекции. - Л.: Медицина, 1989. - 168 с.
21. Annual epidemiological report on communicable disease in Europe. Report in the status of communicable disease in the EU and EEA/ EFTA countries. Executive Summary // ECDC. -2007. - 38 p.
22. Bronzwaer S.L.A.M., Goettsch W., Ollsin-Lilje-quist B. et al. European Antimicrobial Resistance Surveillance System (EARSS): objectives and organization // Eurosurveillance. - 1999. -Vol. 4, N 4. - Р. 41.
23. Charlesworth R., Warner M., Livermore D.M., Wilson A.P. Comparsion of four methods for detection of teicoplanin resistance in meticillin-resistant Staphylococcus aureus // J. Antimicrob. Chemother. - 2006. - Vol. 58. - P. 186-189.
24. FluitA.C., Verhoef J., SchmitzF.J. Frequency of isolation and antimicrobial resistance of gram-negative and gram-positive bacteria from patients in intensive care unit of 25 European university hospitals participating in the European arm of the SENTRY antimicrobial surveillance Program 1997 - 1998 // European Journal of Clinical Microbiology and Infections Diseases. - 2001. -Vol. 20. - P. 617-625.
25. Golan Y., Baez-Giangreco C., O'Sullivan C., Snydman D.R. Trends in vancomycin (vanco) susceptibility (S) among consecutive MRSA bacteremia isolates // 44-th Annual Meeting of Infectious Disease Society of America. - P. 11.
26. Gould I.M. Clinical relevance of increasing gly-copeptide MICs against Staphylococcus aureus // Int. Journ. of Antimicrobial Agents. - 2008. -Vol. 31, Suppl. 2. - P. 9.
27. GouldI.M. MRSA bacteraemia // Int. Journ. of Antimicrobial Agents. - 2007. - Vol. 30, Suppl. 1. - P. 66-79.
28. Joly-Guillou M.-L. Clinical impact and pathogenicity of Acinetobacter // Clin. Microbiol. Infect. - 2005. - Vol. 11. - P. 868-873.
29. Koneman's Color Atlas and Textbook of Diagnostic Microbiology / Washington C. Winn Jr. [et al]. - 6th ed. // Lippincott Williams & Wilkins. -2006. - 1535 p.
30. National Committee for Clinical Laboratory Standards. Performance standards for antimicrobial susceptibility testing; tenth informational supplement. NCCLS Document M 100-S 10 (M 7) 2000.
31. National Committee for Clinical Laboratory Standards. Performance standards for antimicrobial susceptibility testing; eleventh informational supplement, M 100-S 11, 2001.
32. National Committee for Clinical Laboratory Standards. Performance standards for antimicrobial susceptibility testing; twelfth informational supplement, M 100-S 4, 2002.
33. National Committee for Clinical Laboratory Standards. Performance standards for antimicrobial susceptibility testing; eighth informational supplement, M 100-S 13, 2003.
34. Steincraus G., White R., Friedrich L. Vancomycin MIC creep in non-vancomycin-intermediate Staphylococcus aureus (VISA), vancomycin-susceptible clinical methicillin-resistant S. aureus (MRSA) blood isolates from 2001 - 2005 // J. Antimicrob. Chemother. - 2007. - Vol. 60. -P.788-794.
