CC BY
630
КМАХ
www.antibiotic.ru/cmac/
Механизмы резистентности Pseudomonas aeruginosa к антибиотикам и их регуляция
Чеботарь И.В., Бочарова Ю.А., Маянский Н.А.
ФГАУ «Национальный медицинский исследовательский центр здоровья детей» Минздрава России, Москва, Россия
Синегнойная палочка (Pseudomonas aeruginosa) является опасным оппортунистическим патогеном. Одно из самых отрицательных клинически значимых свойств P. aeruginosa связано со способностью быстро приобретать устойчивость к антимикробным препаратам. Данный обзор представляет собой анализ современной научной литературы о молекулярно-генетических механизмах резистентности P. aeruginosa к антибиотикам. Рассмотрены вопросы приобретения и регуляции антибиотикорезистентности. Знание механизмов и регуляции резистентности является важной теоретической базой для выбора оптимальной антибиотикотерапии и планирования противоэпидемических мероприятий при синегнойной инфекции.
КЛИНИЧЕСКАЯ МИКРОБИОЛОГИЯ И АНТИМИКРОБНАЯ ХИМИОТЕРАПИЯ
Том 19 N°4
2017
Контактный адрес:
Игорь Викторович Чеботарь
Эл. почта: [email protected]
Ключевые слова: Pseudomonas aeruginosa, антибиотики, резистентность, бета-лактамазы, проницаемость, эффлюкс.
Mechanisms and regulation of antimicrobial resistance in Pseudomonas aeruginosa
Chebotar I.V., Bocharova Yu.A., Mayansky N.A.
National Medical Research Center of Children's Health, Moscow, Russia
Pseudomonas aeruginosa is a dangerous opportunistic pathogen. One of the most negative clinically significant features of P. aeruginosa is associated with the rapid acquisition of antimicrobial resistance. This review provides an analysis of current literature data on genetic mechanisms of resistance of P. aeruginosa to antibiotics. Acquisition of resistance and its regulation are considered. Understanding of resistance mechanisms and regulation is an important basis to ensure appropriate antimicrobial therapy and infection control measures in patients with pseudomonas infections.
Contacts:
Igor V. Chebotar
E-mail: [email protected]
Key words: Pseudomonas aeruginosa, antibiotics, resistance, beta-lactamases, permeability, efflux.
Синегнойная палочка (Pseudomonas aeruginosa) является одним из самых опасных оппортунистических патогенов. Частота её выделения из крови при сепсисе составляет примерно 20%, из мокроты при муковисцидозе - 70%, при нозо-комиальных пневмониях - 45-70%, при интраабдоминальных инфекциях - 28%, при нозокомиальных инфекциях мочевых путей - 10% [1-7]. В общей этиологической структуре внутри-больничных инфекций доля P. aeruginosa варьирует в пределах 20-30% [8, 9].
Опасность P. aeruginosa определяется несколькими уникальными характеристиками, к которым относятся: способность вызывать прямые повреждения тканей, выраженная генетическая пластичность и прогрессирующая резистентность к антимикробным препаратам (АМП). Прямое повреждение P. aeruginosa осуществляет при помощи богатого патогенетического арсенала, включающего адгезины, ферменты, токсины, факторы ускользания от иммунных эффекторов и агрессии в адрес последних [10]. Генетическая пластичность реализуется за счёт дополнения core-генома большим количеством добавочного генетического материала и наличия необычно большого для бактерий количества регуляторных генов - до 8,4% от общего объема хромосомы [11]. Следствием генетической пластичности является быстрая утрата либо приобретение признаков, что позволяет бактериям адаптироваться к внешним воздействиям в короткие сроки. Распространение
резистентных к антибиотикам штаммов синегнойной палочки достигло глобальных масштабов. Нозокомиальные штаммы P. aeruginosa, выделенные в России в 2013-2014 гг., в 52-60% случаев были нечувствительны к антисинегнойным цефало-споринам (цефепим, цефтазидим), в 66% и 60% случаев - к имипенему и меропенему соответственно, в 58% случаев - к пиперациллину/тазобактаму, более чем в 60% случаев к фтор-хинолонам и более чем в 50% случаев - к аминогликозидам [8]. В зависимости от локальных условий внутрибольничная резистентность P. aeruginosa к отдельным группам антибиотиков может достигать почти 100%. Например, в 2015 г. в одном из иранских госпиталей (Исфахан) 95% изолятов от ожоговых больных были резистентны к амикацину, 96% из них проявляли полирезистентность [12]. Опасность резистентных штаммов P. aeruginosa для человека подтверждается статистически: в условиях современного госпиталя погибает 1/3 всех пациентов с инвазивной инфекцией, вызванной карбапенеморези-стентными штаммами P. aeruginosa [13].
Все АМП в зависимости от отношения к ним синегной-ной палочки можно разделить на 3 группы. Первую группу составляют антибиотики, к которым нечувствительны практически все штаммы вида P. aeruginosa. Видовой характер устойчивости дал основание назвать этот феномен «природная резистентность». Другая группа антибиотиков может быть губительной для P. aeruginosa, но подавление метаболизма
Чеботарь И.В. и соавт.
реализуется не для всех штаммов, а лишь для тех, которые не обладают приобретенными механизмами устойчивости к какому-либо антибиотику. Для этой группы АМП разработаны критерии, которые позволяют определить чувствительность к ним конкретного штамма и на основе полученной оценки назначать эффективное лечение. К третьей группе можно отнести антибиотики, которые теоретически могут подавлять жизнедеятельность P. aeruginosa, но существующие методики не позволяют определить лабораторные критерии чувствительности для конкретного штамма. Терапевтическое использование АМП третьей группы не является рациональным, успех эради-кации возбудителя в этом случае определяется случайностью. Понятно, что вопрос выбора оптимальной терапии возникает только для препаратов второй группы. Сложность проблемы резистентности состоит в том, что P. aeruginosa может использовать разнообразные приемы для нейтрализации антибиотиков, часто сочетая их. В этом случае выбор и назначение пациенту эффективного курса АМП будет возможен только на основе понимания механизмов резистентности конкретного штамма.
Очевидно, что знание молекулярных механизмов устойчивости к антибиотикам у P. aeruginosa, которым посвящена большая часть данного обзора литературы, будет способствовать оптимизации терапии инфекций, вызванных этим возбудителем.
Природная резистентность
P. aeruginosa обладает природной (видовой) устойчивостью к ряду антибиотиков, включая ампициллин, амоксициллин, ам-пициллин/сульбактам, амоксициллин/клавуланат, цефалоспо-рины1 I и II поколения, цефотаксим, цефтриаксон, цефамицины (цефокситин, цефотетан), клиндамицин, даптомицин, глико-пептиды (ванкомицин, тейкопланин), фузидиевую кислоту, ли-незолид, макролиды, рифампицин, эртапенем, хлорамфеникол (левомицетин), канамицин, неомицин, триметоприм, тримето-прим/сульфаметоксазол, тетрациклины [14, 15]. Справедливо уточнить, что природная резистентность P. aeruginosa не является абсолютной. Даже в дикой популяции бактерий присутствует от 1 до 3% штаммов, которые из-за наличия мутаций и/ или снижения экспрессии систем, инактивирующих антибиотики, могут проявлять высокую чувствительность к перечисленным препаратам [15]. Основы природной резистентности P. aeruginosa связаны с (1) отсутствием мишеней для некоторых групп антибиотиков, (2) наличием естественно продуцируемых бета-лактамаз и других ферментов, инактивирующих антибиотики, (3) особенностями пориновой проницаемости, (4) активностью систем эффлюкса. Проявления природной резистентности чаще базируются на комплексных механизмах. Самый яркий пример этого - устойчивость к пенициллинам и цефа-лоспоринам, которая может быть опосредована через слабую проницаемость бактериальной стенки для АМП, гидролиз присущими P. aeruginosa «природными» ферментами (бета-лакта-маза PoxB, бета-лактамаза расширенного спектра (цефалоспо-риназа) AmpC) [16-18], и ускоренное выведение из клетки за счёт систем эффлюкса. В случае с эртапенемом наблюдается аналогичная картина. Канамицин и неомицин инактивируются с помощью специфического фермента - аминогликозид-3'-фос-
1 P. aeruginosa не обладает природной резистентностью к «ан-тисинегнойным» цефалоспоринам - цефепиму, цефтазидиму.
Чеботарь И.В. и соавт.
фотрансферазы и активно удаляются из клетки за счёт механизмов эффлюкса [19]. В отношении некоторых антибиотиков может действовать преимущественно один механизм. Например, из-за больших размеров ванкомицин не способен быстро проникать через наружную мембрану грамотрицательных бактерий и создавать опасные для бактерии концентрации в пери-плазматическом пространстве [20]. Для даптомицина у синег-нойной палочки, как и у других грамотрицательных бактерий, нет специфичной мишени [21]. С практической точки зрения, знание особенностей природной резистентности P. aeruginosa определяет перечень антибиотиков, которые должны быть исключены из списка препаратов для лечения синегнойной инфекции.
Приобретенная резистентность
Перечень антисинегнойных антибиотиков, чувствительность к которым можно оценить при помощи лабораторных методов, не очень велик. Список Европейского комитета по определению чувствительности к антимикробным препаратам (EUCAST) включает несколько пенициллинов (пиперацил-лин, пиперациллин/тазобактам, тикарциллин, тикарциллин/ клавуланат), четыре препарата из группы цефалоспоринов (цефепим, цефтазидим, цефтазидим/авибактам, цефтолозан/ тазобактам), карбапенемы (имипенем, меропенем, дорипе-нем), монобактамы (азтреонам), фторхинолоны (левофлок-сацин, ципрофлоксацин), аминогликозиды (гентамицин, ами-кацин, нетилмицин, тобрамицин) и полимиксины (колистин) [14]. Рекомендации Института клинических и лабораторных стандартов США (CLSI) дополняют этот список отдельными критериями для нескольких фторхинолонов (норфлоксацин, ломефлоксацин, офлоксацин, гатифлоксацин) и полимиксина B [15]. В клинических условиях P. aeruginosa может формировать резистентность к каждому из перечисленных антибиотиков.
Устойчивость к бета-лактамам
Резистентность к бета-лактамам у P. aeruginosa может быть обусловлена тремя механизмами: (1) выработка неконститутивных (адаптивных) бета-лактамаз; (2) снижение проницаемости мембраны; и (3) эффлюкс-зависимое удаление антибиотика из периплазматического пространства. У многих нозокомиаль-ных штаммов (>40%) эти механизмы сочетаются друг с другом [22, 23].
Адаптивные бета-лактамазы P. aeruginosa представляют собой неоднородную группу ферментов, гены которых локализуются в хромосоме или плазмидах и часто входят в состав интегронов или мобильных генетических элементов (МГЭ). Присутствие бета-лактамаз у грамотрицательных бактерий регистрируется в цитоплазме и периплазматическом пространстве, значительное их количество ассоциировано с наружной мембраной [24, 25]. Они попадают во внеклеточную среду, что происходит, вероятно, в результате лизиса бактериальных клеток. Гены природных и приобретенных бета-лактамаз у гра-мотрицательных бактерий (в отличие от грамположительных) экспрессируются постоянно [26]. Но существуют и исключения из этого правила. Например, уровень экспрессии конститутивной для P. aeruginosa бета-лактамазы AmpC подвержен гибкой регуляции, что может иметь клиническое значение (см. ниже). Важно, что бета-лактамазы, обнаруженные у P. aeruginosa, встречаются у других видов грамотрицательных бактерий, что
подтверждает широкую практику горизонтального переноса генов в бактериальной популяции (см. ниже).
Неоднородность генетической регуляции и химической структуры бета-лактамаз отражается в особенностях их субстратной специфичности и разной гидролитической активности в отношении бета-лактамов. В связи с этим бета-лактамазы P. aeruginosa классифицируются не только согласно критериям Ambler [27], но и подразделяются на функциональные группы в соответствии с субстратной специфичностью. Примеры бе-та-лактамаз P. aeruginosa с разными функциональными свойствами представлены в Таблице 1.
Интересно, что приобретенная резистентность к антиси-негнойным бета-лактамам у P. aeruginosa может реализоваться с участием природной бета-лактамазы AmpC. Являясь природной для P. aeruginosa бета-лактамазой расширенного спектра, в условиях гиперпродукции в сочетании с активацией эффлюк-са и угнетением поринов, AmpC может обеспечивать резистентность к антисинегнойным цефалоспоринам и карбапене-мам. Гиперпродукция AmpC индуцируется через два механизма [64]. Первый связан с воздействием на клетку бета-лактамов (показано на примере цефокситина и имипенема), которые резко увеличивают концентрацию 1,6-ангидромуропептидов в периплазме, а, следовательно, и в цитоплазме. Последние взаимодействуют с транскрипционным регулятором AmpR, конвертируя его в активатор гена ampC, который способству-
ет повышению его экспрессии. К такому же эффекту приводит другой механизм, связанный с нарушением функции цитоплаз-матического фермента AmpD, который вызывает расщепление образующихся в естественных условиях 1,6-ангидромуро-пептидов. Избыточное накопление 1,6-ангидромуропептидов через взаимодействие с AmpR ведет к гиперэкспрессии гена ampC и вызывает гиперпродукцию AmpC. При этом повышение экспрессии ampC сочетается с угнетением синтеза пори-нов OprD и активацией системы эффлюкса MexAB-OprM [65]. В конечном итоге, это обеспечивает резистентность к антиси-негнойным цефалоспоринам и карбапенемам.
Недавние исследования косвенно подтверждают возможность модификации мишени для развития резистентности к бета-лактамам. Из 10 карбапенеморезистентных штаммов P. aeruginosa (клональный комплекс 274), выделенных от больных муковисцидозом, 9 имели нарушения структуры пеницил-линосвязывающих белков (PBP) [66]. Десять из одиннадцати чувствительных к бета-лактамам штаммов того же клонального комплекса не имели признаков изменения PBP; у единственного в этой группе изолята с мутантным PBP3 были пограничные значения МПК цефепима.
Помимо бета-лактамаз и модификации мишени, в формирование резистентности к бета-лактамам существенный вклад вносят ещё два механизма - системы эффлюкса и нарушение проницаемости пориновых структур. Для P. aeruginosa описа-
Таблица 1. Приобретенные бета-лактамазы P. aeruginosa
Функциональная группа ферментов Молекулярный класс ферментов Антибиотик-субстрат (из группы антиси-негнойных препаратов) Ферменты Источник
Группа 2Ь А Пенициллины TEM-1, TEM-2, SHV-1 [28]
Группа 2Ье A Пенициллины, цефалоспорины, монобактамы TEM-4, TEM-21, TEM-24, TEM-42, TEM-116 SHV-2, SHV-2a, SHV-5, SHV-12 CTX-M-1, CTX-M-2, CTX-M-43 PER-1, PER-2 VEB-1, VEB-1 a, VEB-1 b, VEB-2 GES-1, GES-8, GES-9 BEL-1, BEL-2 [29-33] [34-36 ] [30, 37, 38] [37, 39] [40-42] [43-45] [46, 47]
Группа 2с A Пенициллины, тикарциллин/клавуланат PSE-1, PSE-3, PSE-4, PSE-5 CARB-3, CARB-4 [48-50 ]
Группа 2d D Пенициллины, ингибиторозащищенные пенициллины OXA-1, OXA-2, OXA-3, OXA-4, OXA-5, OXA-6, OXA-10, OXA-13, OXA-20, OXA-46, 0XA-50, OXA-56 [51]
Группа 2de D Пенициллины, ингибиторозащищенные пенициллины, цефалоспорины, монобактамы OXA-11, OXA-14 - OXA-19, OXA-28, OXA-31, OXA-32, OXA-35, OXA-45, OXA-74, OXA-147, OXA-161, [51-53]
Группа 2df D Пенициллины, ингибиторозащищенные пе-нициллины, цефалоспорины, карбапенемы 0XA-40, 0XA-50a, 0XA-50b, 0XA-50c, 0XA-50d [54, 55]
Группа 2f A Пенициллины, ингибиторозащищенные пенициллины, цефалоспорины, карбапенемы KPC-2, KPC-5 GES-2, GES-5 [56, 57] [58, 59]
Группа 3 B Пенициллины, ингибиторозащищенные пенициллины, цефалоспорины, карбапенемы IMP-1, IMP-2, IMP-4 - IMP-11, IMP-13 - IMP-16, IMP-18 - IMP-22, IMP-25, IMP-26, IMP-29 - IMP-31, IMP-33, IMP-35, IMP-37, IMP-40, IMP-41, IMP-43 - IMP-45, IMP-48 VIM-1 - VIM-11, VIM-13 - VIM-18, VIM-20, VIM-28, VIM-30, VIM-36 - VIM-38, VIM-43 SPM-1 GIM-1 NDM-1 AIM-1 SIM-1 FIM-1 [60] [61] [61] [62] [63] [63] [60]
Чеботарь И.В. и соавт.
но 64 пориновых структуры - трансмембранных каналов, обеспечивающих поступление специфических субстратов внутрь бактериальной клетки; 6 из них (OprF, OpdK, OpdF, OpdO, OprD, OpdD) транспортируют бета-лактамы (Таблица 2) [67]. P. aeruginosa характеризуется широким набором эффлюксных насосов - систем выведения специфических субстратов из клетки. За выведение бета-лактамов отвечают системы семейства RND (от англ. «resistance-nodulation-division») - MexAB-OprM, MexCD-OprJ, MexXY (Таблица 2) [68]. Чрезвычайно важной является специфичность MexAB-OprM, которая обеспечивает удаление из клеток меропенема, но не имипенема. Эта особенность может объяснить существование штаммов с высокими значениями МПК меропенема и низкими значениями МПК ими-пенема, которые нередко встречаются в практике клинической микробиологии.
Существовало мнение, что высокие значения МПК кар-бапенемов (>32 мг/л) и антисинегнойных цефалоспоринов (>256 мг/л) регистрируются, главным образом, у штаммов-продуцентов карбапенемаз, особенно у носителей металло-бе-та-лактамаз (МБЛ) [69]. К настоящему времени это положение опровергнуто. Так, в исследовании Lopez-Causape и соавт. были обнаружены многочисленные МБЛ-негативные изоляты P. aeruginosa с МПК меропенема и имипенема >32 мг/л, МПК цефепима и цефтазидима >256 мг/л [66]. Авторы полагают, что такие высокие значения МПК цефалоспоринов и карбапе-немов были обусловлены комплексами мутаций, в том числе мутациями в генах, контролирующих синтез PBP, работу систем эффлюкса и проницаемость мембраны. На возможность значительного МБЛ-независимого увеличения МПК карбапенемов (>64-256 мг/л меропенема) у P. aeruginosa указывают и результаты других исследований [70, 71].
Устойчивость к фторхинолонам
Приобретенная резистентность к антибиотикам группы фторхинолонов у P. aeruginosa может быть связана с тремя механизмами: (1) модификация мишени действия антибиотика; (2) функционирование систем эффлюкса; и (3) ферментативная инактивация антибиотика.
Таблица 2. Сочетания механизмов приобретенной резистентности к бета-лактамным антибиотикам у P. aeruginosa
Группа антибиотиков Механизм резистентности
Разрушение антибиотика бета-лакта-мазами Нарушение функции поринов Эффлюкс-зави-симое выведение антибиотика
Пенициллины Группы 2Ь, Порины Ор^, Система эффлюк-2Ье, 2с, OpdK (ОссК1), са МехАВ-ОргМ 2d, 2de, OpdF (ОссК2) 2df, 2^ 3
Цефалоспорины Группы Порины Ор^, Система эффлюк-2Ье, 2de, OpdO (ОссКЗ) са МехАВ-ОргМ, 2df, 2^ 3 MexCD-OprJ, МехХУ
Карбапенемы Группы 2df, Порины OprD Система эффлюк-2^ 3 (0сс01), OpdD са MexAB-OprM (ОссК7)
Монобактамы Группы Нет данных Система эффлюк-2Ье, 2de са МехАВ^гМ
Ингибиторо-защищенные бета-лактамы Группы 2с, Нет данных Система эффлюк-2d, 2de, са МехАВ^гМ 2df, 2^ 3
Чеботарь И.В. и соавт.
Мишенью действия фторхинолонов являются ферменты то-поизомеразы (топоизомераза II (гираза) и топоизомераза IV), играющие важную роль в репликации, транскрипции, рекомбинации и репарации ДНК. Мутации, происходящие в генах этих ферментов, ведут к их структурным изменениям и, следовательно, нечувствительности к фторхинолонам. У P. aeru-ginosa, как и у других грамотрицательных бактерий, мутирует в первую очередь ген гиразы (в отличие от грамположитель-ных бактерий, у которых первоначально повреждается ген топоизомеразы IV) [72]. Последующее возникновение мутаций в генах топоизомеразы IV ведет к ещё большему увеличению уровня резистентности к фторхинолонам. Каждый из ферментов состоит из двух субъединиц: гиразу формируют субъединицы GyrA и GyrB, топоизомеразу IV - ParC и ParE. При этом мутации, вызывающие резистентность к фторхинолонам, локализуются в генах субъединиц GyrA и/или ParC в так называемых участках QRDR (от англ. «^uinolone resistance determining region») [73].
Вторым механизмом резистентности P. aeruginosa к фтор-хинолонам является эффлюкс-зависимое выведение антибиотика из бактериальной клетки. Данный механизм реализуется за счет 4 систем эффлюкса семейства RND: MexAB-OprM, MexCD-OprJ, MexEF-OprN, MexXY-OprM [74] и дополнительных систем: MexHI-OpmD и MexVW-OprM [75, 76].
В исследованиях Henrichfreise и соавт. и Tomas и соавт. у клинических изолятов P. aeruginosa, резистентных к фторхино-лонам, описаны мутации в генах репрессоров, регулирующих экспрессию систем эффлюкса MexAB-OprM и MexCD-OprJ [77, 78]. Активация системы эффлюкса MexXY-OprM у резистентных к фторхинолонам изолятов происходит также за счет возникновения инактивирующих мутаций в гене репрессора MexZ. Однако описаны случаи резистентности к фторхинолонам и нормального уровня экспрессии MexXY-OprM, даже при отсутствии мутаций в гене mexZ [79].
В отличие от других представителей семейства RND, экспрессия которых регулируется репрессорами, система эффлюкса MexEF-OprN экспрессируется при участии активатора транскрипции MexT. У чувствительных к фторхинолонам изолятов P. aeruginosa MexEF-OprN не функционирует вследствие мутаций в гене данного активатора, характерных для диких штаммов P. aeruginosa [80]. При реверсии мутаций в гене mexT активируется экспрессия MexEF-OprN, и изолят становится резистентным [80, 81]. У таких «реверсированных» изолятов дополнительно возникает устойчивость к кар-бапенемам, но не за счёт работы системы эффлюкса, а путем MexT-опосредованного угнетения экспрессии гена порина OprD [82].
Ферментативная инактивация фторхинолонов происходит под действием аминогликозидацетилтрансферазы. Данные ферменты осуществляют ацетилирование аминогрупп антибиотиков, и большинство из них активны в отношении аминогли-козидов. Однако фермент AAC(6')-Ib-cr, обнаруживаемый на плазмидах P. aeruginosa, способен инактивировать и аминогли-козиды, и фторхинолоны [83].
Устойчивость к аминогликозидам
Приобретенная резистентность P. aeruginosa к аминогли-козидам обусловлена тремя механизмами: (1) модификация мишени действия антибиотика (действие рРНК-метилазы); (2) инактивация антибиотика аминогликозид-модифицирующими ферментами (АМФ); (3) функционирование систем эффлюкса.
Мишенью действия антибиотиков группы аминогликозидов является 30S субъединица рибосом. Ферменты рРНК-метила-зы осуществляют метилирование рРНК, находящейся в составе 30S субъединицы рибосом, обеспечивая высокий уровень резистентности бактерии к клинически значимым аминоглико-зидам: гентамицину, тобрамицину и амикацину [84]. У P. aeruginosa описаны несколько 16S рРНК-метилаз: RmtA, RmtB, RmtD, ArmA [84-88]. Установлено, что продукция RmtD сочетается с продукцией МБЛ типа SPM-1, а продукция ArmA - с МБЛ типа IMP-1.
В зависимости от способа инактивации аминогликозидов, АМФ делят на 3 группы: аминогликозидацетилтрансферазы -AAC (от англ. «aminoglycoside acetyltransferases»). аминоглико-зидаденилтрансферазы - AAD (от англ. «aminoglycoside adenyl-yltransferase», иногда их называют ANT от англ. «aminoglycoside nucleotidyltransferases»), и аминогликозидфосфорилтрансфера-зы - APH (от англ. «aminoglycoside phosphoryltransferase»).
AAC инактивируют аминогликозиды путём ацетилирования аминогрупп. Данные ферменты обычно действуют на 3- и 6'-ами-ногруппы антибиотика (семейства AAC(3) и AAC(6') соответственно), реже встречаются AAC, действующие на 1- и 2'-ами-ногруппы [89-91]. Ферменты семейства AAC(3) у P. aeruginosa представлены 5 подсемействами (I, II, III, IV и VI). Наличие у изолята любого из ферментов семейства AAC(3) ассоциировано с резистентностью к гентамицину [89], в то время как резистентность к тобрамицину возникает только при наличии ферментов подсемейств II, III и VI [92]. Семейство AAC(6') делят на 2 подсемейства: II и I (менее распространенное) [89]. Изоляты, обладающие ферментами AAC(6'), резистентны к тобрамицину и амикацину (подсемейство I) или тобрамицину и гентамицину (подсемейство II) [92]. Однако описаны варианты подсемейства I, неактивные в отношении амикацина [93, 94]. Как упоминалось ранее, один из представителей семейства AAC(6') - AAC(6')-Ib-cr, демонстрирует активность в отношении фторхинолонов [95].
Среди ферментов ANT чаще всего обнаруживают ANT(2')-I, инактивирующий гентамицин и тобрамицин. Реже встречается ANT(4')-II, обуславливающий резистентность к тобрамицину и амикацину [92].
Точкой приложения APH является 3-OH группа аминогли-козидов. У клинических изолятов P. aeruginosa наиболее распространенным является фермент APH(3')-II. Как уже говорилось, он обеспечивает природную резистентность синегнойной палочки к канамицину, неомицину и стрептомицину [92]. Однако описаны случаи обнаружения у P. aeruginosa APH, ассоциированных с резистентностью к амикацину (APH(3')-VI, APH(3')-IIb-like), тобрамицину и гентамицину (APH(2'')) [96-98].
Третьим механизмом резистентности P. aeruginosa к ами-ногликозидам является эффлюкс-зависимое выведение антибиотика из клетки. За выведение из клетки аминогликозидов отвечает система эффлюкса MexXY-OprM. Как и в случае эф-флюкс-зависимой резистентности к фторхинолонам, MexXY-OprM активно продуцируется при наличии мутаций в гене репрессора mexZ, регулирующего её экспрессию. Интересно, что у некоторых изолятов, даже при отсутствии мутаций в гене mexZ, наблюдается экспрессия MexXY-OprM, что делает их устойчивыми к аминогликозидам и свидетельствует о наличии дополнительных генов/мутаций, влияющих на активность этой системы эффлюкса. Например, ген parR является частью опе-рона parRS, кодирующего двухкомпонентную регуляторную систему, влияющую на экспрессию многих генов резистентности у P. aeruginosa, в том числе ген mexXY. Именно возникнове-
нием мутаций в гене parR объясняют экспрессию mexXY при отсутствии мутаций в гене mexZ [99].
Резистентность к полимиксинам
Основным механизмом резистентности P. aeruginosa к полимиксинам (колистину и полимиксину В) является модификация мишени действия. Антибактериальное действие полимиксинов основано на электростатическом связывании положительно заряженной полипетидной части антибиотика и отрицательно заряженного липополисахарида (ЛПС) наружной мембраны грамотрицательных бактерий, а также на взаимодействии «липидного хвоста» полимиксина и жирных кислот липида А. Связываясь с ЛПС, антибиотик вытесняет мембраностабили-зирующие ионы магния и кальция, которые соединяют соседние молекулы липида А и укрепляют наружную мембрану. Это нарушает барьерную функцию наружной мембраны, что ведет к потере периплазматических белков и поступлению в пери-плазматическое пространство веществ, для которых клеточная стенка ранее была непроницаема, в том числе и полимиксина [100]. Предполагалось, что полимиксин B нонапептид (PMBN (от англ. «Polymyxin B nonapeptide»)) - часть молекулы полимиксина без «липидного хвоста» - не обладает антибиотической активностью, однако, в исследованиях Lu и соавт. (2014) и Zhang и соавт. (2000) было показано, что PMBN не теряет способности повреждать наружную мембрану [101, 102]. Такое объяснение механизма действия полимиксинов предполагает, что эта структура является главной мишенью антибиотика, и нарушение её проницаемости ведет к гибели бактериальной клетки. Следовательно, модификация наружной мембраны (а именно ЛПС) приводит к развитию резистентности к полимик-синам.
ЛПС модифицируется путем присоединения 4-амино^-арабинозы к липиду А. Модификация осуществляется ферментами, кодируемыми опероном arnBCADTEF-ugd, также называемым pmrHFUKLM-ugd-оперон или arn-оперон [103, 104]. Экспрессия оперона находится под контролем двух-компонентной регуляторной системы ParRS и активируется в ответ на субингибиторную концентрацию полимиксинов [105]. ParRS не является единственным регулятором arn-оперона, на его экспрессию могут влиять системы PhoPQ, PmrAB, CprRS, ColRS [106]. Мутации в генах белков PmrB, PhoQ, ParR и ParS ведут к повышенной экспрессии arn-оперона и обнаруживаются у клинических штаммов P. aeruginosa, в разной степени резистентных к колистину (МПК от 4 до >512 мг/л) [107-109]. Следует отметить, что мутации в генах белков ParS или ParR не только запускают каскад реакций, ведущих к модификации ЛПС, но и регулируют экспрессию белков, участвующих в формировании резистентности к другим группам антибиотиков: увеличивают экспрессию системы эффлюкса MexXY и угнетают экспрессию порина OprD. Таким образом, повреждение генетической структуры регуляторной системы ParRS приводит к возникновению резистентности к четырем группам антибиотиков, а именно, полимиксинам, бета-лактамам (карбапенемам), аминогликозидам и фторхинолонам [99].
Ряд исследований, показывающих отсутствие корреляции между степенью проницаемости наружной мембраны и гибелью бактериальных клеток в присутствии полимиксинов, указывают на то, что наружная мембрана не является их единственной мишенью, и обосновывают необходимость поиска дополнительных механизмов действия [102, 110]. Например, в качестве мишени действия рассматривались 16S рРНК, фер-
Чеботарь И.В. и соавт.
менты дыхания бактерий [111, 112]. В исследовании Fernandez и соавт. (2013) описаны 17 генов, повреждение которых приводило к изменению МПК колистина [113]. Среди них вышеупомянутые parR, pmrA, phoQ, а также гены ферментов метаболизма и гены, отвечающие за транспорт ЛПС. Изоляты с поврежденными генами метаболизма pyrB, pdxB, sucC, tpiA и aroB демонстрировали более низкие значения МПК колистина, чем контрольный штамм, а также характеризовались замедленным ростом. Данные повреждения ведут к формированию резистентности не только к полимиксинам, но и к антибиотикам других групп [114-117].
У штаммов с повреждениями в генах, участвующих в синтезе и транспорте ЛПС, также регистрировались более низкие значения МПК, чем у контрольного штамма [113]. Например, чувствительность к колистину увеличивалась при повреждении гена белка GalU - уридиндифосфат-глюкоза-пирофосфорила-зы, участвующей в синтезе уридиндифосфат^-глюкозы, которая является неотъемлемым компонентом ЛПС. Подобным образом проявляются нарушения в структуре гена ssg (от англ. «cell surface sugar biosynthetic glycosyltransferase») - гликозил-трансферазы, в гене белка WapR (рамнозилтрансферазы), ответственных за синтез компонентов ЛПС, в гене белка, гомологичного LptC E. coli, участвующего в транспорте ЛПС на наружную мембрану.
В исследовании Fernandez и соавт. (2013) штаммы с поврежденными генами galU, wapR, ssg и контрольный штамм выращивали в условиях низкой концентрации ионов магния, полагая, что данные условия являются триггерным фактором модификации ЛПС. При масс-спектрометрической оценке контрольный штамм демонстрировал наличие пиков аминоараби-нозы, в то время как у исследуемых штаммов подобные пики не обнаруживались [113]. Других механизмов резистентности к полимиксинам у P. aeruginosa пока достоверно не установлено.
Прогресс в исследовании многоклеточных бактериальных сообществ позволил обосновать существование ещё одного вида устойчивости - биопленочной антибиотикорезистентно-сти. Несмотря на многочисленные доказательства важности этого типа резистентности, его роль до настоящего времени остается недооцененной. В частности показано, что МПК антибиотиков могут увеличиваться в сотни раз в случаях, когда бактерии организуются в биопленки. Механизмы биопленочной резистентности были подробно описаны нами ранее [118]. Коротко можно сказать, что главные из этих механизмов связаны с: 1) биопленочным матриксом, который инактивирует антибиотики, и 2) многократным увеличением в биопленочном пуле количества персистирующих бактериальных клеток. У си-негнойной палочки инактивирующая роль матрикса реализуется, главным образом, за счет альгината, хотя и другие компоненты матрикса могут принимать участие в «фильтрационной» задержке антибиотиков [119, 120]. Персистирующие клетки проявляют настолько низкий уровень метаболизма, что становятся неуязвимыми для антибиотиков, целью которых являются, прежде всего, метаболически активные бактерии.
Приобретение и регуляция устойчивости
Приобретение резистентности - это синтез новых белков и/или изменение структуры (следовательно, и функции) уже существующих в клетке биополимеров. Понятно, что такая перестройка реализуется за счет приобретения новых генов извне, а также за счет активации или, наоборот, ингибирова-
Чеботарь И.В. и соавт.
ния существующих генов. В условиях контакта с антибиотиками эти процессы запускаются очень быстро и реализуются через разные механизмы, определяемые конкретным микроокружением и особенностями генетического аппарата штаммов синег-нойной палочки. Одной из самых наглядных моделей эволюции резистентности служит селекция антибиотикорезистентных штаммов P. aeruginosa при муковисцидозе. До 70% штаммов от пациентов с хроническим носительством синегнойной палочки характеризуются полирезистентностью, механизмы которой крайне разнообразны, даже в случае принадлежности штаммов к одному клону [66]. Всего в процесс реализации резистентности при муковисцидозе может вовлекаться более 100 генов. Количество мутантных генов, задействованных в приобретенной устойчивости, колеблется от 3 (изолят, резистентный только к азтреонаму) до 24 (полирезистентность) на один изученный штамм [66]. Как считают авторы, каждая из обнаруженных мутаций была значима для возникновения резистентности. Причина такого большого количества полезных для P. aeruginosa мутаций кроется в особых свойствах выживших после воздействия антибиотиков клонов. Главным свойством их генетического аппарата считается склонность к спонтанным мутациям: их вероятность в 1000 раз больше, чем у среднестатистического дикого штамма, что дало повод назвать их гипер-мутаторами или бактериями с гипермутабельным фенотипом [121]. Причина гипермутабельности кроется в поломках системы репарации хромосомной ДНК, которые оказываются полезными для выживания вида в условиях антибиотикотерапии. В результате безжалостной селекции под прессом антибиотиков остаются только те клоны, мутации которых оказались направленными на нейтрализацию АМП. Как правило, первичное инфицирование при муковисцидозе является внебольничным. Бронхолегочная система при этом контаминируется негоспитальными, а, значит, нерезистентными штаммами. Изоляты, полученные от пациентов с нозокомиальными инфекциями, имеют дополнительные (горизонтальные) пути приобретения резистентности. Это наиболее ярко иллюстрируется на примере приобретенных бета-лактамаз, которые редко присутствуют у штаммов P. aeruginosa, выделенных у детей с муковисцидо-зом [122]. Частота их обнаружения растет вместе с взрослением пациента и длительностью его нахождения в больничных учреждениях. Считается, что приобретенные бета-лактамазы расширенного спектра и карбапенемазы кодируются генами, происходящими из плазмид и МГЭ, в том числе транспозонов. Гены бета-лактамаз часто находятся в составе генных кассет в интегронах, соседствуя с генами резистентности к другим антибиотикам. В таких случаях плазмид- и транспозон-зави-симая передача резистентности горизонтальным путем будет обеспечивать одномоментное приобретение множественной лекарственной устойчивости. Например, в исследовании Yu и соавт. описаны штаммы P. aeruginosa с интегронами, несущими ген МБЛ и гены АМФ [123]. Источником отдельных генов и кассет резистентности являются нозокомиальные штаммы, которые интегрировали в свой геном полезные для приобретения резистентности детерминанты. По мере дальнейшего контакта с новыми антибиотиками и взаимодействия с микробным окружением, штаммы P. aeruginosa при помощи фермента интегразы продолжают захватывать нужные для выживания гены, увеличивая объем интегронов [123]. Функционально это проявляется в расширении спектра резистентности. В качестве первичных хозяев генов резистентности, обнаруживаемых у синегнойной палочки, называют бактерии из окружающей
среды, нередко принадлежащие к отдаленным от Pseudomonas spp. таксонам. Например, бета-лактамаза СТХ-М была «заимствована» синегнойной палочкой у свободноживущих видов семейства Enterobacteriaceae Kluyvera ascorbata и Kluyvera georgiana, у которых СТХ-М является природным ферментом [124]. В качестве первичных носителей NDM рассматриваются Klebsiella pneumoniae или Escherichia coli [125]. Происхождение генов бета-лактамаз может быть связано не только с энтеробактериями. На роль кандидатов в естественные носители генов бета-лактамаз OXA претендуют Ralstonia spp., Burkholderia spp. и Shewanella spp. [124].
Как уже было сказано, причиной запуска других механизмов резистентности может быть повреждение бактериальных генов мутациями, реорганизацией генома (протяженными де-лециями и инверсиями) и МГЭ. Данные факторы могут модифицировать мишень, нарушать структуру поринов, замедляя тем самым транспорт антибиотиков внутрь клетки, и повреждать гены, репрессирующие эффлюкс антибиотика из периплазмы бактерий [72, 126, 127]. Если мутации носят случайный характер, то протяженные делеции и инверсии могут быть не случайными, являясь следствием реорганизации генома под воздействием МГЭ [128]. МГЭ, в свою очередь, способны проявлять тропность к определенным генам [129]. К настоящему времени насчитывается около 40 IS-элементов (разновидность МГЭ, от англ. «insertion sequence» - вставочная последовательность), которые индуцируют резистентность P. aeruginosa к антибиотикам, встраиваясь в гены поринов и повреждая гены репрес-соров эффлюксных насосов [23, 130-132]. Присутствие МГЭ в геноме синегнойной палочки также может быть следствием межвидовой передачи. В нашей лаборатории были обнаружены штаммы P. aeruginosa, OprD-порины которых были повреждены IS-элементами ISPsme1 и ISPst2, ранее найденными у других псевдомонад - соответственно Pseudomonas mendocina и Pseudomonas stutzeri (неопубликованные данные).
Глобальная картина функциональной регуляция резистома P. aeruginosa поддается осмыслению лишь на уровне отдельных процессов, в достаточной степени изученных к настоящему времени. Трудность общего понимания определяется двумя причинами. Во-первых, остаются недостаточно изученными различные варианты межмолекулярных взаимодействий биополимеров, вовлеченных в реализацию устойчивости. Вторая причина кроется в сложности системы. Одномоментная индукция взаимоисключающих процессов, шунтированность путей регуляции, внутривидовое разнообразие сайтов для межмолекулярных контактов, приводящее к неоднородности силы сигнала от взаимодействия, - всё это определяет систему регуляции как динамический хаос. Впрочем, это не отменяет важнейшего результата работы такой системы, заключающегося в приобретении резистентности.
Проиллюстрируем сложность регуляции на примере систем эффлюкса и пориновой проницаемости. Подавление транскрипции гена oprD осуществляется регулятором MexT, одновременно активирующим транскрипцию генов, которые кодируют белки систем эффлюкса MexEF-OprN (насос для фторхинолонов, триметоприма и хлорамфеникола) [82]. В то же время, MexT подавляет активность другого насоса, выводящего фторхинолоны (а также бета-лактамы) из клетки - MexAB-OprM. Происходит это за счет подавления MexAB-OprM-стиму-лирующего эффекта от важного индуктора системы «чувство кворума» ^бутирил^-гомосеринлактона [133]. В этом мы видим, по крайней мере, два противоположно направленных яв-
ления. Первое заключается в одновременной активации одной (MexEF-OprN) и подавлении другой (MexAB-OprM) системы эффлюкса для фторхинолонов. Второе противоречие заключается в том, что MexT подавляет OprD-зависимый транспорт бета-лактамов в клетку и одновременно подавляет их выведение специфичной для бета-лактамов системой эффлюкса MexAB-OprM. Сложность усугубляется тем, что эти процессы находятся под влиянием «чувства кворума», а, следовательно, зависят от фазы роста бактерий, их концентрации и условий микроокружения. Кроме того, синегнойная палочка располагает дублирующими механизмами индукции эффлюкс- и порин-зависимой резистентности. Например, под воздействием субтоксичных для P. aeruginosa доз антибиотиков (ципро-флоксацин, 0,05 мг/л) уже упомянутая система MexEF-OprN активируется независимо от MexT за счет неустановленных медиаторов [134]. Подобным образом функционируют и другие системы, отвечающие в клетках P. aeruginosa за устойчивость к повреждающим агентам. Считается, что только сложность регуляторных механизмов может обеспечить гибкость поведения P. aeruginosa, проявляющуюся в её способности быстро приобретать и быстро утрачивать резистентность в зависимости от условий окружающей среды. Регуляторный аппарат си-негнойной палочки обеспечивает уникальное свойство - самые разнообразные стресс-факторы могут усиливать устойчивость к АМП, индуцируя перекрестную резистентность [135]. Это дало повод сформулировать оригинальное правило для предсказания последствий контакта P. aeruginosa с АМП: «Все дороги ведут к резистентности» [135].
В целом, механизмы регуляции резистентности P. aeruginosa направлены на возможность быстрого возникновения устойчивых клонов. Однако не следует забывать, что этот процесс является обратимым. «Цена», которую бактерии «платят» за резистентность, формируется за счет перенаправления энергетических и структурных ресурсов клетки на синтез факторов резистентности в ущерб процессам общего метаболизма. Такие затраты становятся неоправданными в отсутствии антибиотиков, и клоны, не способные избавиться от «расходов» на поддержание резистентности, проигрывают во внутривидовой борьбе и вытесняются другими популяциями с более эффективным метаболизмом. Это явление, известное как «бактериальный фитнесс», является фундаментальной основой перспективности мероприятий, регулирующих потребление антибиотиков в борьбе с глобальной резистентностью.
Диагностика устойчивости к АМП
Если методы определения общей чувствительности к антибиотикам отработаны до совершенства, то оценка конкретных механизмов резистентности представляет большую практическую проблему для клинической микробиологии. Это, прежде всего, касается фенотипических методов определения бе-та-лактамаз расширенного спектра (БЛРС) и карбапенемаз -Ходж-тест, CIM-тест, МБЛ-Е-тест и др. [136-138]. Многочисленные литературные источники, включая «Экспертные правила оценки чувствительности микроорганизмов к антимикробным препаратам» указывают, что «in vitro оценка уровней устойчивости к ß-лактамам у штаммов, продуцирующих БЛРС или кар-бапенемазы, способные расщеплять данные антибиотики, может быть недостаточно точной и воспроизводимой, особенно в рутинной практике» [139]. Длительность выполнения и низкая специфичность не оставляют фенотипическим методам выяв-
Чеботарь И.В. и соавт.
ления бета-лактамаз перспектив на существование даже в недалеком микробиологическом будущем. Ещё более плачевная ситуация сложилась с определением пориновой проницаемости и активности систем эффлюкса, а также с методиками выявления модификации мишени (например, ЛПС при резистентности к колистину): в практике клинической микробиологии не существует общепринятых способов их оценки. Есть мнение, что по-настоящему качественная и быстрая оценка механизмов резистентности возможна только при использовании генетических или протеомных подходов [140]. Способы определения генов бета-лактамаз хорошо зарекомендовали себя при воспроизведении на основе мультиплексной ПЦР и на ДНК-чипах. Серийно выпускающиеся наборы для мультиплексной ПЦР позволяют находить в чистых культурах и клиническом материале гены наиболее важных карбапенемаз P. aeruginosa - VIM, IMP, NDM, KPC, SPM, SIM, GIM и OXA [141-143]. Чип-технологии тоже показали себя в качестве перспективных диагностических систем: испытания чипа «Check-MDR CT103 XL» подтвердили его надежность для определения 23 генетических детерминант резистентности, кодирующих наиболее актуальные БЛРС, цефалоспориназы и карбапенемазы грамотрица-тельных оппортунистических патогенов, включая P. aeruginosa [144]. Выявление эффлюкс- и порин-зависимых механизмов резистентности при помощи генетических методов является более сложным. Для этого необходимо секвенирование генов, контролирующих структуру и функции поринов и эффлюксных насосов. Реализация таких технологий в условиях больших потоков образцов в клинической микробиологической лаборатории в ближайшее время кажется неосуществимой. Более перспективными для решения этой задачи кажутся протеом-ные технологии на основе масс-спектрометрии [145]. Возможность осуществления структурного анализа поринов и систем эффлюкса P. aeruginosa на основе матрично-активированной лазерной десорбционно-ионизационной времяпролетной масс-спектрометрии (MALDI-TOF MS) была реализована почти
10 лет назад [146]. Весьма интересным является масс-спек-трометрическое определение дефектов ЛПС у резистентных к колистину штаммов [147]. У липида А, экстрагированного из штаммов P. aeruginosa с повышенными значениями МПК колистина, при помощи MALDI-TOF MS (в качестве матрицы использовался норхарман) были обнаружены специфические изменения масс-спектра. Присутствие бета-лактамаз также может выявляться при помощи масс-спектрометрии. В частности, MALDI-TOF MS позволяет оценить гидролиз карбапенемов у штаммов синегнойной палочки [148]. Методика основана на оценке пиков, специфичных для нативных и гидролизирован-ных форм карбапенемов после инкубации исследуемого штамма с антибиотиком [149].
Заключение
Изложенный в обзоре материал свидетельствует об исключительной сложности механизмов резистентности у P. aeruginosa. Тем не менее, проведенный анализ позволяет сделать несколько практических обобщений. Во-первых, выбор ан-тибиотикотерапии при синегнойной инфекции должен быть обоснован с позиции молекулярных механизмов резистентности возбудителя. Во-вторых, мониторинг нозокомиальных штаммов P. aeruginosa и планирование противоэпидемических мероприятий должны проводиться с учетом информации о генетических основах резистентности на основании технологий молекулярной эпидемиологии. В-третьих, для борьбы с растущей резистентностью P. aeruginosa необходимо внедрение новых антисинегнойных препаратов. Последнее положение подтверждается экспертами Всемирной организации здравоохранения, которые считают, что резистентные штаммы P. aeruginosa занимают второе место в приоритетном листе патогенов, требующих разработки новых антибиотиков, а поиск новых АМП, эффективных в отношении карбапенеморези-стентных штаммов, является критически важной задачей [150].
Литература
1. Kozlov R.S., Golub A.V., Dekhnich A.V., SMART Study Group. Antimicrobial Resistance of Gram-negative Microorganisms Causing Complicated Intraabdominal Infections in Russia. Klinicheskaja mikrobiologija i antimikrobnaja himioterapija. 2015;17(3):227-234. Russian. (Козлов Р.С., Голуб А.В., Дехнич А.В., исследовательская группа SMART. Антибиотикорези-стентность грамотрицательных возбудителей осложнённых интраабдо-минальных инфекций в России. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2015;17(3):227-234.).
2. Mayr F.B., Yende S., Angus D.C. Epidemiology of severe sepsis. Virulence. 2014;5(1):4-11.
3. Doring G., Conway S.P., Heijerman H.G., et al. J. Antibiotic therapy against Pseudomonas aeruginosa in cystic fibrosis: a European consensus. Eur Respir J. 2000;16(4):749-767.
4. Hidron A. I., Edwards J. R., Patel J., National Healthcare Safety Network Team. The National Healthcare Safety Network Team and Participating National Healthcare Safety Network Facilities. Antimicrobial-resistant pathogens associated with healthcare-associated infections: annual summary of data reported to the National Healthcare Safety Network at the Centers for Disease Control and Prevention, 2006-2007. Infect Control Hosp Epidemiol. 2008;29:996-1011.
5. Djordjevic Z., Folic M.M., Zivic Z., Markovic V., Jankovic S.M. Nosocomial urinary tract infections caused by Pseudomonas aeruginosa and Acinetobacter species: Sensitivity to antibiotics and risk factors. Am J Infect Control. 2013;41(12):1182-1187.
6. Brewer S.C., Wunderink R.G., Jones C.B., Leeper K.V. Ventilator-associated pneumonia due to Pseudomonas aeruginosa. Chest. 1996;109:1019-1029.
7. Rello J., Rue M., Jubert P., et al. Survival in patients with nosocomial pneumonia: impact of the severity of illness and the etiologic agent. Crit Care Med. 1997;25:1862-1867.
8. Edelstein M.V., Sukhorukova M.V., Skleenova E.Yu., and the «MARATHON» study group. Antimicrobial resistance of nosocomial Pseudomonas aeruginosa isolates in Russia: results of multicenter epidemiological study «MARATHON» 2013-2014. Klinicheskaja mikrobiologija i antimikrobnaja himioterapija. 2017;19(1):37-41. Russian. (Эйдельштейн М.В., Сухорукова М.В., Скле-енова Е.Ю. и исследовательская группа «МАРАФОН». Антибиотико-резистентность нозокомиальных штаммов Pseudomonas aeruginosa в стационарах России: результаты многоцентрового эпидемиологического исследования «МАРАФОН» в 2013-2014 гг. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2017;19(1):37-41.).
9. Weiner L.M., Webb A.K., Limbago B., et al. Antimicrobial-resistant pathogens associated with healthcare-associated infections: summary of data reported to the National Healthcare Safety Network at the Centers for Disease Control and Prevention, 2011-2014. Infect Control Hosp Epidemiol. 2016;37(11):1288-1301.
10. Lazareva A.V., Tchebotar I.V., Kryzhanovskaya O.A., Tchebotar V.I., Mayanskiy N.A. Pseudomonas aeruginosa: Pathogenicity, Pathogenesis and Diseases. Klinicheskaja mikrobiologija i antimikrobnaja himioterapija. 2015;17(3):170-186. Russian. (Лазарева А.В., Чеботарь И.В., Крыжа-новская О.А., Чеботарь В.И., Маянский Н.А. Pseudomonas aeruginosa: патогенность, патогенез и патология. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2015;17(3):170-186.).
11. Stover C.K., Pham X.Q., Erwin A.L., et al. Complete genome sequence
Чеботарь И.В. и соавт.
of Pseudomonas aeruginosa PAO1, an opportunistic pathogen. Nature. 2000;406(6799):959-964.
12. Safaei H.G., Moghim S., Isfahani B.N., et al. Distribution of the Strains of Multidrug-resistant, Extensively Drug-resistant, and Pandrug-resistant Pseudomonas aeruginosa Isolates from Burn Patients. Adv Biomed Res. 2017;6:74.
13. Colomb-Cotinat M., Lacoste J., Brun-Buisson C., et al. Estimating the morbidity and mortality associated with infections due to multidrug-resistant bacteria (MDRB), France, 2012. Antimicrob Resist Infect Control.
2016;5(1):56.
14. The European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing (EUCAST). Available at: www.eucast.org.
15. The Clinical Laboratory Standards Institute (CLSI). Available at: www.clsi. org.
16. Hancock R.E.W. Resistance mechanisms in Pseudomonas aeruginosa and other nonfermentative gram-negative bacteria. Clin Infect Dis. 1998;27(1):S93-99.
17. Cox G., Wright G.D. Intrinsic antibiotic resistance: mechanisms, origins, challenges and solutions. Int J Med Microbiol. 2013;303(6):287-292.
18. Kong K.F., Jayawardena S.R., Del Puerto A., et al. Characterization of poxB, a chromo-somal-encoded Pseudomonas aeruginosa oxacillinase. Gene. 2005;358:82-92.
19. Jana S., Deb J.K. Molecular understanding of aminoglycoside action and resistance. Appl Microbiol Biotechnol. 2006;70:140-150.
20. Arzanlou M., Chai W.C., Venter H. Intrinsic, adaptive and acquired antimicrobial resistance in Gram-negative bacteria. Essays Biochem. 2017;61(1):49-59.
21. Rice L.B. Mechanisms of resistance and clinical relevance of resistance to ß-lactams, glycopeptides, and fluoroquinolones. Mayo Clin Proc. 2012;87(2):198-208.
22. Rostami S., Sheikh A. F., Shoja S., et al. Investigating of four main carbapenem-resistance mechanisms in high-level carbapenem resistant Pseudomonas aeruginosa isolated from burn patients. J Chin Med Assoc. 2018;81(2):127-132.
23. Wot kowicz T., Patzer J. A., Kaminska W., Gierczynski R., Dzierzanowska D. Distribution of carbapenem resistance mechanisms in Pseudomonas aeruginosa isolates among hospitalised children in Poland: Characterisation of two novel insertion sequences disrupting the oprD gene. J Glob Antimicrob Resist. 2016;7:119-125.
24. Ishii Y., Ichikawa M., Yamaguchi K., Takano K., Inoue M. Localization of cephalosporinase in Enterobacter cloacae by immunocytochemical examination. J Antibiot. 1991;44(10):1088-1095.
25. Francisco J.A., Earhart C.F., Georgiou G. Transport and anchoring of beta-lactamase to the external surface of Escherichia coli. Proc Natl Acad Sci. 1992;89(7):2713-2717.
26. Foster T.J. Plasmid-determined resistance to antimicrobial drugs and toxic metal ions in bacteria. Microbiol Rev. 1983;47(3):361-409.
27. Ambler R.P. The structure of ß-lactamases. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 1980;289:321-331.
28. Jacoby G.A., Matthew M. The distribution of beta-lactamase genes on plasmids found in Pseudomonas. Plasmid. 1979;2(1):41-47.
29. Mugnier P., Dubrous P., Casin I., Arlet G., Collatz E. A TEM-derived extended-spectrum beta-lactamase in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 1996;40(11):2488-2493.
30. al Naiemi N., Duim B., Bart A. A CTX-M extended-spectrum beta-lactamase in Pseudomonas aeruginosa and Stenotrophomonas maltophilia. J Med Microbiol. 2006;55(11):1607-1608.
31. Dubois V., Arpin C., Noury P., Quentin C. Clinical Strain of Pseudomonas aeruginosa Carrying a blaTEM-21 Gene Located on a Chromosomal Interrupted TnA Type Transposon. Antimicrob Agents Chemother. 2002;46(11):3624-3626.
32. Marchandin H., Jean-Pierre H., De Champs C., et al. Production of a TEM-24 plasmid-mediated extended-spectrum beta-lactamase by a clinical isolate of Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 2000;44(1):213-216.
33. Poirel L., Ronco E., Naas T., Nordmann P. Extended-spectrum ß-lactamase TEM-4 in Pseudomonas aeruginosa. Clin Microbiol Infect. 1999;5(10):651-652.
34. Chanawong A., M'Zali F.H., Heritage J., Lulitanond A., Hawkey P.M. SHV-12, SHV-5, SHV-2a and VEB-1 extended-spectrum beta-lactamases in Gram-negative bacteria isolated in a university hospital in Thailand. J Antimicrob Chemother. 2001;48(6):839-852.
35. Naas T., Philippon L., Poirel L., Ronco E., Nordmann P. An SHV-Derived Extended-Spectrum ß-Lactamase in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 1999;43(5):1281-1284.
36. Naiemi N.A., Duim B., Savelkoul P.H.M., et al. Widespread Transfer of Resistance Genes between Bacterial Species in an Intensive Care Unit: Implications for Hospital Epidemiology. J Clin Microbiol. 2005;43(9):4862-4864.
37. Celenza G., Pellegrini C., Caccamo M., et al. Spread of bla(CTX-M-type) and bla(PER-2) beta-lactamase genes in clinical isolates from Bolivian hospitals. J Antimicrob Chemother. 2006;57(5):975-978.
38. Picao R.C., Poirel L., Gales A.C., Nordmann P. Further identification of CTX-M-2 extended-spectrum beta-lactamase in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 2009;53(5):2225-2226.
39. Nordmann P., Ronco E., Naas T., et al. Characterization of a novel extended-spectrum beta-lactamase from Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 1993;37(5):962-969.
40. Naas T., Poirel L., Karim A., Nordmann P. Molecular characterization of In50, a class 1 integron encoding the gene for the extended-spectrum beta-lactamase VEB-1 in Pseudomonas aeruginosa. FEMS Microbiol Lett. 1999;176(2):411 -419.
41. Girlich D., Naas T., Leelaporn A., et al. Nosocomial spread of the integron-located veb-1-like cassette encoding an extended-pectrum beta-lactamase in Pseudomonas aeruginosa in Thailand. Clin Infect Dis. 2002;34(5):603-611.
42. Poirel L., Rotimi V.O., Mokaddas E.M., Karim A., Nordmann P. VEB-1-like extended-spectrum beta-lactamases in Pseudomonas aeruginosa, Kuwait. Emerg Infect Dis. 2001;7(3):468-470.
43. Dubois V., Poirel L., Marie C., et al. Molecular Characterization of a Novel Class 1 Integron Containing blaGES-1 and a Fused Product of aac(3)-Ib/ aac(6")-Ib" Gene Cassettes in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 2002;46(3):638-645.
44. Kotsakis S.D., Papagiannitsis C.C., Tzelepi E., et al. GES-13, a ß-Lactamase Variant Possessing Lys-104 and Asn-170 in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 2010;54(3):1331-1333.
45. Poirel L., Brinas L., Fortineau N., Nordmann P. Integron-Encoded GES-Type Extended-Spectrum ß-Lactamase with Increased Activity toward Aztreonam in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 2005;49(8):3593-3597.
46. Poirel L., Brinas L., Verlinde A., Ide L., Nordmann P. BEL-1, a novel clavulanic acid-inhibited extended-spectrum beta-lactamase, and the class 1 integron In120 in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 2005;49(9):3743-3748.
47. Poirel L., Docquier J.-D., De Luca F., et al. BEL-2, an Extended-Spectrum ß-Lactamase with Increased Activity toward Expanded-Spectrum Cephalosporins in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 2010;54(1):533-535.
48. Paisley J.W., Washington J.A. Combined Activity of Clavulanic Acid and Ticarcillin Against Ticarcillin-Resistant, Gram-Negative Bacilli. Antimicrob Agents Chemother. 1978;14(2):224-227.
49. Thomson K.S., Weber D.A., Sanders C.C., Sanders W.E. Beta-lactamase production in members of the family Enterobacteriaceae and resistance to beta-lactam-enzyme inhibitor combinations. Antimicrob Agents Chemother.
1990;34(4):622-627.
50. Sanders C.C., Iaconis J.P., Bodey G.P., Samonis G. Resistance to ticarcillin-potassium clavulanate among clinical isolates of the family Enterobacteriaceae: role of PSE-1 beta-lactamase and high levels of TEM-1 and SHV-1 and problems with false susceptibility in disk diffusion tests. Antimicrob Agents Chemother. 1988;32(9):1365-1369.
51. Poirel L., Naas T., Nordmann P. Diversity, Epidemiology, and Genetics of Class D ß-Lactamases. Antimicrob Agents Chemother. 2010;54(1):24-38.
52. Hall L.M., Livermore D.M., Gur D., Akova M., Akalin H.E. OXA-11, an extended-spectrum variant of 0XA-10 (PSE-2) beta-lactamase from Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 1993;37(8):1637-1644.
53. Juan C., Mulet X., Zamorano L., et al. Detection of the Novel Extended-Spectrum ß-Lactamase OXA-161 from a Plasmid-Located Integron in Pseudomonas aeruginosa Clinical Isolates from Spain. Antimicrob Agents Chemother. 2009;53(12):5288-5290.
54. Girlich D., Naas T., Nordmann P. Biochemical Characterization of the Naturally Occurring Oxacillinase OXA-50 of Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 2004;48(6):2043-2048.
55. Sevillano E., Gallego L., Garcia-Lobo J.M. First detection of the OXA-40
HeöoTapb M.B. u coaBT.
carbapenemase in P. aeruginosa isolates, located on a plasmid also found
in A. baumannii. Pathol Biol (Paris). 2009;57(6):493-495.
56. Labuschagne C.J., Weldhagen G.F., Ehlers M.M., Dove M.G. Emergence of class 1 integron-associated GES-5 and GES-5-like extended-spectrum beta-lactamases in clinical isolates of Pseudomonas aeruginosa in South Africa. Int J Antimicrob Agents. 2008;31(6):527-530.
57. Poirel L., Weldhagen G. F., De Champs C., Nordmann P. A nosocomial outbreak of Pseudomonas aeruginosa isolates expressing the extended-spectrum beta-lactamase GES-2 in South Africa. J Antimicrob Chemother.
2002;49(3):561 -565.
58. Villegas M.V., Lolans K., Correa A., and the Colombian Nosocomial Resistance Study Group. First Identification of Pseudomonas aeruginosa Isolates Producing a KPC-Type Carbapenem-Hydrolyzing ß-Lactamase. Antimicrob Agents Chemother. 2007;51(4):1553-1555.
59. Wolter D.J., Kurpiel P.M., Woodford N., et al. Phenotypic and Enzymatic Comparative Analysis of the Novel KPC Variant KPC-5 and Its Evolutionary Variants, KPC-2 and KPC-4. Antimicrob Agents Chemother.
2009;53(2):557-562.
60. Hong D.J., Bae I.K., Jang I.H., et al. Epidemiology and characteristics of metallo-ß-lactamase-producing Pseudomonas aeruginosa. Infect Chemother. 2015;47(2):81-97.
61. Walsh T.R., Toleman M.A., Poirel L., Nordmann P. Metallo-beta-lactamases: the quiet before the storm? Clin Microbiol Rev. 2005;18(2):306-325.
62. Jovcic B., Lepsanovic Z., Suljagic V., et al. Emergence of NDM-1 metallo-ß-lactamase in Pseudomonas aeruginosa clinical isolates from Serbia. Antimicrob Agents Chemother. 2011;55(8):3929-3931.
63. Gupta V. Metallo beta lactamases in Pseudomonas aeruginosa and Acinetobacter species. Expert Opin Investig Drugs. 2008;17(2):131-143.
64. Lister P.D., Wolter D.J., Hanson N.D. Antibacterial-resistant Pseudomonas aeruginosa: clinical impact and complex regulation of chromosomally encoded resistance mechanisms. Clin Microbiol Rev. 2009;22(4):582-610.
65. Quale J., Bratu S., Gupta J., Landman D. Interplay of efflux system, ampC, and oprD expression in carbapenem resistance of Pseudomonas aeruginosa clinical isolates. Antimicrob Agents Chemother. 2006;50(5):1633-1641.
66. Lopez-Causape C., Sommer L.M., Cabot G., et al. Evolution of the Pseudomonas aeruginosa mutational resistome in an international Cystic Fibrosis clone. Sci Rep. 2017;7(1):5555.
67. Chevalier S., Bouffartigues E., Bodilis J., et al. Structure, function and regulation of Pseudomonas aeruginosa porins. FEMS Microbiol Rev. 2017;41(5):698-722.
68. Wolter D.J., Lister P.D. Mechanisms of ß-lactam resistance among Pseudomonas aeruginosa. Curr Pharm Des. 2013;19(2):209-222.
69. Xavier D.E., Picao R.C., Girardello R., Fehlberg L.C., Gales A.C. Efflux pumps expression and its association with porin down-regulation and ß-lactamase production among Pseudomonas aeruginosa causing bloodstream infections in Brazil. BMC Microbiol. 2010;10:217.
70. Lazareva A.V., Kryzhanovskaya O.A., Bocharova Ju.A., Chebotar' I.V., Mayanskiy N.A. The prevalence of metallo-beta-lactamases and efflux-mediated mechanisms in carbapenem nonsusceptible nosocomial Pseudomonas aeruginosa isolated in Moscow in 2012-2015. Vestnik Rossijskoj akademii medicinskih nauk. 2015;6:679-683. Russian. (Лазарева А.В., Крыжановская О.А., Бочарова Ю.А., Чеботарь И.В., Маянский Н.А. Распространенность металло-бета-лактамаз и эф-флюкс-механизмов у карбапенемрезистентных госпитальных штаммов Pseudomonas aeruginosa, выделенных в г. Москве в 2012-2015 годах. Вестник Российской академии медицинских наук. 2015;6:679-683.).
71. Chalhoub H., Saenz Y., Rodriguez-Villalobos H., et al. High-level resistance to meropenem in clinical isolates of Pseudomonas aeruginosa in the absence of carbapenemases: role of active efflux and porin alterations. Int J Antimicrob Agents. 2016;48(6):740-743.
72. Jacoby G.A. Mechanisms of resistance to quinolones. Clin Infect Dis.
2005;41(2):120-126.
73. Poole K. Pseudomonas aeruginosa: resistance to the Max. Front Microbiol.
2011;2:65.
74. Poole K. Efflux-Mediated Resistance to Fluoroquinolones in Gram-Negative Bacteria. Antimicrob Agents Chemother. 2000;44(9):2233-2241.
75. Li Y., Mima T., Komori Y., Morita Y., et al. A new member of the tripartite multidrug efflux pumps, MexVW-OprM, in Pseudomonas aeruginosa. J Antimicrob. Chemother. 2003;52:572-575.
76. Sekiya H., Mima T., Morita Y., et al. Functional cloning and characterization of a multidrug efflux pump, mexHI-opmD, from a Pseudomonas aeruginosa mutant. Antimicrob. Agents Chemother. 2003;47:2990-2992.
Чеботарь И.В. и соавт.
77. Tomas M., Doumith M., Warner M., et al. Efflux Pumps, OprD Porin, AmpC ß-Lactamase, and Multiresistance in Pseudomonas aeruginosa Isolates from Cystic Fibrosis Patients. Antimicrob Agents Chemother. 2010;54(5):2219-2224.
78. Henrichfreise B., Wiegand I., Pfister W., Wiedemann B. Resistance mechanisms of multiresistant Pseudomonas aeruginosa strains from Germany and correlation with hypermutation. Antimicrob Agents Chemother.
2007;51(11):4062-4070.
79. Hocquet D., Muller A., Blanc K., et al. Relationship between antibiotic use and incidence of MexXY-OprM overproducers among clinical isolates of Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 2008;52:1173-1175.
80. Maseda H., Saito K., Nakajima A., Nakae T. Variation of the mexT gene, a regulator of the MexEF-oprN efflux pump expression in wild-type strains
of Pseudomonas aeruginosa. FEMS Microbiol Lett. 2000;192(1):107-112.
81. Jalal S., Ciofu O., Hoiby N., Gotoh N., Wretlind B. Molecular mechanisms of fluoroquinolone resistance in Pseudomonas aeruginosa isolates from cystic fibrosis. Antimicrob Agents Chemother. 2000;44:710-712.
82. Ochs M.M., McCusker M.P., Bains M., Hancock R.E. Negative regulation of the Pseudomonas aeruginosa outer membrane porin OprD selective for imipenem and basic amino acids. Antimicrob Agents Chemother.
1999;43:1085-1090.
83. Cayci Y.T., Coban A.Y., Gunaydin M. Investigation of plasmid-mediated quinolone resistance in Pseudomonas aeruginosa clinical isolates. Indian J Med Microbiol. 2014;32(3):285-289.
84. Doi Y., Arakawa Y. 16S ribosomal RNA methylation: emerging resistance mechanism against aminoglycosides. Clin Infect Dis. 2007;45:88-94.
85. Yamane K., Doi Y., Yokoyama K., et al. Genetic environments of the rmtA gene in Pseudomonas aeruginosa clinical isolates. Antimicrob Agents Chemother. 2004;48:2069-2074.
86. Jin J.S., Kwon K.T., Moon D.C., Lee J.C. Emergence of 16S rRNA methylase rmtA in colistin-only-sensitive Pseudomonas aeruginosa in South Korea. Int J Antimicrob Agents. 2009;33:490-491.
87. Zhou Y., Yu H., Guo Q., et al. Distribution of 16S rRNA methylases among different species of Gram-negative bacilli with high-level resistance to aminoglycosides. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2010;29:1349-1353.
88. Gurung M., Moon D.C., Tamang M.D., et al. Emergence of 16S rRNA methylase gene armA and cocarriage of bia^^ in Pseudomonas aeruginosa isolates from South Korea. Diagn Microbiol Infect Dis. 2010;68:468-470.
89. Ramirez M.S., Tolmasky M.E. Aminoglycoside modifying enzymes. Drug Resist. 2010;13:151-171.
90. Biddlecome S., Haas M., Davies J., et al. Enzymatic modification of aminoglycoside antibiotics: a new 3-N-acetylating enzyme from a Pseudomonas aeruginosa isolate. Antimicrob Agents Chemother.
1976;9:951-955.
91. Haas M., Biddlecome S., Davies J., Luce C.E., Daniels P.J. Enzymatic modification of aminoglycoside antibiotics: a new 6'-N-acetylating enzyme from a Pseudomonas aeruginosa isolate. Antimicrob Agents Chemother.
1976;9:945-950.
92. Poole K. Aminoglycoside resistance in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 2005;49:479-487.
93. Galimand M., Lambert T., Gerbaud G., Courvalin P. Characterization of the aac(6'j-!b gene encoding an aminoglycoside 6'-N-acetyltransferase in Pseudomonas aeruginosa BM2656. Antimicrob Agents Chemother. 1993;37:1456-1462.
94. MacLeod D.L., Nelson L.E., Shawar R.M., et al. Aminoglycoside-resistance mechanisms for cystic fibrosis Pseudomonas aeruginosa isolates are unchanged by long-term, intermittent, inhaled tobramycin treatment. J Infect Dis. 2000;181:1180-1884.
95. Guillard T., Duval V., Moret H., et al. Rapid Detection of aac(6')-Ib-cr Quinolone Resistance Gene by Pyrosequencing. J Clin Microbiol.
2010;48(1):286-289.
96. Kettner M., Milosovic P., Hletkova M., Kallova J. Incidence and mechanisms of aminoglycoside resistance in Pseudomonas aeruginosa serotype O11 isolates. Infection. 1995;23:380-383.
97. Kim J.Y., Park Y.J., Kwon H.J., et al. Occurrence and mechanisms of amikacin resistance and its association with ß-lactamases in Pseudomonas aeruginosa: a Korean nationwide study. J Antimicrob Chemother. 2008;62:479-483.
98. Riccio M.L., Pallecchi L., Fontana R., Rossolini G.M. In70 of plasmid pAX22, a blav|M-]-containing integron carrying a new aminoglycoside phosphotransferase gene cassette. Antimicrob Agents Chemother.
2001;45:1249-1253.
99. Muller C., Plesiat P., Jeannot K. A two-component regulatory system interconnects resistance to polymyxins, aminoglycosides, fluoroquinolones, and ß-Lactams in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 2010;55:1211-1221.
100. Trimble M.J., Mlynarcik P., Kolar M., Hancock R.E. Polymyxin: alternative mechanisms of action and resistance. Cold Spring Harb Perspect Med. 2016;6(10).
101. Lu S., Walters G., Parg R., Dutcher J.R. Nanomechanical response of bacterial cells to cationic antimicrobial peptides. Soft Matter. 2014;10:1806-1815.
102. Zhang L., Dhillon P., Yan H., Farmer S., Hancock R.E.W. Interactions of bacterial cationic peptide antibiotics with outer and cytoplasmic membranes of Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 2000;44:3317-3321.
103. McPhee J.B., Lewenza S., Hancock R.E. Cationic antimicrobial peptides activate a two-component regulatory system, PmrA-PmrB, that regulates resistance to polymyxin B and cationic antimicrobial peptides in Pseudomonas aeruginosa. Mol Microbiol. 2003;50:205-217.
104. Yan A., Guan Z., Raetz C.R. An undecaprenyl phosphate-aminoarabinose flippase required for polymyxin resistance in Escherichia coli. J Biol Chem. 2007;282:36077-36089.
105. Fernandez L., Gooderham W. J., Bains M., et al. Adaptive resistance to the "last hope" antibiotics polymyxin B and colistin in Pseudomonas aeruginosa is mediated by the novel two-component regulatory system ParR-ParS. Antimicrob Agents Chemother. 2010;54:3372-3382.
106. Olaitan A.O., Morand S., Rolain J.M. Mechanisms of polymyxin resistance: acquired and intrinsic resistance in bacteria. Front Microbiol. 2014;5:643.
107. Moskowitz S.M., Brannon M.K., Dasgupta N., et al. PmrB mutations promote polymyxin resistance of Pseudomonas aeruginosa isolated from colistin-treated cystic fibrosis patients. Antimicrob Agents Chemother. 2012;56(2):1019-1030.
108. Barrow K., Kwon D.H. Alterations in two-component regulatory systems of phoPQ and pmrAB are associated with polymyxin B resistance in clinical isolates of Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 2009;53:5150-5154.
109. Gutu A. D., Sgambati N., Strasbourger P., et al. Polymyxin resistance of Pseudomonas aeruginosa phoQ mutants is dependent on additional two-component regulatory systems. Antimicrob Agents Chemother. 2013;57(5):2204-2215.
110. Daugelavicius R., Bakiene E., Bamford D.H. Stages of polymyxin B interaction with the Escherichia coli cell envelope. Antimicrob Agents Chemother. 2000;44:2969-2978.
111. McCoy L.S., Roberts K.D., Nation R.L., et al. Polymyxins and analogues bind to ribosomal RNA and interfere with eukaryotic translation in vitro. Chembiochem. 2013;14:2083-2086.
112. Mogi T., Murase Y., Mori M., et al. Polymyxin B identified as an inhibitor of alternative NADH dehydrogenase and malate: Quinone oxidoreductase from the Gram-positive bacterium Mycobacterium smegmatis. J Biochem. 2009;146:491-499.
113. Fernandez L., Alvarez-Ortega C., Wiegand I., et al. Characterization of the Polymyxin B Resistome of Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 2013;57(1):110-119.
114. Alvarez-Ortega C., Wiegand I., Olivares J., Hancock R.E.W, Martinez J.L. Genetic determinants involved in the susceptibility of Pseudomonas aeruginosa to beta-lactam antibiotics. Antimicrob Agents Chemother. 2010;54:4159-4167.
115. Breidenstein E.B.M., Khaira B.K., Wiegand I., Overhage J., Hancock R.E.W. Complex ciprofloxacin resistome revealed by screening a Pseudomonas aeruginosa mutant library for altered susceptibility. Antimicrob Agents Chemother. 2008;52:4486-4491.
116. Dotsch A., Becker T., Pommerenke C., et al. Genomewide identification of genetic determinants of antimicrobial drug resistance in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 2009;53:2522-2531.
117. Schurek K.N., Marr A.K., Taylor P.K., et al. Novel genetic determinants of low-level aminoglycoside resistance in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 2008;52:4213-4219.
118. Chebotar I.V., Mayansky A.N., Konchakova E.D., Lazareva A.V., Chistyakova V.P. Antimicrobial Resistance of Bacteria in Biofilms. Klinicheskaja mikrobiologija i antimikrobnaja himioterapija. 2012;14(1):51-58. Russian. (Чеботарь И.В., Маянский А.Н., Кончакова Е.Д., Лазарева А.В., Чистякова В.П. Антибиотикорезистентность биопленочных бактерий. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2012;14(1):51-58.).
119. Nichols W.W., Dorrington S.M., Slack M.P., Walmsley H.L. Inhibition of
tobramycin diffusion by binding to alginate. Antimicrob Agents Chemother.
1988;32(4):518-523.
120. Suci P.A., Mittelman M.W., Yu F.P., Geesey G.G. Investigation of ciprofloxacin penetration into Pseudomonas aeruginosa biofilms. Antimicrob Agents Chemother. 1994;38(9):2125-2133.
121. Macia M.D., Blanquer D., Togores B., et al. Hypermutation is a key factor in development of multiple-antimicrobial resistance in Pseudomonas aeruginosa strains causing chronic lung infections. Antimicrob Agents Chemother. 2005;49(8):3382-3386.
122. Llanes C., Pourcel C., Richardot C., GERPA Study Group. Diversity of ß-lactam resistance mechanisms in cystic fibrosis isolates of Pseudomonas aeruginosa: a French multicentre study. J Antimicrob Chemother.
2013;68(8):1763-1771.
123. Yu Y.S., Qu T.T., Zhou J.Y., et al. Integrons Containing the VIM-2 Metallo-ß-Lactamase Gene among Imipenem-Resistant Pseudomonas aeruginosa Strains from Different Chinese Hospitals. J Clin Microbiol. 2006;44(11):4242-4245.
124. Pfeifer Y., Cullik A., Witte W. Resistance to cephalosporins and carbapenems in Gram-negative bacterial pathogens. Int J Med Microbiol.
2010;300(6):371 -379.
125. Wei W.J., Yang H.F., Ye Y., Li J.B. New Delhi metallo-ß-lactamase-mediated carbapenem resistance: origin, diagnosis, treatment and public health concern. Chin Med J. 2015;128(14):1969-1976.
126. Sanbongi Y., Shimizu A., Suzuki T., et al. Classification of OprD sequence and correlation with antimicrobial activity of carbapenem agents in Pseudomonas aeruginosa clinical isolates collected in Japan. Microbiol Immunol. 2009;53(7):361-367.
127. Adewoye L., Sutherland A., Srikumar R., Poole K. The MexR repressor of the mexAB-oprM multidrug efflux operon in Pseudomonas aeruginosa: characterization of mutations compromising activity. J Bacteriol.
2002;184(15):4308-4312.
128. Ooka T., Ogura Y., Asadulghani M., et al. Inference of the impact of insertion sequence (IS) elements on bacterial genome diversification through analysis of small-size structural polymorphisms in Escherichia coli O157 genomes. Genome Res. 2009;19(10):1809-1816.
129. Siguier P., Gourbeyre E., Chandler M. Bacterial insertion sequences: their genomic impact and diversity. FEMS Microbiol Rev. 2014;38(5):865-891.
130. Boutoille D., Corvec S., Caroff N., et al. Detection of an IS21 insertion sequence in the mexR gene of Pseudomonas aeruginosa increasing beta-lactam resistance. FEMS Microbiol Lett. 2004;230(1):143-146.
131. Diene S.M., L'homme T., Bellulo S., et al. ISPa46, a novel insertion sequence in the oprD porin gene of an imipenem-resistant Pseudomonas aeruginosa isolate from a cystic fibrosis patient in Marseille, France. Int J Antimicrob
Agents. 2013;42(3):268-271.
132. Sun Q., Ba Z., Wu G., et al. Insertion sequence ISRP10 inactivation of the oprD gene in imipenem-resistant Pseudomonas aeruginosa clinical isolates. Int J Antimicrob Agents. 2016;47(5):375-379.
133. Maseda H., Sawada I., Saito K., et al. Enhancement of the mexAB-oprM efflux pump expression by a quorum-sensing autoinducer and its cancellation by a regulator, MexT, of the mexEF-oprN efflux pump operon in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 2004;48(4):1320-1328.
134. Kumar A., Schweizer H.P. Evidence of MexT-independent overexpression of MexEF-OprN multidrug efflux pump of Pseudomonas aeruginosa in presence of metabolic stress. PLoS One. 2011;6:e26520.
135. Breidenstein E.B., de la Fuente-Nunez C., Hancock R.E. Pseudomonas aeruginosa: all roads lead to resistance. Trends Microbiol. 2011;19(8):419-426.
136. Cohen Stuart J., Leverstein-Van Hall M.A. Guideline for phenotypic screening and confirmation of carbapenemases in Enterobacteriaceae. Int J Antimicrob Agents. 2010;36(3):205-210.
137. Song W., Kim H., Kim J., et al. Carbapenem inactivation method: accurate detection and easy interpretation of carbapenemase production in Enterobacteriaceae and Pseudomonas spp. Ann Clin Microbiol. 2016;19(4):83-87.
138. Woodford N., Eastaway A.T., Ford M., et al. Comparison of BD Phoenix, Vitek 2, and MicroScan automated systems for detection and inference of mechanisms responsible for carbapenem resistance in Enterobacteriaceae. J Clin Microbiol. 2010;48(8):2999-3002.
139. Clinical recommendations. Determination of the susceptibility of microorganisms to antimicrobials, 2015. Available at: www.antibiotic.ru/ minzdrav/files/docs/clrec-dsma2015. Russian. (Клинические рекомендации. Определение чувствительности микроорганизмов к антими-
Чеботарь И.В. и соавт.
кробным препаратам, 2015. Доступно по адресу: www.antibiotic.ru/ minzdrav/files/docs/clrec-dsma2015.).
140. Baranov A.A., Mayansky A.N., Chebotar I.V., Mayansky N.A. A new era in medical microbiology. Vestnik Rossijskoj akademii medicinskih nauk. 2015;85(11):1011-1018. Russian. (Баранов А.А., Маянский А.Н., Чеботарь И.В., Маянский Н.А. Новая эпоха в медицинской микробиологии. Вестник Российской академии медицинских наук. 2015;85(11):1011-1018.).
141. Tihomirov D.S., Katrysh S.A., Savochkina Ju.A., et al. Multiplex PCR as a new method for determining carbapenem resistance genes. Gematologija i transfuziologija. 2014;59(1):123. Russian. (Тихомиров Д.С., Катрыш С.А., Савочкина Ю.А. и соавт. Мультиплексная ПЦР как новый метод определения генов устойчивости к карбапенемам. Гематология и транс-фузиология. 2014;59(1):123.).
142. Pobolelova Yu.I., Ulyashova M.M., Rubtsova M.Yu., Egorov A.M. Multiplex PCR for joint amplification of carbapenemase genes of molecular classes A, B, and D. Biohimija. 2014;79(6):718-723. Russian. (Поболелова Ю.И., Уляшова М.М., Рубцова М.Ю., Егоров А.М. Мультиплексная ПЦР для совместной амплификации генов бактериальных ферментов карбапене-маз молекулярных классов A, B и D. Биохимия. 2014;79(6):718-723.).
143. Shirani K., Ataei B., Roshandel F. Antibiotic resistance pattern and evaluation of metallo-beta lactamase genes (VIM and IMP) in Pseudomonas aeruginosa strains producing MBL enzyme, isolated from patients with secondary immunodeficiency. Adv Biomed Res. 2016;5:124.
144. Bogaerts P., Cuzon G., Evrard S., et al. Evaluation of a DNA microarray
for rapid detection of the most prevalent extended-spectrum p-lactamases, plasmid-mediated cephalosporinases and carbapenemases in Enterobacteriaceae, Pseudomonas and Acinetobacter. Int J Antimicrob Agents. 2106;48(2):189-193.
145. Hrabak J., Chudackova E., Walkova R. Matrix-assisted laser desorption ionization-time of flight (MALDI-TOF) mass spectrometry for detection of antibiotic resistance mechanisms: from research to routine diagnosis. Clin Microbiol Rev. 2013;26(1):103-114.
146. Imperi F., Ciccosanti F., Perdomo A.B., et al. Analysis of the periplasmic proteome of Pseudomonas aeruginosa, a metabolically versatile opportunistic pathogen. Proteomics. 2009;9(7):1901-1915.
147. Liu Y.Y., Chandler C.E., Leung L.M., et al. Structural Modification of Lipopolysaccharide Conferred by mcr-1 in Gram-Negative ESKAPE Pathogens. Antimicrob Agents Chemother. 2017;61(6):e00580-17.
148. Hrabak J., Walkova R., Studentova V., Chudackova E., Bergerova T. Carbapenemase activity detection by matrix-assisted laser desorption ionization-time of flight mass spectrometry. J Clin Microbiol. 2011;49(9):3222-3227.
149. Mirande C., Canard I., Buffet Croix Blanche S., et al. Rapid detection of carbapenemase activity: benefits and weaknesses of MALDI-TOF MS. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2015;34(11):2225-2234.
150. Global priority list of antibiotic-resistant bacteria to guide research, discovery, and development of new antibiotics. 2017. Available at: www. who.int/medicines/publications/WHO-PPL-Short_Summary_25Feb-ET_ NM_WHO.pdf.
Чеботарь И.В. и соавт.
