CC BY
18
несенных заболеваний и у них составила 40,6 %. У детей без признаков флюороза зубов эти показатели оказались существенно ниже — соответственно 27,5% (Я<0,01) и 12,5% (/><0,01). Эти данные подтверждают мнение Р. Д. Габовнча, Г. Д. Овруцкого, Б. С. Руснака, Л. А. Гу-гуленко (1974) и др. о том, что недостаточные по объему и содержанию оздоровительные мероприятия, проводимые в период энамелогенеза и перенесенные в этот период заболевания, приводят к снижению устойчивости зубов к действию фтора.
Известно, что различные заболевания, а также неполноценное питание способствуют угнетению неспецнфиче-скон резистентности организма, состоянию которой придается значение в возникновении и тяжести проявлений флюороза зубов.
Проведенное клннико-лабораторное исследование показало, что у детей, пораженных флюорозом зубов III степени, имеют место менее благоприятные показатели состояния неспецифической резистентности организма, чем у детей без признаков флюороза, потребляющих ту же питьевую воду. В группе детей без признаков флюороза зубов бактернцидность кожи составила 0,85±0,18 баллов, средняя активность лизоцнма смешанной слюны — 40,6± ±1,9%, паротндной слюны — 29,8±2,6%. У детей, пораженных флюорозом Ш степени и потребляющих ту же питьевую воду, бактернцидность кожи 0,54±0,16 балла (/=1,24; Р>0,05) оказалась меньше, а активность лизоцнма смешанной 33,1±2,2% (Р<0,05) и паротидной слюны 20,5±2,8 % (Я<0,05) существенно меньше, чем у детей без признаков флюороза.
Существование зависимости развития флюороза зубов от состояния неспецифнческой резистентности было подтверждено экспериментальными исследованиями. Влияние фтора на эмаль зубов связывают с его токсическим действием на энамелобласты (Р. И. Бялик; А. А. Жаворонков, 197G, 1977, и др.), что, по данным В. К. Патрикеева, влечет за собой дегенерацию этих клеток и приводит к приостановке развития призм, нарушению формирования нормальной эмали.
В эксперименте на белых крысах нами установлено, что при флюорозе в энамелобластах резцов животных уменьшается содержание ДНК, существенно уменьшается объем их ядер ("/'<0,001) и толщина клеточного пласта (Р<0,01). Существенное снижение среднего значения ДНК в энамелобластах белых крыс обнаружено после их сенсибилизации лошадиной сывороткой. У сенсибилизированных животных, получавших питьевую воду с 5,0 мг/л фтора. среднее содержание ДНК в энамелобластах (0,148± ±0,006) оказалось существенно ниже, чем у животных с интактным иммунобиологическим состоянием организма, получавших ту же питьевую воду (0,217±0,006; Я<0,001).
Таким образом, впервые установлено, что при ослаблении естественной сопротивляемости организма снижается устойчивость энамелобластов к действию фтора, что приводит к развитию флюорозного поражения эмали зубов.
В связи с этим нами изучалась возможность предупреждения флюороза зубов путем направленного воздействия на иммунобиологическое состояние организма. Для этой цели белым крысам, ослабленным сенсибилизацией лошадиной сывороткой, получавшим питьевую воду, содержащую 5,0 мг/л фтора, вводились внутрь нммуностимулирую-
УДК 613.632.4-092.9+в 1C.9J
Путь поступления ядов в организм через органы дыхания в виде газа, пара, пылевого тумана или их смеси, как известно, в условиях производства является основным. Поэтому при экспериментальном изучении действия тех
щие препараты, в частности нуклеинат натрия. После 90-дневного эксперимента было установлено, что частота флюороза зубов в группе сесибилизированных животных, получавших внутрь нуклеинат натрия, существенно снизилась с 91,6 до 69,4% (Р<0,05). В энамелобластах резцов сенсибилизированных животных, получавших внутрь нуклеинат натрия, выявлено существенно более высокое среднее содержание ДНК (0,182±0,006; Ж0.001), а в поверхностном слое эмали резцов отмечено существенно более высокое содержание кальция (383,5±5,7 мг/л; Р<0,05), чем у белых крыс, не получавших внутрь нуклеинат натрия, соответственно 0,148±0,006 и 362,2±6,2 мг/г. При этом показатели состояния неспецифнческой резистентности организма сенсибилизированных животных, получавших внутрь нуклеинат натрия, претерпели благоприятные изменения.
Таким образом, показана возможность профилактики флюороза зубов путем целенаправленного воздействия на иммунобиологическое состояние организма, в частности введением внутрь иммуностимулирующих препаратов.
Полученные клинико-экспериментальныс данные позволяют рекомендовать ослабленным детям (с пониженными показателями неспецифической резистентности организма) назначение препаратов, регулирующих иммунобиологическое состояние организма (нуклеинат натрия, оротат калия и др.) Введение в период энамелогенеза этих препаратов детям, потребляющим питьевую воду, содержащую оптимальные концентрации фтора, обеспечивает предотвращение возникновения флюороза зубов. При потребления питьевой волы, содержащей избыточные дозы фтора, таким путем предотвращается развитие тяжелых форм этого заболевания. Следует иметь ввиду, что при потреблении питьевой волы, содержащей более 2 мг/л фтора, рассчитывать на профилактический эффект иммуностимулирующих препаратов не приходится.
Литература. Бялик Р. И. Влияние различных концентраций фтора и марганца питьевой воды на гистологическую и гистохимическую структуру зубных зачатков новорожденных крыс. Дис. канд. Омск, 1966. Габович Р. Д. Фтор и его гигиеническое значение. М., 1957.
Г абович Р. Д.. Минх А. А. Гигиенические проблемы фторирования питьевой воды. М., 1979. Г абович Р. Д., Овруцкий Г. Д. Фтор в стоматологии и гигиене. Казань, 1969. Гогуленко Л. А. — В кн.: Терапевтическая стоматология.
Киев, 1974, вып. 9, с. 34—36. Жаворонков А. А. — Бюлл. экспер. биол., 1976, № 12, с. 1506—1509.
Жаворонков А. А. Патологическая анатомия, географическая патология и некоторые вопросы патогенеза эндемического флюороза. Автореф. дис. докт. М., 1977. Овруцкий Г. Д Флюороз зубов. Казань, 1962. Патрикеев В. К. — Стоматология, 1967, № 4, с. 19—22. Руснак Б. С. Фтор в источниках питьевого водоснабжения Молдавской ССР в связи с заболеваемостью кариесом и флюорозом зубов. Автореф. дне. канд. Кишинев, 1965. Künzel Von №. — Deutsche Stomatologie 1969. Bd 19. S. 561-566.
Поступила 16.02.S3
или иных веществ главное внимание уделяется организации ингаляционных затравок животных, причем исследуемое химическое вещество должно быть в том агрегатном состоянии, в каком оно действует на человека в ус-
057.076.9
М. Д. Лебедев
КАМЕРА ДЛЯ ИНГАЛЯЦИОННОЙ ЗАТРАВКИ ЖИВОТНЫХ
Ростовский медицинский институт
емое вещество по объему камеры (В. Г. Диль); распределением исследуемого вещества в зоне дыхания через систему капилляров одинакового сечения (Г. Г. Максимов).
Наиболее распространенным способом создания равномерных концентрации вещества в камере является способ интенсивного перемешивания воздуха вентиляторами, иногда в сочетании с нспользоваием пологих входных диффузоров. Однако при изучении коррозирующих веществ последние быстро выводят из строя электропривод вентилятора. Скорость вращения вентилятора должна была бы регулироваться, что проще всего сделать именно при использовании коллекторных электродвигателей. На практике реостаты и автотрансформаторы применяются редко и скорость вращения вентилятора не регулируется, что ведет к недостаточному смешиванию исследуемых веществ при замедленном вращении или быстрому палению их концентрации в камере при интенсивном перемешивании воздуха вентиляторами. Вертикальное перемешивание воздуха вентилятором в камере не исключает образования «мертвых углов», а работа электромоторов не позволяет регистрировать биопотенциалы во время затравки, создает угрозу взрыва от искры на коллекторе и в значительной степейн осложняет дегазацию камеры после испытания высокотоксичных веществ. Эти недостатки можно устранить применением экспериментальной затравочной камеры. Предлагаемая нами камера объемом 140 имеет вертикальное конструктивное решение размерами 450X570X570 мм. Основу камеры составляет каркас; он изготовлен из углового дюралюминия, а дно и верхняя стенка — из листового металла. Металлические поверхности покрыты стойким полихлорвиниловым лаком. На рис. I схематически изображен общий вид затравочной камеры (/) с дверцей (2), запирающейся затвором (3). Камера снабжена системой для динамической затравки животных (рис. 2), содержащей: воздуходувку (4), гофрированную трубку (5), регулятор отсоса воздуха (6), выходной ротаметр (7), фильтр-поглотитель воздуха, воз-духоотводящий патрубок (9), вентили подачи воздуха (10 и 11), вентили подачи исследуемого вещества (12 и 13), вентиль пневмосистемы (14), вентиль отбора проб исследуемого воздуха (15), генератор паров (16), стеклянные трубки (17), входные штуцера (18), 2 пары сопел (19 и 20), чашечные лопатки (21), крыльчатку (22), механический сместитель (23), тройник (24), систему трубопроводов (25), входной ротаметр (26), осушитель (27), водяной манометр (28). Она имеет сквозные электрические контакты (29) и устройство для фиксации подопытных животных (30).
Методика динамической ингаляционной затравки животных осуществляется следующим образом. В генератор
Объяснения в тексте.
Рис. 1. Общий вид затравочной камеры.
Объяснения в тексте.
ловиях производства. Обязательным условием проведения токсикологического исследования является установление относительного постоянства концентраций изучаемых веществ в воздухе, воздействующем на экспериментальных животных на протяжении всего опыта, при постоянной вентиляции газовой среды. Это достигается применением динамического метода создания концентраций в специальных экспериментальных затравочных камерах.
В существующих затравочных камерах равномерное распределение изучаемых веществ при динамическом режиме затравки достигается благодаря нескольким техническим решениям, в частности: созданием соответствующей аэродинамической формы камеры с приближением ее поперечного сечения к кругу (И. И. Лифшнц; Н. С. Прав-дин; И. В. Саноцкий); использованием пологих входных диффузоров (В. Г. Диль; И. Боярчук; Р. С. Гильденскн-ольд); перемешиванием воздуха вентиляторами (С. Д. Ра-дайкин; Г. А. Степанский; Н. И. Каракчиев, 1973, 1978); применением металлического «конуса-рассечки», укрепленного у входного отверстия для рассеивания струн входящего воздуха (В. Б. Латушкина; И. В. Саноцкий); установлением завихрителя, направляющего струю приточного воздуха по спирали и равномерно рассеивающего нсследу-
(16) вносят исследуемое вещество и присоединяют к системе. В камеру (/) помещают подопытное животное и закрывают дверцу (2) 2 рычажками-затворами. Открывают вентили (10 и 11) подачи комнатного воздуха, регулирующие расход воздуха и давление его внутри камеры, включают воздуходувку (4) и регулятором количества воздуха (6), отсасываемого воздуходувкой из камеры (1), устанавливают нужную скорость отсоса по выходному ротаметру (7). Вентиляция камеры осуществляется за счет вакуума, создаваемого воздуходувкой (4). Комнатный воздух через вентили (10 и 11) поступает по трубкам к входным штуцерам (18) и через пару противостоящих направляющих сопел (19) проникает в камеру (/), воздействует 2 направленными воздушными потоками на вогнутые поверхности противостоящих чашечных лопаток (21), приводит во вращательное движение крыльчатку (22) механического сместителя (23), вращающегося со скоростью, зависящей от интенсивности поступления газа в камеру, осуществляет горизонтальное и вертикальное перемешивание его внутри объема и через воздухоотводящий патрубок (9), фильтр-поглотитель (8), выходной ротаметр (7), гофрированную трубку (5), воздуходувку (4) выбрасывается в вытяжную систему.
После вентиляции затравочной камеры (/) постепенно открывают вентили (12 и 13) перед генератором паров (16) и по входному ротамеру (26) регулируют скорость подачи воздуха, концентрацию исследуемого вещества в объеме камеры и интенсивность его перемешивания. Воздух, поступающий в камеру, проходит через осушитель (27), освобождаясь от посторонних примесей, через дозирующие вентили (12 и 13) поступает в развернутый генератор паров (16), захватывает исследуемое вещество и по стеклянным трубкам (17) движется через входные штуцера (18) на вторую пару противостоящих направляющих сопел (20), воздействует на вращающиеся чашечные лопатки (21), усиливая скорость вращения механического смесителя (23), рассеивается и перемешивается смесителем в горизонтальном и вертикальном направлениях, создавая равномерную концентрацию изучаемого вещества в камере. Контроль понижения давления в затравочной камере (/) осуществляется по водяному манометру (28), являющемуся одновременно и водяным затвором, предохраняющим падение давления в ней ниже установленного предела. Добившись нужного показания входного (26) и выходного (7) ротаметров, производят затравку в течение заранее установленной экспозиции. В процессе исследования ведут наблюдение за развитием клиники поражения высокотоксичными веществами, изучают физиологические функции животных через пневматические системы (14), снимают показатели электрических сигналов через сквозные электрические контакты (29) и
осуществляют отбор проб воздушной смеси через вентиль (15) для санитарно-химического контроля. По истечении установленного периода экспозиции затравки закрывают вентили (12 и 13) перед генератором паров (16), максимально увеличивают отсос воздуха из камеры (/) через вентили (10 и 11), извлекают животное из камеры для дальнейшего обследования или лечения.
Предлагаемая затравочная камера имеет хороший круговой обзор поведения подопытных животных, быстро герметизируется рычажными затворами. Она позволяет с высокой точностью дозировать подачу в камеру исследуемых веществ, перемешивает их в 2 направлениях синхронно скорости поступления, обеспечивает равномерное распределение по всему объему и стабильно удерживает заданную концентрацию на протяжении всего эксперимента. Работа механического сместителя бесшумна, не влияет на регистрацию биопотенциалов у экспериментальных животных в процессе затравки, безопасна при изучении взрывоопасных смесей и легко подвергается дегазации. Камера может быть использована для различных целей: для исследования газов и паров или затравки дымом, а также изучения газовых смесей при раздельной подаче в камеру их компонентов. Она найдет применение в промышленной коммунальной, лекарственной токсикологии и других направлениях, а также в учебном процессе для воспроизводства клиники поражения высокотоксичными веществами и учебно-исследовательской работе студентов.
Литература. Боярчук И. Инструкция по эксплуатации
пылевой камеры с домиками. М., 1966. Гильденскиольд Р. С. — Гиг. и сан., 1972, № 3, с. 79. Диль В. Г. — Гиг. труда, 1962, № 12, с. 49. Каракчиев Н. И. Токсикология ОВ и защита от оружия
массового поражения. Ташкент, 1973. Каракчиев Н. И. Военная токсикология с медицинской защитой от ядерного и химического оружия. Ташкент, 1978, с. 424.
Краткое руководство по токсикологии. Под ред. Г. А. Сте-
панского. М., 1966, с. 15. Курлянский Б. А. — В кн.: Методы определения токсичности и опасности химических веществ. М., 1970, с. 73. Латушкина В. Б. — Гиг. и сан., 1956, Л» 8, с. 18. Лифшиц И. И. — Гиг. труда, 1974, № 2, с. 38. Максимов Г. Г. — Гиг. и сан., 1971, № 6, с. 65. Методы определения токсичности и опасности химических
веществ. Под ред. И. В. Саноцкого. М., 1970, с. 69. Правдин Н. С. Методика малой токсикологии промышленных ядов. М., 1947, с. 90. Радайкин С. Д. Практикум по токсикологии, патологии и терапии поражений боевыми ОВ. М. — Л., 1939, с. 15.
Поступила 08.02.83
