CC BY
70
2004 ВЕСТНИК САНКТ-ПЕТЕРБУРГСКОГО УНИВЕРСИТЕТА. Сер. 3. Вып. 3
ФИЗИОЛОГИЯ, БИОХИМИЯ, БИОФИЗИКА
УДК: 612.117; 612.273; 574.2
Т. £!. Шумилова, А. Д. Ноздрачев, И. Н. Январева, В. И. Шерешков
ИОННЫЙ СОСТАВ КРОВИ КРЫС ПРИ ОСТРОЙ НИТРИТНОЙ ГИПОКСИИ*
В настоящее время одним из важнейших направлений физиологии является изучение адаптационно-компенсаторных реакций в условиях воздействия экзогенных источников окислов азота - широко распространенных антропогенных загрязнителей среды обитания человека. В связи с этим выяснению механизмов повреждающего действия азотсодержащих ксенобиотиков, в особенности нитритов и нитратов, уделяется большое внимание [1, 3, 10, 13, 14,]. Установлено, что основным проявлением нитритной интоксикации является геми-ческая гипоксия [14]. Вместе с тем накопилось достаточно фактов, свидетельствующих о том, что нитриты обладают выраженным гистотоксическим эффектом, приводящим к нарушению аэробного энергообразования в клетках [4]. Эритроциты, являющиеся главной мишенью действия нитритов, получают энергию в результате гликолитических процессов, основные затраты которой идут на обеспечение активного транспорта ионов через мембрану для поддержания оптимального внутриклеточного ионного состава [7, 16]. Несмотря на то, что эти клетки крови характеризуются анаэробным метаболизмом, дефицит кислорода в организме вызывает изменение работы мембранных ионтранспортных систем. Вместе с тем ионный баланс крови, который играет важнейшую роль в обеспечении гомеостазиса в организме человека и животных, в условиях гипоксического действия нитритов остается еще мало изученным. В связи с этим целью работы было исследование ионного состава крови у крыс при поступлении в организм токсических доз нитритов.
Материалы и методы. Эксперименты проводили на самцах белых крыс линии Вистар массой 200-220 г. Подопытным животным однократно подкожно вводили нитрит натрия в дозах 1, 3 и 5 мг/100 г массы тела в объеме 0,5 мл водного раствора, которые вызывают соответственно развитие острой пороговой,, слабой и умеренной гемической гипоксии [6]. Контрольным животным вводили аналогичный объем дистиллированной воды. Кровь на исследование брали из брюшной аорты в гепаринизированный шприц в объеме 1 мл через 1 ч после инъекции препарата, используя эфирный наркоз. Плазму отделяли от эритроцитов центрифугированием проб крови в течение 5 мин при скорости вращения 6000 об./мин.
Концентрации ионов Na+ и К+ в плазме и эритроцитах определяли с помощью пламенной спектрофото-метрии (Flapho-40), а Са2+ и Mg2+ - методом атомно-абсорбционной спектрофотометрии (AAS-1, Carl Zeiss, Jena). Осмотическое давление плазмы измеряли автоматизированным миллиосмометром «МТ-2» («Буревестник», Санкт-Петербург). Порог чувствительности прибора составляет 0,5 мОсм. „ .
Осмотическую устойчивость эритроцитов оценивали путем регистрации величин концентрации растворов NaCl, в которых визуально обнаруживали начальные признаки гемолиза и полный лизис клеток.
Диаметр и форму эритроцитов (процент клеток с измененной формой) определяли с помощью телевизионной микроскопии по результатам исследования соответственно 100 и 200 клеток, помещенных в аутологичную плазму. Измерительную линейку калибровали по объект-микрометру (10 мкм - 10 делений, х 600). Полученные значения диаметра клеток использовали для расчета их объема [18].
Работа выполнена в рамках проекта «Фундаментальные исследования в области естественных и точных наук» (Е02-6.0-19 МО).
© Т. Е. Шумилова, А. Д. Ноздрачев, И. Н. Январева, В. И. Шерешков, 2004
Статистическую обработку полученных данных производили, рассчитывая средние арифметические значения и их стандартные ошибки (х±ш) исследуемых параметров, а также корреляционные зависимости между величинами: объем эритроцитов - осмотическое давление плазмы, внеклеточная концентрация К+ - объем клеток. Достоверность различий между средними величинами оценивали по критерию Стьюдента-Фишера, принимая уровень значимости р < 0,05.
Результаты исследования, Полученные данные показывают значительные изменения ионного баланса крови крыс под влиянием нитрита натрия. В плазме отмечен линейный рост осмотического давления с увеличением концентрации вводимого Ыа>Ю2 (рис. 1). Его величина, составляющая в контроле 287±2,62 мОсм, достигает 298±3,69 мОсм при дозе нитрита 5 мг/100 г (р < 0,05). При этом содержание катионов в плазме мало меняется. Так, если у контрольных животных концентрации К+ , Са2+ и М§2+ составляли соответственно 138,0±2,5, 2,03±0,10, 2,56±0,10 и 0,61±0,07 ммоль/л, то у экспериментальных животных наблюдалось лишь увеличение содержания К+ до 2,30±0,12 (р <0,05) и 2,48± 0,12 ммоль/л (р < 0,05) с ростом дозы нитрита от 3 до 5 мг/100 г соответственно (рис. 1).
304 п
300 -
5 296 -
о
О
5 292 ^ £
а 288 -284 -280
Л
2,8 -і 2,6 -
2.4 -2,2 -
2 -1,8 -1.6 -
1.4 -1,2 ^
1
-1
1 2 3
С, мг/100 г
Рис. 1. Зависимость осмотического давления плазмы (А) и внеклеточной концентрации ионов калия (Б) от дозы нитрита натрия, введенного белым крысам.
В отличие от плазмы/ в эритроцитах обнаружены значительные сдвиги ионного состава через час после введения токсиканта. Динамика содержания ионов К+ и Са2+ носила выраженный дозозависимый характер. Так, после введения №>Ю2 в количестве 1 мг/100 наблюдалось снижение К+ и возрастание Са2т от 83,3±2 и 0,74±0,06 моль/л в контроле до 76,3±2,5 (р < 0,05) и 0,91 ±0,05 ммоль/л в опытных образцах (р < 0,05) соответственно. С
ростом дозы нитрита содержание К+ в эритроцитах составило 78,5±1,6 {р > 0,05) и 83,4±2 ммоль/л клеток (р < 0,05), а концентрация Са2+ - 0,9±0,05 и 0,79±0,06 ммоль/л клеток соответственно (рис. 2). При этом внутриклеточный №+ увеличивался на Одну и ту же величину независимо от дозы ЫаЫ02, составляя в контроле 8,3±0,9 ммоль/л клеток, а в опытных пробах - 13,1±1,2, 13,2±0,6 и 13,3±0,5 ммоль/л клеток соответственно (р < 0,05) (рис. 2). Концентрация М§2+ сохранялась на уровне контрольных значений при всех использованных нами дозах нитрита и имела величину 1,35±0,18 ммоль/л клеток.
-1 0 1 2 3 4.5
С, мг/100г
Рис. 2. Зависимость концентрации ионов натрия (А), калия (Б) и кальция (В) в эритроцитах белых крыс от дозы введенного нитрита натрия.
Наблюдаемые изменения ионного баланса крови и осмотического давления плазмы, обусловленные введением нитритов, сопровождались структурными изменениями мембран эритроцитов. Они выражались в уменьшении линейных размеров клеток с ростом концентрации препарата: средний диаметр эритроцитов снижался от 7,31±0,06 мкм в контроле до ±6,95±0,09, 6,81 ±0,1 и 6,69±0,09 мкм соответственно дозам нитрита 1, 3 и 5 мг/100 г (р <
0,05) (рис. 3). Расчеты показали, что сжатие клеток через час после инъекции составило 14, 21 и 27% от их исходного объема соответственно. При этом наблюдался рост устойчивости эритроцитов к действию гипотонических растворов 1ЧаС1, который также имел дозозависимый характер. Так, концентрации хлорида натрия, вызывающие начальные признаки и полный гемолиз клеток, линейно снижались от 0,52±0,01 и 0,35±0,007% до 0,47±0,07 и 0,31±0,09% соответственно (р < 0,05) (рис. 3).
С, мг/100 г
Рис. 3. Зависимость среднего диаметра эритроцитов (А) и осмотической резистентности эритроцитов (Б) белых крыс от дозы введенного нитрита натрия.
£> - средний диаметр клеток; треугольные маркеры - концентрации растворов ЫаС1, в которых наблюдали начальные признаки гемолиза; квадратные маркеры -концентрации растворов ЫаС1, в которых происходил полный гемолиз эритроцитов.
Статистический анализ показал тесную корреляционную связь между изменениями осмотического давления плазмы и объема эритроцитов (г = -0,91), а также - размерами клеток и динамикой внеклеточной концентрации К+ и <Са2+ (г = -0,92) (рис. 4, 5).
Обсуждение результатов. Одним из важнейших механизмов обеспечения гомеостазиса при изменении условий существования организма является поддержание оптимального ионного состава крови. Результаты проведенного исследования показали зависимые от вводимой дозы нитрита увеличение осмотического давления плазмы (см. рис. 1) и осмотической резистентности эритроцитов (см. рис. 3), а также снижение объема клеток. При этом ионный состав плазмы менялся мало: наблюдалось лишь увеличение концентрации ионов К+ на 4,4, 13,3 и
V, мкм
Росм, мОсм
Рис. 4. Корреляционная зависимость между средними значениями осмотического давления плазмы и объема эритроцитов (V) крыс при нитритной гипоксии.
V, мкм3
[К], ммоль/л
Рис. 5. Корреляционная зависимость между средними значениями концентрации калия в плазме крови и объема эритроцитов (У) белых крыс при нитритной гипоксии.
22,2% с ростом дозы ШЖ)г (см. рис. 1). В свою очередь, минимальная степень нитритной гипоксии вызывала значительное увеличение внутриклеточной концентрации ионов №+ (на 58%) и Са+2 (на 22%) и снижение концентрации К+ (на 8%). Эти различия сглаживались и полностью нивелировались после соответствующего увеличения концентрации вводимого препарата. При этом содержание ионов №+ в эритроцитах оставалось на уровне, зарегистрированном при введении минимальной дозы токсиканта (см. рис. 2). Таким образом, выявлены значительные структурные изменения мембран эритроцитов под воздействием нитрита натрия, сопровождаемые сдвигами ионного состава клеток, которые достигали наибольшего значения при наименьшей использованной дозе препарата.
В связи с тем, что 1 мг №М02/100 г вызывает пороговый уровень гипоксии, обнаруженное изменение ионного баланса крови, по всей видимости, не может быть следствием дефицита 02 в организме. Поскольку известно, что N0?" в небольшой концентрации действует как сильный окислитель, наблюдаемые изменения возможно связаны с прямым действием аниона на проницаемость клеточных мембран [12]. Известна также способность нит-ритного иона в результате его взаимодействия с гемоглобином инициировать образование целого ряда активных форм кислорода (АФК), которые вызывают повреждение биологических мембран в результате перекисного окисления липидов (ПОЛ) [19, 21].
Этот процесс усугубляется угнетением нитритами каталазы и глутатионпероксидазы, что, как известно, приводит к накоплению перекиси водорода в крови [14]. В результате реакции Н2О2 с супероксидным анионом, гемоглобином, нитритной кислотой, а также с нитрозированным метгемоглобином происходит образование НЬН202, пероксинитрита и пероксинитритной кислоты, которые являются соединениями еще более токсичными для билогических мембран, чем >Ю2~ анион [4, 15, 21, 27]. В свою очередь, при взаимодействи-ии нитритных ионов с перекисными продуктами, а также с плазменными и мембранными белками образуются свободно радикальные белковые соединения, которые в результате полимеризации теряют свою активность [26]. Особой чувствительностью к оксидативному воздействию нитритов и АФК обладают сульфгидрильные группы мембранных и цитоплазматических структур, в связи с чем перекисное окисление липидов ПОЛ сопровождается резким снижением внутриклеточного восстановленного глутатиона, а также разрушением серосодержащих аминокислот, включая аргинин, серин, глютаминовую кислоту, метионин, тирозин, фениаланин, теонин и триптофан [26, 27], которые входят в состав мембранных белков, регулирующих ионные потоки. Нарушение функционирования ионных транспортных систем эритроцитов под воздействием нитритов может быть связано также с изменением химического состава и агрегатного состояния фосфолипидов клеточных мембран. Известно, например, что нитриты стимулируют деятельность фосфолипаз, в результате чего в липидном бислое происходит частичное замещение ненасыщенных жирных кислот насыщенными, растет плотность их упаковки, вследствие чего увеличивается жесткость мембран [25]. Быстрое накопление малондиальдегида под воздействием нитрита - конечного продукта ПОЛ - также приводит к изменению агрегатного состояния белкового и липидного компонентов эритроцитарных мембран [22,26].
Указанные структурные перестройки способны модулировать активность таких ли-пид-зависимых белковых комплексов, как Ыа+/К+-АТФазы и Са2+-АТФазы, ответственных за катионный транспорт через мембраны клеток [17, 22]. Показано, например, что вещества, обладающие сходным с нитритами токсическим действием, подавляют активность №+/К+-АТФазы [22]. Нарушение работы ионных транспортных систем мембран эритроцитов в этих условиях, как и в условиях действия многих других окислителей, сопровождается пассивным перераспределением катионов между клетками и плазмой по градиенту концентрации. Очевидно, зарегистрированные нами изменения ионного баланса в крови крыс под влиянием пороговой дозы нитрита является результатом указанных перераспределительных
процессов. Они хорошо согласуются с данными других авторов, которые показали, что инкубирование эритроцитов крыс и рыб в присутствии нитритов приводит к потере Г и накоплению №+ клетками [21, 30]. Кроме того, за счет увеличения нитритами входного потока Са2+ через эритроцитарные мембраны возможна активация Са2+-зависимых калиевых каналов, которые также могут быть местом утечки калия из клеток при нитритной интоксикации [5].
С увеличением дозы вводимого' №N02 до 3 и 5 мг/100 г наблюдалось соответствующее снижение и отсутствие различий внутриклеточной концентрации К+ и Са2+ по сравнению с контрольными значениями и сохранение высокого уровня ТЯа+ в клетках. Этот факт можно объяснить тем, что с приближением концентрации ЫаМ02 к сублетальной нитрит-ный ион приобретает свойства восстановителя с быстрым превращением N02" иона в ион Ж)з~. При этом отмечается активация фермента супероксиддисмутазы и ингибирование процессов ПОЛ [12], что может быть одним из защитных механизмов на клеточном уровне против повреждающего действия нитритов. Однако дозозависимое возрастание концентрации плазменного К+ указывает на все увеличивающийся отток ионов калия из клеток под влиянием растущих доз токсиканта. Это свидетельствует о Т01Ц, что рост концентрации Ы02“ в крови сопровождается увеличением степени повреждения ионтранспортных мембранных структур главным образом за счет нитрозирования входящих в их состав белков.
Одновременно с ростом концентрации №Ж)2 в организме развивается гипоксиче-скоё состояние, которое обусловлено снижением скорости доставки кислорода тканям в результате уменьшения кислородной емкости крови в связи с образованием неактивных форм гемоглобина [13, 14] и значительным падением кровотока за счет дилатации артериальных сосудов [14]. Кроме того, ингибирование нитритами дыхательных ферментов клеток, характеризующихся аэробным метаболизмом, приводит к значительному снижению , потребления кислорода тканями и всего организма в целом [9, 23, 31]. В свою очередь, дефицит кислорода в организме у крыс вызывает метаболическое истощение эритроцитов и снижение запаса АТФ в клетках [2, 34]. Показано, например, падение концентрации АТФ в эритроцитах почти на треть после введения животным 5 мг ШЖ^/ЮОг [14]. Снижение содержания макроэргов в клетках также сопровождается нарушением функционирования К+/Ш+- и Са+- ионных насосов [8], что, очевидно, является еще одной причиной наблюдаемого нами дозозависимого возрастания концентрации К+ в плазме и сохранения высокого внутриклеточного содержания №+ и Са2+ при инъекции 3 мг/100 г нитрита (см. рис. 2).
С другой стороны, известно, что внутриклеточные АТФ и Са2+ являются. мощными > регуляторами состояния мембранного скелета эритроцитов. Описанная динамика содержания этих веществ в эритроцитах при нитритной гипоксии наряду с изменениями, вызванными N02” ионами, может стать причиной глубокой реоганизации клеточных мембран, за которую в наибольшей степени отвечают конформационные перестройки цитоспектриново-го каркаса посредством уровня фосфорилированности спектрина и других белков циоскеле-та [7, 8, 33]. Не последнюю роль в этом процессе играют возникающие при нитритной интоксикации связи между ацильными остатками фосфолипидов мембраны с молекулами гемоглобина и интегральными белками, в результате которых увеличивается жесткость мембран, уменьшается объем клеток, снижается деформируемость эритроцитов, их устойчивость к механическим воздействиям [27,28,29,32].
Полученные нами данные также свидетельствуют о глубоких структурных перестройках мембран эритроцитов под.влиянием средней и высокой дозы нитрита, которые выражаются в дозозависимом сжатии клеток, а также в увеличении их устойчивости к гипотоническим растворам №С1. Причем эти изменения коррелируют с динамикой осмотического давления плазмы (см. рис. 1, 3). Хотя этот показатель возрастал всего на 4% после введения высокой дозы Ка>Ю2, величина его приращения превышала уровень, при котором происходит активация механизмов регуляции водно-солевого обмена в тканях и почечных канальцах [20].
Анализ полученных данных показывает, что дозозависмый рост осмотического давления плазмы не связан с изменениями суммарной концентрации осмотически активных моно- и бивалентных, ионов. С другой стороны, известно, что нитритные ионы активируют эндопептидазы и усиливают деструктивные изменения белков, в результате чего концентрация их низкомолекулярных фракций возрастает почти в 4 раза [13]. Этот факт объясняет рост осмотического давления плазмы при увеличении дозы нитрита. В свою очередь, защитной реакцией эритроцитов от лизиса в условиях повышенной осмолярности в среде являются выброс К+ из клетки и накопление внутриклеточного Na+ с выходом воды из клеток и уменьшением объема последних [11]. На возможность существования такого механизма предотвращения лизиса клеток в условиях нитритной интоксикации указывают значимые корреляционные зависимости между изменениями осмотического давления плазмы и объема эритроцитов, а также внеклеточной концентрации К+ и объема клеток (см. рис. 4, 5). Превышение входного потока Na+ над потерями К+ клетками крови с увеличением дозы нитрита, по-видимому, обусловлено активацией Ыа+/Н+-обмена в результате увеличения pH внутриклеточной среды. Оно направлено на обеспечение изоосмотического объема клетки и сохранение оптимальной кислотности в условиях нитритной интоксикации. Очевидно, с одной стороны, структурные перестройки мембран эритроцитов под влиянием высоких доз нитрита ответственны за потерю клетками ионов К+ и накопление ими ионов Na+ и Са2+, а с другой - сокращение объема клеток приводит к нормализации внутриклеточного содержания калия и сохранению постоянного уровня натрия. Кроме того, наблюдаемая нами дозозависимая динамика концентрации К+ в эритроцитах может быть обусловлена активацией нитритами К+/СГ-котранспортной системы. Стимулирующее влияние нитритов на этот ионный переносчик показано рядом авторов: инкубация эритроцитов (рыб, лошади, собаки) в присутствии N02~-HOHa сопровождалась увеличением внутриклеточной концентрации К+ и уменьшением объема клеток [24, 30]. Структурные перестройки эритроцитарных мембран при умеренной и средневыраженной нитритной гипоксии, возможно, также ответственны за стимуляцию мембраносвязанного комплекса гликолитических ферментов, в результате которой энергетический запас клетки не падает ниже критического уровня и увеличивается синтез побочного продукта гликолиза - 2,3-ДФГ, обладающего мощным мембран-протекторным действием [14].
Таким образом, проведенный анализ механизмов ионного гомеостазиса крови крыс в условиях нитритного воздействия показывает, что они чрезвычайно сложны. Поступление в организм нитрита в количествах, намного превышающих физиологические пределы, приводит к развитию компенсаторно-приспособительных реакций на уровне мембран эритроцитов и связанных с ними цитозольных структур, которые предотвращают разрушение клеток и обеспечивают оптимизацию ионного баланса крови в условиях значительной нитритной интоксикации. Активация этих клеточных защитных механизмов, по-видимому, является причиной известной у крыс высокой устойчивости эритроцитов к действию метгемоглоби-нообразователей [4].
Summary
Shumilova Т. £., Nozdrachev А. £>., Yanvareva I. N., Shereshkov V. I. Ions composition of rat blood under acute nitrite hypoxia.
Influence of sodium nitrite on ions blood composition and red blood cells structure was studied. It was shown that NaNCh induced dosedepended increases of plasma osmotic pressure and erythrocytes osmotic resistance, as well as decrease cells volume, accompanied by rise of K+concentration in plasma. Injection of Na N02 in dose 1 mg/100 g caused significant Na+ and Ca2+ increase and K+ decrease in red blood cells. Elevation of number of nitrite to 3 and 5 mg/100 g smoothed and abolished differences between cell K+ and Ca2+ content from control level respectively and kept high level of cell Na+ concentration. Possible mechanisms of ion redistribution between plasma and red blood cells after injectings different doses ofNaNCh was discussed.
1. АжипаЯ. И, Реутов В. П., КаюшинЛ. П. Экологические и медико-биологические аспекты проблемы загрязнения окружающей среды нитратами и нитритами // Физиология человека. 1990; Т. 16, №3. С. 131-149. 2. Алатырцев В. В., Александров А. Е., Лекманов А. У., Баканов М. И. Содержание 2,3-дифоофоглицерата и аденозин-трифосфата в эритроцитах и кислотно-щелочное состояние у взрослых и новорожденных крыс при острой гипок-. сии // Бюл. эксперим. биол. мед. 1995. Т. 119, №6. С. 631—633. 3. Ванин А. Ф. Оксид азота в биологии: история, состояние и перспективы исследований // Биохимия. 1998. Т. 63. Вып. 7. С. 867-869. 4. Голиков С. Н., Саноц- . кий И. В., Тиунов Л. А. Общие механизмы токсического действия. J1., 1986. 5. Гюльдханданян А. В., Геокчакян Г. М.к" Са2+-зависимый выход Ю из эритроцитов, индуцированный окислительными процессами // Биофизика. 1991. Т. 36. vi Вып. 1. С. 169-171. 6. Иваницкая Н. Ф. Методика получения различных стадий гемической гипоксии у крыс введе- , нием нитрита натрия II Патологическая физиология и экспериментальная терапия. 1976. № 3. С. 69-71. 7. Казенное А. И., Маслова М. Н. Влияние скелета мембран безъядерных эритроцитов на транспортные АТФазы // Цитология. 1991. Т. 33, № И. С. 32-41. 8. Конев В. Структурная лабильность биологических мембран и регуляторные процессы. Минск, 1987. 9. Маркосян К. А., Пайтян И. А., Налбандян Р. М. Влияние нитрита на цитохрооксидазу // Биохимия. 1981. Т. 46. Вып. 9. С. 1615-1621. 10. ОпольН. И., ДобрянскаяЕ. В. Нитраты. Кишинев, 1986. 11. Орлов С. Н., Покудин Н. И., Ряжский Г. Г., Агнаев В. Л., Котелевцев Ю. В. О механизме регуляции транспорта ионов через плазматическую мембрану при изменении объема клетки // Биологические мембраны. 1988. Т. 5, № 10.
С. 1030-1041. 12. Подберезкина Н. Б., Задорина О. В., Андрющенко П. И., Хмелевский Ю. В. Роль процессов пере-кисного окисления и антиоксидантной защиты при нитритной гипоксии и ее коррекции витаминами // Укр. био-хим. журн. 1992. Т. 64, №6. С. 64-70. 13. Реутов В. Я, Сорокина Е. Г., Пинелис Г. В., Коршунова Т. С., Родионов А. А., Кошелев В. Б., Струкова С. М., КаюшинЛ. П., Браке П., Комиссарова Л. X. Компенсаторноприспособительные механизмы при нитритной гипоксии у крыс // Бюл. эксперим. биол. мед. 1993. Т. 116. С. 506-508. 14. СереденкоМ. М. Механизмы развития и компенсация гемической гипоксии. Киев, 1987.'15. Стародубцева М. Н:, Игнатенко В. А., Черенкевич С. Н. Повреждения эритроцитов, инициированные взаимодействием нитрит-ионов с гемоглобином // Биофизика. 1999. Т. 44. Вып. 6. С. 1068-1072. 16. Ташмурадов Б. А., Гагельганс А. И. Активный транспорт ионов через биологические мембраны. Ташкент, 1973. 17. Твердислов В. А., Тихонов А. И., Яковенко Л. В. Физические механизмы'функционирования биологических мембран. М., 1987. 18. Чижевский А. Л. Структурный анализ движущейся крови. М., 1959. 19. Шугалей И. В.. Лопатина Н. И., Целинский И. В. Влияние перекиси водорода на кинетику окисления оксигемоглобцна нитрит-ионом в водном фосфатном буфере // Журн. общ. химии. 1988. Т. 58. Вып. 4. С. 886-890. 20. Эмануэль В. Л. Осмометрия в клинической лабораторной диагностике. СПб., 1995. 21. Batina P., Fritsch P., BlanquaiG., Mitjavila М. Т. In vitro kinetics of the oxidative reactivity of nitrate and nitrite in the rat erythrocyte // Food additives and contaminants. 1990. Vol. 7, Suppl. N 1. P. S145-S149. 22. Farooqui M. Y. H., MumtazM.M., Chanayem B. /., Ahmed A. E. Hemoglobin degradation lipid peroxidation, and inhibition of Na+/K+-ATPase in rat erythrocytes exposed to acrilonitrile // J. Biochem. Toxicology. 1990. Vol. 5, N4.
P. 221-227. 23. Gebicka L, Didik J. Mechanism of peroxynitrite interaction with cytochrome с // Acta Biochim Pol. 2003. Vol. 50, N 3. P. 815-823. 24. Jensen F. B. Influence of haemoglobin conformation, nitrite and eicosanoid on K+ transport across the carp red blood cell membrane // J. Exp. Biol. 1992. Vol. 171. P. 349-371. 25. KayaK., Miura? Selective changes in fatty acid composition of phosphatidylserine in rat erythrocyte membrane induced by nitrate // Biochim Biophys ,, Acta. 1982.Vol. 688, N 2. P. 305-315. 26. Logani М. K., Davies R. E. Lipid oxidation: biologic effects and antioxidants - a review // Lipids. 1980. Vol. 15, N6. P. 485-495. 27. MaedaJ.M., Imaizumi K., KonK., Shiga T. A kinetic study on functional impairment of nitric oxiderexposed rat erythrocytes // Environmental Health Perspectives. 1987.. Vol. 73.
P. 171-177. 28. MesquitaR., Picarra B., SaldanhaC., Martins de Silva J. Nitric oxide effects on human erythrocytes structural and functional properties - an in vitro study // Clin. Hemorheol. Microcirc. 2002. Vol. 27, N 2. P. 137-142. 29. MosiorM., Bobrowska М., Gumulkienicz J. Effect of the level of ATP and the state of spectrin on osmotic properties of bovin erythrocytes // Biochemica et biophysica acta. 1992. Vol. 1022, N 3. P. 355-360. 30. Muzyamba М. C., Speake P. F, Gibson J. S. Oxidants and regulation of K+- СГ cotransport in equine red blood cells // Am. J. Physiol. 2000. Vol. 279.
P. C981-C989! 31. Radi R„ CassinaA., HodaraR. Nitric oxide and peroxynitrite interactions with mitochondria // Biol. Chem. 2002. Vol. 383, N 3-4. P. 401-409. 32. Snyder L. М., Fortier N. L„ TrainorJ., Jacobs J., Leb L., LubinS., Chiu D., ShohetS., Mohandas N. Effect of hydrogen peroxide exposure on normal human erythrocyte deformability, morphology, surface characteristics and spectrin-hemoglobin cross-linking // J. Clin. Invest. 1985, Vol. 76, N 5. P. 1971-1977. 33. Takakuwa Y„ Ishibashi Т., Mohandas N. Regulation of red cell membrane deformability and stability by skeletal protein network // Biorheology. 1990. Vol. 27, N 3-4. P. 357-365. 34. YoshinoM., Yamamoto Ch., Murakami K., Katsumata Y„ Mori Sh. Stabilisation of the adenylate energy charge in erythrocytes of rats and humans at the high altitude hypoxia // Comparative biochemistry and physiology. 1992. Vol. 101 A, N 1. P. 65-68.
Статья поступила в редакцию 18 марта 2004 г.
