CC BY
30
УДК 577.21:582.282.23
ИНДУЦИРОВАННЫЙ ДОКСОРУБИЦИНОМ РОСТ ВНУТРИКЛЕТОЧНОЙ КОНЦЕНТРАЦИИ ВОССТАНОВЛЕННОГО ГЛУТАТИОНА В КЛЕТКАХ & CEREVISIAE СВЯЗАН С АКТИВАЦИЕЙ ДНК-РЕПАРИРУЮЩИХ МЕХАНИЗМОВ
Е. A Крючков2, Е.В. Расторгуева1, Ю.В. Саенко1
Кафедра фармакологии с курсом клинической фармакологии1, группа молекулярно-биологических исследований ЦНИЛ2 Ульяновского государственного университета, 432700, Ульяновск ул. Л. Толстого, д. 42. E-mail: [email protected]
Резюме: Целью настоящей работы явилось изучение влияния доксорубицина на концентрацию глу-татиона, активность ДНК-репарирующих метаболических путей и Yap1 - зависимых редокс-чувствительных путей с использованием эукариотической клеточной модели Saccharomyces cerevisiae. В результате продемонстрировано, что доксорубицин вызывает увеличение концентрации GSH в клетках S. cerevisiae, увеличение внутриклеточной концентрации GSSG и общего содержания глутатиона в клетке (GSH+GSSG), но вместе с этим вызывает снижение отношения GSH/GSSG. Эти эффекты доксорубицина на глутатионовый метаболизм, по крайней мере частично, опосредуются через ДНК-репарирующие механизмы
Ключевые слова: глутатион, доксорубицин, оксидативный стресс, рибонуклеотидредуктаза.
DOX-INDUCED INTRACELLULAR CONCENTRATION OF RENOVATED GLAUTIN IN S-CELLS; CEREVISIAE IS CONNECTED WITH DNA REPARING ACTIVATION MECHANISMS
Ye.A. Kryuchkov, YE.V. Rastorgueva, Yu. V. Saenko
department of Pharmacology and 2 group of molecular biology research of central scientific-research laboratory
Ulyanovsk State University, Ulyanovsk, Russia. E-mail: [email protected]
Abstract: The aim of this study was to investigate the effect of doxorubicin upon the glutathione concentration, DNA-repairing and metabolic tracts and Yap1 depended upon redox-sensitive tracts activation by using eukaryotic cell model Saccharomyces cerevisiae. The results show that doxorubicin increases the production of GSH and GSSG, but at the same time provokes the reduction GSH/GSSG ratio in Saccharomyces cerevisiae cells. DOX really effects on GSH metabolism, at least partially, due to activation of DNA-repair mechanisms.
Key words: doxorubicin, glutathione, oxidative stress, ribonucleotide reductase.
Доксорубицин (ДОК) является широко применяемым антрациклиновым антибиотиком. К сожалению, препарат обладает кардио- и нефротоксичностью, при этом механизмы токсичности остаются не-высненными. Обсуждается возможность индукции препаратом оксидативного стресса, а также влияние ДОК на внутриклеточный гомеостаз железа [1].
Удобной моделью для изучения внутриклеточных сигнальных механизмов являются одноклеточные эукариотическое организмы - Saccharomyces cerevisiae. Это связано с тем, что многие внутриклеточные метаболические, генетические и сигнальные механизмы в общих чертах схожи у большинства эукариотических клеток различных видов. Кроме этого, дрожжи уже успешно использовались для изучения токсических эффектов лекарственных средств, в том числе и антрациклиновых антибиотиков [2].
Одним из основных механизмов действия ДОК является ДНК-повреждающее действие. В результате повреждения ДНК запускается каскад событий, обусловленный активацией ДНК-репарирующих метаболических путей, при этом механизмы защиты от ДНК-повреждающего действия ДОК изучены недоста-точно[3]. При воздействии ДОК активируются гены рибонуклеотидредуктазы (RNR) кодирующие одноименный фермент, состоящий из трёх субъединиц, активность которого коррелирует с концентрацией GSH, что косвенно свидетельствует в пользу того, что причиной роста концентрации GSH, в ряде случаев, может быть увеличение экспрессии генов рибонуклеотидредуктазы [4].
Для увеличения синтеза GSH необходимы дополнительные количества цистеина, начальным и ключевым этапом синтеза которого является восстановление сульфата до сульфита, катализируемое 3 -фасфоаденилсульфатредуктазой. В качестве донора водорода, в этой реакции используется тиоредоксин. Ферменты глутаредоксин и тиоредоксин являются, также, донорами водорода в реакции восстановления рибозы до дезоксирибозы, которая катализируется рибонуклеотидредуктазой. Таким образом, в клетках существует связь между концентрацией GSH, активностью фермента рибонуклеотидредуктазы и активностью тиоредоксина [5].
Гены тиоредоксина и глутаредоксина у Saccharomyces cerevisiae находятся под контролем редокс-чувствительного фактора транскрипции Yap1 и обычно активируются в ответ на возникновение внутриклеточного оксидативного стресса [6]. Yap1 также регулирует экспрессию генов глутатионредуктазы,
глутатион пероксидазы и гамма-гмутамилцистеин синтетазы, который является ключевым ферментом синтеза глутатиона [6].
Исходя из вышеизложенного можно предположить, что доксорубицин может вызывать увеличение внутриклеточного содержания глутатиона. В пользу этого свидетельствует; во-первых способность доксорубицина активировать ДНК-репарирующие метаболические пути, а во-вторых, активировать Yap1 -зависимые редокс-чувствительные механизмы.
В настоящей работе изучено влияние доксорубицина на концентрацию глутатиона, активность ДНК-репарирующих метаболических путей и Yap1 - зависимых редокс-чувствительных путей с использованием эукариотической клеточной модели Saccharomyces.cerevisiae.
Материалы и методы
В исследовании использовался штамм YPH499 (МАТП ura3-52, Ivs2-801, ade2-101, trpl- 63, his3-0200, Ieu2-Dl). Плазмида pZZ2 (YCp, l 'R. 13, RNR3-LacZ), содержащая промотор гена рибонуклеотидре-дуктазы-3, сцепленный с геном b-галактозидазы получена от д-ра С. Эледжа (Центр геномики и протео-мики, Гарвардская школа медицины. Бостон, США) [7]. Плазмида pCLZ-314 (TRP1, YRE-CYCl-LacZ) содержащая Yapl-респонсивный элемент (YRE) гена тиоредоксина сцепленный с геном □-
галактозидазы получена от д-ра В. Скотта Моу-Ройли (кафедра физиологии и биофизики, университет Айовы, Айова, США) [8]
Инкубацию клеток с различными концентрациями ДОК проводили в течении 24 часов при температуре 25о С в минимальной синтетической среде без урацила. Проводилось минимум 5 опытов с одной и той же концентрацией ДОК. Инкубация осуществлялась на качалке (250 об/мин) в круглодонных колбах объёмом 250 мл, объём среды - 30 мл. Начальная концентрация клеток во всех опытах была одинаковой и составляла OD600 = 0,3. Для определения степени клеточной пролиферации определялась оптическая плотность клеток при 600 нм (OD600) [9].
Трансформацию клеток осуществляли с использованием ацетата лития по методу Р. Гейтца [10].
Определение активности □-галактозидазы проводилось с использованием о-нитро-
фенилгалактопиранозида в качестве субстрата и выражалась в единицах Миллера [11].
Концентрацию малонового диальдегида (МДА) определяли в тесте с тиобарбитуровой кислотой по методу Андреевой Л.Б. и выражали в мкМ/мг сухой клеточной массы [12].
Для определения концентрации восстановленного глутатиона (GSH) и окисленного глутатиона (GSSG) клетки отмывались от среды и суспензировались в равном объёме 0,1 М фосфатного буфера (рН=7,0). Клеточная суспензия лизировалась при нагревании 95 - 100 Со втечение 90 сек., и центрифугировалась 3000 g. 5 мин., 0,5 объёма полученного лизата бралось для определения GSH, вторая часть оставлялась для определения суммарного значения GSH + GSSG. GSH определялся в реакции с 5,5 -дитио-бис-нитробензойной кислотой . Оптическую плотность измеряли через 15 минут при длине волны 412 нм . Суммарная концентрация GSH + GSSG определялась после инкубации оставшегося 0,5 объёма лизата в присутствии 1 U/мл глутатион редуктазы и 300 мкм НАДФН2 в реакции с ДНТБ. Перед добавлением ДНТБ из раствора удалялась глутатион редуктаза путём осаждения трихлоруксусной кислотой. Концентрация GSSG находилась как разница между суммарной концентрацией GSH + GSSG и концентрацией GSH. Количество GSH и GSSG выражали в мг на 107 клеток (OD600 = 1,0).
Результаты обработаны статистически с использованием критерия t Стьюдента для парных переменных. Множественную регрессию рассчитывали с использованием метода наименьших квадратов. Показатели представлены как М±SD. Различия между группами считали достоверными при р < 0,05.
Результаты
В табл. 1, представлены показатели клеточной пролиферации и выживаемости при различных концентрациях доксорубицина в среде. Как видно из таблицы доксорубицин вызывал зависимое от концентрации снижение темпов клеточной пролиферации, что свидетельствует о цитостатическом эффекте доксорубицина в отношении дрожжевых клеток. Количество погибших клеток зависело от концентрации доксорубицина. Наибольший процент погибших клеток был отмечен при концентрации ДОК 50 мкМ - 7,02%.
Из табл. 1 видно, что доксорубицин вызывал рост концентрации GSH на 26-44%. Одновременно с ростом концентрации GSH, отмечался достоверный рост концентрации GSSG на 88-188%. Отношение GSH/GSSG с ростом концентрации ДОК снижалось. Так в контрольных экспериментах этот показатель составлял 5,61 ± 0,59, тогда как в экспериментах с 10, 20, 30, 40, 50 мкМ ДОК отношение GSH/GSSG составляло 5,51±0,46 (p<0,01); 3,76±2,39 (p>0,05); 3,55±0,63 (p<0,01) и 3,08±0,70 (р<0,01), 2,65±1,08 (p>0,05); соответственно. Таким образом, при увеличении концентрации ДОК, несмотря на рост концен-
Таблица1
Влияние доксорубицина на клеточную пролиферацию, концентрацию глутатиона восстановленного и ______________________________________глутатиона окисленного______________________________________
Контроль 10 мкМ 20 мкМ 30 мкМ 40 мкм 50 мкМ
OD6oo є.о.п. 0,902± 0,02 5 0,874± 0,0112 p<0,001 0,845± 0,020 p<0,001 0,796±0,0135 p<0,001 0,804± 0,005 p<0,001 0,777±0,0217 p<0,001
Погибшие клетки в % от общего числа 2,023 ±0,022 2,21± 0,21 6,22 ± 0,73 p<0,001 6,73 ±1,51 p<0,001 5,18 ± 0,52 p<0,001 7,02 ± 0,75 p<0,001
GSH мкМ/107 клеток 16,09±0,21 20,31±1,58 p<0,001 21,94± 1,19 p<0,001 23,32±0,64 p<0,001 22,26±1,05 p<0,001 21,97±0,96 p<0,001
GSSG мкМ/107 клеток 2,87±0,11 5,40±0,31 p<0,001 6,17±0,50 p<0,001 7,57±0,22 p<0,001 7,36±0,35 p<0,001 8,28±0,104 p<0,001
трации GSH, отношение GSH/GSSG уменьшалось, что свидетельствует о снижении окислительновосстановительного потенциала. Однако говорить о развитии оксидативного стресса в наших экспериментах нельзя, так как нами не было выявлено статистически достоверных различий в содержании малонового диальдегида в интактных клетках и клетках, растущих в присутствии ДОК. В контрольной группе концентрация малонового диальдегида составляла 0,009±0,003 мкМ/мг сухой клеточной массы, при инкубации клеток с 10, 20, 30, 40 и 50 мкМ ДОК аналогичный показатель составлял 0,013±0,003 (p>0,05);
0,013±0,003 (p>0,05); 0,008±0,002 (p>0,05); 0,011±0,002 (p>0,05); и 0,009±0,003 (p>0,05); мкМ/мг сухой клеточной массы, соответственно.
Влияние ДОК на экспрессию генов рибонуклеотидредуктазы 3 и тиоредоксина мы оценивали с помощью репортерных генетических конструкций RNR3-LacZ и TRX2-LacZ. В репортерных генетических конструкциях RNR3-LacZ и TRX2-LacZ промотор гена рибонуклеотидредуктазы-3 (RNR3) и Yapl-респонсивный элемент гена тиоредоксина (TRX2) сцеплены с ферментом □-галактозидазой, что даёт возможность по величине активности □ -галактозидазы судить о
степени экспрессии генов рибонуклеотидредуктазы-3 и тиоредоксина и в свою очередь даёт представление об активности ДНК-репарирующих метаболических путей и Yap- зависимых редокс-чувствительных путей [7, 8].
Рис. 1. Величина экспрессии репортерных генетических конструкций RNR3-LacZ и TRX2-LacZ, выраженных через активность □ -галактозидазы, в клетках S. cerevisiae инкубированных в среде с разной концентрацией доксорубицина. Примечание: * - p < 0,05; ** - p < 0,01
В ответ на увеличение концентрации ДОК в ростовой среде наблюдалось достоверное увеличение
экспрессии ИМ113-Ьас2 и ТЯХ2-Ьас2 при всех изученных концентрациях ДОК, о чем свидетельствует увеличение активности □-галактозидазы (рис.1). Экспрессия Р1ЫР13-Ьас2 и ^RX2-Lí\cZ не зависела от концентрации ДОК. Так, наибольшая активность □-галактозидазы и наибольшая экспрессия ИчЖЗ-Ьас2 и ТЯХ2-Ьас2 наблюдалась при концентрации ДОК в ростовой среде равной 20 мкМ, а минимальная активность наблюдалась при концентрации ДОК 40 мкМ (рис. 1).
На рис. 2 отображена зависимость между концентрацией глутатиона и экспрессией КЫК3-Ьас2. Из рисунка видно, что существует положительная зависимость между внутриклеточной концентрацией в8И и экспрессией репортерной генетической конструкции ЯМЯ3-Ьас2. При этом между экспрессией ТЯХ2-Ьас2 и концентрацией в8И достоверной связи не обнаружено.
Обсуждение
Представленные данные свидетельствуют, что ДОК вызывал увеличение внутриклеточного содержания в8И у X свгвуг^чав. Сам по себе факт роста концентрации в8И в ответ на добавление в ростовую среду доксорубицина является новым и раньше не описывался в литературе. Однако, наши данные не согласуются с многочисленными фактами, свидетельствующими о снижении концентрации в8И в ответ на введение доксорубицина, в частности, в предыдущих работах мы отмечали, что в ответ на введение доксорубицина крысам происходит снижение концентрации в8Н в почках [25].
<в
§■ ■ 064
С Р < 0.05 •
С В 5
14 1в 18 20 22 24 26
Концентрация СБН мкМ/1 о о.п. (ОО^)
Рис. 2. Связь между концентрацией восстановленного глутатиона и экспрессией репортерной генетической конструкции ИчЖЗ-Ьас2, выражаемой через активность □-галактозидазы.
Расхождение данных полученных на эукариотической модели X свгвуг^чав с экспериментальными данными полученными на животных, по нашему мнению, можно объяснить различной доступностью глюкозы. Окисление глюкозы в пентозо-фосфатных путях является основным источником НАДФН2 для клетки, и следовательно, восстановленных эквивалентов в виде в8И. X свгвуг^чав. культивировались в среде с высоким содержанием глюкозы. Клетки экспериментальных животных могли испытывать дефицит в глюкозе.
Доксорубицин способен принимать электрон и восстанавливаться до семихинона [1]. Доксорубицин в форме семихинона является свободным радикалом и способен восстанавливать кислород до супероксид анион-радикала. В ходе реакции с кислородом, кроме супероксид анион-радикала, генерируется исходная форма доксорубицина (т.е. хинон). Характерные для ДОК редокс-циклические реакции приводят к генерации свободно-радикальных молекул, что в итоге вызывает внутриклеточный оксидативный стресс. Оксидативный стресс приводит к повреждению ДНК и к активации ДНК-репарирующих механизмов [1,7], а также к запуску редокс-чувствительных сигнальных механизмов [3]. Активация этих механизмов могла вызвать наблюдаемое нами увеличение концентрации в8И.
Активация репортерной конструкции ЯМЯ3-Ьас1 происходила на фоне повышения концентрации в8И. В процессе репарации ДНК, также необходимы дополнительные количества рибозы, которая синтезируется в ходе реакций пентозо-фосфатных путей. Кроме образования рибозы, в ходе реакций пенто-зо-фосфатных путей, происходит восстановление НАДФ+ до НАДФН2 , что также может вызвать увели-
чении концентрации GSH. Нами была выявлена положительная корреляция между активацией репортерной генетической конструкции RNR3-LacZ и концентрацией GSH, что, согласуется с данными других исследователей [5]. Таким образом, активация ДОК ДНК-репарирующих метаболических путей сопровождается восстановлением дополнительного количества GSH.
Репортерная генетическая конструкция TRX2-LacZ, которая содержала ) я/?/-рсспонеявный элемент гена тиоредоксина сцепленный с геном □ -галактозидазой, также активировалась в ответ на добавление ДОК к клеткам S. cerevisiae. Yapl относится к семейству высококонсервативных белков эукариотических организмов - AP-1 которые, в основном, отвечают за клеточный ответ на оксидативный стресс [14]. Штаммы дрожжей с разрушенным геном Yapl становятся очень чувствительными к оксидативному стрессу. Из литературы известно, что хотя Yapl положительно влияет на экспрессию ряда генов в ответ на оксидативный стресс, но в числе этих генов нет таких, которые могли бы повлиять на внутриклеточный окислительно-восстановительный потенциал, а присутствуют лишь такие, которые сами используют GSH для детоксикации активных молекул [15]. Мы не обнаружили корреляции между активацией репортерной генетической конструкции TRX2-LacZ и концентрацией GSH, что согласуется с ранее полученными результатами в других лабораториях [5, 6].
Несмотря на рост содержания GSH в ответ на увеличение концентрации доксорубицина, отношение GSH/GSSG уменьшалось, что свидетельствует о снижении окислительного-восстановительного потенциала. Такой эффект, вероятно, является следствием редокс-циклической активности ДОК. Однако, снижение соотношения GSH/GSSG не приводит к запуску процессов перекисного окисления биомолекул, о чем свидетельствует содержание малонового диальдегида.
Нами не было найдено различий в концентрации МДА между контрольной и опытной группой. По нашему мнению, отсутствие проявлений ДОК-индуцированного оксидативного стресса на модели S. cerevisiae связано с одной стороны с увеличением потока глюкозы через пентозо-фосфатые пути, вслед-ствии активации ДНК-репарирующих метаболических путей, что приводит к увеличению внуриклеточ-ного содержания GSH, а с другой стороны - с активацией Yapl-зависимого сигнального механизма, который обеспечивает клетку необходимыми защитными ферментами и дополнительным количеством молекул GSH.
Таким образом, действие ДОК на внутриклеточный глутатионовый пул является результатом, как минимум, трёх эффектов. Во-первых: доксорубицин препятствует окислению глутатиона в клетках S. cerevisiae, что является следствием генотоксического действия ДОК и опосредуется через акивацию ДНК-репарирующих метаболических путей. Во-вторых: ДОК вызывает увеличение внутриклеточной концентрации GSSG и снижение отношения GSH/GSSG, что является результатом редокс-циклической активности ДОК. В-третьих: доксорубицин вызывает увеличение общего содержания глутатиона в клетке (GSH+GSSG), что, вероятно, является следствием активации Yapl-зависимых сигнальных механизмов.
Литература
1. Minotti G., Menna P., Salvatorelli E., Cairo G., and Gianni L.// Pharmacol. Rev. 2004. Vol.56. P. 185-229.
2. Buschini A., Poli P., Rossi C. // Mutagenesis. 2003. Vol. 18. P. 26-36
3. Laurent G., and Jaffrezou J.-P.// Blood. 2001. Vol. 98. P. 913-923.
4. Lin Z.P., Belcourt M.F., Cory J.G., and Sartorelli A.S. // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279. P. 27030-27038.
5. Padovani, D., Mulliez E., and Fontecave M. // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 276. P. 9587-9589.
6. Delaunay A., Pflieger D., Barrault M.-B., Vinh J., and Toledano M.B. // Cell. 2002. Vol. 111. P. 471-481.
7. Elledge S.J., Davis R.W.// Genes Dev. 1990. Vol. 4. P. 740-751.
8. Colleman S.T., Epping E.A., Streggerda S.M, and Moye-Rowley W.S. // Mol. Cell. Biol. 1999. Vol. 19. P. 8302-8313.
9. Berlin V., Brill J.A., Trueheart J.// Methods in Enzymology. 1991. Vol. 194. P. 774-792.
10. Gietz R.D., Woods R.A. // Methods in Enzymology. 2002. Vol. 350. P. 87-96.
11. Guarente L. // Methods in Enzymology. 1983. Vol. 101. P. 181-191.
12. Андреева А. И.// Лабораторное дело. 1988. Т. 41. С. 41-46.
13. Саенко Ю.В., Напалкова С.М., Шутов А.М., Селиванова О.С. // Экспериментальная и клиническая фармакология. 2005. Т. 6. С. 52-54.
14. Carmel-Harel O., Stearman R., Gasch A.P., Botstein D., Brown P.O., and Storz G. // Mol. Microbiol. 2001. Vol. 39. P. 595-605.
15. Dumond, H., Danielou N., Pinto M., and Bolotin-Fukuhara M. // Mol. Microbiol. 2000. Vol. 36. P. 830-845.
