CC BY
130
2. Morisita M. Measurement the dispersion of individuals and analisis of the distributinal patterns // Mem. Fac. Sci. Kynshu Univ. 1959. Ser.E. Vol.2. P.215-235.
3. LloydM. Mean Erowding // J. Animal Ecol. 1967. Vol.36. P.1-30.
4. Дажо Р. Основы экологии. М.: Прогресс, 1975. 415 с.
5. Смуров А.В. Новый тип статистического распределения и его применение в экологических исследованиях // Зоол. журн. 1975. Т.54, вып.2. С.283-289.
6. Милановский Е.В. Очерк геологии Среднего и Нижнего Поволжья. М.: Наука, 1939. С.195-199.
7. Беляченко А.В., Пискунов В.В., Сонин К.А. и др. Структура сообществ позвоночных животных в биогеоценозах и их экотонных зонах на Приволжских венцах юга Саратов-
УДК 579.84+577.333+577.115
На основании анализа липополисахаридов восьми штаммов бактерий рода AzospiriHum показано, что доминирующими являются: 3-гидрокситетрадекановая, гексадекановая, 3-гидроксигексадека-новая и октадеценовая жирные кислоты, что подтверждает отнесение этих микроорганизмов к а-субклассу Proteobacteria. Исключение составил профиль жирных кислот ЛПС типового штамма A. Upoferum Sp59b, в котором доминировали по содержанию дидекановая, 2-гидроксидидекановая, 3-гидроксидидека-новая, 3-гидрокситетрадекановая, гексадекановая, октадецено-вая кислоты. Выявлена корреляция выходов липополисахаридов из мембраны с содержанием в липидах А ненасыщенных жирных кислот.
Ключевые слова: AzospiriHum,, липополисахариды, структура, состав жирных кислот.
Characterization of the Fatty-Acid Composition of Lipids A from Azospirillum Lipopolysaccharides
V.V. Ignatov, O.N. Konnova, A.S. Boyko, A.A. Fomina, Yu.P. Fedonenko, S.A. Konnova
On the basis of the results from analyses of lipopolysaccharides of eight AzospiriHum strains, we showed that the major fatty-acid contents in these lipopolysaccharides were those of 3-hydroxytetra-decanoic, hexadecanoic 3-hydroxyhexadecanoic, and octadecenoic acids. This finding confirms that these microorganisms are correctly assigned to the а-subclass of Proteobacreria. An exception was the fatty-acid profile of the lipopolysaccharide from A. Upoferum type strain Sp59b, in which the predominant contents were those of dide-
ской области // Вопросы биоценологии: Сб. науч. тр. Саратов: Изд-во Сарат. ун-та, 1998. С.3-14.
8. Птицы севера Нижнего Поволжья: В 5 кн. Кн. III. Состав орнитофауны / Е.В. Завьялов, Г.В. Шляхтин, В.Г. Та-бачишин и др. Саратов: Изд-во Сарат. ун-та, 2007. С.241-242.
9. Птицы севера Нижнего Поволжья: В 5 кн. Кн. III. Состав орнитофауны / Е.В. Завьялов, Г.В. Шляхтин, В.Г. Табачишин и др. Саратов: Изд-во Сарат. ун-та, 2007. С.78-79.
10. Земляной В.Л., Мосейкин В.Н. Утес Степана Разина // Ключевые орнитологические территории России. Т.1. Ключевые орнитологические территории международного значения Европейской России. М.: Союз охраны птиц России, 2000. С.462-463.
canoic, 2-hydroxydidecanoic, 3-hydroxydidecanoic, 3-hydroxytetra-decanoic, hexadecanoic and octadecenoic acids. A correlation was found between the release of lipopolysaccharides from the membrane and the content of unsaturated fatty acids in lipids A.
Key words: AzospiriHum, lipopolysaccharide, structure, fatty-acid composition.
Среди свободноживущих почвенных азотфиксаторов бактерии рода Azospirillum вызывают большой интерес исследователей в связи с широким распространением в ассоциациях с хлебными злаками и способностью положительно влиять на рост и урожай растений-хозяев [1]. Следует отметить, что вопрос о молекулярном механизме формирования ассоциации азоспирилл с растениями до настоящего времени остается открытым. Важным в изучении данной проблемы следует признать анализ строения и функций различных структурных элементов клеточной поверхности бактерий, принимающих непосредственное участие в процессе взаимодействия.
ХАРАКТЕРИСТИКА СОСТАВА ЖИРНЫХ КИСЛОТ ЛИПИДОВ А ЛИПОПОЛИСАХАРИДОВ БАКТЕРИЙ РОДА AZOSPIRILLUM
В.В. Игнатов***, О.Н. Коннова**, А.С. Бойко***, А.А. Фомина*, Ю.П. Федоненко**, С.А. Коннова***
* Саратовский государственный университет,
кафедра биохимии и биофизики ** Институт биохимии и физиологии растений и микроорганизмов РАН, Саратов E-mail: [email protected]
© В.В. Игнатов, О.И. Коннова, А.С. Бойко,
А.А. Фомина, Ю.П. Федоненко, С.А. Коннова, 2009
В.В. Игнатов п др. Характеристика состава шрных кпслот ппппдов Л
Липополисахариды (ЛПС) играют важную роль во взаимоотношениях бактериальных клеток с окружающей средой. Гидрофобным участком ЛПС является липид А, имеющий огромное значение для функциональной и структурной целостности наружной мембраны грамотрицательных бактерий [2], а также ответственный за многообразие эндотоксических свойств ЛПС [3]. Жирные кислоты (ЖК) - важные структурные элементы липида А, определяющие его гидро-фобность. Характерной особенностью изолированного липида А является его гетерогенность, обусловленная присущей ему неоднородностью химического состава и строения формирующих его жирных кислот [2]. Профиль ЖК липида А является одним из основных хемотаксономических критериев, используемых при классификации и идентификации микроорганизмов [4].
Данные о строении липида А ЛПС азо-спирилл немногочисленны, получены на ограниченном числе штаммов, поэтому целью нашей работы было выявление особенностей состава жирных кислот липидов А, представителей трёх видов бактерий рода Azospi-пПыт.
Материалы и методы
Бактериальные штаммы А. brasilense 8Я75, 8р245, 817, Са, 8р7, 8Я15, А. пакеп-ие КВС1, А. Иро/егыт 8р59Ь и Я020а культивировали на жидкой малатно-солевой среде с витаминами при 30°С до окончания экспоненциальной фазы роста.
После осаждения клеток центрифугированием с их поверхности удаляли капсулу как описано в работе [5], после чего клетки трижды обрабатывали ацетоном и высушивали на воздухе.
Выделение ЛПС из высушенной бактериальной массы (20 г) проводили 45% горячим водным фенолом по методу Вестфаля [6]. Водные части экстрактов после освобождения диализом от остатков фенола концентрировали и очищали гель-фильтрацией на колонке с 8ерЬаго8е СЬ-4В (55 х 1.8 см, У0 = = 40 мл), в качестве элюирующего раствора использовали 0.025 М КН^СОз (рН 8.3). Детекцию продуктов разделения в элюатах выполняли с помощью дифференциального
проточного рефрактометра ЬКВ 2142 (ЬКВ, Швеция). Все фракции, содержащие углеводы, которые не давали поглощения между 240 и 260 нм, объединяли, концентрировали и лиофилизировали.
Колориметрическое определение содержания в препаратах ЛПС углеводов, 2-кето-3-дезоксиоктоновой кислоты (КДО), белков, нуклеиновых кислот, фосфора проводили общепринятыми методами, описанными нами ранее [5]. Измерения выполняли на спектрофотометре СФ-46 (ЛОМО, СССР).
Определение состава жирных кислот ЛПС в виде метиловых эфиров жирных кислот (МЭЖК) проводили с помощью газожидкостной хроматографии (ГЖХ) на хроматографе Биохром 1 (СССР) и 0Ь-2010 (8Ыша-
Япония). Метилирование выполняли согласно методу, описанному в работе [7].
Результаты всех экспериментов обрабатывали статистически. Данные представлены в виде средних значений (как минимум трех экспериментов, каждый из которых проводился в трех повторностях) со средней квадратичной ошибкой. Доверительные интервалы определены для надежности 95%.
Результаты и их обсуждение
Экстракцией по Вестфалю были выделены ЛПС А. ЬгаиНете 8р245, 817, 8р7, Са, 8Я75, 8Я15, А. ткете КВС1, А. Иро/егыт 8р59Ь и Я020а. Выход ЛПС варьировал от 1 до 3% от веса сухой микробной массы в зависимости от штамма (табл. 1). Химический анализ показал, что использование хро-матографических методов фракционирования экстрактов позволило добиться высокой степени очистки ЛПС, о чем свидетельствовали следовые количества нуклеиновых кислот в образцах (менее 0.1%). Для большинства полученных препаратов было отмечено незначительное количество белковых примесей (см. табл. 1), которые не визуализировались окрашиванием Кумасси-К250 при анализе ЛПС методом электрофореза в ДСН-ПААГ. Исключение составлял препарат ЛПСзкл5, в котором колориметрически идентифицировано 5.4% белка, а в электрофоре-грамме визуализирована полоса, соответствующая по окраске белковым компонентам.
Таблица 1
Биополимерный состав ЛПС бактерий рода Агоър'ггШиш
Штаммы Выход ЛПС, % от веса сухих клеток Содержание, %
Углеводы Белки КДО Фосфор
А. ЬгаиНепие 8Я75* 1.0 53.2 ± 0.2 2.1 ± 0.1 3.3 ± 0.1 0.1
817 1.7 29.0 ± 1.3 0.8 ± 0.4 0.3 3.3 ± 0.2
Са** 3.2 28.4 ± 2.1 0.3 ± 0.1 3.5 ± 0.1 1.9 ± 0.1
8р7 2.8 21.9 ± 0.3 0.6 ± 0.1 0.6 2.5 ± 0.2
8Я15 1.1 24.5 ± 3.6 5.4 ± 0.2 0.2 2.6± 0.2
А. Иро/егыт 8р59Ь 2.6 38.8 ± 1.4 2.4 ± 0.2 4.4 ± 0.1 0.5
Я020а 1.4 48.3 ± 3.3 2.3 ± 0.1 2.8 ± 0.1 -
А. пакете КВС1 1.1 62.3 ± 2.7 0.9 ± 0.1 0.7 3.4 ± 0.8
Примечание. «-» - содержание компонента не обнаружено; * - данные из работы [8]; ** - данные из
работы [9].
Однако особенностью этого препарата, по данным спектроскопии ЯМР, является наличие заместителя пептидной природы в составе полисахаридной части О-антигена (неопубликованные данные), который, возможно, завышал результат анализа на белки.
При исследовании биополимерного состава показано, что на долю углеводов в препаратах ЛПС приходится от 22 до 62% их от массы.
Во всех ЛПС была идентифицирована КДО - единственный структурный элемент, который всегда присутствует в ЛПС и является своего рода маркером для молекулы ЛПС. Но если для ЛПСЖ75, ЛПССа, ЛПС8р59Ь и ЛПСК020а ее содержание составило примерно 3-4%, то для ЛПС остальных штаммов -менее 1% (табл. 1). Кроме того, были выявлены значительные межштаммовые различия в содержании общего фосфора в вышеперечисленных ЛПС, что, как известно, оказывает существенное влияние на субмолекулярную организацию ЛПС в мембране. Разброс в содержании фосфора в образцах может быть следствием различий в степени фосфорили-рования коровых олигосахаридов и глюкоз-аминбиозы липидов А.
Известно, что фосфатные группы, присоединенные к КДО, экранируют кислото-лабильную связь, затрудняя гидролиз ЛПС, а следовательно, и определение КДО. Возможно, низкое содержание КДО, отмеченное ранее для ЛПС некоторых штаммов А. Ьгаии 1епие и А. Иро/егыт [10] и показанное в
нашей работе для ЛПС8р7, ЛПСКВС1, ЛПС817 и ЛПСзкл5, вызвано именно этим.
В составе липидной части ЛПС методом ГЖХ после метанолиза были идентифицированы насыщенные, ненасыщенные и гидрок-сикислоты с длиной углеродной цепи от С10 до С19 (табл. 2). Основными по содержанию большинства штаммов были 3-гидрокси-тетрадекановая (3-ОН-С14:0), гексадекановая (С16:0), 3-гидроксигексадекановая (3-ОН-С16:0), октадеценовая (Сх8:а) ЖК. Исключение составил профиль ЖК ЛПС8р59Ь, в котором доминировали по содержанию дидекановая (С12:0), 2-гидроксидидекановая (2-ОН-С12:0), 3-гидр-оксидидекановая (3-ОН-С12:0), 3-гидрокси-тетрадекановая (3-ОН-С14:0), гексадекановая (С16:0), октадеценовая (С18:1) кислоты. В ЛПССа также были обнаружены дидекановая (С12:0), 2-гидроксидодекановая (2-ОН-С12:0), 3-гидр-оксидодекановая (3-ОН-С12:0), но в меньшем количестве (6, 2 и 9% соответственно). В составе ЛПС8р7, ЛПС817 идентифицирована (~ 8%) декановая (С10:0) кислота. В ЛПСКВС1, ЛПС8кл5 показано наличие (~ 4%) нанодека-новой (С19:0) кислоты. Также во всех ЛПС в разных соотношениях были обнаружены ЖК (не идентифицированные и не представленные в табл. 2) с длиной цепи выше 19 углеродных атомов, метиловые эфиры которых в ГЖХ выходили в области как предельных, так и непредельных ЖК. Общее содержание идентифицированных ЖК в образцах ЛПС8р7 составило ~ 95%, ЛПС$к75 - ~ 96%, ЛПССа -~ 93%, ЛПС817 - ~ 98%, ЛПС8р59Ь - ~ 98%, ЛПСка20а - ~ 99%, ЛПС8К15 - ~ 82% и самое
B.B. Игнатов n др. Характеристика состава шрных кислот ппппдов Л
Таблица 2
Соотношение жирных кислот в препаратах ЛПС бактерий A. rasilense SR75, S17, Cd, Sp7, SR15 A irakense KBC1 и A. lipoferum Sp59b, RG20a
Жирные кислоты Содержание МЭЖК, % от суммы площадей всех пиков
ЛПСЖ75* ЛПС817 ЛПСса** ЛПС8Р7 ЛПСКВС1 ЛПСЯр59Ь ЛПС8К15 ЛПСЯ02оа
Декановая (Сю:о) о.б ± о.1 7.8 ± о.2 о.5 ± о.1 7.8 ± о.5 о.5 о.2 ± о.1 - сл.
Дидекановая (С12:о) о.2 сл. 6.1 сл. 1.7 ± о.1 21.9 ± о.6 2.2 ± о.1 сл.
2-Гидроксидидекановая (2-ОН-С 12:о) 1.5 о.2 ± о.1 1.8 ± о.4 о.б ± о.1 - 8.2 ± о.2 о.5 сл.
3-Гидроксидидекановая (3-ОН-С12:о) сл. - 8.5 ± о.5 сл. - 3о.7 ± 1.3 2.8 ± о.2 -
Тетрадекановая (С14:0) о.2 ± о.1 о.3 ± о.3 о.2 1.1 ± о.б о.9 ± о.1 сл. о.5 сл.
3-Гидрокситетрадекановая (3-ОН-С14:о) 42.3 ± о.2 39.6 ± 2.3 32.4 ± о.4 4о.9 ± 3.9 3о.2 ± о.8 12.6 ± о.2 23.8 ± о.4 54.4 ± 1.5
Гексадеценовая (С16:1) сл. о.8 ± о.4 1.7 ± о.3 сл. о.2 1.4 ± о.3 4.7 ± о.1 о.9
Гексадекановая (С16:0) 9.7 ± о.3 4.о ± о.б 3.9 ± о.3 4.9 ± о.7 1.6 ±о.3 13.о ± о.1 4.7 ± о.1 3.2 ± о.7
3-Гидроксигексадекановая (3-ОН-С1б:о) 33.2 ± 1.1 26.9 ± 4.3 19.2 ± 2.7 3о.3 ± 3.6 25.8 ± 2.4 - 15.3± о.1 36.4 ± о.6
Октадекановая (С18:о) о.2 ± о.1 о.5 сл. сл. о.3 о.2 ± о.1 о.6 сл.
Октадеценовая (С18:1) 7.4 ± 1.1 18.о ± 5.1 2о.1 ± о.5 8.7 ± о.1 8.4 ± о.1 1о.1 ± 1.8 22.7± о.19 4.7 ± о.3
Нанодекановая (С19:о) 4.4 4.4± о.1
Примечание. сл. - содержание компонентов не более 0.1%; «-» - ЖК отсутствовали; * - данные из работы [8]; ** - данные из работы [9].
низкое содержание кислот было выявлено в препарате ЛПСКвс1 ~ 77% от суммы МЭЖК. Такие значения содержания МЭЖК можно объяснить присутствием в образцах некоторого количества длинноцепочечных жирных кислот (не представленных в табл. 2), а также кислот, содержание которых не превышало 0.1%.
Как следует из литературы, гидрокси-кислоты представляют собой обязательную и, как правило, преобладающую составляющую липида А (на их долю приходится 50-75% от общего содержания кислот) [1]. Определение профиля гидроксиалкановых кислот часто используют для обнаружения эндотоксинов в различных биологических объектах [11] и почве [12], а также в качестве дополнительного хемотаксономиче-ского критерия для выяснения филогенетических связей между микроорганизмами [13, 14]. В исследовании азоспирилл мы также показали, что оксикислоты составляют 5080% от содержания МЭЖК, обнаруженных хроматографически, что согласуется с литературными данными о количестве окси-кислот в липидах А [1]. Однако в составе липида А A. lipoferum Я020а выявлено не-
обычно высокое содержание оксикислот -92%, что может оказать существенное влияние на активность этого ЛПС в отношении иммунной системы теплокровных животных. В исследуемых образцах также были обнаружены ненасыщенные ЖК (от 5 до 30%). Нужно отметить, что ненасыщенные ЖК в составе липида А встречаются редко. Однако для а-субкласса Proteobacteria октадеценовая кислота является характеристической и на ее долю, по литературным данным, обычно приходится от 40 до 70% от общего содержания ЖК [4]. Одним из объяснений относительно высокого содержания ненасыщенных ЖК в липидах А азоспирилл может служить проявление компенсаторных явлений в мембранах, вызванных изменением температуры среды [15, 16]. Возможно, этим объясняется высокий адаптивный потенциал азо-спирилл, благодаря которому они широко распространены в различных климатических зонах. Данные по составу ЖК ЛПС3р7, ЛПСэя75, ЛПСRg20a, ЛПСквС1, ЛПС817 хорошо согласуются с приведенными в литературе для липополисахаридов ряда штаммов A. brasilense и A. lipoferum [8, 17, 18], а также бактерий рода Rhizobium [19]. Профиль ос-
новных жирных кислот липидов А большинства штаммов характерен для типичных представителей рода Azospirillum, исключение составил ЛПС8р59Ь.
Полученные в ходе исследования представления о составе жирных кислот липи-дов А позволяют выдвинуть обоснованное предположение о причинах существенных различий в выходах ЛПС у различных штаммов азоспирилл. Интересно, что у большинства исследуемых штаммов наблюдалось увеличение выхода ЛПС с возрастанием в липиде А количества ненасыщенных жирных кислот (рисунок).
%
30 -| 25 -20 -15 -10 -
&
ь
i
в М ЭЖК непредельных
° Выход ЛПС
Г^ Д oS> Л „С?" А лЬ чЬ с £ ^
Штамма!
Соотношение содержания непредельных ЖК и выходов ЛПС внешней мембраны бактерий А. Ьгая1епзе 8Я15, 8Я75, 817, 8р7, Са, А. Iгакепзе КВС1 и А. Иро/егыт 8р59Ь, Я020а
Известно, что наличие в мембранных липидах ненасыщенных углеводородных цепей приводит к нарушению строгой параллельности последних в местах локализации двойных связей, что делает мембраны менее прочными и более «жидкими» [20]. Очевидно, увеличение количества ненасышенных жирных кислот, входящих в состав липидов А, приводит к упрощению извлечения ЛПС из мембраны и, таким образом, увеличению его выхода. Так, при минимальном содержании ненасыщенных жирных кислот в образцах ЛПС^20а, ЛПСКВС1 и ЛПС8К75 (рисунок) наблюдались и минимальные выходы ЛПС (1.4; 1.1 и 1%, соответственно). Более высокое содержание ненасыщенных ЖК в ЛПС817 коррелирует с увеличением выхода до ~ 2%. При наибольшем содержании ненасыщенных
ЖК выход препарата ЛПСса оказался максимальным. Однако эта закономерность наблюдалась не у всех исследуемых штаммов, что может быть связано с присутствием в составе их липидов А неидентифицированных длин-ноцепочечных ЖК. В случае ЛПСж^ на их долю приходится до 7% от общего содержания ЖК.
Полученные данные позволяют констатировать, что свойства жирных кислот, связанные с особенностями их химического строения, взаимно компенсируются, влияя на организацию внешней мембраны, что также отражается на выходе ЛПС. Таким образом, наблюдаемая вариабельность состава и соотношения жирных кислот в липидах А внешней мембраны азоспирилл, вероятно, демонстрирует высокие адаптивные возможности этих микроорганизмов и является одной из причин их повсеместного распространения.
Работа выполнена при финансовой поддержке РФФИ (грант 08-04-00669).
Библиографический список
1. Steenhoudt O., Vanderleyden J. Azospirillum, a free living nitrogen-fixing bacterium closely associated with grasses genetic, biochemical and ecological aspects // FEMS Microbiol. Rev. 2000. Vol.24. P.487-506.
2. Красикова И.Н., Соловьева Т.Ф., Оводов Ю.С. Структура и свойства липида А - компонента эндотоксинов грам-отрицательных бактерий // Химия природных соединений. 1989. №5. С.601-616.
3. Galanos C., Lüderitz O., RietschelE.T. Synthetic and natural Escherichia coli free lipid A express identical endotoxic activities // Eur. J. Biochem. 1985. Vol. 148. P. 1-5.
4. Busse H.J., Denner E.B.M., Lubitz W. Classification and identification of bacteria: current approaches to an old problem. Overview of methods used in bacterial systematic // J. Biotech. 1996. Vol.47. C.3-38.
5. Konnova S.A., Makarov O.E., Skvortsov I.M., Ignatov V.V. Isolation, fractionation and some properties of polysaccharides produced in a bound form by Azospirillum brasilense and their possible involvement in Azospirillum - wheat root interaction // FEMS Microbiol. Lett. 1994. Vol.118, №2. P.93-99.
6. Вестфаль О., Янн К. Бактериальные липополисахариды // Методы химии углеводов. М.: Мир, 1967. С.325-332.
7. Mayer H., Tharanathan R.N., Weckesser J. Analysis of lipo-polysaccharides of Gram-negative bacteria // Meth. Microbiol. 1985. Vol.18. P.157-207.
8. Федоненко Ю.П., Борисов И.В., Коннова О.Н. и др. Установление строения повторяющегося звена О-специфи-ческого полисахарида Azospirillum brasilense SR75 и гомология LPS-локусов в плазмидах Azospirillum brasilense штаммов SR75 и SP245 // Микробиология. 2005. Т.74, №5. С.626-632.
5
0
В.В. Игнатов п др. Характеристика состава шрных кпслот ппппдов Л
9. Коннова О.Н., Бурыгин Г.Л., Федоненко Ю.П. и др. Химический состав и иммунохимическая характеристика липополисахарида азотфиксирующих ризобактерий Azo-spirillum brasilense Cd // Микробиология. 2006. Т.75, №3. С.383-388.
10. Choma A., Russa R., Mayer H., Lorkiewicz Z. Chemical analysis of Azospirillum lipopolysaccharides // Arch. Microbiol. 1987. Vol.146. P.341-345.
11. Maitra S.K., Nachum R., Pearson F.C. Establishment of beta-hydroxy fatty acids as chemical marker molecules for bacterial endotoxin by gas chromatography-mass spectrometry // Appl. Environ. Microbiol. 1986. Vol.52. P.510-514.
12. Parker J.H., Smith G.A., Fredrickson H.L. et al. Sensitive assay, based on hydroxy fatty acids from lipopolysaccharide lipid A, for Gram-negative bacteria in sediments // Appl. Environ. Microbiol. 1982. Vol.44. P.1170-1177.
13. Stead D.E. Grouping of plant-pathogenic and some other Pseudomonas spp. by using cellular fatty acid profiles // Intern. J. Syst. Bacteriol. 1992. Vol.42, №2. P.281-295.
14. Heike R.U.S., Freudenberg M., Weckesser J., Mayer H. Lipopolysaccharide of Rhodospirillum salinarum 40: structural studies on the core and lipid A region // Arch. Microbiol. 1995. Vol.164. P.280-289.
15. Крепс Е.М. Липиды клеточных мембран. Л.: Наука, 1981. 339 с.
16. Бергельсон Л.Д. Мембраны, молекулы, клетки. М.: Наука, 1982. 183 с.
17. Choma A., Russa R., Lorkiewicz Z. Chemical composition of lipopolisaccharide from Azospirillum lipoferum // FEMS Microbiol. Lett. 1984. Vol.22. P.245-248.
18. Федоненко Ю.П., Здоровенко Э.Л., Коннова С.А. и др. Сравнительная характеристика липополисахаридов и О-специфических полисахаридов A. brasilense Sp245 и его омегон-Km мутантов КМ018 и КМ252 // Микробиология. 2004. Т.73, №2. С.180-187.
19. Wilkinson S.G. Bacterial lipopolysaccharides - themes and variation // Prog. Lipid Res. 1996. Vol.35, №3. P.283-343.
20. Кагава Я. Биомембраны. М.: Высш. шк., 1985. 303 с.
