CC BY
81
УДК 595.768.23:576.88:58.073:58.085
ФОТОСИНТЕТИЧЕСКАЯ АКТИВНОСТЬ У ПОВИЛИКИ Cuscuta campestris (CONVOLVULACEAE) ПРИ ЗАСЕЛЕНИИ РАСТЕНИЯ ГАЛЛООБРАЗОВАТЕЛЕМ-ДОЛГОНОСИКОМ Smicronyx smreczynskii (COLEOPTERA, CURCULIONIDAE)
В. В. Аникин1, M. И. Никельшпарг2, Э. И. Никельшпарг3, И. В. Конюхов3 / ^Ч А\
1Саратовский национальный исследовательский государственный университет имени Н. Г. Чернышевского E-mail: [email protected]
2Гимназия № 3, Саратов. E-mail: [email protected] 3Московский государственный университет имени М. В. Ломоносова E-mail: [email protected]
В статье впервые определены характеристики фотосинтетического аппарата, зависимость эффективности и скорости фотосинтеза от уровня освещенности цветкового растения-паразита повилики полевой Cuscuta campestris в случае заселения растения насекомым-галлообразователем из семейства долгоносиков - Smicronyx smreczynskii. Сделано предположение, что галлогенез Smicronyx smreczynskii приводит к увеличению эффективности фотосинтеза за счет увеличения количества реакционных центров (РЦ) фотосистемы II (ФС11) у повилики полевой Cuscuta campestris.
Ключевые слова: галлогенез, фотосинтез, фотосинтетическая активность, повилика, Cuscuta campestris, галлообразо-ватель, жук-долгоносик, Smicronyx smreczynskii, биологический контроль.
Photosynthetic Activity of the Dodder Cuscuta campestris (Convolvulaceae) in Case of Plant Inhabitation by the Gallformed Weevil Smicronyx smreczynskii (Coleoptera, Curculionidae)
V. V. Anikin, М. I. Nikelshparg, E. I. Nikelshparg, I. V. Konyukhov
In the article parameters of photosynthetic apparatus and dependence of the efficiency and rate of photosynthesis on irradiance in flowering plant - parasitic dodder Cuscuta campestris colonized by gall-inducing insect from the family of weevils Smicronyx smreczynskii were determined for the first time. Gall formation by Smicronyx smreczynskii is supposed to lead to the increase in the photosynthesis efficiency by the increase in the number of reaction centers of photosystem II of the dodder Cuscuta campestris.
Key words: gall formation, photosynthesis, photosynthetic activity, dodder, Cuscuta campestris, gall-inducing insect, weevil, Smicronyx smreczynskii, biological control.
DOI: 10.18500/1816-9775-2017-17-1 -42-47 Введение
Прошло пятнадцать лет с момента публикации первой большой работы по составу насекомых-галлообразователей [1], развивающихся на древесных и травянистых растениях в
районе исследований. За истекшее время авторам удалось расширить спектр представителей группы и углубиться в особенности экологии и биологии этих насекомых, проследить особенности взаимодействия насекомого и растения. В частности, проследить действие галлогенеза при развитии личинок жука-долгоносика Smicronyx smreczynskii на фотосинтетическую активность повилики полевой Cuscuta campestris.
Само растение относится к облигатным паразитам цветковых растений и имеет желто-оранжевую окраску из-за редукции фотосинтетического аппарата. Однако из известных 170 видов некоторые виды способны частично обеспечивать себя энергией с помощью фотосинтеза [2, 3]. Так, у Cuscuta campestris [4] и Cuscuta europaea [5] установлено, что количество хлорофилла меняется со временем, как в молодых побегах до прикрепления к растению-хозяину, так и в соцветиях. Можно предположить, что при цветении у вида включается механизм фотосинтеза в качестве дополнительного источника энергии для образования семян. Такой же эффект прослеживается и в случае заселения растения его естественным врагом жуком-долгоносиком. Галл на повилике имеет зеленый цвет и отличается по цвету от стебля, что можно было бы объяснить появлением фотосинтетической активности в тканях галла.
Исследования различными авторами структуры галлов жуков из рода Smicronyx, содержания в них хлорофилла, каротиноидов, ультраструктуры хлоропластов и способности выделенных из галла хлоропластов к выделению кислорода и фиксации СО2 [2, 4, 6, 7] продемонстрировали противоречивые данные, но с одинаковым выводом: у хлоропластов галлов более высокая фотосинтетическая активность по сравнению со стеблями. В то же время параметры фотосинтетического аппарата в галле и стеблях одного и того
же растения у повилики полевой никогда ранее не были изучены in vivo. Два этих положения и послужили основой для выбора целей проведенного исследования.
Целью данной работы являлось исследование воздействия долгоносика Smicronyx smreczynskii на кормовое растение - повилику полевую Cuscuta campestris: на состояние фотосинтетического аппарата тканей растения, цветение, плодоношение и распространение. В ходе работы впервые была получена кривая индукции флуоресценции галла долгоносика на повилике полевой, определены характеристики фотосинтетического аппарата тканей галла и сопоставлены с характеристиками стеблей того же растения. Показано влияние долгоносика на цветение и плодоношение повилики, представлены новые данные о биологии долгоносика, в том числе о новом естественном паразите Bracon murgabensis. Полученные нами данные позволяют говорить о возможном пересмотре концепции взаимоотношений долгоносика Smicronyx smreczynskii и повилики Cuscuta campestris, от концепции прямого паразитирования галлообра-зователя на растении к концепции обоюдовыгодного взаимодействия видов.
Материалы и методы
Наблюдения за развитием повилики полевой и ее галлобразователем проводились в поселке Юбилейный г. Саратова с июня по октябрь в 2015-2016 гг. Очаг сплошного заражения C. campestris составлял площадь не менее 2000 м2, где она произрастала (паразитировала) на следующих сорных растениях: дурнишнике (Xanthium sp.), лебеде (Atriplex sp.), спорыше обыкновенном (Polygonum aviculare), тысячелистнике обыкновенном (Achillea millefolium), льнянке обыкновенной (Linaria vulgaris), вьюнке полевом (Convolvulus arvensis L.), полыни (Artemisia) и на бордюрных декоративных растениях: календуле (Calendula sp.), астре (Aster sp ). На всей площади произрастания паразита все растения были с галлами жука долгоносика Smicronyx smreczynskii.
Для наблюдения за личинками жука-долгоносика его галлы собирались в чашки Петри (выход имаго составлял >100 экз. каждый год). Развитие личинки протекает 10-14 дней, потом происходит окукливание. Внутри галла куколка очень подвижная, совершает резкие движения, через 6-7 дней выходит имаго. Если личинка жука долгоносика не заражена паразитами или подвергалась нападению «хищников», то выход имаго составлял 100% независимо от того, где находилась личинка (куколка) - на ярком солнеч-
ном свету, в темноте, в земле или на дне чашки в лабораторных условиях.
Для установления фотосинтетической активности измерялись параметры флуоресценции хлорофилла фотосистемы II в галлах и на приборе «МЕГА-25», разработанном на кафедре биофизики биофака МГУ им. М. В. Ломоносова [8]. Флуориметр имеет мощный светоизлучающий диод (455 нм, 7500 мкмоль-м-2-с-1), формирователь импульсов тока светодиода, фотодиод с граничным светофильтром (X > 670 нм), усилитель сигнала и аналого-цифровой преобразователь (АЦП). Угол падения пучка возбуждающего света - 60°, угол измерения флуоресценции - 30° относительно поверхности галла (стебля).
В конце июля 2016 г. участок, на котором произрастал спорыш обыкновенный (Polygonum aviculare), зараженный повиликой, выкапывали и инкубировали в темноте при комнатной температуре не менее 4 часов. Непосредственно перед измерением целые неповрежденные галлы веретенообразной формы длиной 1-1,5 см отрезали от стеблей и помещали в флуориметр, где регистрировали параметры флуоресценции с поверхности галла. В каждом исследованном галле личинка долгоносика была живой, что отмечалось по двигательной активности при вскрытии галла после измерения. Все исследованные галлы были однокамерные.
Непосредственно перед измерением стебли повилики отрезали и помещали в прибор для измерения параметров флуоресценции. Для каждого измерения использовали по 5 участков стеблей. Всего было проведено по 4 измерения параметров флуоресценции галла и стеблей.
В ходе эксперимента регистрировали кривую индукции флуоресценции - зависимость интенсивности флуоресценции хлорофилла от времени под действием интенсивного светового облучения. Данная кривая имеет вид нарастающей функции и отражает кинетику процесса перехода реакционных центров (РЦ) фотосистем II (ФС11) из открытого в закрытое состояние, т.е. из состояния, при котором хинонные акцепторы окислены и способны принять электрон от ФС11, в состояние с восстановленными хинонными акцепторами [9]. По кривой индукции флуоресценции рассчитывали следующие параметры [10]: F0 - интенсивность флуоресценции хлорофилла a в образцах после темновой адаптации, когда РЦ ФС11 открыты; Fm - интенсивность флуоресценции хлорофилла a при закрытых РЦ ФС11; Fv - переменная флуоресценция, представляющая собой разность Fm и F0; Fv / Fm -относительная переменная флуоресценция, или
фотохимический квантовый выход ФС11 в образцах, адаптированных к темноте, который дает информацию о максимально возможной активности первичных процессов фотосинтеза; Fv,IFm, -квантовый выход ФС11 при продолжительном облучении (3 мин) светом разной интенсивности (в диапазоне 0.5-500 мкмоль-м-2-с-1); ETR = IFV, I Fm, - относительная скорость фотосинтеза (т.н. линейного электронного транспорта, связанного стехиометрически с процессом выделения кислорода); NPQ - параметр, рассчитанный по формуле FmI Fm, -1, который служит для оценки интенсивности нефотохимического тушения возбужденных состояний хлорофилла - защитного механизма регуляции фотосинтеза от избыточного облучения.
С помощью теста Стьюдента в программе Graph Pad Software было получено р-значение.
Результаты и их обсуждение
Строение галла Smicronyx smreczynskii
Галл долгоносика данного вида на повилике полевой имеет веретенообразный вид. Галлы, в которых находятся личинки старшего возраста, имеют размер 7-45 мм. Размер галла зависит от количества личинок в нем. Большинство галлов однокамерные, но нам встречались и многокамерные галлы (до 3 личинок), где личинки располагаются с небольшой стенкой (до 5 мм) друг от друга и не взаимодействуют друг с другом. Внутри галла со здоровой личинкой долгоносика отмечались сочные зеленые ткани. После выхода здоровой личинки из галла галл сморщивается и окрашивается в желто-коричневый цвет. Галл с личинкой имеет зеленый цвет и снаружи, и внутри (рис. 1).
Авторами впервые было сделано наблюдение, что при заражении личинки паразитом из наездников браконид - Вгасоп murgabensis происходит парализация личинки долгоносика. Находясь внутри галла, личинка долгоносика перестает питаться и испражняться. Ткани галла при этом тускнеют, наружная поверхность галла становится желтой или оранжевой. Внутренняя поверхность уплотняется, цвет теряет яркость, а зеленый цвет становится более темным, что свидетельствует о прекращении фотосинтетической активности в тканях галла и нарушении «взаимодействий» между паразитом и растением.
Фотосинтетическая активность галлов и стеблей С. campestris
Известно, что в галлах на повилике, индуцированных долгоносиком Smicronyx sp., как правило, содержится большее количество хлорофилла, чем в стеблях [6, 11]. Однако количество хлорофилла не является показателем эффективности функционирования фотосинтетического аппарата. Для исследования фотосинтетической активности мы регистрировали индукционные кривые флуоресценции хлорофилла для стебля и галла (рис. 2).
Кривые были нормированы по уровню Ет. Такая нормировка необходима, поскольку амплитуда сигнала флуоресценции хлорофилла сильно варьирует от образца к образцу из-за разной площади поверхности побегов. По кривой индукции флуоресценции были измерены показатели ^ , Ет и рассчитано соотношение ^ / Ет - максимальный квантовый выход ФС11, характеризующие эффективность использования энергии света, для стеблей и галлов повилики (таблица).
I
о
S 0,9 s
х 0,8 gj
о 0.7
Ф Q-
о 0,6 с.
-е о,5
■D
S 0,4
0
1 0.3 о
х 0 2 (15
0,1
0,0'
I P F f [ m
J
O
'_ Стебель / - Fo
Галл ......... ......... '"""i ......... ......... ' .......I ' ......I
1Е-3
0,01
0,1
юо
1000 юооо
Рис. 1. Вскрытый галл жука-долгоносика (фото М. Ни-кельшпарга)
1 ю Время, мс
Рис. 2. Кривая индукции флуоресценции галла (показана черным цветом) и стебля (показана серым цветом). Показано общепринятое обозначение характерных фаз кривой (О-ЛР), начальный уровень флуоресценции (^о) и уровень максимальной флуоресценции (^т)
Параметры флуоресценции хлорофилла в тканях стеблей повилики C. campestris и в галлах долгоносика S. smreczynskii
Параметры флуоресценции Стебель Галл
F0 19,9±2,3 74,6±7,3**
F m 43,6±5,7 257,9±36,7**
F / F v m 0,54±0,02 0,71±0,01*
Примечание. *p < 0,01, **p < 0,005.
Из полученных результатов хорошо видно, что и стебли, и галлы повилики C. campestris обладают фотосинтетической активностью. Значение Fv/Fm в стеблях составляет 0,54±0,02, что хорошо коррелирует с данными других авторов [2, 12]. Значение Fv/Fm в галлах измерено впервые и составляет 0,71±0,01, что достоверно превышает значение в стеблях. Более высокое значение Fv /Fm в галлах согласуется с более низким начальным уровнем флуоресценции (см. F0, плато O на рис. 2). Характерные времена переноса электрона внутри ФС11, которые были определены по участкам J-I и I-P индукционных кривых, достоверно не отличались в галлах и стеблях.
В ходе обработки полученных данных были рассчитаны световые кривые для параметра Fv, /Fm,, представляющего собой «коэффициент полезного действия» фотосинтеза, который показан на рис. 3.
—•— Галл ■ Стебель
0,20,1 -
0,0-Ц---1---1---1---1—.-1---1
О 100 200 300 400 500 600 Интенсивность света, мкмоль фотонов*м"2с"1
Рис. 3. Зависимость относительной переменной флуоресценции от интенсивности предварительного облучения
В области низкой интенсивности света (0.5-60 мкмоль-м-2 • с-1) фотосинтез в галлах протекает с достоверно большей эффективностью, чем в стебле. При большой интенсивности света
(120-500 мкмоль-м-2 • с-1, см. рис. 3) эти различия пропадают. То же самое можно сказать и о световых кривых скорости фотосинтеза, которые четко выделяются на рис. 4.
—Галл ■ Стебель
Интенсивность света, мкмоль фотонов'м^с'1
Рис. 4. Зависимость скорости линейного электронного транспорта в цепи переноса электрона в хлоропластах (ЕТК) от интенсивности предварительного облучения
Достоверных отличий по функционированию защитного механизма нефотохимического тушения (NPQ, рис. 5) обнаружено не было.
• ■Галл ■ Стебель
0,40-
0 100 200 300 400 500 600 Интенсивность света, мкмоль фотонов*м"2с_1
Рис. 5. Зависимость нефотохимического тушения (NPQ) от интенсивности предварительного облучения
Цветение и плодоношение C. campestris В литературе неоднократно указывалось на возможность применения жуков-долгоносиков рода Smicronyx в качестве потенциальных агентов для биологического контроля повилики полевой [13-17]. Исследователи считали, что жуки-галлобразователи не допускают цветения и плодоношения повилики, а также способствуют ослаблению развития побегов растения. Однако
вышеуказанные выводы основывались лишь на факте образования галлов на стеблях повилики. В ходе наших наблюдений не было обнаружено ослабления цветения или плодоношения С. сатр-даже в месте образования галлов (рис. 6).
Рис. 6. Соцветия C. campestris на галле (фото М. Никель-шпарга)
Увеличение интенсивности освещения закономерно приводит к уменьшению величины Fv,/Fm, и увеличению NPQ для обоих типов тканей, что характерно для автотрофных высших растений и для повилики Cuscuta reflexa, которая способна к фотосинтезу [18]. Увеличение количества хлорофилла в галлах и рост Fv/Fm может свидетельствовать о том, что в тканях галла образуется больше активных РЦ ФС11. При этом обеспечивается более интенсивное фотохимическое тушение хлорофилла - процесс, полезный для растения, из-за которого наблюдается более низкий уровень «темновой» флуоресценцци Fo, нормированный на Fm (см. рис. 2). Полученные данные коррелируют с анализом морфологии хлоропластов повилики [6, 7] и их активностью [4]. Однако механизм взаимодействия и формирования галлов долгоносика рода Smicronyx на повилике до сих пор не изучен. Например, в одной из работ [19] среди гипотетических механизмов указаны продукты метаболизма личинки долгоносика, физиологически активные вещества, продуцируемые растением, или внешние факторы, такие как вирусы и микроорганизмы, которые могут быть занесены при заражении.
Проведенные исследования показали, что ткани галла долгоносика Smicronyx smreczynskii на повилике Cuscuta campestris обладают более высоким уровнем фотосинтетической активности, тогда как заражение личинки долгоносика паразитом Bracon murgabensis, приводящее к
прекращению жизнедеятельности личинки, приводит к пожелтению галла, что может свидетельствовать о разрушении хлорофилла и снижении фото синтетической активности. В свою очередь, это означает, что необходимым условием для формирования и поддержания структуры галла является жизнедеятельность самой личинки долгоносика.
Заключение
Таким образом, анализ полученных результатов позволяет говорить о новом взгляде на взаимоотношения долгоносика Smicronyx smreczynskii и повилики Cuscuta campestris. Концепция прямого паразитирования галло-образователя на растении меняется на концепцию обоюдовыгодного взаимодействия видов. Теперь становится понятным, почему попытки использовать долгоносиков этого рода, ранее считавшихся естественными врагами повилики, в качестве агентов для биологического контроля над численностью растения-паразита не увенчались успехом. Эти виды по отношению друг к другу являются «не врагами, а союзниками» с очень сложными на биохимическом уровне симбиотическими связями, и мы постараемся продолжить исследования в данном направлении.
Благодарности
Авторы выражают глубокую признательность коллегам энтомологам и ботаникам за помощь при проверке определения материала К. Г. Самарцеву (Зоологический институт РАН, г. С.-Петербург), И. А. Забалуеву (Саратовский аграрный университет), М. В. Лаврентьеву (Саратовский государственный университет).
Список литературы
1. Аникин В. В., Степанов С. А. Насекомые-галл-образователи Нижнего Поволжья и галлогенез растений // Самарская Лука. 2001. № 11. С. 262-271.
2. Kooij T. A. W. van der, Krause K., Dorr I., Krupinska K. Molecular, functional and ultrastructural characterisation of plastids from six species of the parasitic flowering plant genus Cuscuta // Planta. 2000. Vol. 210, № 5. P. 701-707.
3. Mishra J. S. Biology and Management of Cuscuta species // Indian J. Weed Sci. 2009. Vol. 41, № 1-2. P. 1-11.
4. Dinelli G., Bonetti A., Tibiletti E. Photosynthetic and Accessory Pigments in Cuscuta-Campestris-Yuncker and Some Host Species // Weed Res. 1993. Vol. 33. P. 253-260.
5. Svubovà R., Ovecka M., Pavlovic A., Slovàkovà L., Blehova A. Cuscuta europaea plastid apparatus in vari-
ous developmental stages II Plant Signal. Behav. 2013. Vol. 8, № 5. P. e24037.
6. Laudi G. Ultrastructural Researches on the Plastids of Parasitic Plants. IV. Galls of Cuscuta australis II G. Bot. Ital. 1968. Vol. 102, № 1. P. 1-19.
7. Gailhofer M., Thaler I. Piastidenstrukturen einer Smicro-nyx-Galle auf Cuscuta campestris II Python (Austria). 1974. Vol. 16. P. 57-64.
8. Погосян С. И., Гальчук С. В., КазимиркоЮ. В., Конюхов И. В., Рубин А. Б. Применение флуориметра «МЕГА-25» для определения количества фитопланктона и оценки состояния его фотосинтетического аппарата II Вода : химия и экология. 2009. № 6. С. 34-40.
9. Strasser R. J., Govindjee. The Fo and the O-J-I-P Fluorescence Rise in Higher Plants and Algae II Regul. Chloroplast Biog. Boston, MA : Springer US, 1992. P. 423-426.
10. Rohacek K., Bartak M. Technique of the Modulated Chlorophyll Fluorescence: Basic Concepts, Useful Parameters, and Some Applications II Photosynthetica. 1999. Vol. 37, № 3. P. 339-363.
11. Tanase M., Sand C. Aspects regarding the physiology of cuscuta (Cuscuta L., Convolvulaceae ) II J. of Horticulture, Forestry and Biotechnology. 2012. Vol. 16, № 1. P. 212-215.
12. RevillM. J. W., Stanley S., Hibberd J. M. Plastid genome structure and loss of photosynthetic ability in the parasitic genus Cuscuta II J. Exp. Bot. 2005. Vol. 56, № 419. P. 2477-2486.
13. Baloch G. M. Possibilities for Biological Control of some Species of Cuscuta (Convolvulaceae) II Intern. J. Pest Manag. Part C. 1968. Vol. 14, № 1. P. 27-33.
14. Zhekova E., Petkova D., Ivanova I. Smicronyx smrec-zynskii F. Solari, 1952 (Insecta : Curculionidae) : Possibilities for biological control of two Cuscuta species (Cuscutaceae) in district of Ruse II Acta Zool. Bulg. 2014. Vol. 66, № 3. P. 431-432.
15. Aly R., Dubey N. K. Weed Management for Parasitic Weeds II Recent Adv. Weed Manag. N.Y. : Springer New York, 2014. P. 315-345.
16. Тюребаев С. С. Использование повиликового галлового долгоносика в биологической борьбе с повиликой полевой II Вестн. с.-х. науки Казахстана. 1977. № 3. С. 116-117.
17. Shimi P., Bayat A. H., Rezapanah M. R., Koliaii R. A study of Smicronyx robustus Faust (Curculionidae) as a biological control agent of eastern dodder (Cuscuta monogyna Vahl.) in Iran II J. Agric. Sci. Islam. Azad Univ. 1995. Vol. 1, № 2. P. 43-52.
18. Hibberd J. M., Bungard R. A., Press M. C., Jeschke W. D., Scholes J. D., Quick W. P. Localization of photosynthetic metabolism in the parasitic angiosperm Cuscuta reflexa II Planta. 1998. Vol. 205, № 4. P. 506-513.
19. Бондур О. А., Спивак В .А. Влияние микроорганизмов, выделенных из галл Cuscuta campestris Yunck. и личинок рода Smicronyx Schonh., на растительные тест-объекты II Бюл. Бот. сада Сарат. гос. ун-та. 2012. № 10. С. 208-213.
Образец для цитирования:
Аникин В. В., Никельшпарг М. И., Никельшпарг Э. И., Конюхов И. В. Фотосинтетическая активность у повилики Cuscuta campestris (Convolvulaceae) при заселении растения галлообразователем-долгоносиком Smicronyx smreczynskii (Coleoptera, Curculionidae) II Изв. Сарат. ун-та. Нов. сер. Сер. Химия. Биология. Экология. 2017. Т. 17, вып. 1. С. 42-47. DOI: 10.18500I1816-9775-2017-17-1-42-47.
Cite this article as:
Anikin V. V., Nikelshparg М. I., Nikelshparg E. I., Konyukhov I. V. Photosynthetic Activity of the Dodder Cuscuta Campestris (Convolvulaceae) in Case of Plant Inhabitation by the Gallformed Weevil Smicronyx Smreczynskii (Coleoptera, Curculionidae). Izv. Saratov Univ. (N. S.), Ser. Chemistry. Biology. Ecology, 2017, vol. 17, iss. 1, pp. 42-47 (in Russian). DOI: 10.18500I1816-9775-2017-17-1-42-47.
