CC BY
4
Научная статья УДК 619:579.23
doi: 10.47737/2307-2873_2023_42_128
ФЕНОТИПИЧЕСКАЯ ОЦЕНКА РЕЗИСТЕНТНОСТИ КУЛЬТУР МИКРООРГАНИЗМОВ, ВЫДЕЛЕННЫХ ОТ СЕЛЬСКОХОЗЯЙСТВЕННЫХ ЖИВОТНЫХ С ПОМОЩЬЮ МЕТОДА MALDI-TOF MS
©2023. Валентина Ивановна Плешакова Надежда Алексеевна Лещёва2, Иван Николаевич Кошкин3, Елена Николаевна Ручко4
1,2,3,4 Омский государственный аграрный университет имени П.А.Столыпина, Омск, Россия [email protected]
Аннотация. Представлены результаты исследования фенотипической оценки резистентности изолятов микроорганизмов, выделенных из разных биотопов (молоко, фекалии) от сельскохозяйственных животных и птицы в промышленных животноводческих хозяйствах Омской области. Идентифицировали до вида выделенные изоляты при помощи метода времяпролётной масс-спектрометрии с матрично-ассоциированной лазерной десорбцией/ионизацией (MALDI-TOF MS) с использованием масс-спектрометра VITEK MS и программного обеспечения «Biotyper RTC» (Германия). Применение данного метода позволяет сократить время исследования образцов и точно провести идентификации клинически значимых патогенов с минимальными экономическими затратами. Резистентность микроорганизмов к антибактериальным препаратам исследовали, используя диско-диффузионный метод (ДДМ) в соответствии с МУК «Определение чувствительности микроорганизмов к антимикробным препаратам» и рекомендациями EUCAST. С помощью ДДМ определяли чувствительность выделенных изолятов микроорганизмов к 17 антимикробным препаратам разных фармакологических групп: пенициллины, фторхинолоны, цефалоспорины, аминогликозиды, линкозамиды, тетрациклины и макролиды. При помощи метода MALDI-TOF MS выявили, что в пробах молока коров превалировали культуры Escherichia coli - 30,9%, а в минимальном количестве проб (2,3%) были выделены бактерии рода Actinobacter johnsonii. В пробах фекалий свиней также доминируют микроорганизмы вида Escherichia coli - 51,1 %, наиболее низкой частотой встречаемости характеризовались бактерии вида Staphylococcus cohnii - 5,7%. В пробах фекалий цыплят-бройлеров наиболее часто идентифицировали культуры Escherichia coli - 42,1%, реже встречались культуры Staphylococcus succinus - 5,26%. Проведённые исследования по определению профиля антимикробной резистентности показали, что большинство изолятов были резистентны к пенициллинам, фторхино-лонам, цефалоспоринам, аминогликозидам, тетрациклинам, линкозамидам и макролидам.
Ключевые слова: сельскохозяйственные животные и птица, микроорганизмы, антибактериальные препараты, метод масс-спектрометрии, антибиотикорезистентность
Введение. Глобальное распространение антимикробной резистентности в различных микробиомах сельскохозяйственных животных, по данным ряда исследователей, связано как с неэффективным и нерациональным ис-
пользованием антибиотиков, так и с особенностями биологии бактерий, а именно: быстрой сменной генерации, наличием молекулярных механизмов резистентности, сохранением мобильных генетических структурных элементов в клетках [4, 6].
Необходимо отметить, что по данным отечественных и зарубежных авторов наиболее часто в различных биотопах сельскохозяйственных животных встречаются возбудители инфекций, принадлежащие к следующим видам бактерий: Enterococcus faecium, Staphylococcus aureus, Klebsiella oxytoca, Enterobacter cloacae, Pseudomonas aeruginosa, Actinobacter johnsonii и др. [10, 14, 15].
В последнее десятилетие некоторые исследователи выделяют группу устойчивых к антибиотическим препаратам бактерий (Enterococcus faecium, Staphylococcus aureus, Klebsiella pneumonia, Acitenobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa и Enterobacter. spp.), получивших аббревиатурное название «патогены ESKAPE», способных противостоять биоцидному действию антибиотиков, что, в свою очередь, приводит к смене механизмов этиопатогенеза, подходов к диагностике, профилактике и лечению инфекций, обусловленных данными группами бактерий [10]. Указанные семейства бактерий признаны ВОЗ приоритетными как глобальная угроза здоровью животных и человека и требующие детального исследования и поисках путей преодоления их полирезистентности к существующим антибиотическим препаратам [15].
Залогом эффективности лечебно-профилактических мероприятий является надёжная, быстрая и качественная микробиологическая диагностика, основным и важным этапом которой является идентификация патогенных микроорганизмов.
Необходимо отметить, что существующие рутинные способы бактериологической диагностики, характеризующие достаточную информативность, в то же время имеют существенные недостатки, в частности, длительность выполнения, что, в свою очередь, приводит к несвоевременной постановке диагноза и увеличивает период до назначения антибактериальной терапии. В этом аспекте имеется настоятельная необходимость внедрения новых диагностических подходов, повышающих скорость, производительность, достаточную
чувствительность и экономическую доступность микробиологических исследований. В этом отношении одной из перспективных технологий для таксономической идентификации микроорганизмов может быть использование масс-спектрометрического исследования в виде MALDI-TOF MS теста [5, 7, 8, 9].
Процесс идентификации основан на сравнении полученных масс-спектров с рефе-ренсными спектрами, присутствующими в базе данных, поставляемых производителями вместе с оборудованием для MALDI-TOF MS. Результаты идентификации микроорганизмов не требуют дополнительного подтверждения рутинными биохимическими тестами [10, 11].
При этом, указанный метод позволял минимизировать время исследования образца, а также характеризовался точностью идентификации клинически значимых патогенов с минимальными экономическими затратами. В то же время сообщений об использовании данного метода в ветеринарной практике очень мало, и в основном в зарубежной литературе
[4, 10].
Учитывая вышеизложенное, целью настоящей работы явилось: изучить фенотипи-ческие характеристики антибиотикорезистент-ности изолятов микроорганизмов, идентифицированных из биотопов сельскохозяйственных животных методом MALDI-TOF MS.
Методика. В работе исследовали 115 изолятов микроорганизмов, выделенных из проб различных биотопов (молоко, фекалии) от сельскохозяйственных животных в промышленных животноводческих хозяйствах Омской области (крупный рогатый скот, свиньи, птицы) в период с 2022 г. по февраль 2023 г.
Идентификацию выделенных изолятов до вида определяли при помощи метода время-пролётной масс-спектрометрии с матрично-ас-социированной лазерной десорбцией / ионизацией (MALDI-TOF MS) с использованием масс-спектрометра VITEK MS и программного обеспечения «Biotyper RTC» (Германия). При этом учитывали, что значение Score > 2,0 явля-
ется критерием надёжной видовой идентификации микроорганизмов. Кроме того, в ходе выполнения исследований определяли чувствительность выделенных изолятов микроорганизмов к 17 антимикробным препаратам разных фармакологических групп: пенициллины, фторхинолоны, цефалоспорины, аминоглико-зиды, линкозамиды, тетрациклины и макролиды. Резистентность к вышеперечисленным антимикробным препаратам устанавливали с использованием диско-диффузионного метода в соответствии с рекомендациями «Определение чувствительности микроорганизмов к антимикробным препаратам» (версия 2021-01). Также клинические категории устойчивости тестируемых изолятов определены в соответствии с рекомендациями EUCAST раздела
Таксономический профиль изолятов микроор
«Breakpoint tables for interpretation of MICS and zore diameters» (версия 10.0, с 01.01.2020. Для статистической обработки полученных в ходе исследования экспериментальных данных использовали Т-критерий Манна-Уитни с применением прикладного программного пакета Microsoft Exel. Допустимый уровень статистической значимости составил 5%.
Результаты. Анализ проведённых исследований показал относительное разнообразие таксономического состава тестируемых биотопов (молоко, фекалии) сельскохозяйственных животных и птицы. Видовой состав идентифицированных с помощью MALDI-TOF MS метода изолятов микроорганизмов представлен в таблице 1.
Таблица 1
низмов, выделенных из различных биотопов х животных и птиц
Название биотопа Выделенные культуры микроорганизмов Процентный состав таксономических единиц, %
Пробы молока коров Escherichia coli 30,9
Pseudomonas aeruginosa 11,9
Enterobacter cloacae 16,6
Staphylococcus aureus 16,6
Staphylococcus epidermidis 14,2
Corynebacterium bovis 7,1
Actinobacter johnsonii 2,3
Пробы фекалий свиней Escherichia coli 57,1
Staphylococcus cohnii 5,7
Staphylococcus saprophyticus 22,8
Proteus mirabilis 14,2
Пробы фекалий цыплят-бройлеров Escherichia coli 42,1
Staphylococcus lentus 15,7
Staphylococcus gallinarum 10,5
Staphylococcus equorum 5,2
Staphylococcus saprophyticus 10,5
Proteus mirabilis 10,5
Staphylococcus succinus 5,26
Так, в пробах молока коров, содержащихся в условиях крупных промышленных комплексов, превалирующее положение среди сочленов микробиоценоза занимали бактерии Escherichia coli - 30,9%, в минимальном количестве проб (2,3%) были выделены бактерии рода Actinobacter johnsonii.
В пробах фекалий свиней также доминирующее положение среди всех изолированных таксономических групп микроорганизмов занимали бактерии вида Escherichia coli - 51,1 %.
При этом в структуре биоразнообразия выделенных изолятов наиболее низкой частотой встречаемости характеризовались бактерии вида Staphylococcus cohnii - 5,7%. Схожую картину биоразнообразия микробиоценоза наблюдали и в пробах фекалий цыплят-бройлеров. Как и в вышеописанных случаях, в данном биотопе наиболее часто идентифицировали изоляты Escherichia coli - 42,1%.
Проведённые исследования показали, что профиль антимикробной резистентности
изолятов Enterobacter cloacae, выделенных из проб молока коров, содержащихся в промышленных комплексах региона, характеризовался высокими показателями устойчивости к группе пенициллинов (100,0%), цефалоспори-нов (60,0%), аминогликозидов (40,0%). Также установлено, что наибольшей резистентностью выделенные изоляты Enterobacter cloacae
обладали к следующим антимикробным препаратам, в частности: к канамицину - 40,5%, цефалексину - 65,2%, цефазолину - 65,2%, це-фиксиму - 65,8%, цефотаксиму - 65,5%, це-фтазидиму - 40,0%, цефтриаксону - 40,8%, гентамицину - 20,5%, цефепиму - 40,5%, це-фоперазону - 40,6%, цефподоксиму - 40,2%, цефтиофуру - 40,0% (рис. 1).
Рис 1. Профиль антибиотикорезистентности культур Enterobacter cloacae, выделенных из проб молока коров Fig. 1. Antibiotic resistance profile of Enterobacter cloacae cultures isolated from cow milk samples
Следовательно, анализ результатов исследований устойчивости изолятов Enterobacter cloacae, изолированных из проб молока коров, содержащихся на сельскохозяйственных предприятиях Омской области, позволяет констатировать, что изоляты микроорганизмов имели максимальную (100%) резистентность к препаратам из группы пенициллинов и минимальную - к группе аминогликозидов (40,8%).
Результаты исследований культур бактерий Staphylococcus aureus, которые также входят в группу «патогены ESKAPE», показали, что 27,2% изолятов были резистентны к антимикробным препаратам, входящим в следующие группы: линкозамиды, аминогликозиды, цефалоспорины, пенициллины, карбапенемы, макролиды, фторхинолоны, тетрациклины. В то же время, некоторые изоляты (18,2%) были
чувствительны к ингибиторо-защищённым пе-нициллинам, цефалоспоринам и карбапе-немам. Кроме того, 9,0% выделенных микроорганизмов проявляли резистентность только к антимикробным препаратам из группы пени-циллинов. При этом устойчивость изолятов Staphylococcus aureus к отдельным антибиотическим препаратам распределялась следующим образом: резистентность к клиндамицину проявили 27,7% культур, к линкомицину -36,3%, гентамицину - 18,1%, цефалоспорину -45,4%, пенициллину - 90,9%, эритромицину -18,9%, кларитромицину, азитромицину и моксифлоксацину - 33,3%. В то же время, у трех выделенных из проб молока изолятов Staphylococcus aureus была выявлена условная чувствительность к доксициклину и тетрациклину.
При анализе результатов антибиотикоре-зистентности микроорганизмов рода Proteus, выделенных из помёта кур, содержащихся на промышленных птицефабриках региона, установлено, что изоляты вида Proteus mirabilis были резистентны к следующим группам антимикробных препаратов: пенициллинам -100%, аминогликозидам - 16,6%, цефалоспо-ринам -33,3%, фторхинолонам - 41,6%. К отдельным противомикробным препаратам указанные изоляты проявляли следующую резистентность: к амоксиклаву - 100 % культур, амикацину - 75,0% культур, к ципрофлокса-цину - 41,6%, к ломефлоксацину - 33,3%, це-фотаксиму - 41,6%, моксифлоксацину - 50,0%, к ампициллину - 58,3%. Необходимо отметить, что 25,0% изолятов Proteus mirabilis проявляли условную чувствительность к цефтази-диму.
Скрининговые исследования показали, что бактерии вида Escherichia coli были выделены и идентифицированы из всех тестируемых биотопов сельскохозяйственных животных. Так, изоляты Escherichia coli, изолированные из проб молока коров были резистентны к следующим группам антимикробных препаратов: к пенициллинам - 100%, аминогликози-дам - 27,7%, цефалоспоринам - 22,1%, фторхинолонам - 16,6%. В то же время изоляты Escherichia coli, полученные из проб фекалий крупного рогатого скота, были резистентны только препаратам пенициллинового ряда, и в 5,5% случаев как к пенициллинам, так и к цефалоспоринам. Схожий профиль резистентности наблюдали у Escherichia coli, выделенных из фекалий свиней, содержащихся в условиях промышленных свинокомплексов. Так, 100% резистентность изолятов Esche-richia coli как у крупного рогатого скота, так и у свиней наблюдалась в отношении препаратов из группы пенициллинов. Кроме того, у 81,8% культур наблюдали устойчивость к антимикробным препаратам группы цефалоспо-ринов, у 72,7% - к группе фторхинолонов и у 68,1% - к аминогликозидам.
Изучение антибиотикорезисте нтности изолятов Escherichia coli, выделенных из фекалий цыплят-бройлеров, содержащихся в условиях промышленных птицефабрик, показало, что все тестируемые микроорганизмы имели высокую устойчивость к антимикробным препаратам, относящимся к группе пеницилли-нов. Также, 72,7% изолятов были резистентны к фторфинолонам и 43,4% - к цефалоспоринам, 17,3% - к аминогликозидам.
Выводы. Таким образом, проведенные исследования позволяют констатировать, что в профиле микробиоценоза биотопов (молоко, фекалии) сельскохозяйственных животных и птицы доминируют представители семейства Enterobacteriaceae, отдельные представители которого могут являться потенциально патогенными (Escherichia coli, Enterobacter cloacae, Proteus mirabilis) микроорганизмами и вызывать различные инфекционные патологии. В несколько меньшем количестве представлены микроорганизмы семейства Staphylococ-caceae и, в частности, Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus gallinarum, Staphylococcus saprophiticus.
Проведённый анализ фенотипических особенностей 115 изолятов микроорганизмов, выделенных из различных биотопов сельскохозяйственных животных и птиц, показал, что большинство из них были резистентные к нескольким группам антимикробных препаратов и, в частности, к пенициллинам, фторхиноло-нам, цефалоспоринам, аминогликозидам, тет-рациклинам, линкозамидам и макролидам. В проведённых нами исследованиях была подтверждена глобальная тенденция к формированию резистентности к цефалоспоринам у бактерий семейства Enterobacteriaceae, входящих в так называемую группу «ESKAPE», а также к увеличению полирезистентности у других видов потенциально-патогенных и патогенных микроорганизмов [17]. Указанный тренд является, по нашему мнению, неблагоприятным прогностическим признаком, подтверждающим общую эпизоотологическую тенденцию к распространению резистентных бактерий к наиболее часто применяемым в ветеринарной
практике антимикробным препаратам [16, 17]. Кроме того, данные, установленные при изучении антибиотикорезистентности основных сочленов микробиоценоза биотопов сельскохозяйственных животных и птицы в Омской области, могут иметь прикладное значение при разработке региональных программ диагностики, профилактики и терапии, направленных
на оптимизацию и сдерживание распространения резистентности к антимикробным препаратам.
Источник финансирования. Работа выполнена в рамках гранта Российского научного фонда (соглашение № 23-26-00118 от 13.01.2023)
Список источников
1. Бочарова Ю. А., Чеботарь И. В., Маянский Н.А. Возможности, проблемы и перспективы масс-спектрометри-ческих технологий в медицинской микробиологии (обзор литературы) // Клиническая лабораторная диагностика. 2016. № 4. С. 249-256. DOI 10.18821/0869-2084-2016-61-4-249-256.
2. Зубцов В.С. Масс-спектрометрия как метод определения чувствительности потенциально патогенных бактерий к антибиотикам // Состояние и перспективы развития агропромышленного комплекса Юбилейный сборник научных трудов XV Международной научно-практической конференции, Ростов-на-Дону, 02-04 марта 2022 года. С.81-83. DOI: 10.23947/interagro.2022.81-83
3. Методические указания МУК 4.2.1890-04 «Определение чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам»: (утв. гл. гос. санитар. врачом РФ 04.03.2004: введ. 04.03.2004). М.: Минздрав России. 2005.С. 62.
4. Пошвина Д. В., Сычёва М. В. Антибиотикорезистентность клинических изолятов бактерий рода Enterococcus, выделенных от животных // БОНЦ УрО РАН. 2014. №3. С.27-32
5. Припутневич Т. В., Мелкумян А.Р. Масс-спектрометрия - новое слово в клинической микробиологии // Клиническая лабораторная диагностика. 2016. № 12. С. 842-848. DOI 10.18821/0869-2084-2016-61-12-842-848.
6. Ручко Е.Н., Лещева Н.А., Плешакова В.И. Антибиотикорезистентность микроорганизмов рода Staphylococcus, выделенных от животных Омской области // Вестник Крас-ГАУ. 2022. № 8. С. 116-121. DOI: 10.36718/1819-4036-2022-8-116-121.
7. Рындина Е. С. Перспективы применения MALDI-TOF MS в медицине // Медицина: теория и практика. 2018. № 3. С. 66-71.
8. Определение чувствительности к антимикробным препаратам микроорганизмов рода Klebsiella методом MALDI-TOF MS /А.А. Самойлова, И.В. Лихачёв, Е.В. Зуева и др. // Бактериология. 2020. №3. С. 8-13. DOI: 10.20953/2500- 1027-2020-3-8-13
9. Использование времяпролетной масс-спектрометрии с матрично-активированной лазерной десорбцией/ионизацией (MALDI-TOF MS) для идентификации бактериальных и грибковых возбудителей III-IV групп патогенности / И. В. Чеботарь, С. В. Поликарпова, Ю. А. Бочарова, Н. А. Маянский. Лабораторная служба. 2018. № 2. С. 78-86. DOI 10.17116/labs20187278-86.
10. Сычева М. В. Антибиотикорезистентность штаммов энтерококков, циркулирующих в Оренбургской области // Известия Оренбургского государственного аграрного университета. 2016. № 1. С. 168-171.
11. Angeletti S. Matrix assisted laser desorption time of flight mass spectrometry (MALDI-TOF MS) in clinical microbiology // J Microbiol Methods. 2017. Vol.138. P.20-29. doi: 10.1016/j.mimet.2016.09.003
12. Biotyping of multidrugre sistant Klebsiella pneumoniae clinical isolates from France and Algeria using MALDI-TOF MS // M. Berrazeg, S. M. Diene, M. Drissi et al. PloS One 2013: 8 (4).
13. Europen Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing. Breakpoint tables for interpretation of MJC S and zone diameters (2020). URL: http: // www.eucast.org / clinical - breakpoints (дата обращения: 02.05.2023).
14. Antimicrobial susceptibility testing of Bacteroides fragilis using the MALDI Biotyper antibiotic susceptibility test rapid assay (MBT-ASTRA)/ U. S. Justesen, Z. Acar, T. V. Sydenham, A. Johansson, et al. Anaerobe. 2018. Vol. 54. P. 236239. https://doi.org/10.1016/j.anaerobe.2018.02.007
15. Patel K. MALDI-TOF MS for the diagnosis of infectious diseases // Clinical chemistry. 2015. Vol. 61. P. 100-110.
16. Joon E. J., Leong S. H. MALDI-TOF Mass Spectrometry technology as a tool for the rapid diagnosis of antimicrobial resistance in bacteria // Antibiotics. 2021 Vol.10. P.982. https://doi.org/10.3390/antibiotics10080982
17. Sauer S., Kliem M. Mass spectrometry tools for the classfication and identification of bacteria // Nature reviews Microbiology. 2010. Vol. 8. P. 74-82. https://doi.org/10.1038/nrmicro2243
PHENOTYPIC ASSESSMENT OF RESISTANCE OF CULTURES OF MICROORGANISMS ISOLATED FROM FARM ANIMALS USING THE MALDI-TOF MS METHOD
©2023. Valentina I. Pleshakova1^, Nadezhda A. Lescheva2, Ivan N. Koshkin3, Elena N. Ruchko4
1,2,3,4 Omsk State University named after P.A. Stolypin, Omsk, Russia, [email protected]
Abstract.The results of the research of the phenotypic assessment of the resistance of cultures of microorganisms isolated from different biotopes (milk, feces) from agricultural livestock and poultry in industrial livestock farms of the Omsk region are presented. Isolates were identified by the time-offlight mass spectrometry method with matrix-associated laser desorption/ionization (MALDI-TOF MS) using the VITEK MS mass spectrometer and the Biotyper RTC software (Germany). The use of this method makes it possible to reduce the time of examination of samples and accurately identify clinically significant pathogens with minimal economic costs. The resistance of microorganisms to antibacterial drugs was investigated using the disco-diffusion method (DDM) in accordance with the MUC "Determination of the sensitivity of microorganisms to antimicrobial drugs" and the recommendations of EUCAST. Using DDM, the sensitivity of isolated cultures of microorganisms to 17 antimicrobial drugs of different pharmacological groups was determined: penicillins, fluoroquinolones, cephalosporins, aminoglycosides, lincosamides, tetracyclines and macrolides. Using the MALDI-TOF MS method, it was revealed that Escherichia coli cultures prevailed in cow milk samples - 30.9%, and bacteria of the genus Actinobacterjohnsonii were isolated in the minimum number of samples (2.3%). Microorgasms of the Escherichia coli species also dominate in swine faecal samples - 51.1%, the lowest frequency of occurrence was characterized by bacteria of the Staphylococcus cohnii species - 5.7%. In the fecal samples of broiler chickens, Escherichia coli cultures were most often identified - 42.1%, Staphylococcus succinus cultures were most rarely encountered - 5.26%. The studies conducted to determine the profile of antimicrobial resistance showed that most isolated cultures were resistant to penicillins, fluoroquin-olones, cephalosporins, aminoglycosides, tetracyclines, lincosamides and macrolides.
Key words:farm animals and poultry, microorganisms, antibacterial drugs, mass spectrometry method, antibiotic resistance
Financing:This work was carried out within the framework of a grant from the Russian Science Foundation (Agreement No. 23-26-00118, dated January 13, 2023).
Referenсes
1. Bocharova Ju. A., Chebotar' I. V., Majanskij N.A. Vozmozhnosti, problemyiperspektivy mass-spektrometrich-eskihtehnologij v medicinskojmikrobiologii (obzorliteratury) (The possibilities, problems and perspectives of mass-spectrom-etry in medical microbiology: publications review), Klinicheskajalaboratornajadiagnostika, 2016, No. 4, pp. 249-256. DOI 10.18821/0869-2084-2016-61-4-249-256.
2. Zubcov V.S. Mass-spektrometrijakakmetodopredelenijachuvstvitel'nostipotencial'nopatogennyhbakterij k antibi-otikam (Mass spectrometry as a method for determining the sensitivity of potentially pathogenic bacteria to antibiotics), Sos-tojanieiperspektivyrazvitijaagropromyshlennogokompleksaJubilejnyjsborniknauchnyhtrudov XV Mezhdunarodnojnauchno-prakticheskojkonferencii, Rostov-na-Donu, 02-04 marta 2022 goda, pp. 81-83. DOI: 10.23947/interagro.2022.81-83
3. Metodicheskieukazanija MUK 4.2.1890-04, Opredeleniechuvstvitel'nostimikroorganizmov k antibakterial'nym-preparatam (Guidelines for Susceptibility Testing of Microorganisms to Antibacterial Agents), (utv. gl. gos. sanitar. vrachom RF 04.03.2004: vved. 04.03.2004), MinzdravRossii, 2005, pp. 62.
4. Poshvina D. V., Sychjova M. V. Antibiotikorezistentnost' klinicheskihizoljatovbakterijroda Enterococcus, vydelenny-hotzhivotnyh (Antimicrobial resistance of clinical isolates of bacteria genus Enterococcus, isolated from animals), BONC UrO RAN, 2014, No.3, pp.27-32
5. Priputnevich T. V., Melkumjan A.R. Mass-spektrometrija - novoeslovo v klinicheskojmikrobiologii (The mass-spec-trometry as a new word in clinical microbiology), Klinicheskajalaboratornajadiagnostika, 2016, No. 12, pp. 842-848. DOI 10.18821/0869-2084-2016-61-12-842-848.
6. Ruchko E.N., Leshheva N.A., Pleshakova V.I. Antibiotikorezistentnost' mikroorganizmovroda Staphylococcus, vydelennyhotzhivotnyhOmskojoblasti (Genus staphylococcus microorganisms antibiotic resistance isolated from the Omsk region animals), VestnikKras-GAU, 2022, No. 8, рp. 116-121. DOI: 10.36718/1819-4036-2022-8-116-121.
7. Ryndina, E. S. Perspektivyprimenenija MALDI-TOF MS v medicine (Prospects of using MALDI-TOF MS in medicine), Medicina, teorijaipraktika, 2018, No. 3, рp. 66-71.
8. Opredeleniechuvstvitel'nosti k antimikrobnympreparatammikroorganizmovroda Klebsiella metodom MALDI-TOF MS (Determination of sensitivity of microorganisms of the Klebsiella genus to antimicrobial drugs by the MALDI-TOF MS method), A.A. Samojlova, I.V. Lihachjov, E.V. Zueva idr, Bakteriologija, 2020. No. 3, pp. 8-13. DOI: 10.20953/2500- 10272020-3-8-13
9. Ispol'zovanievremjaproletnoj mass-spektrometrii s matrichno-aktivirovannojlazernojdesorbciej/ionizaciej (MALDI-TOF MS) dljaidentifikaciibakterial'nyhigribkovyhvozbuditelej III-IV grupppatogennosti (Use of matrix-assisted laser desorp-tion/ionization time-of-flight mass spectrometry (MALDI-TOF MS) for identification of bacteria and fungi of the pathogenicity group III and IV), I. V. Chebotar', S. V. Polikarpova, Ju. A. Bocharova, N. A. Majanskij, Laboratornajasluzhba, 2018, No. 2, pp. 78-86. DOI 10.17116/labs20187278-86.
10. Sycheva M. V. Antibiotikorezistentnost' shtammovjenterokokkov, cirkulirujushhih v Orenburgskojoblasti (Antibiotic-resistant Enterococci strains spread in Orenburg region), IzvestijaOrenburgskogogosudarstvennogoagrarnogouniversiteta, 2016, No. 1, pp. 168-171.
11. Angeletti S. Matrix assisted laser desorption time of flight mass spectrometry (MALDI-TOF MS) in clinical microbiology // J Microbiol Methods. 2017. Vol.138. p.20-29. doi: 10.1016/j.mimet.2016.09.003
12. Biotyping of multidrugresistant Klebsiella pneumoniae clinical isolates from France and Algeria using MALDI-TOF MS // M. Berrazeg, S. M. Diene, M. Drissi et al. PloS One 2013: 8 (4).
13. Europen Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing. Breakpoint tables for interpretation of MJC S and zone diameters (2020). URL: http: // www.eucast.org / clinical - breakpoints (data obrashhenija: 02.05.2023).
14. Antimicrobial susceptibility testing of Bacteroides fragilis using the MALDI Biotyper antibiotic susceptibility test rapid assay (MBT-ASTRA)/ U. S. Justesen, Z. Acar, T. V. Sydenham, A. Johansson, et al. Anaerobe. 2018. Vol. 54.p. 236-239. https://doi.org/10.1016/j.anaerobe.2018.02.007
15. Patel K. MALDI-TOF MS for the diagnosis of infectious diseases // Clinical chemistry. 2015. Vol. 61. P. 100-110.
16. Joon E. J., Leong S. H. MALDI-TOF Mass Spectrometry technology as a tool for the rapid diagnosis of antimicrobial resistance in bacteria // Antibiotics. 2021 Vol.10. P.982. https://doi.org/10.3390/antibiotics10080982
17. Sauer S., Kliem M. Mass spectrometry tools for the classfication and identification of bacteria // Nature reviews Microbiology. 2010. Vol. 8. p. 74-82. https://doi.org/10.1038/nrmicro2243
Сведения об авторах
В.И.Плешакова 1Н- д-р вет. наук, профессор;
H.А.Лещёва -канд. вет. наук, доцент; И,Н.Кошкин - канд. вет. наук, ассистент; Е.Н.Ручко - аспирант.
I,2,3,4ФГБОУ ВО Омский ГАУ им. П.А. Столыпина, Россия, г. Омск, ул. Октябрьская 92. '[email protected]
Information about the authors
V.I. Pleshakova1^ - Dr. Vet. Sci., Professor; N.A. Lescheva- Cand. Vet. Sci., Associate Professor; I.N. Koshkin - Cand. Vet. Sci., Assistant; E.N. Ruchko- Postgraduate Student.
1,2,3,4 Omsk State University named after P.A. Stolypin, Omsk, Russia.
1vi.pleshakova@,omgau.org
Конфликт интересов: авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов. Conflict of interest: the authors declare that they have no conflicts of interest.
Статья поступила в редакцию 24.03.2023; одобрена после рецензирования 19.04.2023; принята к публикации 05.06.2023. The article was submitted 24.03.2023; approved after reviewing 19.04.2023; acceptedfor publication 05.06.2023.
