CC BY
23OECD+WoS: 4.01+AM (Agronomy)
https://doi.org/10.31993/2308-6459-2022-105-3-15320 Полнотекстовая статья
ФАКТОРЫ ПОВЫШЕНИЯ ИНДУЦИРУЮЩЕИ АКТИВНОСТИ ДВУХ ШТАММОВ BACILLUS SUBTILIS В ЗАЩИТЕ ПШЕНИЦЫ ОТ ВОЗБУДИТЕЛЕЙ ТЕМНО-БУРОЙ ПЯТНИСТОСТИ (BIPOLARIS SOROKINIANA) И БУРОЙ РЖАВЧИНЫ (PUCCINIA TRITICINA)
И.И. Новикова, Э.В. Попова, Н.М. Коваленко*, И.Л. Краснобаева
Всероссийский научно-исследовательский институт защиты растений, Санкт-Петербург
* ответственный за переписку, e-mail: [email protected]
Цель работы состояла в оценке культуральной жидкости (КЖ) штаммов Bacillus subtilis ВКМ B-2604D и ВКМ B-2605D и ее компонентов (супернатанта и бактериальных клеток) в формировании индуцированной устойчивости пшеницы по отношению к темно-бурой пятнистости и бурой ржавчине, а также в установлении оптимальной концентрации бактериальных клеток и времени применения, определяющих эффективность лабораторных образцов, содержащих 0.1 %-ный салицилат хитозана (СХ). Предполагается, что в составе КЖ и ее супернатанта присутствуют биологически активные метаболиты, обладающие элиситорной активностью и ответственные за проявление индуцированной устойчивости пшеницы к темно-бурой пятнистости и бурой ржавчине. Обработка листьев КЖ и СН уменьшала пораженность листьев пшеницы Bipolaris sorokiniana в 1.5-2 раза, а Puccinia triticina - на 20 и 10 % по сравнению с контролем, соответственно, в то время как суспензия бактериальных клеток не подавляла развитие симптомов болезней. Наибольший индуцирующий эффект все образцы КЖ показали с титром 109 КОЕ/мл. Выявлено, что из всех вариантов применения образцов (за 1 и 2 суток до заражения и через 1 и 2 сутки после заражения) наиболее эффективной была предварительная обработка растений пшеницы за одни сутки до инокуляции патогеном. Наиболее существенно повышала устойчивость пшеницы к болезням обработка растений пшеницы композицией КЖ + 0.1 % СХ, что выразилось в снижении площади поражения листьев темно-бурой пятнистостью в 6 раз и бурой ржавчиной - в 10 раз по сравнению с контролем.
Ключевые слова: биологическая защита растений, лабораторный образец, Витаплан, культуральная жидкость, фунгистатический эффект, индуцированная устойчивость, салицилат хитозана
Поступила в редакцию: 29.04.2022
Современное растениеводство ориентировано на разработку и внедрение экологически безопасных ресурсосберегающих технологий фитосанитарной оптимизации агроэкосистем. Такие агротехнологии предусматривают широкое использование комплекса полифункциональных биопрепаратов разного целевого назначения на основе штаммов микроорганизмов в качестве альтернативы химическим средствам защиты растений (Павлюшин и др., 2020). Биологический контроль наиболее перспективен для защиты сельскохозяйственных культур от болезней, повышения урожайности и улучшения качества продуктов питания при переходе к органическому и устойчивому сельскому хозяйству (Syed et al., 2018) Механизмы подавления фитопатогенных микроорганизмов обусловлены полифункциональностью действия штаммов микробов-антагонистов - способностью синтезировать биологически активные вещества (БАВ) различной природы (антибиотики, сидерофоры, гидролитические ферменты, летучие органические соединения, цианистый водород и др.). Они обеспечивают как прямой антагонизм в отношении фитопатогенов, так и индукцию системной болезнеустойчивости растений (Павлюшин и др., 2020; Santoyo et al., 2012; Yu et al., 2015; Singh et al., 2017; Sehrawat et al., 2019; Jiao et al., 2021; Zehra et al., 2021; Wang et al., 2022).
Показано, что биологически активные вещества (БАВ) штаммов-продуцентов биопрепаратов подавляют развитие
Принята к печати: 13.09.2022
фитопатогенных видов, снижая их вирулентность и агрессивность и, тем самым, сохраняют урожай (Sasirekha et al., 2016; Kumar et al., 2017; Ghazy et al., 2021).
Благодаря полифункциональности штаммов-продуцентов, современные биологические препараты сочетают в себе свойства биоудобрений, биостимуляторов и биопестицидов, обеспечивая устойчивое повышение урожайности сельскохозяйственных культур (De los Santos-Villalobos et al., 2020, 2021; Sendi et al., 2020; Pathak et al., 2021; Sehrawat et al., 2022). Применение полифункциональных биопрепаратов улучшает качество урожая, способствуя накоплению углеводов, белков, витаминов, макро- и микроэлементов в сельскохозяйственной продукции (Chakraborty et al., 2021).
Эффективность биопрепаратов на основе штаммов B. subtilis в борьбе с болезнями растений на основных сельскохозяйственных культурах продемонстрирована во многих работах в нашей стране и за рубежом. Например, штаммы бацилл эффективно подавляли распространение и развитие фузариозной и офиоболезной гнили, мучнистой росы, желтой и бурой ржавчины зерновых культур (Yang et al., 2015; Gao et al., 2015; Huí et al., 2013; Reiss еt al., 2017).
Эффективность разработанных во Всероссийском институте защиты растений биопрепаратов в отношении распространения и развития основных вредоносных заболеваний сельскохозяйственных культур достигает 60-90 %, что обеспечивает повышение продуктивности на 20-25 %
© Новикова И.И., Попова Э.В., Коваленко Н.М., Краснобаева И.Л. Статья открытого доступа, публикуемая Всероссийским институтом защиты растений (Санкт-Петербург) и распространяемая на условиях Creative Commons Attribution License 4.0 (http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/).
и улучшение качества растениеводческой продукции (Новикова и др., 2017). С перспективами и проблемами применения биопрепаратов на основе штаммов B. subtilis в сельском хозяйстве для борьбы с болезнями растений можно ознакомиться в недавно опубликованных обзорах (Павлю-шин и др., 2020; Chowdhury et al., 2015; Wang et al., 2018).
Биологическая эффективность препаратов на основе штаммов микробов-антагонистов обусловлена сложными механизмами, регулирующими взаимоотношения микроорганизмов в природе. Прямое биоцидное действие штаммов B. subtilis связывают с синтезом ими различных метаболитов с антибиотической активностью - антибиотиков, биосурфактантов, сидерофоров и др. (Сидорова и др., 2018; Zhi et al., 2017; Wang et al., 2018). Штаммы бацилл характеризуются многообразием метаболических процессов и способностью к синтезу БАВ, различающихся по химической природе и механизму действия (Павлюшин и др., 2020; Сидорова и др., 2018; Максимов и др., 2020). Показано, что штаммы B. subtilis образуют индивидуальный набор антибиотиков (полимиксин, циркулин и колистин), активный против фитопатогенных грибов Alternaria solani, Aspergillus flavus, Botryosphaeria ribis, Colletotrichum gloeosporioides, Fusarium oxysporum, Bipolaris maydis, Septoria arcuata (Fira et al., 2018). Антимикробные вещества, как правило, действуют синергетически, обусловливая выраженный антипатогенный эффект (Duan et al., 2021). Например, высокая антагонистическая активность штамма B. velezensis FJAT-46737 в отношении нескольких фитопатогенов, включая бактерию Ralstonia solanacearum и гриб F. oxysporum, обусловлена секрецией липопепти-дов, состоящих из итуринов, фенгицинов и сурфактинов (Chen et al., 2020). Многие изоляты р. Bacillus продуцируют несколько противогрибных циклических липопептидов (CLP), включая представителей семейств сурфактина, иту-рина и фенгицина (Torres et al., 2016). Показано, что липо-пептиды, принадлежащие семействам итурина, фенгицина и сурфактина, наиболее важны в антагонистической активности ряда изолятов Bacillus в отношении фитопатогенных грибов у разных видов растений (Максимов и др., 2020; Masmoudi et al., 2017; Abdallah et al., 2017). Таким образом, важная составляющая защитного эффекта биопрепаратов - прямая антагонистическая активность штаммов-продуцентов в отношении фитопатогенных видов, обусловленная синтезом метаболитов, препятствующих заселению растений патогенами.
Все больше накапливается данных, свидетельствующих о том, что штаммы микробов-антагонистов могут подавлять заражение листьев фитопатогенами не только за счет антибиоза, но и за счет индукции системной устойчивости (Черепанова и др., 2019). Показано, что, помимо прямого антагонистического действия на клетки возбудителя, бациллы способны повышать болезнеустойчивость растений синтезируя соединения - элиситоры, благодаря которым происходит активация системной индуцированной устойчивости (induced systemic resistance (ISR) и системной приобретенной устойчивости (systemic acquired resistance (SAR). (Максимов и др., 2020, 2015; Pieterse et al., 2014; Wang, 2018, Abdallah et al., 2017). Ассоциированные с растениями полезные сапротрофные микроорганизмы (Bacillus spр. и Pseudomonas spр.) индуцируют иммунную систему растений в ответ на внедрение патогена
через механизм активации запуска жасмонат-этиленового сигнального пути ^А/ЕТ), опосредованного сигнальным белком МЯР-1, и пути салициловой кислоты ^А) (Максимов и др., 2020; Llorens et а1., 2017; Chowdhury и др., 2015; А1коогапее et а1., 2017). Жасмоновая, салициловая кислоты и этилен составляют основу сигнальной сети, ответственной за координированный биохимический и физиологический защитный ответ на заражение патогеном (КЯ или SAR). Элиситорами, запускающими защитные механизмы растения, могут быть белки, липопептиды, флагеллин, полисахариды и другие соединения, ассоциированные с клеточной стенкой В. зиЫШз (Максимов и др., 2015; Maksimov et а1., 2014). В потоке работ, характеризующих способность бактерий индуцировать защитные системы растений, особый интерес представляет информация о регуляции липопептидами функционирования компонентов фитозащитной системы (Максимов и др., 2020).
В настоящее время усилия многих исследователей направлены на разработку методов повышения эффективности биопрепаратов. По нашему мнению, этой цели можно достичь за счет усиления индуцирующей активности штамма - продуцента путем включения в состав препаративной формы природных или синтетических активаторов болезнеустойчивости. Это направление исследований активно развивается в лаборатории микробиологической защиты ВИЗР. В основание такого подхода легло предположение, что высокий защитный эффект таких комплексных биопрепаратов будет обусловлен сочетанием антагонистических свойств штамма микроорганизма со способностью индуктора устойчивости совместно с биологически активными веществами активизировать механизмы естественной устойчивости растений к патогенам.
В нашей стране широко известен биопрепарат Вита-план, СП, разработанный в ВИЗР на основе высокоактивных штаммов В. subtilis (ВКМ В-2604D и ВКМ В-2605D), который используется для защиты сельскохозяйственных культур от грибных и бактериальных болезней (Новикова и др., 2011, 2013; Novikova et а1., 2017). Для усиления биологической активности биопрепаратов, на наш взгляд, целесообразно включить в препаративную форму в качестве индуктора устойчивости природный полисахарид хи-тозан или его производное. Для создания таких комплексных биопрепаратов в качестве индуктора был использован салицилат хитозана. В ранее проведенных исследованиях была выявлена высокая активность салицилата хитозана, индуцирующая устойчивость к бурой ржавчине и темно-бурой пятнистости пшеницы (Попова и др., 2018). Обработка салицилатом хитозана (0.1 %) вегетирующих растений пшеницы уменьшала степень поражения растений корневой гнилью на 79.0 %, желтой ржавчиной - на 29.1 % и полностью подавляла развитие мучнистой росы в период вегетации растений (Колесников и др., 2022).
Учитывая потребность сельского хозяйства в расширении ассортимента микробиологических средств защиты растений, проблема повышения биологической эффективности биопрепаратов представляется актуальной.
В нашей работе для оценки перспективности включения в состав препаративной формы индуктора болезнеустойчивости использован лабораторный образец в виде культуральной жидкости (КЖ), полученный при глубинном культивировании штаммов-продуцентов В. suЫШs
ВКМ B-2604D и B. subtilis ВКМ B-2605D на среде с добавлением салицилата хитозана (СХ).
Цель работы состоит в том, чтобы оценить вклад КЖ штаммов B. subtilis ВКМ B-2604D и ВКМ B-2605D и ее отдельных компонентов (супернатант и суспензия
Материалы
В работе использовали яровую пшеницу Triticum aestivum L. сорта Саратовская 29. Для заражения использовали возбудителей темно-бурой пятнистости Bipolaris sorokiniana (Sacc.) Shoemaker и бурой ржавчины Puccinia triticina Erikss. - наиболее вредоносных болезней пшеницы. Штаммы фитопатогенных микромицетов взяты из «Государственной коллекции микроорганизмов, патогенных для растений и их вредителей» Центра коллективного пользования научным оборудованием «Инновационные технологии защиты растений» ФГБНУ ВИЗР.
В работе использовали КЖ, полученную при глубинном культивировании штаммов-продуцентов препарата Витаплан, СП - B. subtilis ВКМ В-2604Б и B. subtilis ВКМ В-2605Б на среде с добавлением СХ.
Глубинное культивирование штаммов B. subtilis ВКМ В-2604Б и ВКМ В-2605Б проводили при 28 °C в течение 72 ч на питательной среде следующего состава (г/л): кукурузный экстракт - 30, меласса - 15, pH - 7.2 в колбах объемом 750 мл с 100 мл среды на круговой качалке при 220 об./мин. Титр полученной культуральной жидкости составил 1010 КОЕ/мл.
Схема опыта предусматривала следующие варианты:
1. Контроль (вода).
2. КЖ штаммов B. subtilis ВКМ В-2604Б и B. subtilis ВКМ В-2605Б при соотношении 1:1 (КЖ B. subtilis ВКМ В-2604Б + ВКМ В-2605Б).
3. КЖ B. subtilis ВКМ В-2604Б + ВКМ В-2605Б + 0.1 % СХ. При получении образца в питательную среду для глубинного культивирования добавляли 0.1 % СХ
4. Композиция КЖ B. subtilis ВКМ В-2604Б + ВКМ В-2605Б + 0.1 % СХ. К 72-часовой культуральной жидкости, разведенной дистиллированной водой в 10 раз (титр 109 КОЕ/мл), добавляли СХ до концентрации 0.1 %.
5. СХ 0.1 %.
СХ получали из хитозана с молекулярной массой 60 кДа со степенью деацетилирования 85 % («Биопрогресс», Россия) согласно методу (Попова и др., 2021). Титр жизнеспособных клеток в образцах определяли стандартным методом десятикратных серийных разведений с высевом на СПА (сухой питательный агар для культивирования микроорганизмов (АО «НПО «Микроген») и последующим подсчетом числа выросших колоний (0ФС.1.7.2.0008.15).
Изучение прямого фунгистатического действия исследуемых образцов проводили in vitro методом агаровых блоков. В стерильные чашки Петри разливали охлажденную до 40 °C агаризованную среду Чапека. После застывания на поверхность среды равномерно наносили суспензию испытуемых образцов препаратов (0.2 мл), а затем помещали блоки 10-суточных культур B. sorokiniana диаметром 6 мм, вырезанные стерильным сверлом из мицелиальных газонов грибов, выращенных на агаре Чапека в течение 8-10 суток. В качестве контроля использовали чашки с агаризованной средой Чапека с блоками тест-культуры без испытуемых образцов препаратов. Чашки инкубировали
бактериальных клеток) в формирование индуцированной устойчивости пшеницы по отношению к темно-бурой пятнистости и бурой ржавчине, а также определить оптимальный срок применения изучаемых лабораторных образцов. и методы
в темноте при 25 °C. Диаметр колоний гриба измеряли на 7-е сутки культивирования, после чего оценивали фунги-статическое действие образцов по формуле Эббота (Андреева, 1990).
Опыты по оценке иммуномодулирующей активности исследуемых образцов проводили методом отделенных листьев (Михайлова и др., 2012). Семисуточные проростки мягкой пшеницы восприимчивого сорта Саратовская 29 опрыскивали растворами лабораторных образцов (из расчета 30 мл на 100 растений), согласно схеме опыта, за 24 ч до инокуляции патогеном - гемибиотрофом B. sorokiniana (4*103; 2*104 спор/мл) или биотрофом P. triticina (2000 пустул/мл). Концентрация клеток (титр) штаммов B. subtilis ВКМ B-2604D и ВКМ B-2605D в образцах составляла от 107 до 109 КОЕ/мл). На следующий день готовили газоны, нарезая и укладывая листья плотным слоем в кювете (30^30 см) на стеклянной пластине, покрытой фильтровальной бумагой. Затем кювету опрыскивали взвесью спор по 10 мл, и оставляли в темноте на сутки. Время заражения считали началом опыта. На следующий день аккуратно добавляли раствор бензимидазола (0.004 %), который поддерживает метаболизм в отрезках листьев пшеницы на уровне, при котором тип реакции к возбудителю соответствует таковому для интактных растений. Пора-женность листьев оценивали на 4-е сутки после заражения B. sorokiniana и на 7-е сутки после заражения P triticina по интенсивности развития болезни в % согласно описанию (Михайлова и др., 2012). В контроле растения обрабатывали водой.
Влияние полученных лабораторных образцов на прорастание конидий B. sorokiniana изучали в капле раствора образца (200 мкл). Для этого 0.1 мл раствора образца наносили на предметное стекло, добавляли 0.1 мл спор B. sorokiniana и выдерживали в темноте при 22 °C во влажной камере в течение 24 ч. Прорастание конидий оценивали микроскопированием, просматривая не менее 200 конидий в варианте и в контроле (в воде) и определяя долю проросших спор.
КЖ высокоактивных штаммов Bacillus subtilis ВКМ B-2604D и ВКМ В-2605D получали методом глубинного культивирования. КЖ состоит из вегетативных клеток и спор B. subtilis, остатков питательной среды, а также метаболитов, выделенных в среду микроорганизмами в процессе ферментации.
Супернатант (СН) - бесклеточная надосадочная жидкость, полученная путем центрифугирования КЖ при 7000 об/ мин. в течение 15 минут и отделения осадка клеток.
Суспензия бактериальных клеток (СБК) - водная суспензия промытых стерильной водой клеток, полученных центрифугированием КЖ с титром 109 КОЕ/мл.
Все опыты проводили в 3-кратной повторности, полученные данные обрабатывали с использованием методов описательной статистики на основе, наименьшей существенной разности НСР при p < 0.05.
Результаты
пятнистости В. sorokiniana снижало площадь поражения
В ранее проведенных нами исследованиях обнаружена способность КЖ высокоактивных штаммов Bacillus subtilis ВКМ B-2604D и ВКМ B-2605D индуцировать системную устойчивость пшеницы по отношению к темно-бурой пятнистости. Опрыскивание растений пшеницы КЖ этих штаммов с титром 109 КОЕ/мл, предшествующее последующему заражению возбудителем темно-бурой
листьев на 20 % (Новикова и др., 2021). В настоящей работе использование данной концентрации бактериальных клеток позволило подтвердить данный результат и показать аналогичный эффект в отношении бурой ржавчины (табл. 1).
Таблица 1. Влияние культуральной жидкости (КЖ) Bacillus subtilis ВКМ B-2604D + ВКМ B-2605D (КЖ), супернатанта (СН) и суспензии бактериальных клеток (СБК) на устойчивость пшеницы к темно-бурой пятнистости
и бурой ржавчине (опрыскивание за одни сутки до заражения)
Титр Пораженность листьев, %
№ п/п Вариант бактериальных клеток, Темно-бурая пятнистость Бурая ржавчина
КОЕ/мл 2х104 спор/мл 4х103 спор/мл
1 Контроль (вода) - 60 30 60
2 КЖ 109 40 15 40
3 СН - 40 15 50
4 СБК 109 50 30 60
НСР0.05 4.5 5.0 6.0
Table 1. The influence of the cultural liquid (CL) of Bacillus subtilis VKM B-2604D + VKM B-2605D, cell-free supernatant (CFS) and bacterial cell suspension (BCS) on wheat resistance to spot blotch and leaf rust,
spraying one day before the inoculation
Bacterial cell Leaf infestation, %
# Experimental variant concentration, spot blotch Leaf rust
CFU/mL 2x104 spore/ml 4x103 spore/ml
1 Control (water) - 60 30 60
2 CL 109 40 15 40
3 CFS - 40 15 50
4 BCS 109 50 30 60
LSD0.05 4.5 5.0 6.0
Установлено, что развитие темно-бурой пятнистости и бурой ржавчины на листьях пшеницы снижалось после предварительной обработки растений КЖ и СН. В обоих вариантах опыта пораженность листьев возбудителем B. sorokiniana снижалась в 1.5-2 раза в зависимости от инфекционной нагрузки по сравнению с контролем. Обработка листьев КЖ и СН также уменьшала пораженность листьев пшеницы бурой ржавчиной на 20 и 10 % по сравнению с контролем, соответственно (табл. 1). СБК не подавляла развитие симптомов болезней.
Согласно поставленной цели, было проведено сравнительное изучение биологической эффективности новых лабораторных образцов, содержащих в своем составе, помимо биологически активных бактериальных метаболитов, СХ или его олигомеры: КЖ B. subtilis ВКМ B-2604D + ВКМ B-2605D +0.1 % СХ и композиция КЖ B. subtilis ВКМ В-2604D + ВКМ В-2605D +0.1 % СХ.
Известно, что при оценке качества биопрепарата главный показатель - антагонистическая активность, которая определяется соединениями, подавляющими или замедляющими рост и развитие фитопатогенных грибов и других микроорганизмов. Поэтому, в первую очередь, была проведена оценка антагонистической активности полученных новых образцов с титром 109 КОЕ/мл по отношению к возбудителю темно-бурой пятнистости пшеницы in vitro (табл. 2).
Установлена высокая фунгистатическая активность КЖ В. subtilis ВКМ В-2604D + ВКМ В-2605D, которая составляла 73.3 % на 7-е сутки опыта. При добавлении в среду для глубинного культивирования 0.1 % СХ (КЖ В. subtilis ВКМ В-2604D + ВКМ В-2605D + 0.1 % СХ) высокая антигрибная активность сохранялась (70.8 %). Композиция КЖ В. s•ubtilis• ВКМ В-2604D + ВКМ В-2605D + 0.1 % СХ, полученная путем включения СХ в КЖ, ингиби-ровала мицелиальный рост аскомицета до 57.5 %. Снижение фунгистатической активности композиции по сравнению с КЖ В. s•ubtilis• ВКМ В-2604D + ВКМ В-2605D на 7-е сутки культивирования, во-видимому, связано с влиянием 0.1 % СХ, обладающим невысоким фунгистатическим эффектом (38.6 %).
Поскольку споры грибов - главный источник инфицирования растений, то для развития болезни большое значение имеет доля проросших спор. Данные, представленные в таблице 2, показывают, что КЖ В. suЫШs ВКМ В-2604D + ВКМ В-2605D в 1.8 раз снижала прорастание конидий В. sorokiniana (47.6 %) по сравнению с контролем (85.2 %). Образец КЖ + 0.1 % СХ также ингибировал прорастание конидий аскомицета на 50.0 % по сравнению с контролем. Экспериментально установлен высокий инги-бирующий эффект на прорастание конидий В. sorokiniana для композиции КЖ + 0.1 % СХ, которая практически в 10 раз снижала количество проросших конидий гриба. Если в контроле через 24 ч. прорастало 85.2 %, то в опыте
Таблица 2. Фунгистатическая активность лабораторных образцов культуральной жидкости (КЖ) Bacillus subtilis ВКМ B-2604D + ВКМ B-2605D и салицилата хитозана (СХ) по отношению к возбудителю темно-бурой пятнистости пшеницы Bipolaris sorokiniana
№ п/п Вариант опыта Ингибирование роста мицелия B. sorokiniana, % к контролю, 7 сут. Доля проросших конидий B. sorokiniana за 24 ч, %
l Контроль (вода) - 85.2
2 0.1 % СХ 38.6 3.3
2 КЖ 73.3 47.6
3 КЖ + 0.1 % СХ* 70.8 50.0
4 Композиция КЖ + 0.1 % СХ** 57.5 9.0
НСР 0.5 3.8 4.3
* СХ включали в среду при глубинном культивировании бактерий. ** СХ добавляли в КЖ.
Table 2. Fungistatic activity of laboratory samples of Bacillus subtilis strains VKM B-2604D + VKM B-2605D culture liquid (CL) and chitosan salicylate (CS) against the agent spot blotch of wheat Bipolaris sorokiniana
№ п/п Experimental variant B. sorokiniana mycelium growth inhibition, % in relation to the control, 7th day Proportion of germinated conidia of B. sorokiniana, 24 h, %
l Control (water) - 85.2
2 0.l / CS 38.6 3.3
2 CL 73.3 47.6
3 CL + 0.l / CS* 70.8 50.0
4 The composition CL + 0.l / CS** 57.5 9.0
LSD 0.5 3.8 4.3
* CS added during submerged cultivation of the bacteria. ** CS added to CL.
обнаружено только 9.0 % проросших конидий (табл. 2). По-видимому, такая высокая ингибирующая активность композиции обусловлена включением в КЖ данной композиции 0.1 % СХ, который активно сдерживал прорастание конидий аскомицета - количество проросших спор в варианте опыта с СХ через сутки составило всего 3.3 %.
Предварительные результаты исследования показали, что новые образцы проявляют повышенную фунгистати-ческую активность в отношении аскомицета B. sorokiniana.
Известно, что биологическая активность биопрепаратов зависит от плотности бактериальных клеток и времени их применения (до заражения патогеном или после) (Zhang, 2010). Поэтому следующим этапом наших исследований было определение оптимальной концентрации бактериальных клеток в новых образцах и оптимального
времени для проявления их биологической эффективности в отношении темно-бурой пятнистости и бурой ржавчины пшеницы.
Выявлена зависимость индуцирующей активности опытных образцов от концентрации бактериальных клеток. Из всех испытанных концентраций бактериальных клеток (107-109 КОЕ/мл) КЖ была наиболее эффективной (титр клеток 109 КОЕ/мл) и подавляла развитие темно-бурой пятнистости и бурой ржавчины на 20 % по отношению к контролю (табл. 3). Образец КЖ + 0.1 % СХ показал наибольшую индуцирующую активность также при плотности клеток 109 КОЕ/мл. Высокий индуцирующий эффект композиции КЖ В. ВКМ В-2604D + ВКМ В-2605D
+ 0.1 % СХ сохранялся в диапазоне концентрации клеток 107_109 КОЕ/мл, снизив развитие темно-бурой пятнистости
Таблица 3. Влияние плотности клеток Bacillus subtilis на индуцирующую активность опытных образцов культуральной жидкости (КЖ) (опрыскивание за 1 сут до заражения), в том числе в присутствии салицилата хитозана (CS)
№ Вариант опыта Плотность клеток, Поражение листьев, %
п/п КОЕ/мл Темно-бурая пятнистость Бурая ржавчина
l Контроль(вода) - 50 70
2 КЖ (1:10) 109 30 50
3 КЖ (1:100) 108 50 70
4 КЖ (1:1000) 107 60 75
5 КЖ (1:10) + 0.1 % СХ* 109 20 40
6 КЖ (1:100) +0.1 % СХ* 108 40 60
7 КЖ (1:1000) + 0.1 % СХ* 107 50 60
8 Композиция КЖ (1:10) + 0.1 % СХ** 109 10 10
9 Композиция КЖ (1:100) +0.1 % СХ** 108 15 15
l0 Композиция КЖ (1:1000) + 0.1 % СХ** 107 20 15
НСР 0.05 4.5 9.0
Table 3. Effect of Bacillus subtilis cell density on the inducing activity of experimental samples of culture liquid (CL) sprayed one day before inoculation, including the addition of chitosan salicylate (CS)
# Experimental variant Cell density, CFU/mL Leaf infe Spot blotch tation, % Leaf rust
1 Control (water) - 50 70
2 CL (1:10) 109 30 50
3 CL (1:100) 108 50 70
4 CL (1:1000) 107 60 75
5 CL (1:10) + 0.1 % CS* 109 20 40
6 CL (1:100) +0.1 % CS* 108 40 60
7 CL (1:1000) + 0.1 % CS* 107 50 60
8 The composition CL (1:10) + 0.1 % CS** 109 10 10
9 The composition CL (1:100) +0.1 % CS** 108 15 15
10 The composition CL (1:1000) + 0.1 % CS** 107 20 15
LSD0.05 4.5 9.0
Designations as in Table 2.
в 3-5 раз, а бурой ржавчины - в 5-7 раз, но наибольшую эффективность образец показал также в варианте с титром клеток 109 КОЕ/мл.
При оценке влияния времени обработки новыми образцами на развитие листовых болезней пшеницы выявлены различия в индуцирующей активности образцов в отношении устойчивости пшеницы к темно-бурой пятнистости и бурой ржавчине при их применении за 1 и 2 дня до заражения и через 1 и 2 день после заражения (табл. 4). Из всех вариантов применения образцов (до и после заражения) предварительная обработка за одни сутки до инокуляции патогеном была наиболее эффективной, значительно снижающей развитие болезней.
Предварительная (за одни сутки до инокуляции патогеном) обработка растений пшеницы КЖ с последующим заражением снижала площадь поражения листьев темно-бурой пятнистостью на 30 %, а бурой ржавчиной - на 20 % по сравнению с контролем. Добавление СХ к КЖ значительно повысило индуцирующую активность
культуральной жидкости. Опрыскивание растений пшеницы образцом КЖ + 0.1 % СХ сокращало пораженность листьев темно-бурой пятнистостью на 40 %, а бурой ржавчиной - на 30 %. Для улучшения индуцирующей активности композиции нами был использован СХ, который способен индуцировать системную устойчивость к патогенам самостоятельно или в сочетании с метаболитами КЖ. Результаты подтвердили наше предположение. Композиция КЖ + 0.1 % СХ наиболее эффективно повышала устойчивость пшеницы к темно-бурой пятнистости, что выразилось в снижении площади поражения листьев в 6 раз, а бурой ржавчиной - в 10 раз по отношению к контролю. Использование СХ также существенно снизило площадь поражения листьев при опрыскивании за сутки до заражения, однако хорошо известно, что применение индукторов болезнеустойчивости на уже зараженных растениях неэффективно (Васюкова, Озерецковская, 2007, Васюкова и др., 2010).
Таблица 4. Влияние времени обработки лабораторными образцами культуральной жидкости (КЖ) Bacillus subtilis ВКМ В-2604D + ВКМ В-2605D и салицилата хитозана (СХ) на устойчивость пшеницы к темно-бурой пятнистости и бурой ржавчине при концентрации бактериальных клеток 109 КОЕ/мл
№ Вариант опыта Время опрыскивания растений Площадь поражения листьев, %
Темно-бурая пятнистость Бурая ржавчина
п/п
1 Контроль (без опрыскивания) - 60 50
2 КЖ За 2 суток до заражения 50 40
3 КЖ За 1 сутки до заражения 30 30
4 КЖ Через 1 сутки после заражения 50 40
5 КЖ Через 2 суток после заражения 60 50
6 КЖ + 0.1 % СХ* За 2 суток до заражения 30 25
7 КЖ + 0.1 % СХ* За 1 сутки до заражения 20 20
8 КЖ + 0.1 % СХ* Через 1 сутки после заражения 40 30
9 КЖ + 0.1 % СХ* Через 2 суток после заражения 60 50
10 Композиция КЖ + 0.1 % СХ** За 2 суток до заражения 25 10
11 Композиция КЖ + 0.1 % СХ** За 1 сутки до заражения 10 5
12 Композиция КЖ + 0.1 % СХ** Через 1 сутки после заражения 40 30
13 Композиция КЖ + 0.1 % СХ** Через 2 суток после заражения 50 40
14 0.1 % СХ За 1 сутки до заражения 5 3
НСР0.05 4.5 9.0
Table 4. Effect of treatment time of laboratory samples of Bacillus subtilis strains VKM B-2604D + VKM B-2605D culture liquid (CL) and chitosan salicylate (CS) on resistance of wheat to spot blotch and leaf rust at the bacterial cell concentration 109 CFU/mL
# Experimental variant Plant spraying timing Sauare of leaf infestation, %
Spot blotch Leaf rust
1 Control (no spraying) - 60 50
2 CL 2 days before inoculation 50 40
3 CL 1 day before inoculation 30 30
4 CL 1 day after inoculation 50 40
5 CL 2 days after inoculation 60 50
6 CL + 0.1 % CS* 2 days before inoculation 30 25
7 CL + 0.1 % CS* 1 day before inoculation 20 20
8 CL + 0.1 % CS* 1 day after inoculation 40 30
9 CL + 0.1 % CS* 2 days after inoculation 60 50
10 The composition CL + 0.1 % CS** 2 days before inoculation 25 10
11 The composition CL + 0.1 % CS** 1 day before inoculation 10 5
12 The composition CL + 0.1 % CS** 1 day after inoculation 40 30
13 The composition CL + 0.1 % CS** 2 days after inoculation 50 40
14 0.1 % CS 1 day before inoculation 5 3
LSD0.05 4.5 9.0
Designations as in Table 2.
Обсуждение
Результаты сравнительной оценки участия КЖ штаммов B. subtilis ВКМ B-2604D и ВКМ B-2605D и ее компонентов (СН и СБК) показали, что обработка пшеницы СН и КЖ снижала пораженность листьев темно-бурой пятнистостью в 1.5-2 раза, а бурой ржавчиной на 20 и 10 % по сравнению с контролем. СБК не оказала влияния на развитие болезней. Это позволяет предположить, что изучаемые штаммы-продуценты B. subtilis способны синтезировать метаболиты, обладающие индуцирующей активностью. По всей видимости, в составе КЖ и ее СН присутствуют биологически активные метаболиты, обладающие элиситорной активностью и ответственные за проявление индуцированной устойчивости пшеницы к темно-бурой пятнистости и бурой ржавчине. Важно отметить, что наибольшей индуцирующей активностью обладала именно КЖ.
Полученные данные согласуются с исследованиями Крючковой (Kriuchkova, 2017), которая показала, что предварительная обработка культуральным фильтратом штамма Bacillus amyloliquefaciens IMV B-7404 снижает пораженность листьев ячменя грибом B. sorokiniana, а применение СБК не уменьшает развития болезни. Аналогичные результаты получены в других работах, где авторы установили, что именно в бесклеточном культуральном фильтрате B. subtilis содержатся метаболиты, обладающие элиситорной активностью и вызывающие индуцированную устойчивость томата к фузариозному вилту (Akram, 2014) и риса к бактериальной пятнистости (Xanthomonas oryzae pv. oryzae (Akhtar, 2020).
Новые образцы КЖ B. subtilis ВКМ B-2604D + ВКМ B-2605D + 0.1 % СХ и композиция КЖ B. subtilis ВКМ B-2604D + ВКМ B-2605D + 0.1 % СХ были получены в виде КЖ, которая содержала комплекс активных бактериальных метаболитов и, дополнительно, СХ и олигомеры хитозана. Все новые образцы КЖ B. subtilis ВКМ В-2604D + ВКМ В-2605D проявляли повышенную ингибирующую активность в отношении прорастания конидий аскомицета
В. sorokiniana. Однако стоит отметить, что существуют значительные различия между испытанными вариантами в эффективности подавления прорастания спор гриба В. sorokiniana, которые играют главную роль в инфекционном процессе. Композиция КЖ В. suЫШs ВКМ В-2604D + ВКМ В-2605D + 0.1 % СХ в 10 раз эффективнее ингиби-ровала прорастание конидий по отношению к контролю, тогда как исходный КЖ В. subtШs ВКМ В-2604D + ВКМ В-2605D без СХ и образец КЖ В. suЫШs ВКМ В-2604D + ВКМ В-2605D + 0.1 % СХ только вдвое снижали прорастание конидий по сравнению с контролем.
Согласно исследованиям Шенина с соавт. (1995) и Новиковой с соавт. (2011), высокая биологическая эффективность биопрепарата Витаплан обусловлена синтезом штаммами В. subШs метаболитных комплексов сложного состава, включающего пептидные и полиеновые антибиотики, обладающие антибактериальной и антигрибной активностью. Установленная в работе высокая фунгиста-тическая активность всех образцов КЖ по отношению к В. sorokiniana (табл. 2), по видимому, определяется синтезом штаммами В. subШs антибиотических веществ, подавляющих или замедляющих рост фитопатогена. Высокая способность подавлять прорастание конидий, очевидно, обусловлена наличием в КЖ метаболитов с фунгицидной активностью. Повышенная активность композиции КЖ В. subtilis ВКМ В-2604D + ВКМ В-2605D, проявляющаяся в ингибировании прорастания конидий патогена, усиливается добавлением в состав КЖ салицилатом хитозана.
Скорее всего, этот эффект связан с тем, что СХ также может обладать прямым действием на патогена, блокируя прорастание спор, поскольку хитозан - пленкообразующий полимер. Нанесенный на листья растений, он может задерживать проникновение и развитие микроорганизмов (Луньков, 2019). Это согласуется с проведенными ранее гистологическими исследованиями, которые показали, что на поверхности плодов цитрусовых, обработанных хитозаном, наблюдалось ограничение роста патогена и
нарушение структуры его гиф (Benhamou, 2004), и подтверждено нашими результатами по ингибированию прорастания конидий B. sorokiniana.
В литературе накапливается все больше данных, свидетельствующих о том, что микробы-антагонисты могут подавлять инвазию патогенов как за счет антибиоза, так и за счет активации системной индуцированной устойчивости (ISR) и системной приобретенной устойчивости (SAR) (Черепанова и др., 2019; Vlot et al., 2020). Эти два защитных механизма используют разные пути метаболизма растений; SAR требует синтеза салициловой кислоты (SA), которая, в свою очередь, запускает экспрессию хорошо известного набора генов, связанных с патогенезом (PR), в то время как ISR зависит от передачи сигналов жа-смоновой кислоты (JA) и этилена (ET) (Vlot et al., 2009; Pieterse et al., 2014).
Индуцированный иммунитет базируется на активации элиситорами каскада защитных реакций самого растения - хозяина. Индуцируемые элиситорами защитные реакции включают генерацию активных форм кислорода (АФК) (Smith et al., 2014), синтез каллозы, укрепление клеточной стенки лигнином, развитие реакции сверхчувствительности, которая вызывает гибель растительных клеток и патогена в зоне его внедрения (Shen et al., 2019), индукцию генов, вовлеченных в синтез защитных белков (PR-бел-ков) с антимикробной (тионины, дефензины, ингибиторы протеиназ) и литической активностью (хитиназы, глюка-назы) (Park et al., 2016), повышение активности многих ферментов, связанных с защитой, особенно оксидоредук-таз (пероксидаз, липоксигеназ, полифенолоксидаз, фе-ниламмоний лиаз) (Rais et al., 2017), а также индукцию фенол-пропаноидного пути и повышение уровня фитоа-лексинов (Reis et al., 2004). Все известные молекулярные механизмы формирования фитоиммунитета обсуждаются в следующих обзорах (Карпун и др., 2015; Шафикова и др., 2015; Максимов и др., 2015; Кабашников, 2020; Park et al., 2016; Azmina et al., 2020).
Проблема эффективного применения элиситоров заключается в необходимости быстрой индукции собственных защитных механизмов растения. Следовательно, стратегия применения индукторов устойчивости должна осуществляется путем предварительной обработки веге-тирующих растений таким образом, чтобы активировать в растениях реакции защиты, развитие которых зависит от времени их применения. Установлено, что из всех вариантов применения образцов КЖ B. subtilis ВКМ B-2604D + ВКМ B-2605D с титром 109 КОЕ/мл обработка за сутки до инокуляции фитопатогеном оказалась наиболее эффективной Предварительная обработка растений пшеницы КЖ B. subtilis ВКМ В-2604D + ВКМ В-2605D с последующим заражением возбудителем темно-бурой пятнистости снижала площадь поражения листьев темно-бурой пятнистостью на 30 %, а бурой ржавчиной - на 20 % по сравнению с контролем. Опрыскивание растений пшеницы образцом КЖ B. subtilis ВКМ В-2604D + ВКМ В-2605D + 0.1 % СК сокращало пораженность листьев болезнями на 30 %. Композиция КЖ B. subtilis ВКМ В-2604D + ВКМ В-2605D + 0.1 % СХ проявила наибольшую эффективность в защите пшеницы от темно-бурой пятнистости и бурой ржавчины, что выразилось в снижении площади поражения листьев в 6 раз и в 10 раз по отношению к контролю.
Многочисленные биохимические реакции, индуцируемые элиситорами, протекают в определенной последовательности. Развитие защитных реакций, несомненно, связано с индукцией транскрипционной активности генов, кодирующих определенные защитные белки. Уровень накопления продуктов и скорость индукции этих защитных генов в растении-хозяине коррелируют со степенью его устойчивости к болезням. Формирование индуцированной устойчивости зависит от скорости активации защитных реакций, поэтому важен интервал времени между применением индуцирующего агента и развитием ответных биохимических реакций у растения. Так, в листьях арабидопсиса, обработанных бактериальным флагелли-ном flg22, в ответ на заражение Pseudomonas syringae уже через 20 мин. резко возрастала продукция активных форм кислорода (АФК), достигая максимума через 35-40 мин. (Smith et al., 2014). В растениях перца чили, обработанных штаммом Bacillus vallismortis EXTN-1, уже через 12 ч после заражения Pseudomonas capsici резко повышалась экспрессия связанных с защитой маркерных генов PR1 (хитиназы), PR4 (пероксидазы) и PR10 ф-1,3-глюканазы), которые участвуют в снижении развития болезни, активируя ISR (Park et al., 2016). В растениях пшеницы, обработанных продуцирующим сурфактин штаммом B. subtilis 24Д, инфицирование грибом Parastagonospora nodorum способствовало активации транскрипции гена PR-9, кодирующего анионную пероксидазу. Уже через 24 ч уровень фермента был в 3 раза выше по сравнению с контрольными растениями. Существенно возрастала экспрессия гена, кодирующего липоксигеназу (LOX), а транскрипционная активность гена PR-6 (ингибитора протеиназ) была более, чем в 200 раз выше по сравнению с контрольными растениями (Черепанова и др., 2019).
Как правило, микроорганизмы активируют у растений защитные механизмы ISR, но некоторые штаммы способны включать и SAR. Обработка растений кукурузы штаммом B. subtilis через 24 ч индуцировала активацию защитных генов белков, а именно, PR-1 и PR-4 антимикробных белков, которые обеспечивали полную защиту от Fusarium moniliforme благодаря механизмам SAR (Gond et al., 2015). Белковый элиситор (AMEP412) из B. subtilis BU412 индуцировал SAR табака к P syringae: запускал реакцию гиперчувствительности) в листьях табака, стимулировал образование АФК и активировал индукцию защитных ферментов, включая супероксиддисмутазу (SOD), пероксидазу (POD), полифенолоксидазу (PPO) и фенилаланин-аммиак лиазу (PAL) уже через 8 ч. после обработки. Пик активности ферментов наблюдался через 24 ч (Shen et al., 2019). Чаще всего все эти защитные реакции возникали примерно через 24 ч после обработки бактериальными штаммами. Однако некоторым элиситорам требовалось более 2 дней, чтобы индуцировать защитные реакции. Снижение развития пирикуляриоза в растениях риса, обработанных штаммами Bacillus spp., коррелировало с резким увеличением активности антиоксидантных ферментов, связанных с механизмами защиты: SOD (в 1.7 раза), POD (в 3.5 раза), PPO (в 3 раза), ФАЛ (в 3.9 раз). Активность ферментов достигала максимума на 4-е сутки после инокуляции Pyricularia oryzae, что свидетельствовало о запуске ISR к P oryzae (Rais et al., 2017). Индуцируемая эндофитами и их метаболитами устойчивость сохраняется
в растениях долгое время, описываемая в научной литературе термином «прайминг», эффективно функционирует против патогенов наряду с прямым биоцидным действием метаболитов (Lastochkina et а1., 2019).
Кроме того, уровень активации индуцированных защитных реакций зависит от концентрации элиситора, что показано на примере растений томата, обработанных бесклеточным фильтратом В. amyloliquefaciens subsp. р1а^агит МВ160024 фторои!ои et а1., 2019). Косвенно
о концентрации метаболитов с элиситорной активностью в культуральной жидкости биопрепарата можно судить по титру бактериальных клеток. В настоящей работе анализ результатов изучения индуцирующей активности всех испытанных вариантов показал, что их способность повышать устойчивость пшеницы к темно-бурой пятнистости и бурой ржавчине зависит от титра бактериальных клеток и сроков обработки растений пшеницы.
Заключение
Таким образом, из всех испытанных образцов с разной плотностью клеток от 107 до 109 КОЕ/мл наиболее эффективным был вариант с максимальным титром, который подавлял развитие темно-бурой пятнистости и бурой ржавчины на 20 % по отношению к контролю. Образец КЖ с добавлением 0.1 % СХ также эффективно снижал развитие болезней, его высокий защитный эффект композиции сохранялся в и диапазоне более низких значений концентрации клеток (107_108 КОЕ/мл). Это можно объяснить тем, что к действию метаболитов микроба-антагониста присоединяется действие СХ. Как было сказано выше, эффективность СХ как индуктора в защите пшеницы от комплекса болезней установлена нами в последних работах (Попова и др., 2021; Колесников и др., 2022). Механизм такого действия может быть обусловлен наличием в КЖ олигомеров
Библиографический
Андреева ЕИ, ред (1990) Методические рекомендации по испытанию химических веществ на фунгицидную активность. Черкассы: НИИТЭХИМ. 67 с. Варламов ВП., Немцев СВ., Тихонов ВЕ (2010) Хитин и
хитозан: природа, получение и применение. М. 292 с. Васюкова НИ, Озерецковская ОЛ (2007) Индуцированная устойчивость растений и салициловая кислота. Прикладная биохимия и микробиология 43(4): 405-411 Васюкова НИ, Озерецковская ОЛ, Чаленко ГИ, Герасимова НГ и др. (2010) Иммуномодулирующая активность производных хитозана с салициловой кислотой и ее фрагментами. Прикл. биохимия и микробиология 46(3):379-384 Кабашникова ЛФ (2020) Прайминг защитных реакций в растениях при патогенезе: приобретенный иммунитет. Журнал Белорусского государственного университета. Экология 4:19-29 Ы1рз:/Мот ощ/10.46646/2521-683Х2020-4-19-29 Карпун НН, Янушевская ЭБ, Михайлова ЕВ (2015) Механизмы формирования неспецифического индуцированного иммунитета у растений при биогенном стрессе (обзор). Сельскохозяйственная биология 50(50):540-549. https://doi.org/10.15389/agrobio1ogy. 2015.5.540гш Колесников ЛЕ, Попова ЭВ, Новикова ИИ, Колесникова ЮР и др. (2022) Применение хитозана в защите пшеницы от болезней и повышении урожайности. Прикладная биохимия и микробиология 58(3):1-8 https://doi. org/10.31857/S0555109922030072 Куликов СН, Тюрин ЮА, Фассахов РС, Варламов ВП (2009) Антибактериальная и антимикотическая активность хитозана: механизмы действия и роль структуры. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии 5:91-97
Луньков АП, Ильина АВ, Варламов ВП (2018) Антиокси-дантные, антибактериальные и фунгицидные свойства
хитозана, образующихся при гидролизе СХ хитинолити-ческими ферментами бактерии в процессе ферментации (San-Lang et al., 2006). Олигомеры хитина и хитозана, как известно, эффективные элиситоры индуцированной устойчивости растений (Yin et al., 2013; Deepmala et al., 2014). Ранее опубликованные работы позволяют предположить, что различные метаболиты с биоцидной и эли-ситорной активностью, продуцируемые бактериальными штаммами, активизируют механизмы естественной устойчивости растений к патогенам совместно с хитозановыми индукторами устойчивости. Оптимальная концентрация бактериальных клеток в новых образцах и время их применения - важные элементы, определяющие их биологическую эффективность.
список (References)
пленок на основе хитозана (обзор). Прикладная биохимия и микробиология 54(5):444-454 Максимов ИВ, Веселова СВ, Нужная ТВ, Сарварова ЕР и др. (2015) Стимулирующие рост растений бактерии в регуляции устойчивости растений к стрессовым факторам. Физиология растений 62(6):763-775 http://doi. org/10.7868/s0015330315060111 Максимов ИВ, Хайруллин РМ (2019) Фитоиммунитет и микробном растений. Аграрная наука 2:40-44 https://doi. org/10.32634/0869-8155-2019-326-2-40-44 Максимов ИВ, Сингх БП, Черепанова ЕА, Бурханова ГФ и др (2020) Перспективы применения бактерий - продуцентов липопептидов для защиты растений (обзор) Прикладная биохимия и микробиология 56(1):19-34 https:// doi.org/10.31857/S055510 9920010134 Михайлова ЛА, Мироненко НВ, Коваленко НМ (2012) Желтая пятнистость пшеницы. Методические указания по изучению популяций возбудителя желтой пятнистости Pyrenophora tritici-repentis и устойчивости сортов. СПб: ВИЗР. 56 с. Новикова ИИ, Бойкова ИВ, Павлюшин ВА, Зейрук ВН и др. (2013) Перспективы использования биопрепаратов на основе микробов-антагонистов для защиты картофеля от болезней при хранении. Вестник защиты растений 4:12-21
Новикова ИИ, Попова ЭВ, Краснобаева ИЛ, Коваленко НМ (2021) Биологическое обоснование использования индукторов устойчивости на основе хитозана для повышения эффективности биофунгицидов. Сельскохозяйственная биология 56(3):511-522 https://doi.org/10.15389/ agrobiology.2021.3.511rus Павлюшин ВА, Новикова ИИ, Бойкова ИВ (2020) Микробиологическая защита растений в технологиях фи-тосанитарной оптимизации агроэкосистем: теория и
практика. Сельскохозяйственная биология 55(3):421-438 https://doi.org/10.15389/agrobiology. 2020.3.421rus Попова ЭВ, Коваленко НМ, Сокорнова СВ, Домнина НС и др. (2017) Влияние салициловой кислоты и ванилина на устойчивость пшеницы к возбудителю темно-бурой пятнистости Cochliobolus sativus. Микология и фитопатология 51(3):178—182 Попова ЭВ, Коваленко НМ, Сокорнова СВ, Тютерев СЛ и др. (2018) Влияние гибридных производных хитозана на устойчивость пшеницы к патогенам с разной стратегией питания. Прикл. биохимия и микробиология 54(5):540-545 https://doi.org/10.1134/S055510991805015X Попова ЭВ, Домнина НС, Сокорнова СВ, Коваленко НМ и др. (2021) Инновационные гибридные иммуномодулято-ры растений на основе хитозана и биоактивных антиок-сидантов и прооксидантов. Сельскохозяйственная биология 56(1):158-170 https://doi.
org/10.15389/agrobiology .2021.1.158rus Сидорова ТМ, Асатурова АМ, Хомяк АИ (2018) Биологически активные метаболиты Bacillus subtilis и их роль в контроле фитопатогенных микроорганизмов (обзор). Сельскохозяйственная биология 53(1):29-37 https://doi. org/10.15389/agrobiology.2018.1.29rus Тютерев СЛ (2014) Природные и синтетические индукторы устойчивости растений к болезням. СПб: ВИЗР. 212 с. Черепанова ЕА, Благова ДК, Бурханова ГФ, Сарварова ЕС и др. (2019) Сурфактин Bacillus subtilis 26Д в защите пшеницы от фитопатогенного гриба Stagonospora nodorum (Berk.) Экобиотех 2(3):339-346 https://doi. org/10.31163/2618-964X-2019-2-3-339-346 Шафикова ТН, Омеличкина ЮВ (2015) Молекулярно-ге-нетические аспекты иммунитета растений к фитопа-тогенным бактериям и грибам. Физиология растений 62(5):611-627 https://doi.org/10.7868/S0015330315050140 Шенин ЮД, Новикова ИИ, Кругликова ЛФ, Калько ГВ (1995) Характеристика Алирина Б, основного компонента фунгицидного препарата, продуцируемого штаммом Bacillus subtilis-10-ВИЗР. Антибиотики и химиотерапия 40(5):3-7
Abdallah RAB, Stedel С, Garagounis С, Nefzi A, Jabnoun-Khiareddine H et al. (2017) Involment of lipopeptide antibiotics and chitinase genes and induction of host defense in suppression of Fusarium wilt by endophytic Bacillus spp. in tomato. Crop Protection 99:45-58 http://dx.doi. org//10.1016/j.cropro.2017.05.008 Chen M, Wang J, Liu B, Zhu Y, Xiao R et al. (2020) Biocontrol of tomato bacterial wilt by the new strain Bacillus velezensis FJAT-46737 and its lipopeptides. BMC Microbiol 20(1):160 https://doi.org/10.1186/s12866-020-01851-2 Akhtar S, Sultana A, Shupta SA, Chakrabortyand S, Khokon MAR (2020) Evaluation of foliar spraying of bacillus subtilis and achromobacter xylosoxidans for management of bacterial leaf blight (blb) of rice under field condition. Bangladesh J Plant Pathol 36(1-2):39-48 Akram W, AnjumT, Ali B (2015) Searching ISR determinant/s from Bacillus subtilis IAGS174 against Fusarium wilt of tomato. BioControl 60(2):271-280 https://doi.org/10.1007/ s10526-014-9636-1 Alkooranee JT, Aledan TR, Ali AK, Lu G, Zhang X et al. (2017) Detecting the hormonal pathways in oilseed rape behind induced systemic resistance by Trichoderma harzianum
TH12 to Sclerotinia sclerotiorum. PLoS ONE 12(l):e0168850 https://doi.org/10.1371/ journal. pone.0168850 Alkooranee JT, Kadhum NN (2019) Induce systemic resistance in cucumber by some bio-elicitors against alternaría leaf blight disease caused by Alternaría cucumerina fungus. Plant Archives 19(1):747-755 Azmina N, Malik A, Kumar LS, Nadarajah K (2020) Elicitor and receptor molecules: orchestrators of plant defense and immunity. Int J Mol Sci 21(3): 963 https://doi.org/10.3390/ ijms21030963
Badawy MEI, Rabea EI (2011) A biopolymer chitosan and its derivatives as promising antimicrobial agents against plant pathogens and their applications in crop protection. Int J Carbohydr Chem 2011: 1-29 article ID 460381 https://doi. org/10.1155/2011/460381 Benhamou N (2004) Potential of the mycoparasite, verticillium lecanii, to protect citrus fruit against Penicillium digitatum, the causal agent of green mold: a comparison with the effect of chitosan. Phytopathology 94(7):693-705. https://doi. org/10.1094/PHYT0.2004.94.7.693 Cawoy H, Debols D, Franzill L, De Pauw E (2015) Lipopeptides as main ingredients for inhibition of fungal phytopathogens by Bacillus subtilis, Bacillus amyloliquefaciens. Microbial Biotechnol 8(2):281-295. https://doi.org/10.1111/1751-7915.12238 Chakraborty T, Akhtar N (2021) Biofertilizers: Prospects and challenges for future. In: Ahamed M, Boddula R, Rezakazemi M (eds.) Biofertilizers Biofertilizers: Study and Impact Scrivener Publishing LLC 575-590. https://doi. org/10.1002/9781119724995.ch20. Chowdhury SP, Hartmann A, Gao XW, Borriss R (2015) Biocontrol mechanism by root-associated Bacillus amyloliquefaciens FZB42 - a review. Front Microbiol 6:780 https://doi.org/10.3389/fmicb.2015.00780 De los Santos-Villalobos S, Parra-Cota FI (2020) Current trends in plant growth-promoting microorganisms research for sustainable food security. Cur Res Microbial Sci 2:100016 https://doi.org/10.1016/j.crmicr.2020.100016 De los Santos-Villalobos S, Díaz-Rodríguez AM, Ávila-Mascareño MF, Martínez-Vidales AD, Parra-Cota FI (2021) COLMENA: a culture collection of native microorganisms for harnessing the agro-biotechnological potential in soils and contributing to food security. Diversity 13:337 https:// doi.org/10.3390/d13080337 Dimopoulou A, Theologidis I, Liebmann B, Kalantidis K, Vassilakos N et al. (2019) Bacillus amyloliquefaciens MBI600 differentially induces tomato defense signaling pathways depending on plant part and dose of application. Sci Rep 9(1):191-200 https://doi.org/10.1038/s41598-019-55645-2 Deepmala K, Hemantaranjan A, Bharti S, Bhanu AN (2014) A future perspective in crop protection: chitosan and its oligosaccharides. Adv Plants Agriculture Res 1(1):23-30 https://doi.org/10.15406/apar.2014.01.00006 Duan Y, Chen R, Zhang R, Jiang W, Chen X et al. (2021) Isolation, identification, and antibacterial mechanisms of bacillus amyloliquefaciens QSB-6 and its effect on plant roots. Front Microbiol 12:746-799 https://doi.org/10.3389/ fmicb.2021.746799 Fira D, Dimkié I, Berié T, Lozo J, Stankovié S (2018) Biological control of plant pathogens by Bacillus species. J Biotechnol 285:44-55. https://doi.org/10.1016/j.jbiotec.2018.07.044
Gao X, Gong Y, Huo Y, Han Q, Kang Z, Huang L. (2015) Endophytic Bacillus subtilis strain e1r-j is a promising biocontrol agent for wheat powdery mildew. J Biomed Biotechnol 6: 1-8. https://doi.org.10.1155/2015/462645 Ghazy N, El-Nahrawy S (2021) Siderophore production by Bacillus subtilis MF497446 and Pseudomonas koreensis MG209738 and their efficacy in controlling Cephalosporium maydis in maize plant. Arch Microbiol 203:1195-1209. https://doi.org/10.1007/s00203-020-02113-5 Gond S, Bergen M, Torres M, White JF (2015) Endophytic Bacillus spp. produce antifungal lipopeptides and induce host defence gene expression in maize. Microbiol Res 172:79-87. https://doi.org/10.1016/j.micres.2014.11.004 Hui Li, Jie Zhao, Hao Feng, Lili Huang (2013) Biological control of wheat stripe rust by an endophytic Bacillus subtilis strain E1R-j in greenhouse and field trials. Crop Prot 43:201206. https://doi.org/10.1016Zi.cropro.2012.09.008 Hyakumachi M, Nishimura M, Arakawa T, Asano S, Yoshida S et al. (2013) Bacillus thuringiensis suppresses bacterial wilt disease caused by Ralstonia solanacearum with systemic induction of defense-related gene expression in tomato. Microbes and environments 28(1):128-134 https://doi. org/10.1264/jsme2.ME12162 Jiao X, Takishita Y, Zhou G, Smith DL (2021) Plant associated rhizobacteria for biocontrol and plant growth enhancement. Front Plant Sci 12:1-8. https://doi.org/10.3389/ fpls.2021.634796 Kriuchkova LO (2017) Biological control of leaf disease of barley with Bacillus strain. Biologija 63(3):289-295. https:// doi.org/10.6001/biologija.v63i3.3584 Kumar S, Diksha, Sindhu SS; Kumar R (2022) Biofertilizers: An ecofriendly technology for nutrient recycling and environmental sustainability. Curr Res Microbial Sci 3:1-26. https://doi.org/10.1016/j.crmicr.2021.100094 Lastochkina O, Seifikalhor M, Aliniaeifard S, Baymiev A, Pusenkova L et al. (2019) Bacillus spp.: efficient biotic strategy to control postharvest diseases of fruits and vegetables. Plants 8(4):97 https://doi.org/10.3390/ plants8040097
Llorens E, García-Agustín P, Lapeña L (2017) Advances in induced resistance by natural compounds: towards new options for woody crop protection. Sci Agric 74(1):90-100. https://doi.org/10.1590/1678-992X-2016-0012 Maksimov IV, Abizgildina PP, Sorokan AV, Burkhanova GF (2014) Regulation of peroxidase activity under the influence of signaling molecules and Bacillus subtilis 26d in potato plants infected with Phytophthora infestans. Appl Biochem Microbiol 50(2):173-178. https://doi.org/10.7868/ S0555109914020135 Masmoudi F, Khedher SB, Kamoun A, Zouari N, Tounsi S et al. (2017) Combinatorial effect of mutagenesis and medium component optimization on Bacillus amyloliquefaciens antifungal activity andefficacy in eradicating Botrytis cinerea. Microbiol Res 197:29-38. http://dx.doi.org//10.1016/j. micres.2017.01.001 Novikova II, Shenin YD (2011) Isolation, identification, and antifungal activity of a Gamair complex formed by Bacillus subtilis M-22, a producer of a biopreparation for plant protection from mycoses and bacterioses Appl Biochem Microbiol 47(9):817-826. https://doi.org/10.1134/ S0003683811090031
Novikova II, Titova YuA, Boykova IV, Zeyruk VN, Krasnobaeva IL et al. (2017) Biological justification for the optimization of preparative forms of biological preparations based on antagonist microbes to control populations of phytopathogenic fungi and bacteria - causative agents of plant diseases. Plant Protection News 3:16-23 Park K, Park Y-S, Ahamed J, Dutta S, Ryu H et al. (2016) Elicitation of induced systemic resistance of chili pepper by iturin A analogs derived from Bacillus vallismortis EXTN-1 Can J Plant Sci 96(4):564-570. https://doi.org/10.1139/ cjps-2015-0199
Pathak E, Sanjyal A, Regmi CR, Paudel S, Shrestha A (2021) Screening of potential plant growth promoting properties of Bacillus species isolated from different regions of Nepal. Nepal J Biotechnol 9: 79-84. https://doi.org/10.3126/njb. v9i1.38672
Pieterse C, Zamioudis C, Berendsen RL, Weller DM, van Wees S et al. (2014) Induced Systemic Resistance by Beneficial Microbes. Annu Rev Phytopathol 52:347-375. https://doi. org/10.1146/annurev-phyto-082712-102340 Rais A, Jabeen Z, Shair F, Hafeez FY, Hassan MN (2017) Bacillus spp., a bio-control agent enhances the activity of antioxidant defense enzymes in rice against Pyricularia oryzae. PLoS ONE 12(11): e0187412. https://doi. org/10.1371/journal.pone.0187412 Reis J, Yi H, Liang GH, Muthukrishnan S, Velazhahan R (2004) Foliar application of Bacillus subtilis AUBS1 reduces sheath blight and triggers defense mechanisms in rice. J Plant Dis Prot 111(2):115-125 Reiss A., Jorgensen L.N. (2017) Biological control of yellow rust of wheat (Puccinia striiformis) with Serenade®ASO (Bacillus subtilis strain QST713). Crop Prot 93:1-8. https:// doi.org/10.1016/j.cropro.2016.11.009 San-Lang W, Tzu-Yin L, Yue-Horng Y, Hui-Fen L, Yu-Jen C (2006) Bioconversion of shellfish chitin wastes for the production of Bacillus subtilis W-118 chitinase. Carbohydr Res 341(15):2507-2515. https://doi.org/10.1016/). carres.2006.06.027 Santoyo G, Orozco-Mosqueda MC, Govindappa M (2012) Mechanisms of biocontrol and plant growth-promoting activity in soil bacterial species of Bacillus and Pseudomonas: a review. Biocontr Sci Technol 22:855-872. https://doi.org/1 0.1080/09583157.2012.694413 Sasirekha B, Srividya S (2016) Siderophore production by Pseudomonas aeruginosa FP6, a biocontrol strain for Rhizoctonia solani and Colletotrichum gloeosporioides causing diseases in Chilli. Agric Nat Resour 50:250-256. https://doi.org/10.1016/j.anres.2016.02.003 Sehrawat A, Sindhu SS (2019) Potential of biocontrol agents in plants disease control for improving food safety. Def Life Sci J 4:220-225. https://doi.org/10.14429/dlsjA14966 Sendi Y, Pfeiffer T, Koch E, Mhadhbi H, Mrabet M (2020) Potential of common bean (Phaseolus vulgaris L.) root micro-biome in the biocontrol of root rot disease and traits of performance. J Plant Dis Prot 127:453-462. https://doi. org/10.1007/s41348-020-00338-6 Sehrawat A, Sindhu SS, Glick BR (2022) Hydrogen cyanide production by soil bacteria: Biological control of pests and promotion of plant growth in sustainable agriculture. Pedosphere 32:15-38. https://doi.org/10.1016/ S1002-0160(21)60058-9
Singh A, Chauhan PS (2017) Ecological significance of soil-associated plant growth-promoting biofilm-forming microbes for stress management. In: Ahmad I., Husain FM (eds) Biofilms in Plant and Soil Health (Chapter 16). John Wiley & Sons Ltd. 291-326. https://doi.org/10.1002/9781119246329. ch16
Shen Y, Li J, Xiang J, Wang J, Yin K et al (2019) Isolation and identification of a novel protein elicitor from a Bacillus subtilis strain BU412. AMB Expr 9(1):117. https://doi. org/10.1186/s13568-019-0822-5 Smith JM, Heese A (2014) Rapid bioassay to measure early reactive oxygen species production in Arabidopsis leave tissue in response to living Pseudomonas syringae. Plant Methods 10(1):6 https://doi.org/10.1186/1746-4811-10-6 Syed AB, Rahman SF, Singh E, Pieterse CM, Schenk PM (2018) Emerging microbial biocontrol strategies for plant pathogens. Plant Sci 267:102-111. https://doi.org/10.1016/j. plantsci.2017.11.012 Torres MJ, Brandan C, Petroselli G, Erra-Balsells R, Audisio M (2016) Antagonistic effects of Bacillus subtilis subsp. subtilis and B. amyloliquefaciens against Macrophomina phaseolina: SEM study of fungal changes and UV-MALDI-TOF MS analysis of their bioactive compounds. Microbiol Res 182:31-39. https://doi.org/10.1016/j.micres.2015.09.005 Toyota M, Spencer D, Sawai-Toyota S, Jiaqi W, Zhang T (2018) Glutamate triggers long-distance, calcium-based plant defense signaling. Science 361:1112-1115. https://doi. org/10.1126/science.aat7744 Vlot AC, Dempsey DA, Klessig DF (2009) Salicylic acid, a multifaceted hormone to combat disease. Annu Rev Phytopathol 47:177-206. https://doi.org/10.1146/annurev. phyto.050908.135202 Vlot A C, Sales J H, Lenk M, Bauer K, Brambilla A et al. (2020) Systemic propagation of immunity in plants. New Phytologist 229(3):1234-1250. https://doi.org/10.1111/nph.16953 Wang XQ, Zhao DL, Shen LL, Jing CL et al (2018) Application and mechanisms of Bacillus subtilis in biological control
of plant disease. In: Meena VS (ed) Role of rhizospheric microbes in soil. Springer Singapore. 225-250. https://doi. org/10.1007/978-981-10-8402-7-9 Wang Y, Liu H, Shen Z, Miao Y, Wang J et al. (2022) Richness and antagonistic effects co-affect plant growth promotion by synthetic microbial consortia. Appl Soil Ecol 170(104300):1-5. https://doi.org/10.1016Zj.apsoil.2021.104300 Yang L, Quan X, Xue B, Goodwin PH, Lu S et al. (2015) Isolation and identiication of Bacillus subtilis strain YB-05 and its antifungal substances showing antagonism against Gaeumannomyces graminis var. tritici. Biol Control 85:5258. https://doi.org//10.1016/j.biocontrol.2014.12.010 Yin H, Li Y, Zhang HY, Wang WX, Lu H et al (2013) Chitosan oligosaccharides - triggered innate immunity contributes to oilseed rape resistance against Sclerotinia sclerotiorum. Int JPlant Sci 174(4):722-732. https://doi.org/10.1086/669721 Yu C, Fan L, Gao J, Wang M, Wu Q et al. (2015) The platelet activating factor acetyl hydrolase gene derived from Trichoderma harzianum induces maize resistance to Curvularia lunata through the jasmonic acid signaling pathway. J Environ Sci Health 50(10):708-17. https://doi.or g/10.1080/03601234.2015.1048104 Zehra A, Raytekar NA, Meena M, Swapnil P (2021) Efficiency of microbial bio-agents as elicitors in plant defense mechanism under biotic stress: A review. Cur Res Microb Sci 2:1-14. https://doi.org/10.1016/j.crmicr.2021.100054 Zhang JX, Xue AG (2010) Biocontrol of sclerotinia stem rot (Sclerotinia sclerotiorum) of soybean using novel Bacillus subtilis strain SB24 under control conditions. Plant Pathol 59(2):382-391. https://doi. org/10.1111/j.1365-3059.2009.02227.x Zhi Y, Wu Q, Xu Y (2017) Production of surfactin from waste distillers' grains by co- culture fermentation of two Bacillus amyloliquefaciens strains. Bioresource Technol 235:96-103. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2017.03.090
Translation of Russian References
Andreeva EI, ed (1990) [Guidelines for testing chemicals for fungicidal activity]. Cherkassy: NIITEKHIM 67p. (In Russian)
Cherepanova EA, Blagova DK, Burkhanova GF, Sarvarova ES et al. (2019) [Surfactin Bacillus subtilis 26D in wheat protection from the phytopathogenic fungus Stagonospora nodorum (Berk.)]. Ekobiotekh 2(3):339-346. https://doi. org/10.31163/2618-964X-2019-2-3-339-346 (In Russian) Kabashnikova LF (2020) [Priming of protective reactions in plants during pathogenesis: acquired immunity]. Journal of the Belarusian State University. Ecology 4:19-29. https:// doi.org/10.46646/2521-683X/2020-4-19-29 (In Russian) Karpun N N, Yanushevskaya EB, Mikhailova EV (2015) [Mechanisms of formation of nonspecific induced immunity in plants under biogenic stress (review)]. Agricultural biology 50(50):540-549. https://doi.org/10.15389/ agrobiology.2015.5.540rus (In Russian) Kolesnikov LE, Popova E V, Novikova I, Kolesnikova JUR et al (2022) [The use of chitosan in protecting wheat from diseases and increasing yields]. Prikl Biokhim Mikrobiol 58(3):1-8 https://doi.org/10.31857/S0555109922030072 (In Russian)
Lunkov AP, Il'ina AV, Varlamov VP (2018) [Antioxidant, antibacterial and fungicidal properties of chitosan-based films (review)]. Prikl Biokhim Mikrobiol 54(5):444-454 (In Russian)
Maksimov IV, Veselova SV, Nuzhny TV, Sarvarova EP et al (2015) [Stimulating plant growth bacteria in the regulation of plant resistance to stress factors]. Fiziologiya rasteniy 62(6):763-775 (In Russian) Maximov IV, Singh BP, Cherepanova EA, Burkhanova GF et al. (2020) [Prospects for the use of lipopeptide-producing bacteria for plant protection (review)] Prikl Biokhim Mikrobiol 56(1):19-34. https://doi.org/10.31857/S055510 9920010134 (In Russian) Mikhailova LA, Mironenko NV, Kovalenko NM (2012) [Yellow spot of wheat. Guidelines for the study of populations of the yellow spotted pathogen Pyrenophora tritici-repentis and the resistance of varieties]. St. Petersburg: VIZR. 56 p. (In Russian)
Novikova I, Popova E V, Krasnobaeva IL, Kovalenko NM (2021) [Biological justification of the use of chitosan-based resistance inducers to increase the effectiveness of biofungicides]. Agricultural Biology 56(3):511-522. https:// doi.org/10.15389/agrobiology.2021.3.511rus (In Russian)
Novikova II, Boykova IV, Pavlyushin VA, Zeyruk VN et al (2013) [Prospects for the use of biological products based on antagonist microbes to protect potatoes from diseases during storage]. Plant Protection News 4:12-21 (In Russian) Pavlyushin V, Novikova I, Boikova I (2020) [Microbiological plant protection in technologies of phytosanitary optimization of agroecosystems: theory and practice]. Agricultural Biology 55(3):421-438. https://doi.org/10.15389/ agrobiology.2020.3.421rus (In Russian) Popova EV, Domnina NS, Sokornova SV, Kovalenko NM et al (2021) [Innovative hybrid plant immunomodulators based on chitosan and bioactive antioxidants and prooxidants]. Agricultural Biology 56(1):158-170. https://doi. org/10.15389/agrobiology.2021.1.158rus (In Russian) Popova EV, Kovalenko NM, Sokornova SV, Domnina NS et al. (2017) [The effect of salicylic acid and vanillin on wheat resistance to the causative agent of dark brown spotting Cochliobolus sativus]. Mikol Fitopatol 51(3):178-182 (In Russian)
Popova EV, Kovalenko NM, Sokornova SV, Tyuterev SL et al (2018) [The effect of hybrid chitosan derivatives on wheat resistance to pathogens with different nutrition strategies]. Prikl Biokhim Mikrobiol 54(5):540-545. https://doi. org/10.1134/S055510991805015X (In Russian)
Plant Protection News, 2022, 105(3), p. 122-134 OECD+WoS: 4.01+AM (Agronomy)
Shafikova TN, Omelichkina YuV (2015) [Molecular genetic aspects of plant immunity to phytopathogenic bacteria and fungi]. Russian Journal of Plant Physiology 62(5):611-627 https://doi.org/10.7868/S0015330315050140 (In Russian) Shenin YuD, Novikova II, Kruglikova LF, Kalko GV (1995) [Characteristics of Alirin B, the main component of a fungicide produced by the Bacillus subtilis strain 10-VIZR]. Antibiotiki i khimioterapiya 40(5):3-7 (In Russian) Sidorova TM, Asaturova AM, Homyak AI (2018) [Biologically active metabolites of Bacillus subtilis and their role in the control of phytopathogenic microorganisms (review)]. Agricultural Biology 53(1):29-37. https://doi.org/10.15389/ agrobiology.2018.1.29rus (In Russian) Tyuterev SL (2014) [Natural and synthetic inducers of plant disease resistance]. St. Petersburg: VIZR 212 p. (In Russian) Varlamov VP, Nemtsev SV, Tikhonov VE (2010) [Chitin and chitosan: nature, preparation and application]. Moscow. 292 p. (In Russian)
Vasyukova NI, Ozeretskovskaya OL (2007) [Induced plant resistance and salicylic acid]. Prikl Biokhim Mikrobiol 43(4): 405-411 (In Russian) Vasyukova NI, Ozeretskovskaya OL, Chalenko GI, Gerasimova NG et al. (2010) [Immunomodulatory activity of chitosan derivatives with salicylic acid and its fragments]. Prikl Biokhim Mikrobiol 46(3):379-384 (In Russian)
https://doi.org/10.31993/2308-6459-2022-105-3-15320
Full-text article
THE FACTORS INCREASING THE INDUCING ACTIVITY OF TWO BACILLUS. SUBTILIS STRAINS IN THE PROTECTION OF WHEAT AGAINST PATHOGENS OF SPOT BLOTCH
BIPOLARIS SOROKINIANA AND LEAF RUST PUCCINIA TRITICINA I.I. Novikova, E.V. Popova, N.M. Kovalenko*, I.L. Krasnobaeva
All-Russian Institute of Plant Protection, St. Petersburg, Russia
*corresponding author, e-mail: [email protected]
The purpose of this work was to evaluate the contribution of the culture liquid of Bacillus subtilis strains VKM B-2604D and VKM B-2605D and its components (cell-free supernatant and bacterial cell suspension) to the formation of induced resistance to spot blotch and leaf rust in wheat plants, as well as to establish the optimal cell concentration and application time which determine the effectiveness of the laboratory samples containing 0.1 % chitosan salicylate (CS). It is assumed that the culture liquid and its supernatant contain biologically active metabolites possessing elicitor activity and responsible for the manifestation of induced wheat resistance to spot blotch and leaf rust. Treatment of wheat leaves with culture liquid and supernatant reduced the B. sorokiniana infection level by 1.5-2 times, and P triticina by 20 % and 10 %, respectively, as compared to the control. Meanwhile, the suspension of bacterial cells did not suppress the development of the disease symptoms. It has been experimentally shown that all culture liquid samples tested showed the greatest inducing effect at the concentration of 109 CFU/ml. It was found that among the application timing variants (1 and 2 days before and 1 and 2 days after the inoculation), pre-treatment of wheat plants one day before the pathogen inoculation was the most effective, significantly reducing the disease development. As a result, the area of leaf damage by the spot blotch and the leaf rust was decreased 6- and 10-fold, respectively, as compared to the control.
Keywords: microbial control, laboratory sample, Vitaplan, cultural liquid, fungistatic activity, induced resistance, chitosan salicylate
Submitted: 29.04.2022 Accepted: 13.09.2022
© Novikova I.I., Popova E.V., Kovalenko N.M., Krasnobaeva I.L., published by All-Russian Institute of Plant Protection (St. Petersburg). This is an open access article distributed under the terms of the Creative Commons Attribution License 4.0 (http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/).
