CC BY
168
УЧЕНЫЕ ЗАПИСКИ КАЗАНСКОГО ГОСУДАРСТВЕННОГО УНИВЕРСИТЕТА
Том 149, ки. 3
Физико-математические пауки
2007
УДК 543.55:577.113.5/577.323.7
ЭЛЕКТРОХИМИЧЕСКИЕ ДНК-СЕНСОРЫ НА ОСНОВЕ УГЛЕРОДНЫХ НАНОТРУБОК:
ОБЗОР
FIJI. Никитина, О. В. Бондарь, P.P. Хазиахметова, Ф.К. Алимова, T.PI. Абдуллип
Аннотация
В настоящее время углеродные папотрубки один из самых популярных папомате-риалов. активно тестируемых в разных областях пауки и техники. Одним из динамично развивающихся приложений углеродных папотрубок является разработка электрохимических /электронных биосепсоров. Мы представляем краткий обзор достижений в области создания па основе углеродных папотрубок электрохимических биосепсоров для анализа нуклеиновых кислот как носителей генетической информации. Особое внимание уделено оригинальным разработкам, проводимым па кафедре биохимии Казанского государственного университета.
Введение
В последние годы важным объектом биомедицинских и биоаналитических исследований становятся наноматериалы. чьи уникальные структурные и физико-химические свойства служат основой создания новых или улучшения существующих методов диагностики и лечения заболеваний человека [1]. Одним из наиболее перспективных в этом отношении материалов являются углеродные нанотрубки (УНТ), которые обладают механической прочностью, химической инертностью, большой площадью поверхности и совместимостью с биомакромолекулами и клетками. Эти свойства, в частности, обусловливают актуальность применения УНТ в тканевой инженерии и для конструирования имплантантов [2 4]. а также для создания вакцин и лекарственных препаратов [5. 6].
Большое внимание исследователи уделяют разработке на основе углеродных папотрубок диагностических ДНК-сенсоров [7 10]. предназначенных для экспрессного выявления бактериальных/вирусных инфекций и генетических нарушений, обусловливающих развитие заболеваний человека [11 13]. Другое актуальное применение ДНК-сенсоров включает изучение генотоксического эффекта химических и физических факторов по изменению структурного состояния нуклеиновых кислот [11. 12]. Оба направления активно развиваются в рамках электрохимических биосенсоров, которые отличаются высокой селективностью и чувствительностью и служат платформой для создания коммерчески доступных биочипов [11 13]. Высокоорганизованная наноструктура и разнообразные электронные свойства УНТ делают перспективным использование этого материала для создания подобных биочипов в качестве как структурного, так и преобразующего элементов [8. 14].
1. Конфигурации электрохимических преобразователей на основе углеродных нанотрубок
Выделяют два типа углеродных нанотрубок одностенные и многостеиные. отличающие по строению и свойствам (рис. 1). Идеальная одностенная (однослойная)
Рис. 1. Схематическое строение одпостешгой углеродной папотрубки (А вид сбоку), плоскости графита (Б) и мпогостешгой углеродной папотрубки (В вид сверху)
УНТ (рис. 1. А) образована свернутой в трубку графитовой плоскостью (рис. 1. Б) и покрыта на концах полусферическими головками, структурно гомологичными фуллерену С60. В отличие от одностопных, многостенные УНТ состоят из нескольких вложенных друг в друга концентрических графитовых трубок (рис. 1, В), расстояние между которыми, как и в графите, составляет почти 0.34 им. Внешний диаметр нанотрубок варьируется от 0.4 до 2.0 им для одностопных УНТ и от 1.4 до 100 им для многостопных УНТ, в то время как длина обоих типов УНТ может достигать нескольких мкм [8, 14, 15]. В зависимости от диаметра и степени хиралыгости («закрученности» вокруг своей оси) одностопные УНТ могут обладать металлической проводимостью или свойствами полупроводника, в то время как многостопные УНТ характеризуются только металлической проводимостью [8, 14 16]. Для более подробного ознакомления с методами синтеза и свойствами УНТ мы рекомендуем обзоры [8, 14 20].
Одной из главных задач при разработке электрохимических ДНК-сенсоров с использованием УНТ является конструирование соответствующих преобразователей электродов. Существует два подхода в изготовлении электродов из УНТ: первый заключается в «простой» модификации нанотрубками обычных электродов, второй в создании электродных массивов (electrode arrays) из ориентированных УНТ [8, 9, 14]. Наиболее простой способ изготовления электрода на основе УНТ включает в себя механическое смешивание препарата одно- или многостенных УНТ с минеральным маслом или с твердым материалом и введение получаемой композиции в полость пастового электрода [21 23]. Преимуществом этого способа является отсутствие необходимости растворения УНТ и возможность регенерации поверхности модифицированного электрода посредством его механической полировки. Вместо с том создание пастового электрода, как правило, не предполагает удаления из УНТ примесей аморфного углерода и металлического катализатора, содержащихся в синтезированных препаратах УНТ [8, 16, 24, 25].
Для решения этой проблемы УНТ подвергают интенсивному окислению, которое одновременно способствует удалению примесей и придает гидрофильные свойства УНТ, которые очень гидрофобны по природе [14, 24, 25]. Нами предложен способ модификации обычного стеклоуглородного электрода (СУЭ) углеродными нанотрубками, подвергнутыми предварительному окислению в смеси азотной и
Рис. 2. Схема модификации стеклоуглеродпого электрода углеродными папотрубками [28]: I окисление УНТ в сочетании с ультразвуковой обработкой: II осаждение окисленных УНТ: III измерение оптической плотности суспензии УНТ: IV папесепие УНТ па электрод
сорной кислот [26 29]. Действие этой смеси в сочетании с ультразвуковым диспергированием (рис. 2. I) приводит к разрезанию стенок нанотрубок и к образованию концевых кислородсодержащих групп, что позволяет получать стабильные суспензии УНТ в полярных растворителях, включая воду. Водная суспензия УНТ интенсивно поглощает свет в УФ-области с характерным для ароматических соединений максимумом Атах = 260 нм (рис. 2, III), что позволяет оценивать концентрацию УНТ споктрофотомотричоски. СУЭ модифицируют, помещая на рабочую поверхность аликвоту суспензии УНТ с последующим удалением растворителя (рис. 2, IV). В результате на СУЭ формируется однородное модифицирующее покрытие из УНТ. Топографическое изображение этого покрытия, полученное с помощью атомно-силовой микроскопии, показано па рис. 3. Изготовленные по приведенной схеме СУЭ модифицированные УНТ характеризуются воспроизводимыми электрохимическими свойствами [28, 29].
Описаны сходные способы модификации электродов углеродными нанотрубка-ми, в которых окисленные или ноокислонныо УНТ диспергируют ультразвуком в присутствии полиэлектролита, например, нафиона [30], поли(диаллилдимотилам-мония) [31], полиэтилонимина [32], полисахаридов и др. [33, 34]. Эта процедура, сопровождаемая адсорбцией (био)полимора на поверхности нанотрубки, стабилизирует УНТ в суспензии, а в некоторых случаях позволяет отделять УНТ от побочных продуктов синтеза [34]. Нанокомпозиты УНТ и катионных (био)полимеров, используемые в качестве модификатора, одновременно служат удобной матрицей для иммобилизации на электроде отрицательно заряженных нуклеиновых кислот посредством электростатической адсорбции [31, 33].
Микро- и наноэлоктродныо массивы из УНТ создают путем ковалонтной иммобилизации гидрофильных УНТ (по концу нанотрубки) на химически модифицированном электроде (рис. 4) или т яки синтеза УНТ на поверхности металлического субстрата, содержащего предварительно осажденные споты катализатора. В последнем случае массив обычно погружают в матрицу из диоксида кремния или другого диэлектрика для изоляции индивидуальных электродов и увеличения проч-
Рис. 3. Топографические изображения модифицирующих) слоя углеродных нанотрубок (А) и полированного стеклоуглерода (Б), полученные с помощью атомно-силовой микроскопии [28]
Рис. 4. Поверхность химически модифицированного электрода (1) с ковалентно иммобилизованными вертикально ориентированными углеродными нанотрубками (2)
ности конструкции. Электродные массивы, состоящие из пространственно организованных (вертикальных) УНТ, являются перспективными преобразователями для конструирования высокочувствительных и селективных биосенсоров/биочипов нового поколения [8, 9, 35, 36].
Одним из главных преимуществ преобразователей на основе УНТ является их необычно высокая чувствительность к электроактивным анапитам по сравнению с традиционными углеродными и металлическими электродами [8, 14, 22, 23, 28, 29]. Этот факт объясняется большой эффективной площадью поверхности УНТ и их способностью ускорять электрохимические реакции с низкой скоростью переноса электронов [8, 14].
В качестве примера на рис. 5 приведены вольтамперограммы окисления аскорбиновой кислоты и Ь-цистеина на чистом СУЭ и СУЭ, покрытом УНТ. Модификация электрода нанотрубками приводит к значительному уменьшению перенапряжения исследуемых реакций наряду с увеличением регистрируемого тока. Это свидетельствует об актуальности применения УНТ в электрохимических биосенсорах для увеличения чувствительности, а в некоторых случаях и о селективности детектирования биомолекул.
I, цД
А
24
16
300
600
Е, мВ "" 900
I, цД
300
600
900
Е, МВ
1200
Рис. 5. Циклические вольтамперограммы аскорбиновой кислоты (А) и Ь-цистеипа (В) па чистом СУЭ (пунктирные лшши) и СУЭ, модифицированном УНТ (сплошные лилии). Ацетатный буферный раствор (рН 5.0), скорость сканирования 100 мВ/с. концентрация биомолекул 1.5 • 10-3 М [28]
2. Анализ первичной структуры ДНК с использованием электродов, модифицированных углеродными нанотрубками
Ключевым направленном развития электрохимических ДНК-сенсоров является создание генетических биосенсоров, предназначенных для быстрого анализа первичной структуры нуклеиновых кислот. В таком геносенсоре биораспознающим компонентом служит зонд одноцепочочный олигонуклеотид. комплементарный определенной последовательности исследуемой ДНК (мишени). В результате специфичного взаимодействия (гибридизации) ДНК-зонда, иммобилизованного на поверхности преобразователя, с участком ДНК-мишени образуется двойная спираль ДНК-дуплекс. К настоящему времени предложено несколько универсальных способов электрохимической регистрации этого процесса, которые, в частности, основаны на использовании редокс-актпвных индикаторов гибридизации (рис. 6) или ковалоитио связанных с ДНК меток, а также на прямом детектировании нук-леотидов в ДНК [11 13].
Одним из первых был разработан ДНК-сенсор, в котором в качество преобразователя применен модифицированный углеродными нанотрубками стеклоуглород-ный электрод [37]. Модельный 24-членный олигонуклеотид. несущий о'-линкер с концевой аминогруппой, ковалентно иммобилизовали на модифицированном электроде после обработки УНТ водорастворимым карбодиимидом. Взаимодействие ДНК-зонда с исследуемой последовательностью ДНК контролировали с помощью иитеркалирующого антибиотика дауномицина. детектируемого при потенциале около ^0.3 В. Дауномицин предпочтительнее связывается с двуцепочочной ДНК. чем с одноцепочечной. поэтому в результате гибридизации он концентрируется на поверхности биосенсора, а регистрируемый сигнал резко увеличивается (рис. 6). Взаимодействие биосенсора с некомиломентарными последовательностями сопровождается заметно меньшим измененном сигнала [37].
При другом способе для создания ДНК-сенсора использовали электрод из вертикально ориентированных УНТ. который отжигали в плазме и далее химически пришивали к обработанным УНТ олигонуклеотидный зонд с концевой аминогруппой. Исследуемой ДНК служила модельная 20-мерная последовательность, модифицированная редокс-моткой производным ферроцена. Авторами продемонстрирована возможность чувствительного детектирования ДНК-мишени на поверхности созданного биосенсора по току окисления ферроценовой метки [38].
Рис. 6. Детектирование ДНК с помощью электрохимического гепосепсора, основанное па использовании индикаторов гибридизации: 1 поверхность электрода: 2 модифицирующий слой УНТ: 3 иммобилизованный ДНК-зонд: 4 исследуемая ДНК (мишень): 5 электрохимически активный индикатор: 6 образующийся в результате гибридизации ДНК-дуплекс
Разработан протокол определения 19-мерной последовательности онкогена ВТ1СА1. ассоциированного с раком молочной железы, с применением в качестве метки щелочной фосфатазы. Гибридизацию иммобилизованного зонда с биотини-лированной ДНК-мишеныо и последующее связывание образующегося дуплекса с коныогатом щелочная фосфатаза-стрептавидин проводили на поверхности магнитных микрочастиц. Активность связанной с микрочастицами щелочной фосфатазы. пропорциональную концентрации исследуемой ДНК. регистрировали по накоплению в пробе электроактивного продукта а-нафтола. Использование электрода, модифицированного УНТ. позволяет значительно увеличить чувствительность детектирования ферментативной реакции вследствие сильной адсорбции а-нафтола на УНТ. Предел обнаружения последовательности-мишени в зависимости от условий анализа составил от 40 до 10 рр! [39].
Применение УНТ для конструирования преобразователей является не единственным приложением УНТ в биосенсорах. Уникальные структурные особенности УНТ предполагают возможность иммобилизации на нанотрубке большого числа меток, генерирующих мощный аналитический сигнал. Так. в группе Вонга [40. 41] предложен оригинальный подход, основанный на химической модификации поверхности УНТ молекулами щелочной фосфатазы и использовании полученного комплекса как «супер-метки» для ультрачувствительного выявления гибридизаци-онных и иммуиохимических взаимодействий. Благодаря адсорбции па УНТ про-
а
дополнительно усилить, модифицируя электрод углеродными нанотрубками. Подобная двойная амплификация с помощью УНТ позволяет уменьшить предел обнаружения ДНК-мишени до концентрации 1 фг/мл (54 аМ). что соответствует 820 копиям ДНК в 25 мкл пробы [40]. В рамках этого подхода предложен другой способ получения метки УНТ-фермеит. в котором па поверхность нанотрубки поочередно адсорбируют слои положительно заряженного поли(диаллилдиметиламмония) и щелочной фосфатазы. имеющей отрицательный заряд. Такая иммобилизация спо-
собствует увеличению поверхностной нагрузки фермента на УНТ по сравнению с ковалеитиой сшивкой, что позволяет понизить предел детектирования анализируемой последовательности ДНК с помогцыо комплексной мотки до 80 копий (5.4 аМ) [41].
Ли и др. [36. 42] изготовили наноэлектродный чип. содержащий 9 параллельных массивов из ш яки синтезированных вертикально ориентированных УНТ. погруженных в слой диоксида кремния. После химической блокировки поверхности массива и электрохимического окисления УНТ-электродов на открытом конце на-нотрубок ковалентно иммобилизовали 18-нуклеотидный зонд, комплементарный участку ВТ1СА1. Связывание зонда с ДНК-мишеныо, содержащей 300 нуклеоти-дов, контролировали, регистрируя ток окисления гуанинового компонента мишени с участием медиатора дипиридилыгого комплекса рутения. Используемый зонд вместо гуанинового иуклеотида содержал его аналог, электрохимически неактивный инозин. По данным авторов, с помощью разработанного биочипа можно напрямую детектировать менее 1000 копий анализируемой ДНК в микрообъеме пробы. Высокая чувствительность обусловлена сочетанием наноэлектродной конструкции биочипа, каталитического действия УНТ и медиаторной реакции [36. 42].
Рассмотренные выше данные демонстрируют перспективность создания бносен-соров н биочипов для анализа первичной последовательности нуклеиновых кислот с применением преобразователей на основе УНТ. Среди отмеченных способов детектирования ДНК следует выделить электрохимическое окисление нуклеотидов, используя которое можно не только определять ДНК напрямую, но также выявлять изменения во вторичной структуре ДНК под действием различных факторов [11. 12. 43]. Вместо с том развитие биосенсоров, основанных на электроактивных свойствах ДНК. сдерживается из-за низкой чувствительности детектирования нуклеотидов. окисление которых протекает при высоких потенциалах и характеризуется низкой скоростью переноса электронов [44. 45]. Использование УНТ для создания соответствующих бносенсоров является эффективным решенном этой проблемы благодаря способности УНТ катализировать медленные электрохимическое реакции с участием биомолекул (рис. 5). Нашей группой впервые в стране начаты разработки ДНК-сенсоров, основанных на электрохимических свойствах нуклеиновых кислот и их компонентов на электродах, модифицированных УНТ [26 29]. В следующем параграфе рассмотрены принципы работы и перспективы применения подобных бносенсоров.
3. Электрохимические свойства ДНК на электродах, модифицированных углеродными нанотрубками
Исследования последних лет. в том число проведенные памп, показывают, что УНТ енлыю изменяют электрохимическое поведение нуклеиновых кислот и их компонентов [26 29. 46 55]. Известно, что на электроде легче детектировать пурины. которые окисляются при потенциале около —0.8 В для гуанина и —1.0 В для ядениня, гуаниновых нуклеозидов/нуклеотидов. Детектирование адениновых нуклеотидов и пиримидинов, имеющих более высокие потенциалы окисления, обычно затруднено из-за относительно высокого фонового тока на электродах, модифицированных УНТ [29, 52, 53].
Установлено, что гуанин и аденин [27, 46, 53 55], а также гуаниновые нуклео-тиды [27, 29, 55] претерпевают интенсивную адсорбцию на электродах, покрытых УНТ или композитами на основе УНТ, которая как правило, не проявляется на других углеродных электродах. Учитывая данные из литературы по адсорбции ароматических соединений на УНТ [56 58], можно предположить, что наблюдя-
O
O
h2n
8
-2e", -2H+
H2O
h2n
O
R
R
Рис. 7. Схема двухэлектрошгого окисления гуапипа (R Н) и дезоксигуапозипмопофос-фата (R дезоксирибозилфосфат)
емое в отмоченных выше работах связывание пуринов с электродами на основе УНТ обусловлено гидрофобными и стэкинг-взаимодействиями между пуриновым гетероциклом и стенкой УНТ. При этом азотистые основания, вероятно, имеют плоскую ориентацию на УНТ. а на модифицированном нанотрубками электроде формируют мономолекулярные слои [55].
Электрохимические реакции с участием азотистых оснований и их производных на электродах, модифицированных УНТ. служат моделью, предсказывающей поведение ДНК. Нами выяснены особенности окисления гуанина и дезокси-гуанозинмонофосфата (дГМФ) как наиболее вероятных редокс-центров ДНК на электроде, покрытом предварительно окисленными многостенными УНТ [52. 55]. На этом электроде исследуемые пурины окисляются через стадию образования 8-оксопроизводных интермедиатов. детектируемых при более низком потенциале, чем соответственно гуанин и дГМФ. Эти интермедиаты появляются в результате отрыва двух электронов от наиболее нуклеофилыгой -N7 С8-связи пуринового ге-тероцикла (рис. 7). Известно, что 8-оксопроизводные гуанина образуются также при окислении ДНК iri vivo, и они являются важными маркерами повреждения ДНК [59. 60]. Результаты предполагают возможность использования электродов, модифицированных УНТ. для моделирования редокс-процессов с участием ДНК и детектирования продуктов окислительного повреждения ДНК [52. 55].
В отличие от азотистых оснований и их производных, полинуклеотиды обладают вторичной структурой, затрудняющей электроокисление нуклеотидов в составе нуклеиновых кислот. Поэтому на обычных электродах, в том числе из углеродных материалов. ДНК обладает низкой электрохимической активностью [61. 62] или не проявляет таковую [29. 52. 55]. По данным работ [47 50]. на электродах, содержащих как одностопные, так и многостенные углеродные нанотрубки. ДНК и РНК окисляются интенсивно. Очевидно, этот факт обусловлен наноструктурированно-стыо границы раздела фаз модифицированного нанотрубками электрода, которая способствует адсорбции биополимера и облегчает его окисление [55]. Имеются сведения о том. что важная роль в электрохимических реакциях ДНК принадлежит кислородсодержащим группам, присутствующим в структурных дефектах УНТ или образующимся у УНТ в результате их физико-химической обработки [49].
В серии наших работ [26 29. 51 55. 63] содержатся результаты комплексного исследования, включающего конструирование и тестирование электродов, модифицированных УНТ. последующее изучение электрохимического поведения ДНК на этих электродах в зависимости от структуры биополимера и создание различных типов ДНК-сенсоров. Показано, что электроактнвным компонентом в ДНК является гуаниновый нуклеотнд. ток окисления которого можно использовать в качестве сигнала для прямого определения ДНК и характеристики ее структуры. В частности, этот сигнал сильно зависит от вторичной структуры ДНК и увеличивается как после термической денатурации ДНК. так и в результате ее обработки денатурирующими агентами [29. 54. 55]. При этом электроды, модифи-
Рис. 8. Схема депурипизацпи ДНК
цированные УНТ. часто позволяют регистрировать изменения в структуре ДНК. не выявляемые с помощью традиционных методов (электрофореза в агарозном геле и др.). Высокая чувствительность электродов на основе УНТ к структурному состоянию ДНК. вероятно, объясняется сильной адсорбцией на нанотрубках азотистых оснований денатурированных (одноцопочочных) участков биополимера. Это свидетельствует о возможности применения разработанных электродов для оценки качества препаратов ДНК. используемых в биохимических исследованиях, и для изучения эффекта соединений, изменяющих структуру ДНК.
Как показано в [29. 52. 53. 55]. препараты нативной ДНК содержат примесь свободного гуанина, обнаруживаемого на вольтампорограммах ДНК при более низком потенциале. Количество такого гуанина резко увеличивается после термической денатурации ДНК. свидетельствуя о том. что термическая обработка ДНК сопровождается ее допуринизациой высвобождением пуриновых оснований (рис. 8). Известно, что допуринизация является распространенным процессом iri vivo, который может приводить к потере генетической информации и к мутациям [64. 65]. С использованием электродов на основе УНТ нами разработан экспрессный способ количественной оценки допуринизации нуклеиновых кислот по высвобождаемому гуанину. В отличие от традиционных методов, он не требует хроматографичоского разделения и концентрирования продуктов депурипизацпи [53. 55].
В другом исследовании [55. 63] электроды, модифицированные УНТ. использованы в качестве преобразователя для создания ДНК-сенсора на активные формы кислорода главного эндогенного источника повреждений ДНК [66. 67]. После иммобилизации нативной ДНК на модифицированном электроде ДНК-сенсор инкубировали в растворе, содержащем гидроксил-радикал. генерированный по реакции Фонтона [66]. Такая обработка приводит к резкому увеличению тока окисления
28 г I, mA
21
14
7
0
E, мВ
350
700
1050 1400
Рис. 9. Изменение сигнала окисления патишюй ДНК. иммобилизованной па модифицированном углеродными папотрубками электроде, после обработки биосепсора реактивом Фептопа: пунктирная лилия пативпая ДНК (контроль): сплошная лилия обработанная
ДНК по сравнению с контролем (необработанная ДНК) вследствие повреждения ДНК гидроксил-радикалом (рис. 9).
Согласно данным [66]. гидроксил-радикал вызывает гидролиз сахаро-фосфатной цепи в результате окисления остатка дозоксирибозы. Этот процесс является вероятной причиной изменения сигнала биосенсора, так как он сопровождается расщеплением ДНК и в результате улучшением ее адсорбции на модифицированном электроде. Разработанный ДНК-сенсор на основе УНТ можно использовать для изучения гонотоксичоского действия взаимодействующих с ДНК антибиотиков и ксенобиотиков [55. 63].
Электроды на основе углеродных нанотрубок являются новым типом электрохимических преобразователей, преимущество которых перед обычными электродами заключается в высокой чувствительности, в возможности миниатюризации и использования как для непрямого, так и для прямого детектирования ДНК. Такие преобразователи являются многообещающей платформой для создания генетических ДНК-сенсоров и чипов, а также уникальным инструментом для изучения молекулярных взаимодействий с участием нуклеиновых кислот.
I.I. Nikitina, O.V. Bandar, R.R. Khaziakhmetova, F.K. Alimova, T.I. Abtlullin. Electrochemical DNA sensors based on carbon nanot.ubes: A review.
Currently, carbon nanot.ubes are one of the most popular nanomaterials intensely studied in various fields of science and technology. One of the rapidly developing applications of carbon nanot.ubes is electrochemical/electronic biosensor construction. The present, article briefly reviews the recent, advances in carbon nanot.ube-based technology of constructing electrochemical biosensors for analysis of nucleic acids. Particular attention has been paid to original studies carried out. at. the Department, of Biochemistry. Kazan State University.
1. Salata О. V. Applications of nanopart.icles in biology and medicine // J. Nanobiot.echnol. 2004. V. 2. P. 3 8.
ДНК [55]
Заключение
Summary
Литература
2. Ztmello L.P., Zhao В., Ни Н., Нaddon R.C. Bone cell proliferation 011 carbon lianot.u-bes // Nano Lett. 2006. V. 6. P. 562 567.
3. Abarrategi A., Gutierrez M.C., Moreno- Vicente C., HortAguela M.J., Ramos V., Lopez-Laetrmba J.L., Ferrer M.L., Monte F. Multiwall carbon nanot.ube scaffolds for tissue engineering purposes // Biomat.erials. 2008. V. 29. P. 94 102.
4. Harrison B.S., Atala A. Carbon nanot.ube applications for tissue engineering // Biomat.erials. 2007. V. 28. P. 344 353.
5. Pantarotto D., PartAdos C.D., Hoebeke J., Brown F., Kramer E., Briand J.-P., Muller S., Prato M., Bianco A. Immunization with pept.ide-funct.ionalized carbon nanot.ubes enhances virus-specific neutralizing antibody responses // Cliem. Biol. 2003. V. 10. P. 961 966.
6. Bianco A., Hoebeke J., Gotlefroy S., Chaloin O., Pantarotto D., Briand J.-P., Muller S., Prato M., PartAdos C.D. Cat.ionic carbon nanot.ubes bind to CpG oligodeoxynucleot.ides and enhance their immunost.imulat.ory properties // J. Am. Cliem. Soc. 2005. V. 127. P. 58 59.
7. Wang J. Nanomat.erial-based electrochemical biosensors // Analyst.. 2005. V. 130. P. 421 426.
8. Merkoci A., Pumera M., Llopis X., Perez В., Valle M., Alegret S. New materials for electrochemical sensing VI: Carbon nanot.ubes // Trends Anal. Cliem. 2005. V. 24. P. 826 838.
9. Balasubramanian K., Burghard M. Biosensors based on carbon nanot.ubes // Anal. Bioanal. Cliem. 2006. V. 385. P. 452 468.
10. Pumera M., Sanchez S., Ichinose I., Tang J. Electrochemical lianobiosensors // Sens. Actuators, B. 2007. V. 123. P. 1195 1205.
11. Wang J. Survey and summary. Prom DNA biosensors to gene chips // Nucleic Acids Res. 2000. V. 28. P. 3011 3016.
12. Kerman K., Kobayashi M., Tamiya E. Recent, trends in electrochemical DNA biosensor technology // Meas. Sci. Tecliiiol. 2004. V. 15. P. R1 Rll.
13. Lucarelli F., Marrazza G., Turner A.P.F., Mascini M. Carbon and gold electrodes as electrochemical transducers for DNA hybridisation sensors // Biosens. Bioelect.ron. 2004. V. 19. P. 515 530.
14. Gooding J.J. Nanost.ruct.uring electrodes with carbon nanot.ubes: A review on electrochemistry and applications for sensing // Elect.rocliim. Acta. 2005. V. 50. P. 3049 3060.
15. Paradise M., Goswami T. Carbon nanot.ubes Production and industrial applications // Mater. Design. 2007. V. 28. P. 1477 1489.
16. Niyogi S., Hamon M.A., Ни H., Zhao В., Bhowmik P., Sen R., Itkis M.E., Haddon R.C. Chemistry of single-walled carbon nanot.ubes // Acc. Cliem. Res. 2002. V. 35. P. 1105 1113.
17. Grobert N. Carbon nanot.ubes becoming clean // Nanot.oday. 2007. V. 10. P. 28 35.
18. Harris P.J.F. Solid state growth mechanisms for carbon nanot.ubes // Carbon. 2007. V. 45. P. 229 239.
19. Елецкий А.В. Углеродные папотрубки // Усп. физ. паук. 1997. Т. 167, Л' 9. С. 945 972.
20. Елецкий А.В. Сорбциоппые свойства углеродных папотрубок // Усп. физ. паук. 2004. Т. 174, Л» 11. С. 945 972.
21. Valentini F., Amine A., Orlanducci S., Temmova M.L., P alias chi G. Carbon nanotube purification: preparation and characterization of carbon nanotube paste electrodes // Anal. Chem. 2003. V. 75. P. 5413 5421.
22. Wang J., Musameh M. Carbon nanotube/tefion composite electrochemical sensors and biosensors // Anal. Chem. 2003. V. 75. P. 2075 2079.
23. Rubianes M.D., Rivas G.A. Carbon nanot.ubes paste electrode // Elect.rochem. Commun. 2003. V. 5. P. 689 694.
24. Liu J., Rinzler A.G., Dai H., Hafner J.H., Bradley R.K., В ml P.J., Lu A., Iverson Т., Shelimuv K., Huffman C.B., Rodriguez-Maeias F., Shun Y.S., Lee T.R., Colbert D.T., Smalley R.E. Fullerene pipes // Science. 1998. V. 280. P. 1253 1256.
25. Raymundu-Pineru E., Caeeiaguerra Т., Simon P., Beguin F. A single step process for the simultaneous purification and opening of mult.iwalled carbon nanot.ubes // Chem. Pliys. Lett. 2005. V. 412. P. 184 189.
26. Никитина И.И., Абдуллии Т.Н. Электроды, модифицированные углеродными папо-трубками. для детектирования биомолекул // Материалы VI науч. копф. молодых ученых, аспирантов и студентов НОЦ КРУ «Материалы и технологии XXI века». Казань, 2006. С. 85.
27. Abdullin T.I., Budnikuv С.К., Evtugyn G.A., Kunuvaluva О.A., Salakhuv M.Kh. Volt.ammet.ric behavior of guanine, guanosine triphosphate and DN A on carbon nanot.ubes modified electrodes // Abst.r. of Int.ernat.. Congress on Analytical Sciences "1С AS-2006". M., 2006. P. 620 621.
28. Абдуллии Т.Н., Никитина И.И., Бондарь О.В., Ишмухаме.това Д.Г., Коновалова О.А., Салахов М.Х. Конструирование и тестирование электродов па основе мпо-гостеппых углеродных папотрубок // Рос. папотехпологии. 2007. Т. 2, Л' 7 8. С. 156 160.
29. Абдуллии Т.Н., Никитина И.И., Ишмухаме.това Д.Г., Вудников Г.К., Коновалова О.А., Салахов М.Х. Электроды, модифицированные углеродными папотрубками, для электрохимических ДНК-сепсоров // Журп. апалит. химии. 2007. Т. 62, Л' 6. С. 667 671.
30. Tkae J., Ruzgas Т. Dispersion of single walled carbon nanot.ubes. Comparison of different, dispersing strategies for preparation of modified electrodes toward hydrogen peroxide detection // Elect.rochem. Commun. 2006. V. 8. P. 899 903.
31. He P., Bayaehou M. Layer-by-layer fabrication and characterization of DN A-wrapped single-walled carbon nanotube particles // Langmuir. 2005. V. 21. P. 6086 6092.
32. Rubianes M.D., Rivas G.A. Dispersion of multi-wall carbon nanot.ubes in polyet.hylenimi-ne: A new alternative for preparing electrochemical sensors // Elect.rochem. Commun. 2007. V. 9. P. 480 484.
33. Li J., Liu Q., Liu Y., Liu S., Yao S. DNA biosensor based on cliit.osan film doped with carbon nanot.ubes // Anal. Biocliem. 2005. V. 346. P. 107 114.
34. Moulton S.E., Minett A.I., Murphy R., Ryan K.P., McCarthy D., Coleman J.N., Blau W.J., Wallace G.G. Biomolecules as selective dispersant.s for carbon nanot.ubes // Carbon. 2005. V. 43. P. 1879 1884.
35. Koehne J., Li J., Cassell A.M., Chen H., Ye Q., Ng H.T., Han J., Meyyappan M. The fabrication and electrochemical characterization of carbon nanotube nanoelect.rode arrays // J. Mater. Chem. 2004. V. 14. P. 676 684.
36. Li J., Ng H.T., Cassell A., Fan W., Chen H., Ye Q., Koehne J., Han J., Meyyappan M. Carbon nanotube nanoelect.rode array for ultrasensitive DNA detection // Nano Lett. 2003. V. 3. P. 597 602.
37. Cai Н., Сао X., Jiang Y., Не P., Fang Y. Carbon nanotube-enlianced electrochemical DNA biosensor for DNA hybridization detection // Anal. Bioanal. Cliem. 2003. V. 375. P. 287 293.
38. He P., Dai L. Aligned carbon lianot.ube DNA electrochemical sensors // Cliem. Com-muii. 2004. V. 3. P. 348 349.
39. Wang J., Kawde A.-N., Jan M.R. Carbon-nanotube-modified electrodes for amplified enzyme-based electrical detection of DNA hybridization // Biosens. Bioelect.ron. 2004. V. 20. P. 995 1000.
40. Wang J., Liu G., Jan M.R. Ultrasensitive electrical biosensing of proteins and DNA: carboii-iianot.ube derived amplification of the recognition and transduction events // J. Am. Cliem. Soc. 2004. V. 126. P. 3010 3011.
41. Munge В., Liu G., Collins G., Wang J. Multiple enzyme layers on carbon nanot.ubes for electrochemical detection down to 80 DNA copies // Anal. Cliem. 2005. V. 77. P. 4662 4666.
42. Koehne J., Chen H., Li J., Cassell A.M., Ye Q., Ng H.T., Han J., Meyyappan M. Ultrasensitive label-free DNA analysis using an electronic chip based on carbon lianotube lianoelect.rode arrays // Naiiot.ecluiology. 2003. V. 14. P. 1239 1245.
43. Rauf S., Gooding J. J., Akhtar K., Ghauri M.A., Rahman M., Anwar M.A., Khalid A.M. Electrochemical approach of anticancer drugs DNA interaction // J. Pliarm. Biomed. Anal. 2005. V. 37. P. 205 217.
44. Armistead P.M., Thorp H.H. Modification of indium tin oxide electrodes with nucleic acids: Detection of at.t.omole quantities of immobilized DNA by elect.rocat.alysis // Anal. Cliem. 2000. V. 72. P. 3764 3770.
45. Oliveira-Brett A.M., Piedade J.A.P., Silva L.A., Dieuleseu V.C. Voltammetric determination of all DNA nucleotides // Anal. Biocliem. 2004. V. 332. P. 321 329.
46. Wang Z., Xiao S., Chen Y. ,3-Cyclodextrin incorporated carbon nanotubes-modified electrodes for simultaneous determination of adenine and guanine // J. Elect.roanal. Cliem. 2006. V. 589. P. 237 242.
47. Liu H., Wang G., Chen D., Zhang W., Li C., Fang B. Fabrication of polytliioni-lie/NPAu/MWNTs modified electrode for simultaneous determination of adenine and guanine in DNA // Sens. Actuators B. 2008. V. 128. P. 414 421.
48. Pedano M.L., Rivas G.A. Adsorption and electrooxidation of nucleic acids at carbon lianotubes paste electrodes // Electrocliem. Commuii. 2004. V. 6. P. 10 16.
49. Heng L.Y., Chou A., Yu J., Chen Y., Gooding J.J. Demonstration of the advantages of using bamboo-like nanot.ubes for electrochemical biosensor applications compared with single walled carbon nanot.ubes // Electrocliem. Commun. 2005. V. 7. P. 1457 1462.
50. Erdem A., Papakonstantinou P., Murphy H. Direct. DNA hybridization at. disposable graphite electrodes modified with carbon nanot.ubes // Anal. Cliem. 2006. V. 78. P. 6656 6659.
51. Nikitina I.I., Bondar O.V., Khaziakhmetova R.R., Rizvanov A.A., Abdullin T.I. Carbon nanot.ubes based direct, electrochemical detection of nucleic acids // Abst.r. of the Third Intern. Conf. "Basic Science for Medicine". Novosibirsk. 2007. P. 156.
52. Бондарь О.В., Никитина И.И., Ха;тахметооа P.P., Ршааиоа А.А., Абдуллин, Т.И. Оценка структурного состояния ДНК с помощью электрохимических биосепсоров // Учен. зап. Казап. уп-та. Сер. Естеств. пауки. 2007. Т. 149, кп. 4. С. 106 111.
53. Абдуллин Т.И., Никитина И.И., Бондарь О.В. Выявление депурипизации ДНК с помощью модифицированного углеродными папотрубками электрода // Жури, апалит. химии. 2008. Т. 63, Л' 4. в печати.
54. Бондарь О.В., Хааиахметова P.P., Абдуллин Т.И. Адсорбция пуринов и ДНК па углеродных папотрубках // Сб. ст. по итогам XIV Всерос. копф. «Структура и динамика молекулярных систем». Казань. 2007. С. 379 382.
55. Абдуллин Т.И. Адсорбция и окисление дезоксирибопуклеиповых кислот па электродах. модифицированных углеродными папотрубками: Дне. ... кацд бпол. паук. Казань: Казан гос. уп-т. 2007. 142 с.
56. Basiuk E.V., Rybak-Akimova E.V., Basiuk V.A., Acosta-Najarro D., Saniger J.M. Adsorption modification of single-walled carbon nanotubes with t.et.raazaannulene macrocyclic complexes // Nano Lett. 2002. V. 2. P. 1249 1252.
57. Yan Y., Zhang M., Gong K., Su L., Guo Z., Mao L. Adsorption of methylene blue dye onto carbon nanotubes: A route to an electrocliemically functional nanostructure and its layer-by-layer assembled nanocomposite // Cliem. Mater. 2005. V. 17. P. 3457 3463.
58. Rajendra J., Baxendale M., Rap L.G.D., Rodger A. Flow linear dicliroism to probe binding of aromatic molecules and DNA to single-walled carbon nanotubes // J. Am. Cliem. Soc. 2004. V. 126. P. 11182 11188.
59. Martinis B.S., Bianchi M.L.P. Methodology for urinary 8-hydroxy-2!-deoxyguanosine analysis by HLPC with electrochemical detection // Pharmacol. Res. 2002. V. 46. P. 129 131.
60. Collins A.R., Cadet J., Moiler L., Poulsen H.E., Vinae J. Are we sure we know how to measure 8-oxo-7;8-dihydroguauiue in DNA from human cells? // Arch. Biocliem. Bio-phys. 2004. V. 423. P. 57 65.
61. Brabee V., Koudelka J. Oxidation of deoxyribonucleic acid at carbon electrodes. The effect of the quality of the deoxyribonucleic acid sample // Bioelect.rochem. Bioenerg. 1980. V. 7. P. 793 805.
62. Pedano M.L., Rivas G.A. Immobilization of DNA on glassy carbon electrodes for the development of affinity biosensors // Biosens. Bioelect.ron. 2003. V. 18. P. 269 277.
63. Никитина И.И., Абдуллин, Т.И. Виосепсоры па основе углеродных папотрубок для выявления повреждений в ДНК // Сб. ст. по итогам XIV Всерос. копф. «Структура и динамика молекулярных систем». Казань. 2007. С. 777 780.
64. Lindahl Т., Nyberg В. Rate of depurination of native deoxyribonucleic acid // Biochemistry. 1972. V. 11. P. 3610 3618.
65. Sheppard T.L., Ordoukhanian P., Joyce G.F. A DNA enzyme with N-glycosylase activity // PNAS. 2000. V. 97. P. 7802 7807.
66. Henle E.S., Linn S. Formation, prevention, and repair of DNA damage by iron/hydrogen peroxide // J. Biol. Cliem. 1997. V. 272. P. 19095 19098.
67. Cadet J., Delatour Т., Douki Т., Gasparutto D., Pouget J.-P., Ravanat J.-L., Sauvaigo S. Hydroxyl radicals and DNA base damage // Mut.at. Res. 1999. V. 424. P. 9 21.
Поступила в редакцию 24.09.07
Никитина Ирина Игоревна студент биолого-почвешюго факультета Казанского государственного университета. Е-шаП: тkiMjmiri0jnail.ru
Вондарь Оксана Викторовна студент биолого-почвешюго факультета Казанского государственного университета. Е-шаП: о.ь.ЬопЛагвтай.ги
Хазиахметова Регина Раисовна студент биолого-почвешюго факультета Казанского государственного университета.
Алимова Фарида Кашифовна доктор биологических паук, профессор, заведующий кафедрой биохимии Казанского государственного университета.
Е-шаП: alimovaehotmail.com
Абдуллин Тимур Илдарович ассистент кафедры биохимии Казанского государственного университета.
Е-шаП: timur.abdullineksu.ru
