CC BY
72
Науковий вюник Льв1вського нацюнального утверсигету ветеринарно! медицини та бютехнологш 1мен1 С.З. Гжицького Scientific Messenger of Lviv National University of Veterinary Medicine and Biotechnologies named after S.Z. Gzhytskyj
doi: 10.15421/nvlvet7201
ISSN 2413-5550 print ISSN 2518-1327 online
http://nvlvet.com.ua/
Diagnosis of persistent BVD in one day old and older than 30 days
calves with Rapid Kit Tests
Durmus Kahraman1, Sima Sahinduran2 [email protected]
'Insitute of Health Sciences, Mehmet Akif Ersoy University, Burdur/Turkey 2Department of Internal Medicine, Faculty of Veterinary Medicine, Mehmet Akif Ersoy University, Burdur Turkey
Bovine Viral Diarrhoea (BVD) is an important disease of cattle which causes alimentary, respiratory and reproductive disorders and serious economic losses. Today, eradication of disease is compulsory for the increase of dairies and achieving more healthier herds. In cattle, if the calves are infected with BVD from the uterus in the first trimester of pregnancy, they are born persistent infected (PI) antigen(+). The PI calves are smaller or normal in apperance than normal calves. Persistent infected (PI) calves spread the virus throughout their lives and infect their surroundings. BVD causes early embrionic death, calves born with anomalies and immunosuppression in infected animals.
In this study 200 calves between 1-30 days old from Burdur province are screened with BVD rapid test kit. In the screening, 13 calves (6.5%) are found BVDV ag(+). The gender of PI calves are found 4% female (8/200) and 2.5% male (5/200). In the 5% of PI calves (10/200), respiratory and alimentary problems were clinically seen. The antigen(+) animals are put out of the herd and vaccination protocols are recommended.
In this study, diagnosing the disease can be made rapidly by both clinicians and farmers, also putting the virus spreading persistent calves out of herd without losing time and a successful struggle can be made against BVD, are shown.
Key words: bovine viral diarrhoea, calf, rapid test kit
This study is summary of MS Thesis of Durmus Kahraman and supported by Mehmet Akif Ersoy University, Scientific Research Project Council (Project Number: 0242-YL-14).
Bir günlük ve 30 günlükten büyük buzagilarda persiste bvd hastaliginin
hizli kit testleri ile te^hisi
Bovine Viral Diarrhoea (BVD) sigirlarda sindirim, solunum ve üreme sistemi problemlerine neden olan ve ciddi ekonomik kayiplarla sonuçlanan onemli bir hastaliktir. Günümüzde modern damizlik süt igletmelerinin artmasi nedeniyle saglikli sürüler elde edilmesi için hastaliklarin eradike edilmesi gerekmektedir. Sigirlarda gebeligin ilk trimestrinda anne uterusundan alinan BVD virüsü fotüsü enfekte ederek persiste enfekte antijen (+) yavrularin dogmasina sebep olmugtur. Persiste enfekte (PI) dogan buzagilar saglikli buzagilardan daha k^ük ya da normal gorünügte olabilmektedir. Bu buzagilar omürleri boyunca virüsü saçarak etrafienfekte ederler. BVD virüsü, enfekte annelerin yavrularinada erken embriyonik olümler, anomali buzagi dogumlari ve immun supresyonun neden oldugu olümlere siklikla rastlanmaktadir.
Bu çaligmada, Burdur ilindeki bir günlük ve otuz günlükten büyük 200 buzagi BVD hizli test kitleri ile taranmigtir. Çaligmamizda 13 adet hayvan BVDV ag(+) olarak saptandi (6.5%).PI hayvanlarin 4%'ü digi (8/200), 2.5%'u ise (5/200) erkek olarak tespit edildi. PI BVD'li buzagilarin 5%'inde (10/200) klinik olarak solunum ve sindirim problemleri ve geligme geriligi gorüldü. Tarama sonucunda antijen pozitif olan hayvanlar hemen sürüden çikarilarak sürülere agilama uygulamalarinin yapilmasi onerildi.
Yaptigimiz çaligmada hizli test kiti kullanilarak hem sahada çaligan Veteriner Hekimlerin hem de üreticilerin pratik olarak BVD teghisini yapabilecegi saptandi ayrica virüs saçan persiste buzagilarin zaman kaybetmeden sürüden uzaklagtirilmasi ve BVD enfeksiyonuyle bagan ile mücadele yapilabilmesi için hizli testlerin kolay ve kesin sonuçlar verdigi gosterildi.
Anahtar kelimeler: bovine viral diare, buzagi, hizli test kiti
Citation:
Durmus, Kahraman, Sima, Sahinduran (2016). Diagnosis of persistent BVD in one day old and older than 30 days calves with Rapid Kit Tests. Scientific Messenger LNUVMBT named after S.Z. Gzhytskyj, 18, 4(72), 96-106.
Giriç
Bovine Viral Diare (BVDV) hastaligi ilk kez Olafson ve Rickard (1947) tarafindan tanimlanmiçtir (64). BVDV enfeksiyonu dünya çapinda sigirlarda endemik olarak görülmekte ve büyük ekonomik kayiplara yol açmaktadir (67, 68, 69, 128, 129 ). Bu kayiplar enfekte sürülerde virüsün üreme ve genel saglik durumlarinda oluçturdugu negatif etkiler sonucu oluçur (90, 128).
BVDV enfeksiyonu sigirlarda klinik olarak sindirim ve genital sistemini etkileyerek sigir yetiçtiriciliginde büyük kayiplara neden olan multisistemik viral bir en-feksiyondur (95,126). Prevalansi 50-90% arasinda degiçen BVDV enfeksiyonunun immunsupresyon, döl tutmama problemleri, abort ve mumifikasyon, konjenital defektler, immuntolerans, persiste enfeksiyon (PI) ve mukozal disease (MD)'e neden oldugu bildirilmiçtir (113). BVDV enfeksiyonu sonucunda buzagilarda mikroensefali, hidrosefalus, proensefali, serebellar hipoplazi ve hipomyelizasyon gibi konjenital defektler siklikla geliçebilmektedir. Ayrica katarakt, mikroftalmi, optik noritis, retinal dejenerasyon, timik hipoplazi, hipo-trikozis, alopesi, bukleli kil örtüsü, sirtlan hastaligi, osteo-jenezde bozulma, alt çene kisaligi ve geliçme geriligi daha nadir olarak görülen konjenital defektler arasinda sayila-bilir (119).
BVDV enfeksiyonu subklinik seyirli olabilecegi gibi ateç, diyare, süt veriminde ani azalma, fertilite problemleri, oral, nazal akintilar, agiz boçlugunda erozyon ve ülser gibi lezyonlar görülmekle birlikte ölümcül mukozal hastaliga kadar degiçen hastalik tablosuyla seyrede-bilmektedir (8).
Bu tez çaliçmasiyla Burdur ili büyükba§ içletmelerinde bulunan kolostrum emmemiç ve 30 günlük yaçtan büyük 200 buzaginin BVDV hastaligi yönünden persiste enfekte olup olmadiklannin araçtirilmasi amaçlanmiçtir.
Genel bilgiler
Etiyoloji
Hastalik koyunlarda görülen Border hastaligi ve domuzlarda domuz ateçi hastaligina neden olan virüsler ile benzer ailedendir (45). Virüs Flaviviridae ailesinin Pestivirus cinsindendir (26, 59, 97). Bovine Viral Diyare Virüsü (BVDV), özellikle ruminantlari enfekte eden, önemli ve patojen heterojen virüslerin bulundugu (5, 55, 81, 128) gruptandir. Virüs nispeten küçük (40-60 nm), zarfli ve küresel yapida, tek sarmalli, pozitif yönlü, iki genotip veya tür (BVDV-1 ve -2) ile genetik olarak en az 13 alt türe ayrilan bir RNA virüsüdür (5, 39, 55, 128, 134). Bu biyoçeçitlilige ragmen tüm BVD virüsleri hücre kültürlerindeki etkilerine göre sitopatojenik (cp) veya nonsitopatojenik (ncp) olmak üzere iki biyotipe aynlir (32).
Ncp suçlar persiste olmaya adaptedirler ve cp suçlarininaksine fetüste tip I interferon oluçumunu engelledikleri için bu ismi almiçlardir (22, 31). Sitopatojenite yapisal olmayan NS2/3 proteinini kodlayan bölgede oluçan genetik degiçimlerin (eklenmeler, duplikasyonlar ve/veya yeniden düzenlemeler) sonucunda ortaya çikar. Bu tarz mutasyonlar mukozal hastalik denilen terminal dönemin geliçmesiyle baglantilidir (77). Genelde her iki genotip de benzer patojeniteye sahiptir.
Ancak tip II suçu yüksek morbidité ve mortalité ile seyreden çiddetli akut BVDV enfeksiyonu ile iliçkilendirilmektedir (47,102, 116). Genotip içerisinde yüksek derecede heterojenite olmasina ragmen BVDV suçlarinin genelde sürüye özgü oldugu gösterilmektedir (60, 84, 109, 143). Bu durum sürüden izole edilen virüsün, baçka bir suç tekrar sürüye bulaçmadigi sürece daha iyi tanimlanabilmesi anlamina gelir. BVDV'ye karçi bagiçik olmayan hayvanlarda klinik tablo olarak ateç, içtahsizlik ve mukozal lezyonlar ortaya çikabilir. BVDV hücresel düzeyde bagiçikliga hasar verdigi için sekonder olarak buzagilarda öksürük veya ishal görülebilir (81). Eriçkin bogalarda akut enfeksiyon sirasinda sperma kalitesi geçici olarak bozulabilir (74). Virüs hizli bölünen hücrelere affinite gösterir. Bu yüzden büyümekte olan fetüs replikasyon için oldukça uygundur. Hastaliga bagiçik olmayan gebe hayvanlarda virüs yavruyu %100 etkiler (42). Fetal enfeksiyonun spesifik klinik tablosu ise gebelik sürecine baglidir ve enfekte sürülerde bu nedenden dolayi geniç çapta üreme problemleri görülebilir (118). Bu durum gebe kalamama, immuntolere, persiste enfekte (PI) buzagilarin dogmasi, malformasyonlar, fetal ölüm ve abort veya mumifikasyon, intrauterin büyümede gecikme ve g^süz veya ölü dogumlari içerir (29, 45, 5, 89, 101, 138). Abortlar gebeligin herhangi bir döneminde meydana gelebilir ve enfeksiyon zamaniyla baglantili degildir (81).
Persiste Enfekte (PI)
Fetüsün gebeligin ilk trimesterinde immun sistemi geliçmeden önce enfekte olmasi persiste enfeksiyonla (PI) sonuçlanir (38). PI hayvanlar enfeksiyonun yayilmasinda ve vücut sivilariyla yüksek miktarlarda sürekli virüs saçiliçinda anahtar taçiyicilardir (20, 34, 75, 88, 91, 140, 141, 142). Tipik olarak persiste enfeksiyonlarda belirgin antikor yaniti oluçmaz ancak BVDV'nin heterolog suçlarina maruz kalinirsa nötralize edici antikorlar oluçabilir (15, 24). Spesifik nötralize edici antikorlarin varligi bu durumdaki hayvanlardan virüsün izole edilmesini etkileyebilir (19). PI hayvanlar bozulmuç immun yanita sahiptir ve diger enfeksiyonlara da yakalanmaya daha yatkindirlar (110). Bundan dolayi eriçkin yaça gelmeden önce ölür veya kesime sevk edilirler (9, 65, 132). Ancak klinik olarak saglikli olan hayvanlar da görülebilir ve eriçkin yaça ulaçip gebe kalabilirler (88). Eger böyle olursa enfeksiyon fetüse aktarilir ve böylece yavru sürekli PI kalir (7).
Fetüs immun sistemi geliçtikten sonra enfekte olursa antikor geliçtirebilir (71). Ancak immun yanit oluçturma yetenegine ragmen, büyümekte olan fetüs negatif olarak etkilenir ve bu hayvanlar doguçtan güçsüz, hasta görünü^lü ve enfeksiyonlara daha duyarli olarak dogarlar (79, 93). Gebe düve eger PI degilse enfeksiyona yanit olarak antikor geliçtirir ve fetüste persiste enfeksiyon gerçekleçmiçse onun da immun yaniti tetiklenir. Böylece antikor düzeyi dogumdan kisa süre önce kolostrum üretimi baçlayana kadar yükselir (23, 91). Bu fenomen tanisal amaçla PI buzagi dogurma riskine sahip ineklerin belirlenmesinde kullanilir (83).
BVDV'ye karçi antikor içeren kolostrumla beslenen buzagilar hayatlarinin ilk aylarinda kendilerini enfeksiyondan koruyan pasif bagiçikligi elde etmiç olurlar (16, 33, 70, 98). Bu koruyuculugun süresi kolostrumdaki
nötralize edici antikorlarin konsantrasyonuna, içirilen kolostrum miktarina ve buzaginin hastaligi atlatma olasiligina baglidir. PI hayvanlarda maternal antikorlar daha hizli azaliç gösterir (19,106). Maternal antikor titresi yüksek iken BVDV ile karçi karçiya kalan buzagilar hastaliga karçi koruyucu maternal antikorlan kullanir, maternal antikorlan geliçtirir ancak yeniden enfeksiyona maruz kaldiginda serumda koruyucu antikor bulunmayabilir (115, 117).
Mukozal Hastalik
Mukozal hastalik (MD), persiste enfeksiyon sonucu 6 ay ile 2 yaç arasindaki sigirlarda ortaya çikar. Hastaligin bu evresi 2 gün ile 3 hafta süre içerisinde ortaya çikabilen akut veya 18 aylik yaça kadar hayatta kalabilen kronik çekilde olabilir. Vakalar tipik olarak ateç, içtahsizlik, gastrointestinal kanalda çiddetli mukozal erozyonlar, zafiyet ve ölüme götüren yogun ishal ile seyreder (8). Kronik vakalarda hayvanlar daha uzun süre benzer belirtiler gösterir. Aralikli ishal ve kronik timpani gibi gastrointestinal belirtilerden baçka ayni zamanda deride eroziv lezyonlar ve laminit geliçebilir (81).
Mukozal hastalik (MD), 4a genomu yapisal olmayan bölgesinde oluçan mutasyon sonucunda ncp'den cp'ye dönüijümüyle geliçir (77, 103, 131). Eger cp suçu ncp suçu ile homolog ise PI buzagi buna karçi nötralize edici antikor üretmez. Bu nedenle sürüye spesifik bir suç yerleçtiginde, cp suç sürüdeki diger PI hayvanlara da bulaçir ve salgin oluçabilir. Bu durumda klinik vakalardan homolog ncp ve cp suçlar izole edilebilir (87). MD ayni zamanda persiste ncp suç ile diçaridan gelen cp suç arasinda oluçan rekombinasyonun sonucunda da geliçebilir. Bu durum örnegin, cp suçlari içeren açilar kullanildiginda ortaya çikar (8).
BVDV hem direk, hem de indirek olarak hayvanlara bulaçabilmektedir. Direk bulaçma PI hayvanla temas sonucu gerçekleçebilir (81). indirek bulaçma ise bulaçma zamani, isi ve virüs miktarina baglidir. Sürüde PI hayvan olmasi durumunda virüs, enfekte aborte fetüs veya plasenta, kapali ahirlarda ortamin havasi, rektal palpasyon, kontamine kulübeler ve enjektörler yoluyla bulaçabilir (57, 78, 82, 86). Virüs akut enfekte veya PI bogadan alinmiç spermada, kontamine embriyoda, kontamine enjektör veya suni tohumlama kateterlerlerinde mevcutsa, saçilim potansiyeli artiç gösterir (54, 75, 99, 126). Sürü içi ve sürüler arasi bulaçmada en tehlikeli etken PI hayvan alimi veya PI buzagi taçiyan ineklerin sürü içerisine dâhil edilmesidir (81). BVDV kontrolü yapilmayan sürülerle ayni merayi paylaçan baçka sürülerdeki gebe hayvanlara da bulaçma çekillenebilir (61, 121, 122). Akut enfeksiyonlarda sürüdeki yayilim sinirlanabilse de enfeksiyonun yerleçik hal almasinda erken gebe hayvanlarin (PI buzagi dogumuyla sonuçlanir) varligi önemli rol oynar (81). BVDV'nin diger evcil ve yabani çift tirnaklilari da etkiledigi bilinmektedir (11, 40,139). Persiste enfeksiyonun varligi 7 türde (koyun, domuz, alpaka, beyaz kuyruklu geyik, eland, fare geyigi ve Amerikan dag keçisi) gözlenmiçtir (30, 96, 107, 125, 133, 136, 144). Sigir hariç bulaçmada BVDV ile Border hastaligi virüsüayni aileden oldugu için koyunlarin rezervuar olarak rol oynayabilecegi ortaya konmuçtur (27, 28). Bachofen ve arkadaçlari (2013) PI bir buzagiyla ayni ortamda barindirilan bir keçiden BVDV ile PI oglak elde
ettiklerini bildirmiçlerdir. Elde ettikleri oglak séronégatif gebe keçilerle ayni ortamda birakilmiç, gebe keçilerden elde edilen oglaklar da PI olarak dogmuçlardir.
Bu durum BVDV'nin keçi popülasyonunda PI sigir olmasa bile persiste olarak varligini sürdürdügünü ve viral genomun taçiyici türlerde adapte olmaya baçladigini düijündüren önemli bir bulgu olmuçtur.
Yapilan çaliçmalarda tüm sigir popülasyonu içerisinde PI hayvanlarin görülme sikliginin (enfekte ve enfekte olmayan sürüler dahil) 1-2% civarinda oldugu tespit edilmiçtir (17, 37, 66, 127). Gebeligin ilk trimesterinde ise tahmini enfeksiyon oraninin tüm popülasyonda 3,3% oldugu bildirilmiçtir (66).
BVDV için testlerde virüsün kendisi (viral RNA'nin izi dahil) veya ona karçi olan antikorun bulunmasi hedeflenir. Teçhis araçlari genel olarak bireysel teçhis için kullanilir ancak bazilari sürü bazinda teçhis için de kullanilir. Bu testler temelde antijen ve antikor varligini tespit etme esasina dayanir. Antijen tayininde virüs izo-lasyonu (VI), ELISA ve RT-PCR kullanilirken, antikor tayininde direk ve indirek ELISA ile virüs nötralizasyon testleri kullanilmaktadir (4, 41, 81, 112, 114, 120).
Virüs izolasyonu (VI) primer sigir böbrek hücresi, konha veya testis gibi hücrelerde virüsün varligini tespit etmek için florokrom veya enzim içaretli BVDV spesifik antikorlarin kullanildigi dü§ük pasajlama ile yapilir. VI virolojik teçhis için referans testtir ve canli enfeksiyon virüsünün varligini belirlemede iyi bir yöntemdir (18). Viral antijenin ELISA ile tespiti için birçok yöntem geliçtirilmiçtir (10, 35, 48, 49, 50, 56, 76, 92). Bu tür testler hizli, duyarli ve hücre kültürlerinden bagimsiz olduklarindan sik kullanilmaktadir. Çogu sandviç tiptedir. Test tabaninda antikor ve peroksidaz gibi dedektör antikorlar vardir. Bazi testler sirasinda, viral antijen hayvandan alinan tam kan örneklerinden hazirlanan buffy coat (lökosit birikimi olan ince beyaz tabaka) içerisinde aranmakta, buffy coat oluçumu için gereken numune miktari fazla oldugu için az miktardaki numune problem yaratmaktadir. Ancak geliçtirilmekte olan yeni antijen ELISA kitleri, antijen ekstrakte etme prensibine dayanmaz (63). Immunohistokimya yöntemleri intraselüler viral antijenin saptanmasi için kullanilabilir (58, 62). Örnekleme için kulaktan alinan doku parçasinin kullanimi da PI hayvanlarin tespit edilmesini saglar (100). Viral RNA'nin teçhisi için reverse transkriptaz polimeraz zincir reaksiyonu (RT-PCR) teknikleri de geliçtirilmiçtir. Alinan örnekteki toksik içerige karçi duyarsiz olmasi ve benzer antikorlarin varligini ortaya koymasiyla avantajli, ancak herhangi bir durumda örnek kontamine oldugunda yanliç pozitif verebilecek kadar da hassastir (12). Ancak BVDV nükleik asit amplifikasyonu ve teçhisinin ayni tüpte yapildigi kapali RT-PCR sistemlerinin geliçtirilmesi yanliç pozitiflik sorununu çözmüçtür (85). Bugün kantitatif ve daha kapsamli testlerin geliçtirilmiç olmasi, genotiplerin veya ek viral ajanlarin ayni örnekten saptanmasini saglamaktadir (53, 104). Antikor varliginin tayini için altin standart test virüs nötralizasyon testidir (46). Bu yöntemin sensitivite ve spesifitesi iyidir ancak hücre kültürüne ihtiyaç duyar ve ELISA ile karçilaçtinldiginda iççilik oldukça fazladir. Bu yöntem çok miktarda örnek alindiginda kullanilabilir.
BVDV'den korunmada a§ilamanin önemi fazla olmasina ragmen sürünün bagi§iklik durumu ve PI hayvanlarin varligi belirlenmeden a§ilama yapilmasi sonucu yetersiz immunite olu§masi veya hastaligin sürülerde ortaya gikmasina neden olmu§tur. Kullanilan a§i tipi (canli ya da attenüe) de hastaligin agiga gikmasina yol agabilir. Buna ragmen ölü a§ilarin kullanimi daha güvenlidir (80, 81, 108, 135). Hastaliktan korunmada ge§itli ülkelerin gegmi§te uyguladiklari eradikasyon programlari hastaligin görülme sikligini azaltmi§ ve PI buzagi kontrolünde ba§arili olmu§tur. Test ve kesime sevk uygulamalari uzun vadede uygulandiginda a§ilama yapilmadan da BVD' ye kar§i mücadele edilebilecegi bildirilmektedir. Hastaligin tanimlanmasinin üzerinden yillar gegmesi ile hastaligin yol agtigi olumsuz etkilerini kontrol etmek igin gok sayida a§ilann geli§tirilmesi yanina ayni zamanda eradikasyon programlari da önem kazanmi§tir. Bu programlar enfekte sürülerin belirlenmesi ve bunu takiben persiste hayvanlarin sürüden gikartilmasindan ibarettir (2, 13, 14, 111, 146).
Ülkemizde daha önce yapilan gali§malarla BVDV'nin varligi ortaya konmu§tur (1, 3, 73, 105, 130). Gelfert (1991) tarafindan yapilan geni§ gapli Türkiye taramasinda ise, sigirlar arasinda BVDV'nin prevalansi %60 olarak tespit edilmi§tir. Daha önce yapilmi§ gali§malarin gogu serolojik veya virüsizolasyon temellidir. Serolojik testlerin duyarligi dü§ük ve elde edilen sonuglar yoruma agiktir. Virus izolasyonu temelli testlerin ise en büyük dezavantaji gok uzun sürede sonuglarin elde edilmesidir (124, 137). Polimeraz zincir reaksiyonu (PCR); kisa sürede sonug elde edilmesi, duyarliligi ve özgüllügünün yüksek olmasi nedeniyle pek gok viral hastaligin tanisinda siklikla kullanilmaktadir ancak hem pahali ve hem sahaya uygun pratik bir test degildir. Biz bu gali§ma ile sahaya yönelik, kolay yapilabilen ve hizli sonug veren bir uygulamanin giftliklerde rutin hale gelmesini amagliyoruz.
Gere? ve Yöntem
Hayvanlar ve Ozellikleri
Bu gali§mada 200 adet, her iki cinsiyetten olu§an (pre-colostral) yeni dogan bir günlük ve 30 günlükten büyük buzagilar hayvan materyalini olu§turuldu. Hizli test kit-lerinin prensiplerine göre buzagilar ya kolostrum almadan yeni dogan hayvanlardan veya 30 günlükten büyük olan buzagilardan segildi (§ekil 1). Testin yapili§i igin segilen hayvanlardan serum, plazma veya tam kan örnekleri hazirlandi. Kan örnekleri 10 ml'lik enjektörlerle vena jugularisten kan tüplerine alindi. Testin yapili§i igin alinan kan örnekleri 4000 devirde 3 dakika santrifüj edilerek kan serumlari elde edildi.
Cali§ma kapsamina alinan tüm olgular hizli ELISA prensibiyle gali§an ticari test kitleri (IDEXX BVDV Anigen Rapid Test Kit) araciligiyla söz konusu hastalik (Bovine viral diare) yönünden degerlendirildi (§ekil 2, 3). Cali§ma öncesi Mehmet Akif Ersoy Üniversitesi Deney Hayvanlari Yerel Etik Kurulundan gerekli onay alindi. Tüm buzagilarin e§gal, anemnez bilgileri, fiziksel muay-ene bulgulari ve laboratuar analiz sonuglari kayit edildi. Cali§maya dahil edilecek buzagilarin sahipleri bilg-ilendirilerek gali§maya ba§landi.
Test prosüdürü gerçekleçtirmeden önce kullanilacak yeterli sayida test kitleri saglandi. Testtin yapiliçi üretici firmanin belirttigi çekilde yapildi.
Çekil 1. 35 gunluk ishal problemli ve tedaviye cevap alinamayan persiste enfekte (PI) holstein irki bir buzagi
Testin Yapiti§i
Buzagilardan 10 ml'lik tek kullanimlik plastik enjektorle vena jugularisten kan alindi. Alinan ornekler 4000 devir ve 3 dakika santrifuj edilerek serumlari ile çikarildi ve elde edilen serumlar ile test metoduna uyularak testler yapildi. Alinan kan ornekleri ticari hizli test kiti olan IDEXX BVD antijen (Ag) point- of care ile taranmiçtir. Her bir serum ornegi +4 derece buzdolabinda muhafaza edilen test kiti ile test edildi. Bu amaçla kit plastik duz bir zemine yerleçtirildi ambalajindan çikanlmiç ve içinden çikan plastik pipet ile 1 damla kan serumu kitin çukuruna damlatildi. Teste ait olan buffer çozelti 1 dakika içerisinde 2 damla damlatildi.15-20 dakika bekledikten sonra test sonucu okundu. Test kiti uzerinde kontrol ve test çizgileri kontrol edildi. Pozitif olan numunelerde çift çizgi goruldu (§ekil 2, §ekil 3).
-Ç mm
Ttun»«^
i
«V*
#«* fll fT9
! I 1
CD
■<
S
§ekil 2. 35 günlük buzagiya ait antijen pozitif test kiti (altta)
§ekil 3. 5 aylik diçi danaya ait persiste enfekte test sonucu
Bulgular
Burdur ili ve çevresinde bulunan farkli içletmelerden kolostrum emmemiç veya 30 günlükten büyük buzagilar-dan 200 adet kan örnegi toplandi. Alinan örneklerin 98 adedi diçi buzagilardan, 102 tanesi ise erkek buzagilardan alindi.
15 olarak saptandi. Simental melezi diçi örnekleri 4, erkek sayisi ise 7 buzagidan oluçtu. Montofon irki diçi buzagi sayisi 3, erkek buzagi 2; yerli kara diçi buzagi sayisi 0,erkek buzagi sayisi ise 1 adet oarak saptandi (Tablo 1, Tablo 2, Tablo 3).
Persiste enfekte(PI) olarak saptanan diçi ve erkek hayvanlarin gruplandirilmasi ise Tablo 4'te verilmiçtir.
Tablo 1
Cinsiyet 1 günlük 1-2 aylik 2-3 aylik 3 aylik ve üzeri
Di§i 9 41 25 2316
Erkek 21 40 25
Tablo 2
Diçi hayvanlardan toplanan kan örneklerinin irk ve
Cinsiyet 1 günlük 1-2 aylik 2-3 aylik 3 aylik ve üzeri
Di§i 9 41 25 23
Holstein 3 32 22 23
Simental 3 5 3 -
Simental Melezi 2 2 - -
Montofon 1 2 - -
Yerlikara - - - -
Erkek hayvanlardan toplan ya$a göre gru Tablo 3 an kan örneklerinin irk ve ilandirilmasi
Cinsiyet 1 günlük 1-2 aylik 2-3 aylik 3 aylik ve üzeri
Di§i 21 40 25 16
Holstein 16 32 19 10
Simental 3 7 4 1
Simental Melezi 1 1 2 3
Montofon 1 - - 1
Yerlikara - - - 1
Tablo 4
Persiste enfekte(PI) bulunan di$i ve erkek hayvanlarin
gru plandirilmasi
No Cinsiyet Yaç Irk
1 Diçi 13,5 Holstein
2 Diçi 5 ay Holstein
3 Diçi 2 ay Holstein
4 Diçi 1ay Holstein
5 Diçi 2 ay Simental
6 Diçi 6 ay Holstein
7 Diçi 5 ay Holstein
8 Diçi 2 ay Holstein
9 Erkek 1,5 ay Holstein
10 Erkek 3 ay Holstein
11 Erkek 35 günlük Holstein
12 Erkek 2 ay Holstein
13 Erkek 4 ay Holstein
Toplanan örnekler arasinda holstein irki buzagilarin orani diger irklara göre yogun oldugu görüldü. Holstein irkindan olan örneklerin, 80 tanesi diçi buzagi, diger 77 tanesi ise erkek buzagilardan oluçtu. Simental irki diçi buzagi sayisi 11 adet, erkek simental irki buzagi sayisi ise
Tartiçma
BVDV enfeksiyonu klinik olarak sindirim ve genital sistemi etkileyerek sigir yetiçtiriciliginde büyük ekonomik kayiplara neden olan multisistemik viral bir enfeksiyon-dur (43, 44, 123).
Fetüsün gebeligin ilk trimesterinde immun sistemi geliçmeden önce enfekte olmasi persiste enfeksiyonla (PI) sonuçlanir (38). Gebeligin 90-170.günleri arasindaki transplasental BVD enfeksiyonlarinda konjenital defektlerin meydana geldigi bildirilmektedir (119).
BVDV ile PI olan hayvanlar, etkeni yaçamlari boyun-ca taçimalari ve tüm vücut salgilariyla etrafa saçmalari nedeni ile BVD'nin en önemli bulaçma kaynagi olarak rol oynamaktadirlar (21). Sürü içi ve sürüler arasi bulaçmada en tehlikeli etken PI hayvan alimi veya PI buzagi taçiyan ineklerin sürü içerisine dâhil edilmesidir (81). BVDV kontrolü yapilmayan sürülerle ayni merayi paylaçan baçka sürülerdeki gebe hayvanlara da bulaçma çekillenebilir (122). Akut enfeksiyonlarda sürüdeki yayilim sinirlana-bilse de enfeksiyonun yerleçik hal almasinda erken gebe hayvanlarin (PI buzagi dogumuyla sonuçlanir) varligi önemli rol oynar (81).
Persiste enfeksiyon bir generalize enfeksiyondur ve virüs birçok dokuda, özellikle epitaliyal ve endoteliyal sistem hücrelerinde bulunmakta, burun akintisi, gôzyaçi, tükrük, süt, semen, gaita, idrar gibi tüm sekret ve ek-skretler ile saçilmaktadir. Uterus akintisi, amniyotik sivi ile kontamine plasenta da bulaçmada rol oynamaktadir (36).
Büyük bir sütgü sigir içletmesinde 4 yil boyunca BVD virüs yönünden seronegatif olduklarinin saptandigi ancak sürüye persiste viremik bir hayvanin girmesini takip eden 2 yil içinde sürünün % 85'inin enfeksiyonla taniçtigi ve çok yüksek oranlarda persiste viremik buzagi dogumlarinin gözlemlendigi bildirilmiçtir (94).
Sigir popülasyonlarinda persiste hayvanlarin oranlari kesin olarak bilinmemektedir. Amerika'da test edilen hayvanlarin %1,7'sinde, ingiltere'de ise saglikli görünen sigirlarin %0,4'ünde ve Kuzey Almanya'da 1000'in üzerinde damizlik sürüde yer alan 2317 sigirin %1'inden daha azinda persiste enfeksiyon bildirilmiçtir (70). Bununla birlikte BVD virüs enfeksiyonunun yogun olarak izlendigi sürülerde daha yüksek persiste oranlari görülmüijtür. Shimizu ve Satou (128) Japonya'da konjenital anomalilerin izlendigi bir bölgede %8,1'inde; Taylor ve ark. (132) ise çok sayida seronegatif sigirin katildigi bir sürüde bir yil boyunca dogan buzagilarin %9,1-12,7'sinde persiste viremi saptadiklari bildirmiçlerdir.
Bursa ilinde yapilan bir araçtirmada 164 buzagi test edilmiç ve 8 tanesinin (4,87%) persiste enfekte oldugu saptanmiçtir (145).
Ülkemizde gerçekleçtirilen çaliçmalarda özellikle kapali süt sigiri içletmelerdeki persiste enfeksiyon oraninin 0,07%-0,5% arasinda degiçiklik gösterdigi belirlenmiçtir (25). Seronegatif sürülere yeni giren BVD virüs enfeksiyonlarinda virusun kisa sürede sürünün büyük bölümüne bulaçabilecegi ve beklenmedik düzeyde (12,7%) persiste enfekte buzagi dogumlarinin gerçekleçebilecegini gösteren çaliçmalar bulunmaktadir (132). Bizim çaliçmamiz Burdur ilindeki buzagilarda persiste enfekte buzagilarin saptanmasi için yapilan ilk çaliçmadir. Çaliçmamizda persiste enfekte buzagi orani 6,5% olarak saptanarak ülkemizde daha önce yapilmiç çaliçmalarin oranina göre çok daha yüksek oldugu belirlenmiçtir. Ayrica bu çaliçmada kullanilan hizli test teçhis kitleri ilk defa kullanarak teçhiste çok pratik oldugu, hem sahada çaliçan Veteriner Hekimler hem de hayvan sahipleri tarafindan kolaylikla kullanilabilen bir teçhis yöntemi oldugu ortaya konulmuçtur.
Sonuç ve öneriler
Burdur yöresinde hayvanciligin ekonomik katkisi büyük olan süt sigirciligi içletmelerinde BVD'li persiste enfekte buzagilarin kolay ve pratik olarak belirlenmeleri ve gerekli önlemlerin zamaninda alinmasi hastaligin yayilmasinin engellemesi ve sürü sagliginin korunmasi için önem arz etmektedir.
Araçtirma sonucunda 13 buzagida antijen (+) olarak tespit edildi (6,5%). Bunlarin S tanesi diçi, 5 tanesi erkekti. Tespit edilen persiste buzagilarin ayni yaçtaki diger saglikli buzagilara göre daha az geliçtikleri ve daha küçük olduklari gözlendi. Bazi buzagilarda solunum problemlerinin sik sik görüldügü, ara sira ishal semptomlari saptandigi dikkati çekti. BVDV pozitif buldugumuz hayvanlardan en büyügü 13,5 aylikti. Anamnez alirken BVDV yönünden taranan içletmelerde koruyucu BVDV açilamalarinin yapilmadigi hayvan sahiplerinden ögrenildi. BVDV pozitif bulunan içletmelerin 2 tanesinde daha önceki buzagilarda da geliçme geriligi ve sonuçta ölüm gerçekleçtigi tespit edildi. Ayni çiftliklerde damizlik ineklerde infertilite ve döl tutmama sorunlari oldugu hayvan sahiplerince bildirildi.
Bu çaliçma ile Burdur'da ilk defa BVD virüs ile persiste enfekte buzagilarin tanisi gerçekleçtirildi ve prevalansina iliçkin degerler ortaya konuldu. Ayrica hastaligin teçhisi için yine ilk defa antijen tespitine yönelik BVDV Hizli Test Kitleri kullanildi.
Kaynaklar
1. Ak. S., Firat. i., Bozkurt. H.H., Gülyüz. V., Ak. K. (2002). Trakya bölgesindeki sigirlarda bovine viral diarrhea virus (BVDV) infeksiyonlarinin prevalansi ve persiste infekte (PI) hayvanlarin saptanmasi üzerine çaliçmalar. Turkish Journal Veterinary and Animal Science. 26, 245-24S.
2. Alenius, S., Lindberg, A., Larsson, B. (1996). A national approach to the control of bovine viral diarrhoea virus. In: 3rd ESVV symposium on pestivirus infections, 1997. Lelystad, The Netherlands, 19-20 September.
3. Alkan, F., Burgu, i. (1993). Investigation on the insidence of Bovine Viral Diarrhoea Virus in calves in Turkey. Dtsch Tierarztl Wochenschr. 100,107-109.
4. Alves, D., Mc Ewen, B., Tremblay, R., Godkin, A., Anderson, N., Carman, S., Hazlett, M. (1996). Population diagnostics from an epidemic of bovine viral diarrhea in Ontario. In: International Symposium on Bovine Viral Diarrhoea Virus. A 50 year review,. Cornell University, Ithaca, NY, USA, 71-74.
5. Bachofen, C., Braun, U., Hilbe, M., Ehrensperger, F.,
Stalder, H. Peterhans, E. (2010). Clinical appearance and pathology of cattle persistently infected with bovine viral diarrhoea virus of different genetic subgroups. Veterinary Microbiology. 141, 258-267.
6. Bachofen, C., Vogt, H.R., Stalder, H., Mathys, T., Zanoni, R., Hilbe, M., Schweizer, M., Peterhans, E. (2013). Persistent infections after natural transmission of bovine viral diarroea virus from cattle to goats and among goats. Veterinary Research. 44, 32.
7. Baker, J.C. (1987). Bovine viral diarrhea virus: a review. Journal of the American Veterinary Medical Association. 190,1449-1458.
8. Baker, J.C. (1995) The clinical manifestations of bovine viral diarrhea infection. Veterinary Clinics of North America. Food Animal Practice. 11, 425-445.
9. Barber, D.M., Nettleton, P.F., Herring, J.A. (1985). Disease in a dairy herd associated with the introduction and spread of bovine virus diarrhoea virus. Veterinary Record, 117, 459-464.
10. Beaudeau, F., Assie, S., Seegers, H., Belloc, C., Sellal, E., Joly, A. (2001). Assessing the within-herd prevalence of cows antibody-positive to bovine viral diarrhoea virus with a blocking ELISA on bulk tank milk. Veterinary Record. 149, 236-240.
11. Becher, P., Orlich, M., Shannon, A.D., Horner, G., König, M., Thiel, H.J. (1997). Phylogenetic analysis of pestiviruses from domestic and wild ruminants. Journal of General Virology. 78, 1357-1366.
12. Belak, S., Ballagi-Pordany, A. (1993). Experiences on the application of the polymerase chain reaction in a diagnostic laboratory. Molecular and Cellular Probes. 7, 241-248.
13. Bennett, R.M., Done, J.T. (1986). Control of the bovine pestivirus syndrome in cattle: A case for social cost-benefit analysis? In: Society of Veteterinary Epidemiology and Preventive Medicine: Conference proceedings, Edinburgh, Scotland.
14. Bitsch, V., Ronsholt, L. (1995). Control of bovine viral diarrhea virus infection without vaccines. Veterinary Clinics of North America. Food Animal Practice. 11, 627-640.
15. Bolin, S.R., McClurkin, A.W., Cutlip, R.C., Coria, M.F. (1985). Response of cattle persistently infected with noncytopathic bovine viral diarrhea virus to vaccination for bovine viral diarrhea and to subsequent challenge exposure with cytopathic bovine viral diarrhea virus. American Journal of Veterinary Research. 46, 2467-2470.
16. Bolin, S.R., Ridpath, J.F. (1995). Assessment of protection from systemic infection or disease afforded by low to intermediate titers of passively acquired neutralizing antibody against bovine viral diarrhea
virus in calves. American Journal of Veterinary Research. 56,755-759.
17. Braun, U., Landolt, G., Brunner, D., Giger, T. (1997). Epidemiologic studies of the occurrence of bovine virus diarrhea/mucosal disease in 2892 cattle in 95 dairy farms. Schweizer Archiv für Tierheilkunde. 139, 172-176.
18. Brock, K.V. (1995). Diagnosis of bovine viral diarrhea virus infections. Veterinary Clinics of North America. Food Animal Practice. 11, 549-561.
19. Brock, K.V., Grooms, D.L., Ridpath, J., Bolin, S.R. (1998). Changes in levels of viremia in cattle persistently infected with bovine viral diarrhea virus. Journal of Veterinary DiagnosticInvestigation. 10, 2226.
20. Brock, K.V., Redman, D.R., Vickers, M.L., Irvine, N.E. (1991). Quantitation of bovine viral diarrhea virus in embryo transfer flush fluids collected from a persistently infected heifer. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 3, 99-100.
21. Brownlie, J., Clarke, M.C., Howard, C.J. et al. (1987). Pathogenesis and epidemiology of bovine virus diarrhoea virüs infection of cattle. Annales de Recherches Veterinaires.18,157-166.
22. Brownlie, J., Clarke, M.C., Howard, C.J. (1989). Experimental infection of cattle in early pregnancy with a cytopathic strain of bovine virus diarrhoea virus. Research in Veterinary Science. 46, 307-311.
23. Brownlie, J., Hooper, L.B., Thompson, I., Collins, M.E. (1998). Maternal recognition of foetal infection with bovine virus diarrhoea virus (BVDV)—the bovine pestivirus. Clinical and Diagnostic Virology. 10, 141-150.
24. Bruschke, C.J., Haghparast, A., Hoek, A., Rutten, V.P., Wentink, G.H., Van Rijn, P.A., Van Oirschot, J.T. (1998). The immune response of cattle, persistently infected with noncytopathic BVDV, after superinfection with antigenically semi-homologous cytopathic BVDV. Veterinary Immunology and Immunopathology. 62, 37-50.
25. Burgu, Í., Alkan, F., Ozkul, A., Ye§ilbag, K., Karaoglu, T., Güngor, B. (2003). Türkiye'de süt sigirciligi iíjletmelerinde bovine viral diarrhoea virüs(BVDV)enfeksiyonunun epidemiyolojisi ve kontrolü.Ankara Üniversitesi Veteriner Fakültesi Dergisi. 50, 127-133.
26. Calister, C.H., Gould, E.A. (2003). Taxonomy of the virüs family flaviviridae. Advance in Virus Research. 59, 1-19.
27. Carlsson, U., Belli, K. (1994). Border disease virus transmitted to sheep and cattle by a persistently infected ewe: epidemiology and control. Acta Veterinaria Scandinavica. 35, 79-88.
28. Carlsson, U. (1991). Border disease in sheep caused by transmission of virus from cattle persistently infected with bovine virus diarrhoea virus. Veterinary Record, 128,145-147.
29. Carlsson, U., Frederiksson, G., Alenius, S., Kindahl, H. (1989). Bovine Virus Diarrhoea Virus, a cause of early pregnancy failure in the cow. Journal of Veterinary Medicine. Series A. 36, 15-23.
30. Carman, S., Carr, N., DeLay, J., Baxi, M., Deregt, D., Hazlett, M. (2005). Bovine viral diarrhea virus in alpaca: abortion and persistent infection. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, 17, 589-593.
31. Charleston, B., Fary, M.D., Baigent, S., Carr, B.V., Morrison, W.I. (2001). Establishment of persistent infection with non-cytopathic bovine viral diarrhoea virus in cattle is associated with a failure to induce type I interferon. Journal of General Virology. 82, 1893-1897.
32. Corapi, W.V., Donis, R.O., Dubovi, E.J. (1988). Monoclonal antibody analyses of cytopathic and noncytopathic viruses from fatal bovine viral diarrhea virus infections. Journal of Virology. 62, 2823-2827.
33. Coria, M.F., McClurkin, A.W. (1978). Duration of active and colostrum-derived passive antibodies to bovine viral diarrhea virus in calves. Canadian Journal of Comparative Medecine, 42, 239-243.
34. Coria, M.F., McClurkin, A.W. (1978). Specific immune tolerance in an apparently healthy bull persistently infected with bovine viral diarrhea virus. Journal of the American Veterinary Medical Association, 172, 449-451.
35. Crevat, D., Vandenbergh, D., Chappuis, G., Lecomte, C., Renard, A. (1993). Five hours to identify immunotolerant cattle, persistently infected with bovine virus diarrhoea virus. Revue Scientifique et Technique, Office International des Epizooties. 12, 483-492.
36. Qabalar, M., Karaoglu, T. (1999). Comparison of neutralization peroxidase-linked antibody(NPLA) assay and serum neutralization (SN) test for detection of antibodies to bovine viral diarrhea (BVD) virus in cattle sera. Ankara Universitesi Veteriner Fakultesi Dergisi. 46, 249-255.
37. Depner, K., Hubschle, O.J., Liess, B. (1991). Prevalence of ruminant pestivirus infections in Namibia. Onderstepoort Journal of Veterinary Research, 58,107-109.
38. Done, J.T., Terlecki, S., Richardson, C., Harkness, J.W., Sands, J.J., Patterson, D.S., Sweasey, D., Shaw, I.G., Winkler, C.E., Duffel, S.J. (1980). Bovine virus diarrhoea-mucosal disease virus: pathogenicity for the fetal calf following maternal infection. Veterinary Record. 106, 473-479.
39. Donis, R.O. (1995). Molecular biology of bovine viral diarrhea virus and its interactions with the host. Veterinary Clinics of North America. Food Animal Practice. 11, 393-423.
40. Doyle, L.G., Heuschele, W.P. (1983). Bovine viral viarrhea virus-infection in captive exotic ruminants. Journal of The American Veterinary Medicine Association. 183, 1257-1259.
41. Drew, T.W., Yapp, F., Paton, D.J. (1999). The detection of bovine viral diarrhoea virus in bulk milk samples by the use of a single-tube RT-PCR. Veterinary Microbiology, 64,145-154.
42. Duffell SJ, Harkness JW(1985): Bovine virus diarrhoea-mucosal disease infection in cattle. Veterinary Record. 117, 240-245.
43. Duffell, S.J., Sharp, M.W., Bates, D. (1986). Financial loss resulting from BVD-MD virus infection in a dairy herd. Veterinary Record. 118, 38-39.
44. Dufour, B., Repiquet, D., Touratier, A. (1999). Role of economic studies in animal health decisions: Example of the cost-benefit ratio of eradication of bovine viral diarrhea in France. Revue Scientifique et Technique, Office International des Epizooties. 18, 520-532.
45. Eddy, R.G. (2004). Alimentary conditions. In: Bovine Medicine-diseases and husbandry of cattle. Ed: Andrews AH, Blowey RW, Boyd H, Eddy RG. 2nd Ed. Blackwell Publishing, 853-857.
46. Edwards, S. (1990). The diagnosis of bovine virus diarrhoea mucosal disease in cattle. Revue Scientifique et Technique, Office International des Epizooties. 9, 115-130.
47. Ellis, J.A., West, K.H., Cortese, V.S., Myers, S.L., Carman, S., Martin, K.M., Haines, D.M. (1998): Lesions and distribution of viral antigen following an experimental infection of young seronegative calves with virulent bovine virus diarrhea virus-type II. Canadian Journalof Veterinary Research. 62,161-169.
48. Entrican, G., Dand, A., Nettleton, P.F. (1995). A double monoclonal antibody ELISA for detecting pestivirus antigen in the blood of viraemic cattle and sheep. Veterinary Microbiology. 43,65-74.
49. Fenton, A., Nettleton, P.F., Entrican, G., Herring, J.A., Malloy, C., Greig, A., Low, J. (1991). Identification of cattle infected with bovine virus diarrhoea virus using a monoclonal antibody capture ELISA. Archives of Virology Supplementum. 3, 169174.
50. Foucras, G., Carnero, R., Perlier, C., Schelcher, F. (1996). Evaluation of an antigen-capture ELISA and practical consequences for diagnosis of BVDV infection. Revue de Médecine Vétérinaire. 147, 283290.
51. Fray, M.D., Paton, D.J., Alenius, S. (2000). The effects of bovine viral diarrhoea virus on cattle reproduction in relation to disease control. Animal Reproduction Science. 60-61, 615-627.
52. Gelfert, C.C. (1991). Epitkmiologische Unlersuchuugen iiber die Verbreilung des BVD. Virus bei Rindem in der Tür. lcei. Inaugural Dissenation, Hannover.
53. Gilbert, S.A., Burton, K.M., Prins, S.E., Deregt, D. (1999). Typing of bovine viral diarrhea viruses directly from blood of persistently infected cattle by multiplex PCR. Journal of Clinical Microbiology. 37, 2020-2023.
54. Givens, M.D., Galik, P.K., Riddell, K.P., Brock, K.V., Stringfellow, D.A. (2000). Replication and persistence of different strains of bovine viral diarrhea virus in an in vitro embryo production system. Theriogenology, 54,1093-1107.
55. Graham, D.A., Clegg, T.A., O'Sullivan, P., More, S.J. (2015). Survival time of calves with positive BVD virus results born during the voluntary phase of the Irish eradication. Preventive Veterinary Medicine. 119, 123-133.
56. Graham DA, McLaren IE and German A(1998): Evaluation of the suitability of a commercial bovine viral diarrhoea virus antigen capture ELISA for diagnostic testing. Veterinary Journal. 156, 149-154.
57. Gunn, H.M. (1993). Role of fomites and flies in the transmission of bovine viral diarrhoea virus. Veterinary Record. 132, 584-585.
58. Haines, D.M., Clark, E.G., Dubovi, E.J. (1992): Monoclonal antibody-based immunohistochemical detection of bovine viral diarrhea virus in formalin-fixed, paraffin-embedded tissues. Veterinary Pathology. 29, 27-32.
59. Hamers, C., Dehan, P.. Couvreur, B., Letellier, C., Kerkhofs, P., Pastoret, P.P. (2001). Diversity among bovine pestiviruses. Veterinary Journal. 161, 112-122.
60. Hamers, C., Lecomte, C., Kulcsar, G., Lambot, M., Pastoret, P.P. (1998). Persistently infected cattle stabilise bovine viral diarrhea virus leading to herd specific strains. Veterinary Microbiology. 61, 177182.
61. Harkness, J.W. (1987). The control of bovine viral diarrhoea virus infection. Annales de Recherches Vétérinaires. 18,167-174.
62. Hewicker, M., Wohrmann, T., Fernandez, A., Trautwein, G., Liess, B., Moennig, V. (1990). Immunohistological detection of bovine viral diarrhoea virus antigen in the central nervous system of persistently infected cattle using monoclonal antibodies. Veterinary Microbiology. 23, 203-210.
63. Holmquist, G., Toomik, R., Rodgers, S., Lawrence, J., Ballagi, A. (2002). Laboratory diagnosis of BVDV by using ELISA for antigen and antibody detection. In: Detecting and controlling BVDV infections: Conference proceedings. Ames, Iowa, 4-5 April 2002. 27.
64. Horzenik, M.C. (1991). Pestivirus-taxonomic perspectives. Archives of Virology, Suppl. 3, 1-5.
65. Houe, H. (1999). Epidemiological features and economical importance of bovine virus diarrhoea virus (BVDV) infections. Veterinary Microbiology. 64, 89107.
66. Houe, H., Meyling, A. (1991). Prevalence of bovine virus diarrhea (BVD) in 19 Danish dairy herds and estimation of incidence of infection in early pregnancy. Preventive Veterinary Medicine.11, 9-16.
67. Houe, H., Pedersen, K.M., Meyling, A. (1992). A computerized spreadsheet model for calculating total annual losses due to bovine viral diarrhoea virus infection in dairy herds and sensitivity analysis of selected parameters. In: Proceedings of the 2nd ESVV symposium on ruminant pestiviruses, Annecy, France, 179-184.
68. Houe, H., Pedersen, K.M., Meyling, A. (1993). The effect of bovine virus diarrhea virus infection on conception rate. Preventive Veterinary Medicine. 15, 117-123.
69. Houe, H. (1992). Serological analysis of a small herd sample to predict presence or absence of animals persistently infected with bovine viral diarrhoea virus (BVDV) in dairy herds. Research in Veterinary Science. 53, 320-323.
70. Howard, C.I., Clarke, M.C., Brownlie, J. (1989). Protection against respiratory infection with bovine virus diarrhoea virus by passively acquired antibody. Veterinary Microbiology. 19, 195-203.
71. Howard, C.J. (1990). Immunological responses to bovine virus diarrhoea virus infections. Revue Scientifique et Technique, Office International des Epizooties. 9, 95-103.
72. Husu, J., Kulkas, L. (1993). The control programmes against contagious bovine leukosis and BVDV. Suomen Elainlaakarilehti, 99,482-483.
73. issi, M., Gülagti, i., Kizil, O., Karapinar, T., Bulut, H., Gül, Y. (2006). Klinigimizde Gozlenen Reverse Transkriptaz-Polimeraz Zincir Reaksiyonu (RT-PCR) ile Dogrulanan Mukoza Hastaligi Olgulari. Firat Üniversitesi Saglik Bilimleri Veteriner Dergisi. 20, 3, 253-258.
74. Kirkland, P.D., McGowan, M.R., Mackintosh, S.G., Moyle, A. (1997). Insemination of cattle with semen from a bull transiently infected with pestivirus. Veterinary Record. 140, 124-127.
75. Kirkland, P.D., Richards, S.G., Rothwell, J.T., Stanley, D.F. (1991). Replication of bovine viral diarrhoea virus in the bovine reproductive tract and excretion of virus in semen during acute and chronic infections. Veterinary Record. 128, 587-590.
76. Kramps, J.A., van Maanen, C., van de Wetering, G., Stienstra, G., Quak, S., Brinkhof, J., Ronsholt, L., Nylin, B. (1999). A simple, rapid and reliable enzyme-linked immunosorbent assay for the detection of bovine virus diarrhoea virus (BVDV) specific antibodies in cattle serum, plasma and bulk milk. Veterinary Microbiology. 64, 135-144.
77. Kummerer, B.M., Tautz, N., Becher, P., Thiel, H., Meyers, G. (2000). The genetic basis for cytopathogenicity of pestiviruses. Veterinary Microbiology. 77, 117-128.
78. Lang-Ree, J.R., Vatn, T., Kommisrud, E., Loken, T. (1984). Transmission of bovine viral diarrhoea virus by rectal examination. Veterinary Record. 135, 412413.
79. Larsson, B., Niskanen, R., Alenius, S. (1984). Natural infection with bovine virus diarrhea virus in a dairy herd- a spectrum of symptoms including early reproductive failure and retained placenta. Animal Reproduction Science. 36, 37-48.
80. Lindberg, A.L.E., Alenius, S. (1999). Principles for eradication of bovine viral diarrhoea virus (BVDV) infections in cattle populations. Veterinary Microbiology. 64, 222.
81. Lindberg, A.L.E. (2003). Bovine viral diarrhoea virus infections and its control. A review, Veterinary Quarterly. 25, 1, 1-16.
82. Lindberg, A. (2002). Epidemiology and eradication of bovine viral diarrhoea virus infections. Studies on transmission and prenatal diagnosis of persistent infection. In Thesis: Acta Universitatis Agriculturae Sveciae, Veterinaria 132, 2002, Swedish University of Agriculural Sciences, Uppsala.
83. Lindberg, A., Groenendaal, H., Alenius, S., Emanuelson, U. (2001). Validation of a test for dams carrying foetuses persistently infected with bovine
viral-diarrhoea virus based on determination of antibody levels in late pregnancy. Preventive Veterinary Medicine. 51, 199-214.
84. Luzzago, C., Bandi, C., Bronzo, V., Ruffo, G., Zecconi, A. (2001). Distribution pattern of bovine viral diarrhoea virus strains in intensive cattle herds in Italy. Veterinary Microbiology. 83, 265-274.
85. Mahlum, C.E., Haugerud, S., Shivers, J.L., Rossow, K.D., Goyal, S.M., Collins, J.E., Faaberg, K.S. (2002). Detection of bovine viral diarrhea virus by TaqMan reverse transcription polymerase chain reaction. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 14, 120-125.
86. Mars, M.H., Bruschke, C.J., van Oirschot, J.T. (1999). Airborne transmission of BHV1, BRSV, and BVDV among cattle is possible under experimental conditions. Veterinary Microbiology. 66, 97-207.
87. McClurkin, A.W., Bolin, S.R., Coria, M.F. (1985). Isolation of cytopathic and noncytopathic bovine viral diarrhea virus from the spleen of cattle acutely and chronically affected with bovine viral diarrhea. Journal of the American Veterinary Medical Association. 186, 568-569.
88. McClurkin, A.W., Coria, M.F., Cutlip, R.C. (1979). Reproductive performance of apparently healthy cattle persistently infected with bovine viral diarrhea virus. Journal of the American Veterinary Medical Association. 174, 1116-1119.
89. McGowan, M.R., Kirkland, P.D. (1995). Early reproductive loss due to bovine pestivirus infection. British Veterinary Journal. 151, 263-270.
90. McGowan, M.R., Kirkland, P.D., Richards, G.S., Littlejohns, I.R. (1993). Increased reproductive losses in cattle infected with bovine pestivirus around the time of insemination. Veterinary Record. 133, 39-43.
91. Meyling, A., Jensen, A.M. (1988). Transmission of bovine virus diarrhoea virus (BVDV) by artificial insemination (AI) with semen from a persistently-infected bull. Veterinary Microbiology. 17, 97-105.
92. Mignon, B., Waxweiler, S., Thiry, E., Boulanger, D., Dubuisson, J., Pastoret, P.P. (1992). Epidemiological evaluation of a monoclonal ELISA detecting bovine viral diarrhoea pestivirus antigens in field blood samples of persistently infected cattle. Journal of Virological Methods. 40, 85-93.
93. Moennig, V., Liess, B. (1995). Pathogenesis of intrauterine infections with bovine viral diarrhea virus. Veterinary Clinics of North America. Food Animal Practice. 11, 477-87.
94. Moerman, A., Strayer, P.J., de Jong, M.C., Quak, J., Baanvinger, T., van Oirschot, J.T. (1992). A long-term epidemiological study of bovine virus diarrhoea virus infections in a large herd of dairy cattle. Proceedings of the Seconds Symposium on pestivirus. ESVV/Annecy, France.
95. Moerman, A., Strayer, P.J., de Jong, M.C., Quak, J., Baanvinger, T., van Oirschot, J.T. (1994). Clinical consequences of a bovine virus diarrhoea virus infection in a dairy herd: a longitudinal study. Veterinary Quarterly. 16,115-119.
96. Nelson, D.D., Dark, M.J., Bradway, D.S., Ridpath, J.F., Call, N., Haruna, J., Rurangirwa, F.R.,
Evermann, J.F. (2008). Evidence for persistent Bovine viral diarrhea virus infection in a captive mountain goat (Oreamnos americanus). Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 20, 752-759.
97. Nettleton, P.F. (1990). Pestivirus infections in ruminants other than cattle. Revue Scientifique et Technique, Office International des Epizooties. 9, 131-150.
98. Niskanen, R., Alenius, S., Larsson, B., Jacobsson, S.O. (1991). Determination of level of antibodies to bovine virus diarrhoea virus (BVDV) in bulk tank milk as a tool in the diagnosis and prophylaxis of BVDV infections in dairy herds. Archives of Virology, Supplementum. 3, 245-251.
99. Niskanen, R., Lindberg, A. (2003). Transmission of bovine virus diarrhoea virus by unhygienic vaccination procedures, ambient air and by contaminated pens. Veterinary Journal. 165, 251-259.
100. Njaa, B.L., Clark, E.G., Janzen, E., Ellis, J.A., Haines, D.M. (2000). Diagnosis of persistent bovine viral diarrhea virus infection by immunohistochemical staining of formalin-fixed skin biopsy specimens. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 12, 393-399.
101. Oberst, R.D. (1993). Viruses as teratogens. Veterinary Clinics of North America. Food Animal Practice. 9, 23-31.
102. Odeon, A.C., Kelling, C.L., Marshall, D.J., Estela, E.S., Dubovi, E.J., Donis, R.O. (1999). Experimental infection of calves with bovine viral diarrhea virus genotype II (NY-93). Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 11, 221-228.
103. Ok, M. (2010). Bovine viral diyare mukozal hastaligi. in: Cebecioglu A.(Editor).Ruminantlarda Yaz Sorunlan Beslenme ve Hastaliklan. istanbul: infovet,72-81.
104. Onodera, K., d'Offay, J., Melcher, U. (2002). Nylon membrane-immobilized PCR for detection of bovine viruses. Biotechniques. 32,74-76, 78, 80.
105. Ozkul, A., Ye§ilbag, K., Burgu, i. (2002). Comparison of four diagnostic techniques for detecting Bovine Virus Diarrhoea Virus (BVDV) in buffy coat samples after long-term storage. Turkish Journal of Veterinary Animal Science. 26(5), 10431048.
106. Palfi, V., Houe, H., Philipsen, J. (1993). Studies on the decline of bovine virus diarrhoea virus (BVDV) maternal antibodies and detectability of BVDV in persistently infected calves. Acta Veterinaria Scandinavica. 34, 105-107.
107. Passler, T., Ditchkoff, S.S., Givens, M., Brock, K.V., DeYoung, R.W., Walz, P.H. (2010). Transmission of bovine viral diarrhea virus among white-tailed deer (Odocoileus virginianus). Veterinary Research. 41, 20.
108. Patel, J.R., Shiletto, R.W., Williams, J., Alexander, D.C. (2002). Prevention of transplacental infection of bovine foetus by bovine viral diarrhoea virus through vaccination Brief Report. Archives of Virology. 147, 2453-2463.
109. Paton, D.J., Carlsson, U., Lowings, J.P., Sands, J.J., Vilcek, S., Alenius, S. (1995). Identification of herd-specific bovine viral diarrhoea virus isolates from
infected cattle and sheep. Veterinary Microbiology. 43, 283-294.
110. Potgieter, L.N.D. (1995). Immunology of bovine viral diarrhea virus. Veterinary Clinics of North America. Food Animal Practice. 11, 501.
111. Quaife, T. (1996). Improper vaccination compounds BVD problem. Dairy Herd Management. 33(10), 1216.
112. Radwan, G.S., Brock, K.V., Hogan, J.S., Smith, K.L. (1995). Development of a PCR amplification assay as a screening test using bulk milk samples for identifying dairy herds infected with bovine viral diarrhea virus. Veterinary Microbiology. 44, 77-91.
113. Reimann, I., Semmler, I., Beer, M. (2007). Replicons of bovine viral diarrhea virüs are capable of inducing a protective immune response. Virology. 366, 377-386.
114. Renshaw, R.W., Ray, R., Dubovi, E.J. (2000). Comparison of virus isolation and reverse transcription polymerase chain reaction assay for detection of bovine viral diarrhea virus in bulk milk tank samples. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 12, 184-186.
115. Ridpath, J.E., Neill, J.D., Endsley, J., Roth, J.A. (2003). Effect of passive immunity on the development of a protective immune response against bovine viral diarrhea virus in calves. American Journal of Veterinary Research. 64,65-69.
116. Ridpath, J.F., Neill, J.D., Frey, M., Landgraf, J.G.
(2000). Phylogenetic, antigenic and clinical characterization of type 2 BVDV from North America. Veterinary Microbiology. 77, 145-155.
117. Ridpath, J. (2012). Preventive strategy for BVDV infection in North America. Japanese Journal of Veterinary Research, 60 (supplement), 41-49.
118. Roeder, P.L., Jeffrey, M., Cranwell, M.P. (1986). Pestivirus fetopathogenicity in cattle: changing sequelae with fetal maturation. Veterinary Record. 118, 44-48.
119. Radostits, O.M., Gay, C.C., Hinchliff, K.W., Constable, P.D. (2008). Veterinary Medicine.10th Edition, Edinburgh, London, NewYork, Oxford, Philadephia, StLouis, Sydney, Toronto: Saunders Elsevier.
120. Rossmanith, W., Vilcek, S., Wenzl, H., Rossmanith, E., Loitsch, A., Durkovic, B., Strojny, L., Paton, D.J.
(2001). Improved antigen and nucleic acid detection in a bovine virus diarrhoea eradication program. Veterinary Microbiology, 81, 207-218.
121. Rufenacht, J., Schaller, P., Audige, L., Knutti, B., Kupfer, U., Peterhans, E. (2001). The effect of infection with bovine viral diarrhea virus on the fertility of Swiss dairy cattle. Theriogenology. 56, 199-210.
122. Rufenacht, J., Schaller, P., Audige, L., Strasser, M., Peterhans, E. (2000). Prevalence of cattle infected with bovine viral diarrhoea virus in Switzerland. Veterinary Record. 147, 413-417.
123. Rush, D.M., Thurmond, M.C., Munoz-Zanzi, C.A., Hietala, S.K. (2001). Descriptive epidemiology of postnatal bovine viral diarrhea virus infection in intensively managed dairy heifers. Journal of the
American Veterinary Medical Association. 219, 1426-1431.
124. Sandvik, T. (1999). Laboratory diagnostic investigations for bovine viral diarrhoea virus infections in cattle. Veterinary Microbiology. 64, 123134.
125. Scherer, C.F., Flores, E.F., Weiblen, R., Caron, L., Irigoyen, L.F., Neves, J.P., Maciel, M.N. (2001). Experimental infection of pregnant ewes with bovine viral diarrhea virus type-2 (BVDV-2): effects on the pregnancy and fetus. Veterinary Microbiology. 79, 285-299.
126. Schlafer, D.H., Gillespie, J.H., Foote, R.H., Quick, S., Pennow, N.N., Dougherty, E.P., Schiff, E.I., Allen, S.E., Powers, P.A., Hall, C.E., Voss, H. (1990). Experimental transmission of bovine viral diseases by insemination with contaminated semen or during embryo transfer. Deutsche Tierärztliche Wochenschrift. 97, 68-72.
127. Schreiber, P., Dubois, F., Dreze, F., Lacroix, N., Limbourg, B., Coppe, P. (1999). Prevalence of bovine virus diarrhoea virus infection in Belgian white blue cattle in southern Belgium. Veterinary Quarterly. 21, 28-32.
128. Stähl, K., Alenius, S. (2012). BVDV control and eradication in Europe-an update. Japanese Journal of Veterinary Research, 60 (supplement), 31-39.
129. Stelwagen, J., Dijkhuizen, A.A. (1998). BVD outbreak can be costly: a case report. Tijdschrift voor Diergeneeskunde, 123, 283-286.
130. §im§ek, A., Öztürk, F. (1997). Klinik olarak saglikli sigir sürülerinde persiste bovine viral diarrhoe virus enfeksiyonlannin ara§tirilmasi ve epizootiyolojik önemi. Veteriner Bilimleri Dergisi. 13, 113-119.
131. Tautz, N., Meyers, G., Thiel, H.J. (1998). Pathogenesis of mucosal disease, a deadly disease of cattle caused by a pestivirus. Clinical and Diagnostic Virology. 10, 121-127.
132. Taylor, L.F., Janzen, E.D., Ellis, J.A., van den Hurk, J.V., Ward, P. (1997). Performance, survival, necropsy, and virological findings from calves persistently infected with the bovine viral diarrhea virus originating from a single Saskatchewan beef herd. Canadian Veterinary Journal. 38, 29-37.
133. Terpstra, C., Wensvoort, G. (1997). A congenital persistent infection of bovine virus diarrhoea virus in pigs: clinical, virological and immunological observations. Veterinary Quarterly. 19, 97-101.
134. Thiel, H.J., Meyers, G., Stark, R., Tautz, N., Rumenapf, T., Unger, G., Conzelman, K. (1993). Molecular characterization of positive-strand RNA viruses: pestiviruses and the porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV). Archives of Virology, Supplementum. 7, 41-52.
135. Thurmond, M.C., Munoz-Zanzi, C.A., Hietala, S.K. (2001). Effect of calfhood vaccination on transmission of bovine viral diarrhea virus under typical drylot dairy conditions. Journal of the American Veterinary Medical Association. 219, 968-975.
136. Uttenthal, A., Grandahl, C., Hoyer, M.J., Houe, H., van Maanen, C., Rasmussen, T.B., Larsen, L. (2005). Persistent BVDV infection in mousedeer infects calves - do we know the reservoirs for BVDV. Preventive Veterinary Medicine. 72, 87-91.
137. Valle, P.S., Martin, S.W., Skjerve, E. (2001). Time to first calving and calving interval in bovine virus diarrhoea virus (BVDV) sero-converted dairy herds in Norway. Preventive Veterinary Medicine. 51, 17-36.
138. Van Campen, H. (2010). Epidemiology and control of BVD in the U.S. Veterinary Microbiology. 142, 94-98.
139. Van Campen, H., Ridpath, J., Williams, E., Cavender, J., Edwards, J., Smith, S., Sawyer, H. (2001). Isolation of bovine viral diarrhea virus from a free-ranging mule deer in Wyoming. Journal of Wild Animal Diseases. 37, 306-311.
140. Van Campen, H., Woodard, L. (1997). Fetal infection may not be preventable with BVDV vaccines. Journal of the American Veterinary Medical Association. 210, 480.
141. Van Oirschot, J.T. (1999). Diva vaccines that reduce virus transmission. Journal of Biotechnology. 73, 195-205.
142. Van Oirschot, J.T. (2001). Present and future of veterinary viral vaccinology: a review. Veterinary Quarterly. 23,100-108.
143. Vilcek, S., Alenius, S., Paton, D.J., Mittelholzer, C., Bela, S. (1999). Genetic clustering of bovine viral diarrhoea viruses in cattle farms: genetic identification and analysis of viruses directly from cattle sera. Veterinary Journal. 158, 33-38.
144. Vilcek, S., Paton, D.J., Rowe, L.W., Anderson, E.C. (2000). Typing of pestiviruses from eland in Zimbabwe. Journal of Wild Animal Diseaes. 36, 165168.
145. Ye§ilbag, K., Alpay, G.,Tuncer, P. (2012). Bir sut sigirciligi i§letmesinde bovine viral diarrhoea (BVD) virus enfeksiyonunun kontrol ve eliminasyonu. Uludag Universitesi Veteriner Fakultesi Dergisi. 31, 11-7.
146. Waage, S., Krogsrud, J., Nyberg, O. (1994). The Norwegian programme for eradication of bovine viral diarrhoea/mucosal disease. In 18th World Buiatrics Congress: 26th Congress of the Italian Association of Buiatrics, Augustus 29 - September 2, 1994, Bologna, Italy. 773-775.
Cmammn nadiumm do peda^ii 12.10.2016
