CC BY
21
УДК 577.21
Вестник СПбГУ. Сер. 4. Т. 3 (61). 2016. Вып. 4
Т. Ю. Старкова1,2, А. М. Поляничко1,2, Т. О. Артамонова3, М. А. Ходорковский3,, Е.В. Чихиржина1,2, А.Н. Томилин1
АНАЛИЗ ПОСТТРАНСЛЯЦИОННЫХ МОДИФИКАЦИЙ ПОДТИПОВ ГИСТОНА Н1 МЫШИ МЕТОДОМ МАЛДИ МАСС-СПЕКТРОМЕТРИИ*
1 Институт цитологии Российской академии наук,
Российская Федерация, 194064, Санкт-Петербург, Тихорецкий пр., 4
2 Санкт-Петербургский государственный университет,
Российская Федерация, 199034, Санкт-Петербург, Университетская наб., 7—9
3 Санкт-Петербургский политехнический университет Петра Великого, Российская Федерация, Санкт-Петербург, 194064, Политехническая ул., 20
Методом матрично-активированной лазерной десорбции/ионизации (МАЛДИ) масс-спектрометрии изучены посттрансляционные модификации подтипов линкерного гистона Н1 тимуса мыши. В работе показано, что среди шести выявленных подтипов гистона Н1 (H1.0, H1.1, H1.2, H1.3, H1.4 и H1.5), экстрагированных из ткани зобной железы мыши, Н1.1 подтип является доминирующим. Анализ полученных результатов позволил сделать заключение, что характер и расположение модификаций в области глобулярных доменов подтипов H1.2—H1.4 высоко консервативны. Большинство идентифицированных положений метилирования и ацетилирования подтипов гистона Н1, расположенных в области глобулярных доменов белков, таких как K34, K52, K64, K85 и K97, согласуются с данными литературных источников. Впервые показано метилирование лизина в положении 34 в Н1.4 (meK34—mH1.4) и Н1.1 (meK34-mH1.4) подтипах. Библиогр. 39 назв. Ил. 1. Табл. 2.
Ключевые слова: линкерный гистон Н1, посттрансляционные модификации, 2D-электро-форез, МАЛДИ масс-спектрометрия.
T. Yu. Starkova1,2, A. M. Polyanichko1,2, T. O. Artamonova3, M. A. Khodorkovskii3, E. V. Chikhirzhina1,2, A. N. Tomilin1
THE ANALYSIS OF POST-TRANSLATIONAL MODIFICATION OF MOUSE H1 VARIANTS BY MALDI MASS SPECTROMETRY
1 Institute of Cytology of the Russian Academy of Sciences,
4, Tikhoretskiy pr., St. Petersburg, 194064, Russian Federation
2 St. Petersburg State University,
7—9, Universitetskaya nab., St. Petersburg, 199034, Russian Federation
3 Peter the Great Saint Petersburg Polytechnic University,
20, Politekhnicheskaya ul., St. Petersburg, 194064, Russian Federation
The post-translational modifications of linker histone H1 variants from mouse thymus have been studied by MALDI mass spectrometry (matrix-assisted laser desorption/ionization). We have identified six subtypes of histone H1, extracted from the mouse thymus, such as H1.0, H1.1, H1.2, H1.3, H1.4 and H1.5. We have shown that the H1.1 variant is dominant. Analysis of the MS results led us to the conclusion that the types and positions of the posttranslational modifications in H1.2—H1.4 variants within the globular domain are highly conserved. The majority of the identified methylation and acetylation sites of the linker histone H1 subtypes occur in the globular domains of the proteins, e. g. K34, K52, K64, K85 and K97. We have revealed for the first time
* По материалам IV конференции «Современные проблемы молекулярной биофизики», посвящён-ной 50-летию специализации «Молекулярная биофизика» на физическом факультете и 105-летию со дня рождения профессора Э.В.Фрисман, 14—15 июня 2016 г., СПбГУ, Санкт-Петербург, Россия, URL: http://molbioph.niif.spbu.ru/conference.
Работа выполнена при финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (16-34-60174, 15-04-06993).
© Санкт-Петербургский государственный университет, 2016
methylation site of lysine at position 34 in H1.4 (meK34—mH1.4) and H1.1 (meK34—mH1.4) variants. Refs 39. Figs 1. Tables 2.
Keywords: linker histone H1, post-translational modifications, 2D electrophoresis, MALDI mass spectrometry.
Введение. Хроматин эукариотических клеток представляет собой высоко динамичный ДНК-белковый комплекс. Его фундаментальной структурной единицей является нуклеосома, образованная белковой сердцевиной, состоящей из тетрамера (H3-H4)2 и двух димеров H2A-H2B, вокруг которой уложено по спирали 146 п. о. ДНК. Лин-керный гистон Н1, взаимодействуя с ДНК на входе/выходе из нуклеосомы, принимает активное участие в формировании следующего уровня структурной организации хроматина — 30-нм фибриллы [1-8].
В клетках млекопитающих насчитывается 11 подтипов гистона Н1, каждый из них кодируется своим геном [9]. Гистоны H1t, H1T2, H1oo и HILS1 характерны для спермий-специфических клеток. Остальные семь — H1.0, H1.1, H1.2, H1.3, H1.4, H1.5 и H1x — присутствуют в соматических клетках млекопитающих.
Несмотря на значимую роль линкерного гистона Н1 в структурной организации [3-8] и функционировании хроматина [10-13], модификации подтипов Н1 мало изучены. В своей работе мы проанализировали модификации подтипов гистона Н1 мыши методом МАЛДИ масс-спектрометрии и предприняли попытку описать их потенциальную роль в структурно-функциональной организации хроматина.
Материалы и методы.
Выделение гистона Н1. Гистон Н1 выделяли из вилочковой железы (известной также как зобная железа, или тимус) мыши. Отобранный непосредственно после забоя животного тимус быстро замораживали в жидком азоте и в дальнейшем хранили при температуре —70°C. Экстракцию белка проводили 5% перхлорной кислотой с последующим осаждением (—20°C, в течение ночи), подкисленным до 0,2% (v/v) HCl ацетоном, согласно описанной ранее методике [14-17].
20-электрофорез. Подтипы гистонов Н1 мыши разделяли с помощью двумерного электрофореза в ПААГ, согласно ранее описанному протоколу [18], используя электро-форетическую систему PROTEAN II xi (Bio Rad, США) с размером геля 16 см х 20 см х х 1,5 мм. Разделение в первом направлении проводили в геле, содержащем 5М мочевину (15% акриламид, 0,5% ^^метилен-бис-акриламид, 5M мочевина, 0,9N уксусная кислота) в растворе 0,9N уксусной кислоты в течение 24 ч при напряжении 50 В. После чего полученный гель, содержащий белок, инкубировали в буфере для проб (100мМ Tris-HCl (pH 6,8), 10% глицерин, 2,1% ДДС-Na и 2% 2-меркаптоэтанол) в течение 2 ч при комнатной температуре. Второе направление электрофореза проводили в трис-глициновом буфере (pH 8,34) в течение 22 ч при силе тока, равной 30 мА, согласно стандартному протоколу ступенчатого денатурирующего электрофореза по методу Лэммли [19-22].
Белковые зоны окрашивали с помощью красителя Кумасси G250 (Bio-Rad, США).
МАЛДИ масс-спектрометрия. Полученные после двумерного разделения белковые зоны, содержащие гистон Н1, вырезали из геля и обрабатывали раствором 40% ацетонитрила в 0,1М бикарбонате аммония при температуре 37°C в течение 15 мин, после чего проводили ферментативный гидролиз трипсином (4 ч, 37°C) непосредственно в геле. Реакцию трипсинолиза останавливали добавляя в реакционную смесь трифтор-уксусную кислоту и ацетонитрил до концентрации 0,5 и 10% соответственно (полученную после остановки трипсинолиза смесь для удобства обозначим «Mix»). Для масс-спректрометрического анализа непосредственно на мишени смешивали 0,6 мкл «Mix»
с 0,3 мкл раствора 2,5-дигидроксибензойной кислоты (20 мг/мл в 50% ацетонитриле, 0,1% трифторуксусной кислоты) и высушивали смесь на воздухе.
Масс-спектры регистрировали на масс-спектрометре FT(ICR)MS Varian 902-MS MALDI. Полученные масс-спектры обрабатывали с использованием программных пакетов ProteinProspector и Mascot (http://prospector. ucsf.edu; http://www.matrix-science.com).
Результаты и обсуждение. К настоящему времени посттрансляционные модификации коровых гистонов и их роль в структурной организации и функционировании хроматина описаны достаточно подробно [10—11], тогда как модификации линкерного гистона Н1 мало изучены.
Согласно литературным данным, быстрое замораживание ткани в жидком азоте непосредственно после забоя животного и использование протокола «прямой» экстракции белка, минуя стадию выделения ядер, приводит к сохранению местоположения и характера большинства посттрансляционных модификаций белковых молекул [9, 14-17].
Двумерный гель-электрофорез Н1-обогащённой фракции тимуса мыши:
1 — HMGB1; 2 — HMGB2; 3 — Н1.3, Н1.4; 4 — Н1.1; 5 — Н1.4, Н1.5; 6 — Н1.5; 8 — Н1.0; однозначно идентифицировать белки, составляющие фракции № 7, 9 и 10 не удалось
В результате разделения подтипов гистона Н1 было получено 10 белковых зон, в пяти из которых (№ 3-6, 8) методом МАЛДИ масс-спектрометрии были обнаружены подтипы гистона Н1 (см. рисунок). Две зоны содержали белки ИМСВ1 (зона № 1) и ИМСВ2 (зона № 2). Зоны № 7, 9 и 10 также были подвергнуты спектральному анализу (результаты не представлены), однако в этом случае однозначно соотнести белки в составе этих зон с определенными подтипами Н1 не удалось. Данные регистрации масс-спектров подтипов гистона Н1 тимуса мыши представлены в табл. 1.
Таблица 1
Результаты анализа подтипов гистона Н1 тимуса мыши методом МАЛДИ
масс-спектрометрии
HI t m/z I M/z теор. dm/z Модификация N (I) N (II) Последовательность
HI.2 627,39346 12,646 627,3937 0,0002 27 32 (K)KPAGVR(R)
Hl.l 627,39346 627,3937 0,0002 lMethyl 30 35 (K)AAAPRK(K)
Hl.l 845,50922 4,123 845,5091 -0,0001 57 65 (R)SGVSLAALK(K)
HI.2 845,50922 4,123 845,5091 -0,0001 55 63 (R)SGVSLAALK(K)
H1.3 845,50922 4,123 845,5091 -0,0001 56 64 (R)SGVSLAALK(K)
HI.4 845,50922 4,123 845,5091 -0,0001 55 63 (R)SGVSLAALK(K)
HI.4 845,50922 4,123 845,5091 -0,0001 lAcetyl lMethyl 150 156 (K) STKKTPK (K)
Hl.l 973,60349 22,471 973,6041 0,0006 lAcetyl lMethyl 57 66 (R)SGVSLAALKK(S)
Продолжение табл. 1
Н1 1 т/г I М/г теор. Лт/г Модификация N (I) N (П) Последовательность
Н1.2 973,60349 22,471 973,6041 0,0006 55 64 (Р)8СУ8ЬААЬКК(А)
Н1.3 973,60349 22,471 973,6041 0,0006 56 65 (Р)8СУ8ЬААЬКК(А)
Н1.4 973,60349 22,471 973,6041 0,0006 55 64 (Р)8СУ8ЬААЬКК(А)
Н1.4 973,60349 22,471 973,6041 0,0006 149 156 (К)К8ТККТРК(К)
Н1.4 973,60349 22,471 973,6041 0,0006 1Асе1у1 1МеШу1 150 157 (К)8ТККТРКК(А)
Н1.2 1198,6681 14,211 1198,668 -0,0003 1Асе1у1 1МеШу1 35 46 (К)А8СРРУ8ЕЫТК(А)
Н1.3 1198,6681 14,211 1198,668 -0,0003 36 47 (К)А8СРРУ8ЕЫТК(А)
Н1.3 1198,6691 25,372 1198,668 -0,0013 36 47 (К)А8СРРУ8ЕЫТК(А)
Н1.4 1198,6691 25,372 1198,668 -0,0013 35 46 (К)А8СРРУ8ЕЫТК(А)
Н1.2 1198,6691 25,372 1198,668 -0,0013 35 46 (К)А8СРРУ8ЕЫТК(А)
Н1.4 1198,6679 20,744 1198,6678 -0,0001 34 46 (К)А8СРРУ8ЕЬ1ТК(А)
Н1.3 1198,6679 20,74 1198,6678 -0,0001 36 47 (К)А8СРРУ8ЕЬ1ТК(А)
Н1.2 1198,6679 20,744 1198,6678 -0,0001 35 46 (К)А8СРРУ8ЕЬ1ТК(А)
Н1.5 1212,6838 4,055 1212,683 -0,0004 38 49 (К)АТСРРУ8ЕЫТК(А)
Н1.4 1212,6838 4,055 1212,683 -0,0004 1МеШу1 35 46 (К)А8СРРУ8ЕЬ1ТК(А)
Н1.3 1212,6838 4,055 1212,683 -0,0004 1МеШу1 36 47 (К)А8СРРУ8ЕЬ1ТК(А)
Н1.2 1212,6838 4,055 1212,683 -0,0004 1МеШу1 35 46 (К)А8СРРУ8ЕЬ1ТК(А)
Н1.5 1212,6826 8,12 1212,6834 0,0008 38 49 (К)АТСРРУ8ЕЫТК(А)
Н1.4 1212,6826 8,118 1212,6834 0,0008 1МеШу1 35 46 (К)А8СРРУ8ЕЬ1ТК(А)
Н1.2 1212,6826 8,118 1212,6834 0,0008 1МеШу1 35 46 (К)А8СРРУ8ЕЬ1ТК(А)
Н1.2 1220,6538 4,694 1220,651 -0,0027 1Асе1у1 1МеШу1 1Р1ю8р1ю 23 33 (К)КААККАССТРР(К)
Н1.2 1220,6538 4,694 1220,651 -0,0027 1Асе1у1 1МеШу1 1Р1ю8р1ю 24 34 (К)ААККАССТРШ<(А)
Н1.4 1235,6681 5,077 1235,663 -0,0051 64 75 (К)КАЬААА-СУБУЕК^)
Н1.3 1235,6681 5,077 1235,663 -0,0051 65 76 (К)КАЬААА-СУБУЕК(М)
Н1.2 1235,6681 5,077 1235,663 -0,0051 64 75 (К)КАЬААА-СУБУЕК(М)
Н1.5 1235,6681 5,077 1235,663 -0,0051 1МеШу1 67 78 (К)КАЬААС-СУБУЕК(Г^)
Н1.1 1235,6681 5,077 1235,663 -0,0051 67 78 (К)КАЬААА-СУБУЕК(М)
Н1.0 1235,6687 4,77 1235,6630 -0,0057 98 108 (К)8БЕРК-К8УАЕК(К)
Н1.5 1235,6687 4,77 1235,6631 -0,0056 2Асе1у1 1МеШу1 1Р1ю8р1ю 114 124 (К)АА8СЕАКРКАК(К)
Н1.5 1235,6687 4,77 1235,6630 -0,0057 1МеШу1 67 78 (К)КАЬАА-ССУБУЕК(М)
Н1.4 1235,6687 4,77 1235,6630 -0,0057 64 75 (К)КАЬААА-СУБУЕК(М)
Окончание табл. 1
HI t m/z I M/z теор. dm/z Модификация N (I) N (II) Последовательность
Н1.3 1235,6687 4,77 1235,6630 -0,0057 65 76 (K)KALAAA-GYDVEK(N)
Hl.l 1235,6687 4,77 1235,6630 -0,0057 67 78 (K)KALAAA-GYDVEK(N)
HI.4 1257,6377 7,38 1257,637 -0,0009 4Methyl 2Phospho 200 209 (K)ASKPKASKPK(A)
HI.4 1257,6377 7,38 1257,637 -0,0009 3Methyl 2Phospho 203 212 (K)TSKPKAAKPK(K)
HI.4 1257,6377 7,38 1257,637 -0,0009 3Methyl 2Phospho 198 207 (K)AAKPKTSKPK(A)
Hl.l 1258,7493 3,689 1258,748 -0,0015 55 66 (K)ERSGVSLAALKK(S)
HI.2 1258,7493 3,689 1258,748 -0,0015 53 64 (K)ERSGVSLAALKK(A)
H1.3 1258,7493 3,689 1258,748 -0,0015 54 65 (K)ERSGVSLAALKK(A)
HI.4 1258,7493 3,689 1258,748 -0,0015 53 64 (K)ERSGVSLAALKK(A)
Hl.l 1320,5817 3,892 1320,585 0,0031 2Acetyl 2Phospho 112 121 (K)KAESKAITTK(V)
HI.2 1326,7632 28,988 1326,763 -0,0005 34 46 (R)KASGPP-VSELITK(A)
H1.3 1326,7632 28,988 1326,763 -0,0005 35 47 (R)KASGPP-VSELITK(A)
HI.2 1399,6798 1,809 1399,675 -0,0052 lAcetyl 2Phospho 137 148 (K)KPKKAT-GAATPK(K)
H1.3 1399,6798 1,809 1399,675 -0,0052 lAcetyl 2Phospho 138 149 (K)KPKKAT-GAATPK(K)
Hl.l 1441,76 3,342 1441,766 0,0062 lPhospho 113 125 (K)AESKAI-TTKVSVK(A)
HI.2 1578,7875 38,925 1578,787 -0,0004 65 79 (K)ALAAAGY-DVEKNNSR(I)
H1.3 1578,7875 38,925 1578,787 -0,0004 66 80 (K)ALAAAGY-DVEKNNSR(I)
HI.4 1578,7875 38,925 1578,787 -0,0004 65 79 (K)ALAAAGY-DVEKNNSR(I)
HI.5 1578,7875 38,925 1578,787 -0,0004 lMethyl 65 79 (K)ALAAGGY-DVEKNNSR(I)
H1.3 1594,783 12,085 1594,782 -0,0010 67 81 (K)SLAAAGY-DVEKNNSR(I)
H1.3 1706,8829 5,0000 1706,882 -0,0009 65 80 (K)KALAAAGY-DVEKNNSR(I)
HI.4 1706,8829 5,0000 1706,882 -0,0009 64 79 (K)KALAAAGY-DVEKNNSR(I)
HI.5 1706,8829 5,0000 1706,882 -0,0009 lMethyl 64 79 (K)KALAAGGY-DVEKNNSR(I)
H1.3 2012,1385 9,755 2012,139 0,0001 35 54 (R)KKPAGPSVSE-LIVQAVSSSK(E)
HI.2 2042,0397 64,076 2042,043 0,0033 lMethyl lPhospho 64 81 (K)KALAAAGYD-VEKNNSRIK(L)
С помощью МАЛДИ масс-спектрометрии мы идентифицировали 6 подтипов гисто-наН1 (Н1.0, Н1.1, Н1.2, Н1.3, И1.4иИ1.5), выделенных из зобной железы мыши. В связи с низким содержанием Н1.0 в пробе провести детальный анализ его посттрансляционных модификаций не удалось. Согласно полученным данным, содержание гистона Н1.1 в исследуемом типе ткани является доминирующим по сравнению с остальными подтипами, что согласуется с ранее опубликованными данными [23].
Выявленные посттрансляционные модификации подтипов гистона Н1 тимуса мыши представлены в табл. 2.
Таблица 2
Посттрансляционные модификации гистона Н1 тимуса мыши
Подтип HI Модификации Положение модификации
mHl.l Ацетилирование К17; К116; К131
Метилирование К35
Фосфорилирование S115; S119
mHl.2 Ацетилирование К17; К122; К127; К137; К186; К189
Метилирование К34; К46; К64; К129; К148/ог 149/ог 152
Фосфорилирование Т142; Т146; Т154
mHl.3 Ацетилирование К17; К26; К122; К126; К139; К143/ог 145; К188
Метилирование К35; К47
Фосфорилирование S147; S149
mHl.4 Ацетилирование К17; К26; К151
Метилирование К34; К46; К152; К 202/ог 205/ог 206; К210
Фосфорилирование S27; Т203/ог S204
mHl.5 Ацетилирование К17; К150/ог 151/ог 154
Метилирование К34; К64
Фосфорилирование Т152; S195; S197
На сегодняшний день фосфорилирование является наиболее изученной модификацией линкерного гистона Н1 [24-27]. В зависимости от фазы клеточного цикла фос-форилирование гистона Н1 можно разбить на две стадии [24, 26-27]. Первым в интерфазе происходит частичное фосфорилирование подтипов Н1.2 и Н1.4 по остаткам серина в положениях S173 и S187 соответственно, приводящее к релаксации хроматина и активированию транскрипции. После этого на стадии митоза наблюдается тотальное фосфорилирование в S/TPXK мотивах (Х-любая аминокислота) [24, 26-28], способствующее конденсации ДНК и разделению хромосомы на дочерние хроматиды [29].
В результате анализа данных масс-спектрометрии нам также удалось идентифицировать ряд сайтов фосфорилирования гистона Н1 мыши, а именно: рТ146-Н1.2, рТ154-Н1.2, рТ147-Н1.3, рТ152-Н1.5. Все выявленные участки фосфорилирования подтипов линкерного гистона Н1 расположены в области S/TPXK мотивов. Данное обстоятельство свидетельствует о том, что хроматин находится в частично конденсированном состоянии.
Большинство идентифицированных участков метилирования и ацетилирования подтипов гистона Н1, расположенных в области глобулярных доменов белков, такие как К34, К52, К64, К85 и К97, согласуются с описанными ранее данными [23]. В то же
время метилирование лизина в положении 34 в гистонах Н1.4 (meK34-mH1.4) и ацети-лирование лизина в положении 26 в гистоне Н1.4 (acK26-mH1.4) было нами выявлено впервые.
Биологическая роль большинства модификаций глобулярного домена белка Н1 остается до конца не изученной. Согласно литературным данным, он характеризуется наличием ацетилирования гистона Н1.4 в положении К34 [30], которое является необходимым условием взаимодействия фактора транскрипции TFIID (от англ. Transcription Factor II D) с ДНК. Данное обстоятельство может объясняться тем, что формирование дополнительного отрицательного заряда в белке при ацетилировании способствовует ослаблению его взаимодействия с ДНК, что, в свою очередь, облегчает связывание транскрипционных факторов с промоторной областью.
Полученные данные позволили впервые выявить метилированное состояние остатка лизина К34 гистона Н1.4 зобной железы мыши. Деацетилирование К34-тН1.4, вероятно, должно приводить к нарушению связывания фактора транскрипции TFIID с про-моторными областями транскрипционно активных генов и, как следствие, к снижению уровня транскрипционной активности клеток.
Совпадение положения сайтов метилирования и ацетилирования в позиции К34 в области глобулярного домена белка показывает, что К34 является бивалентным сайтом «ацетилирования/метилирования». Таким образом, характер модификации в данной области может определять «активное/неактивное» состояния хроматина.
Впервые нами показано, что гистон Н1.4 может быть ацетилирован в положении К26. Согласно литературным данным метилирование гистона Н1.4 в данном сайте (meK26-H1.4) является необходимым условием распознавания и связывания с Н1.4 гетерохроматинового белка HP1 [31], что обусловливает формирование областей хроматина с пониженным уровнем транскрипции. Деметилирование K26-H1.4 приводит к блокированию белок-белкового взаимодействия и, следовательно, к активации транскрипционной активности [31]. В связи с этим ацетилирование К26 можно рассматривать как способ деметилирования, что, согласно литературным данным, свидетельствует об увеличении уровня транскрипционной активности клеток по сравнению с метилированным состоянием. По-видимому, К26 гистона Н1.4 является вторым идентифицированным нами бивалентным сайтом типа «ацетилирование/метилирование», с помощью которого может осуществляться регулирование состояния хроматина — «активное/неактивное».
Кроме того, вследствие фосфорилирования серина в положении S27 лизин 26 гистона Н1.4 может входить в состав так называемой «methyl/phos switch» области. Подобные «methyl/phos switch» домены гистона Н1 были идентифицированы в клетках HeLa человека [32] и свойственны для коровых гистонов, например K9/S10 гистона Н3 [33]. Механизм функционирования данной регуляторной области гистона Н1 пока до конца не изучен. Известно, что метилирование K9 является условием связывания гистона Н3 с гетерохроматиновым белком HP1, что, в свою очередь, способствует конденсации хроматина [34-35]. При этом фосфорилирование Н3 в позиции S10 на стадии митоза приводит к высвобождению HP1 и увеличению уровня транскрипции [25].
Помимо сайтов «ацетилирования/метилирования» в области глобулярного домена подтипов линкерного гистона Н1 мы впервые идентифицировали ещё две области ацетилирования — К17 и К139-К150, расположенные в N- и С-концевых участках белков. Мы предполагаем, что экранировка положительного заряда остатков лизина в данных областях полипептидной цепи может приводить к ослаблению связывания гистона Н1 с ДНК и, как следствие, взаимодействию его N- и С-концевых сегментов с другими
ядерными белками, в том числе с негистоновыми хромосомными белками семейства HMGB (от англ. High Mobility group Box) [36-39].
В связи с тем, что биологическая роль большинства идентифицированных модификаций ядерных белков хроматина неясна, исследование посттрансляционных модификаций линкерного гистона Н1, выполняющего структурно-регуляторные функции в хроматине, представляется, на наш взгляд, перспективным. Мы надеемся, что полученные нами результаты помогут объяснить особенности регуляции состояний хроматина, корректируемых посттрансляционными модификациями подтипов линкерного гистона Н1 млекопитающих.
Работа выполнена на базе лаборатории молекулярной биологии стволовых клеток Федерального государственного бюджетного учреждения науки Института цитологии Российской академии наук.
Масс-спектры белков Н1 получены с использованием оборудования ЦКП «Аналитический центр нано- и биотехнологий СПбГПУ» на базе ФГАОУ ВО СПбПУ.
Литература
1. LugerK., Dechassa M. L., TremethickD. J. New insights into nucleosome and chromatin structure: an ordered state or a disordered affair? // Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2012. Vol. 13. P. 436-447.
2. WoodC.M., Nicholson J. M., LambertS. J., ChantalatL., Reynolds C. D., Baldwin J. P. High-resolution structure of the native histone octamer // Acta Cryst. (F). 2015. Vol. 61. P. 541-545.
3. Harp J. M., Hanson B. L., Timm D. E., Bunick G. J. Asymmetries in the nucleosome core particle at 2.5 A resolution // Acta Cryst. (D). 2000. Vol. 56. P. 1513-1534.
4. White A. E., HiebA.R., LugerK. A quantitative investigation of linker histone interactions with nucleosomes and chromatin // Sci. Rep. 2016. Vol. 6. P. 19122.
5. Чихиржина Е. В., Костылева Е. И., РаммЕ.И., Воробьёв В. И. Исследование компактизации хроматина с использованием модельной системы ДНК-белковых комплексов // Цитология. 1998. T. 40, № 10. C. 883-888.
6. Поляничко А. М., Чихиржина Е. В., Андрущенко В. В., ВизерГ., Воробьёв В. И. Спектральные исследования структуры комплексов ДНК с ионами Mn2+ в УФ- и ИК-диапазонах // Биофизика. 2005. T. 50. C. 810-817.
7. Поляничко А. М., Леоненко З. В., Крамб Д., ВизерГ., Воробьев В. И., Чихиржина Е. В. Структурная организация комплексов ДНК с белками HMGB1 и HMGB1-(A + B) // Биофизика. 2008. T. 53. C. 407-416.
8. Polyanichko A., Chikhirzhina E. Interaction between nonhistone protein HMGB1 and linker histone H1 facilitates the formation of structurally ordered DNA-protein complexes // Spectroscopy. 2012. Vol. 27. P. 393-398.
9. Zougman A., Wisniewski J. R. Beyond linker histones and high mobility group proteins: global profiling of perchloric acid soluble protein //J. Proteome Ress. 2006. Vol. 5. P. 925-934.
10. Kouzarides T. Chromatin modifications and their function // Cell. 2007. Vol. 128. P. 693-705.
11. Histone modifications // Encyclopedia of molecular cell biology and molecular medicine / ed. by B.Xhemalce, M.A.Dawson, A. J. Bannister. John Wiley and Sons, 2011.
12. Heintzman N. D., StuartR. K., HonG., FuY., Ching C. W., Hawkins R. D., BarreraL. O., Van Cal-carS., QuC., Ching K. A., WangW., WengZ., Green R. D., Crawford G. E., RenB. Distinct and predictive chromatin signatures of transcriptional promoters and enhancers in the human genome // Nat. Genet. 2007. Vol. 39. P. 311-318.
13. Wisniewski J. R., Zougman A., KriigerS., MannM. Mass spectrometric mapping of linker histone H1 variants reveals multiple acetylations, methylations, and phosphorylation as well as differences between cell culture and tissue // Mol. Cell Proteomics. 2007. Vol. 6. P. 72-87.
14. Chikhirzhina E. V., StarkovaT. Y., Kostyleva E. I., Chikhirzhina G. I., Vorobiev V. I., Polyanichko A. M. Interaction of DNA with sperm-specific histones of the H1 family // Cell and Tissue Biol. 2011. Vol. 5. P. 536-542.
15. Chikhirzhina E., StarkovaT., KostylevaE., Polyanichko A. Spectroscopic study of the interaction of DNA with the linker histone H1 from starfish sperm reveals mechanisms of the formation of supercondensed sperm chromatin // Spectroscopy: Int. J. 2012. Vol. 27. P. 433-440.
16. RammE. I., Chikhirzhina E. V., Kostyleva E. I., Vorob'ev V. I. Conformational features of linker proteins of supercompact chromatin from marine invertebrate sperm // Biokhimiia. 1995. Vol. 60. P. 150-158.
17. Chikhirzhina E. V., KostylevaE. I., Ramm E. I., Vorob'ev V.I. Chromatin compactization in DNAprotein complexes model system // Tsitologiia. 1998. Vol. 40. P. 883-888.
18. Kowalski А., PalygaJ. High-resolution two-dimensional polyacrylamide gel electrophoresis: A tool for identification of polymorphic and modified linker histone // Components Gel Electrophoresis — Principles and Basics. 2012. P. 117-136.
19. Laemmli U. K. Cleavage of structural proteins during the assembly of bacteriophage T4 // Nature. 1970. Vol. 227, N 5259. P. 680-685.
20. Поляничко А. М., Чихиржина Е. В., Андрущенко В. В., Костылева Е. И., Визер Г., Воробьёв В. И. Влияние ионов Са2+ на компактизацию ДНК в комплексе с негистоновым хромосомным белком HMGB1 // Молек. биология. 2004. T. 38. C. 701-712.
21. Чихиржина Е. В., Поляничко А. М., Скворцов А. Н., Костылева Е. И., УссьеК., Воробьёв В. И. HMG1-домены: заложники обстоятельств // Молек. биология. 2002. T. 36. C. 525-531.
22. Chikhirzhina E., StarkovaT., KostylevaE., Polyanichko A. Spectroscopic study of the interaction of DNA with the linker histone H1 from starfish sperm reveals mechanisms of the formation of supercondensed sperm chromatin // Spectroscopy. 2012. Vol. 27. P. 433-440.
23. Happel N., Doenecke D. Histone H1 and its isoforms: Contribution to chromatin struture and function // Gene. 2009. Vol. 431. P. 1-12.
24. TalaszH., Sapojnikova N., Helliger W., LindnerH., Puschendorf B. In vitro binding of H1 histone variants to nucleosomal organized mouse mammary tumor virus long terminal repeat promoter // J. Biol. Chem. 1998. Vol. 273. P. 32236-32243.
25. BergerS.L. Histone modifications in transcriptional regulation // Curr. Opin. Genet. Dev. 2002. Vol. 12. P. 142-148.
26. HarshmanS. W., Young N. L., Parthun M. R., Freitas M. A. H1 histones: current perspectives and challenges // Nucl. Acids Res. 2013. Vol. 41. P. 9593-9609.
27. AlexandrowM. G., Hamlin J. L. Chromatin decondensation in S-phase involves recruitment of Cdk2 by Cdc45 and histone H1 phosphorylation // JCB. 2005. Vol. 168. P. 875-886.
28. Bharath M. M., Ramesh S., Chandra N. R., Rao M. R. Identification of a 34 amino acid stretch within the C-terminus of histone H1 as the DNA-condensing domain by site-directed mutagenesis // Biochemistry. 2002. Vol. 41. P. 7617-7627.
29. SargB., Helliger W., TalaszH., ForgB., Lindner H. H. Histone H1 phosphorylation occurs site-specifically during interphase and mitosis: identification of a novel phosphorylation site on histone H1 // J. Biol. Chem. 2006. Vol. 281. P. 6573-6580.
30. Goytisolo F. A., Gerchman S. E., YuX., ReesC., Graziano V., Ramakrishnan V., Thomas J. O. Identification of two DNA-binding sites on the globular domain of histone H5 // EMBO J. 1996. Vol. 15. P. 3421-3429.
31. TrojerP., Zhang J., YonezawaM., Schmidt A., ZhengH., Jenuwein T., ReinbergD. Dynamic histone H1 isotype 4 methylation and demethylation by histone lysine methyltransferase G9a/KMT1C and the jumonji domain-containing JMJD2/KDM4 proteins // J. Biol. Chem. 2009. Vol. 284. P. 8395-8405.
32. DaujatS., Zeissler U., Waldmann T., Happel N., Schneider R. HP1 binds specifically to lys26-me-thylated histone H1.4, whereas simultaneous Ser27 phosphorilation block HP1 binding // J. Biol. Chem. 2005. Vol. 280. P. 38090-38095.
33. Lachner M., Jenuwein T. The many faces of histone lysine methylation // Curr. Opin. Cell Biol. 2002. Vol. 14. P. 286-298.
34. Li Y., DanzerJ. R., Alvarez P., Belmont A. S., WallrathL. L. Effects of tethering HP1 to euchromatic regions of the Drosophila genome // Development. 2003. Vol. 130. P. 1817-1824.
35. Ayyanathan K., LechnerM.S., Bell P., MaulG.G., SchultzD.C., YamadaY., TanakaK., Tori-goe K., RauscherF. J. III. Regulated recruitment of HP1 to a euchromatic gene induces mitotically heritable, epigenetic gene silencing: a mammalian cell culture model of gene variegation // Genes Dev. 2003. Vol. 17. P. 1855-1869.
36. CatoL., StottK., Watson M., Thomas J. O. The Interaction of HMGB1 and Linker Histones Occurs Through their Acidic and Basic Tails // J. Mol. Biol. 2008. Vol. 384. P. 1262-1272.
37. Polyanichko A. M., Chikhirzhina E. V. Interaction between DNA and chromosomal proteins HMGB1 and H1 studied by IR/VCD spectroscopy // J. Mol. Struct. 2013. Vol. 1044. P. 167-172.
38. Chikhirzhina E. V., Polyanichko A. M., Kostyleva E. I., Vorobyev V. I. Structure of DNA complexes with chromosomal protein HMGB1 and histone H1 in the presence of manganese ions: I. circular dichroism spectroscopy // Mol. Biol. 2011. Vol. 45. P. 318-326.
39. Polyanichko A. M., Vorob'ev V. I., Chikhirzhina E. V. Structure of DNA complexes with chromosomal protein HMGB1 and histone H1 in the presence of manganese Ions: 2. vibrational circular dichroism spectroscopy // Mol. Biol. 2013. Vol. 47. P. 299-306.
References
1. Luger K., Dechassa M.L., Tremethick D.J. New insights into nucleosome and chromatin structure: an ordered state or a disordered affair? Nat. Rev. Mol. Cell. Biol., 2012, vol. 13, pp. 436—447.
2. Wood C. M., Nicholson J. M., Lambert S. J., Chantalat L., Reynolds C. D., Baldwin J. P. Highresolution structure of the native histone octamer. Acta Cryst. (F), 2015, vol. 61, pp. 541—545.
3. Harp J. M., Hanson B. L., Timm D. E., Bunick G. J. Asymmetries in the nucleosome core particle at 2.5 A resolution. Acta Cryst. (D), 2000, vol. 56, pp. 1513-1534.
4. White A.E., Hieb A. R., Luger K. A quantitative investigation of linker histone interactions with nucleosomes and chromatin. Sci. Rep., 2016, vol. 6, pp. 19122.
5. Chikhirzhina E. V., Kostyleva E. I., Ramm E. I., Vorob'ev V. I. Issledovanie kompaktizatsii khromatina s ispol'zovaniem model'noi sistemy DNK-belkovykh kompleksov [Chromatin compactification using a model system of DNA-protein complexes]. Tsitologiia, 1998, vol. 40, no. 10, pp. 883-888. (In Russian)
6. Polianichko A. M., Chikhirzhina E. V., Andrushchenko V. V., Vizer G., Vorob'ev V. I. Spektral'nye issledovaniia struktury kompleksov DNK s ionami Mn2+ v UF- i IK-diapazonakh [Spectroscopic investigations of the structure of DNA complexes with Mn2+ in UV and IR regions]. Biofizika [Biophysics], 2005, vol. 50, pp. 810-817. (In Russian)
7. Polianichko A.M., Leonenko Z.V., Kramb D., Vizer G., Vorob'ev V. I., Chikhirzhina E.V. Struktur-naia organizatsiia kompleksov DNK s belkami HMGB1 i HMGB1-(A + B) [Visualization of DNA complexes with HMGB1 and its C-truncated form HMGB1-(A + B)]. Biofizika [Biophysics], 2008, vol. 53, pp. 407-416. (In Russian)
8. Polyanichko A., Chikhirzhina E. Interaction between nonhistone protein HMGB1 and linker histone H1 facilitates the formation of structurally ordered DNA-protein complexes. Spectroscopy, 2012, vol. 27, pp. 393-398.
9. Zougman A., Wisniewski J. R. Beyond linker histones and high mobility group proteins: global profiling of perchloric acid soluble protein. J. Proteome Ress., 2006, vol. 5, pp. 925-934.
10. Kouzarides T. Chromatin modifications and their function. Cell, 2007, vol. 128, pp. 693-705.
11. Histone modifications. Encyclopedia of molecular cell biology and molecular medicine. Ed. by B.Xhemalce, M.A.Dawson, A. J. Bannister. John Wiley and Sons, 2011.
12. Heintzman N.D., Stuart R. K., Hon G., Fu Y., Ching C.W., Hawkins R. D., Barrera L. O., Van Calcar S., Qu C., Ching K. A., Wang W., Weng Z., Green R. D., Crawford G. E., Ren B. Distinct and predictive chromatin signatures of transcriptional promoters and enhancers in the human genome. Nat. Genet., 2007, vol. 39, pp. 311-318.
13. Wisniewski J.R., Zougman A., Krüger S., Mann M. Mass spectrometric mapping of linker histone H1 variants reveals multiple acetylations, methylations, and phosphorylation as well as differences between cell culture and tissue. Mol. Cell Proteomics, 2007, vol. 6, pp. 72-87.
14. Chikhirzhina E. V., Starkova T. Y., Kostyleva E. I., Chikhirzhina G. I., Vorobiev V. I., Polyanich-ko A.M. Interaction of DNA with sperm-specific histones of the H1 family. Cell and Tissue Biol., 2011, vol. 5, pp. 536-542.
15. Chikhirzhina E., Starkova T., Kostyleva E., Polyanichko A. Spectroscopic study of the interaction of DNA with the linker histone H1 from starfish sperm reveals mechanisms of the formation of supercondensed sperm chromatin. ¡Spectroscopy: Int. J., 2012, vol. 27, pp. 433-440.
16. Ramm E. I., Chikhirzhina E. V., Kostyleva E. I., Vorob'ev V. I. Conformational features of linker proteins of supercompact chromatin from marine invertebrate sperm. Biokhimiia, 1995, vol. 60, pp. 150-158.
17. Chikhirzhina E.V., Kostyleva E. I., Ramm E. I., Vorob'ev V.I. Chromatin compactization in DNAprotein complexes model system. Tsitologiia, 1998, vol. 40, pp. 883-888.
18. Kowalski A., Palyga J. High-resolution two-dimensional polyacrylamide gel electrophoresis: A tool for identification of polymorphic and modified linker histone. Components Gel Electrophoresis — Principles and Basics, 2012, pp. 117-136.
19. Laemmli U. K. Cleavage of structural proteins during the assembly of bacteriophage T4. Nature, 1970, vol. 227, no. 5259, pp. 680-685.
20. Polianichko A.M., Chikhirzhina E. V., Andrushchenko V. V., Kostyleva E. I., Vizer G., Vorob'ev V. I. Vliianie ionov Ca2+ na kompaktizatsiiu DNK v komplekse s negistonovym khromosomnym belkom HMGB1 [The effect of Ca2+ ions on DNA compaction in the complex with non-histone chromosomal protein HMGB1]. Molek. biologiia [Mol. Biol.], 2004, vol. 38, pp. 701-712. (In Russian)
21. Chikhirzhina E.V., Polianichko A.M., Skvortsov A.N., Kostyleva E. I., Uss'e K., Vorob'ev V.I. HMG1-domeny: zalozhniki obstoiatel'stv [HMG1 domains: the victims of the circumstances]. Molek. biologiia [Mol.. Biol..], 2002, vol. 36, pp. 525-531. (In Russian)
22. Chikhirzhina E., Starkova T., Kostyleva E., Polyanichko A. Spectroscopic study of the interaction of DNA with the linker histone H1 from starfish sperm reveals mechanisms of the formation of supercondensed sperm chromatin. Spectroscopy, 2012, vol. 27, pp. 433-440.
23. Happel N., Doenecke D. Histone H1 and its isoforms: Contribution to chromatin struture and function. Gene, 2009, vol. 431, pp. 1-12.
24. Talasz H., Sapojnikova N., Helliger W., Lindner H., Puschendorf B. In vitro binding of H1 histone variants to nucleosomal organized mouse mammary tumor virus long terminal repeat promoter. J. Biol.. Chem., 1998, vol. 273, pp. 32236-32243.
25. Berger S. L. Histone modifications in transcriptional regulation. Curr. Opin. Genet. Dev., 2002, vol. 12, pp. 142-148.
26. Harshman S.W., Young N.L., Parthun M.R., Freitas M.A. H1 histones: current perspectives and challenges. Nucl. Acids Res., 2013, vol. 41, pp. 9593-9609.
27. Alexandrow M. G., Hamlin J. L. Chromatin decondensation in S-phase involves recruitment of Cdk2 by Cdc45 and histone H1 phosphorylation. JCB, 2005, vol. 168, pp. 875-886.
28. Bharath M. M., Ramesh S., Chandra N. R., Rao M. R. Identification of a 34 amino acid stretch within the C-terminus of histone H1 as the DNA-condensing domain by site-directed mutagenesis. Biochemistry, 2002, vol. 41, pp. 7617-7627.
29. Sarg B., Helliger W., Talasz H., Forg B., Lindner H. H. Histone H1 phosphorylation occurs site-specifically during interphase and mitosis: identification of a novel phosphorylation site on histone H1. J. Biol.. Chem.., 2006, vol. 281, pp. 6573-6580.
30. Goytisolo F. A., Gerchman S. E., Yu X., Rees C., Graziano V., Ramakrishnan V., Thomas J. O. Identification of two DNA-binding sites on the globular domain of histone H5. EMBO J., 1996, vol. 15, pp. 3421-3429.
31. Trojer P., Zhang J., Yonezawa M., Schmidt A., Zheng H., Jenuwein T., Reinberg D. Dynamic histone H1 isotype 4 methylation and demethylation by histone lysine methyltransferase G9a/KMT1C and the jumonji domain-containing JMJD2/KDM4 proteins. J. Biol.. Chem,, 2009, vol. 284, pp. 8395-8405.
32. Daujat S., Zeissler U., Waldmann T., Happel N., Schneider R. HP1 binds specifically to lys26-methylated histone H1.4, whereas simultaneous Ser27 phosphorilation block HP1 binding. J. Biol.. Chem., 2005, vol. 280, pp. 38090-38095.
33. Lachner M., Jenuwein T. The many faces of histone lysine methylation. Curr. Opin. Cell Biol., 2002, vol. 14, pp. 286-298.
34. Li Y., Danzer J. R., Alvarez P., Belmont A. S., Wallrath L. L. Effects of tethering HP1 to euchromatic regions of the Drosophila genome. Development, 2003, vol. 130, pp. 1817-1824.
35. Ayyanathan K., Lechner M.S., Bell P., Maul G.G., Schultz D. C., Yamada Y., Tanaka K., Tori-goe K., Rauscher F. J. III. Regulated recruitment of HP1 to a euchromatic gene induces mitotically heritable, epigenetic gene silencing: a mammalian cell culture model of gene variegation. Genes Dev., 2003, vol. 17, pp. 1855-1869.
36. Cato L., Stott K., Watson M., Thomas J. O. The interaction of HMGB1 and Linker histones occurs through their acidic and basic tails. J. Mol. Biol.., 2008, vol. 384, pp. 1262-1272.
37. Polyanichko A. M., Chikhirzhina E. V. Interaction between DNA and chromosomal proteins HMGB1 and H1 studied by IR/VCD spectroscopy. J. Mol. Struct., 2013, vol. 1044, pp. 167-172.
38. Chikhirzhina E. V., Polyanichko A. M., Kostyleva E. I., Vorobyev V. I. Structure of DNA complexes with chromosomal protein HMGB1 and histone H1 in the presence of manganese ions: I. circular dichroism spectroscopy. Mol. Biol.., 2011, vol. 45, pp. 318-326.
39. Polyanichko A. M., Vorob'ev V. I., Chikhirzhina E. V. Structure of DNA complexes with chromosomal protein HMGB1 and histone H1 in the presence of manganese Ions: 2. vibrational circular dichroism spectroscopy. Mol. Biol., 2013, vol. 47, pp. 299-306.
Статья поступила в редакцию 30 июня 2016 г.
Контактная информация
Старкова Татьяна, Юрьевна — кандидат биологических наук; e-mail: [email protected] Поляничко Александр Михайлович — кандидат физико-математических наук, доцент; e-mail: [email protected]
Артамонова Татьяна Олеговна — сотрудник; e-mail: [email protected] Ходорковский Михаил Алексеевич — кандидат физико-математических наук; e-mail: [email protected]
Чихиржина Елена Всеволодовна — кандидат биологических наук; e-mail: [email protected] Томилин Алексей Николаевич — доктор биологических наук; e-mail: [email protected]
Starkova Tatiana Yu. — PhD; e-mail: [email protected]
Polyanichko Alexander M. — PhD, Associate Professor; e-mail: [email protected] Artamonova Tatiana O. — worker; e-mail: [email protected] Khodorkovskii Mikhail A. — PhD; e-mail: [email protected] Chikhirzhina Elena V. — PhD; e-mail: [email protected] Tomilin Alexey N. — Doctor of Biology; e-mail: [email protected]
