CC BY
82
УДК 576. 852. 1
АНАЭРОБНЫЙ РОСТ БАКТЕРИЙ НА МЕТАНЕ С FE(III) ВОССТАНОВЛЕНИЕМ, КАК ЭЛЕКТРОН-АКЦЕПТИРУЮЩИМ
ПРОЦЕССОМ
© 2000 Ж.С. Потехина1, Н.Г. Шерышева1, И.А. Бычек-Гущина1, Г. Готтшалк2
'Институт экологии Волжского бассейна РАН, г. Тольятти 2Институт микробиологии и генетики Геттингентского университета, Германия
Метанокисляющие и Fe(III) восстанавливающие бактерии были выделены из анаэробных осадков реки Волги и горячих источников Камчатки. Увеличение титра клеток при культивировании в анаэробной среде сопровождалось продукцией Fe(II) в присутствии и отсутствии метана, но рост был более интенсивным, когда метан вводили в газовую фазу. Рост бактерий на оксигидроксиде сопровождался образованием черного осадка. На Fe(III) пирофосфате цвет раствора изменялся от желтого до темно-зеленого с последующим осветлением среды и формированием белого осадка (вивианита). Изменения в соотношении фосфолипидов в фосфолипидной фракции бактерий выявлено в зависимости от культивирования в аэробных и анаэробных условиях.
В глубочайших слоях почв и вод, особенно в илах и придонных осадках кислород становится лимитирующим фактором, и огромное количество бактерий участвует в анаэробном разложении органического материала. Эти процессы ведут к образованию С02 и СН4. Приблизительно один биллион тонн метана производится бактериями ежегодно. Большая часть метана окисляется бактериями, но около двух сотен миллионов тонн освобождается в атмосферу, что способствует разрушению озонового слоя. Биологическое окисление метана в анаэробных пресноводных, морских и гиперсоленых системах и анаэробных осадках является неоспоримым фактом, что демонстрировалось многочисленными исследованиями. Этот процесс чрезвычайно важен в контроле в атмосферу потоков метана, образующегося в экосистемах. Известно, что основная часть метана, образующегося при разложении органического вещества, связывается биологически в анаэробных условиях. Следовательно, микроорганизмы анаэробных сообществ являются мощным барьером в эмиссии метана в атмосферу. Проблема снижения потока метана в атмосферу требует изучения механизмов анаэробного связывания метана в водных и наземных экосистемах и, прежде всего, выявления ответственных за этот процесс микроорганизмов. 0днако анаэробное биологи-
ческое окисление метана остается мало изученным метаболическим процессом. 0рга-низмы, осуществляющие связывание метана, до сих пор не идентифицированы, также не много известно о природе акцепторов электронов, вовлеченных в этот процесс. Цендер и Брок [1] высказали гипотезу, что сообщества, включающие метаногенные архибактерии могут быть ответственны за окисление метана в анаэробных экосистемах. Однако результаты, полученные в экспериментах по ингибированию метаногенов, показали, что анаэробное окисление метана связано с организмами, отличными от метаногенов а также сульфатредукторов [2]. Согласно Альпери-ну, электрон-акцептор, используемый организмами, окисляющими метан анаэробно, должен присутствовать в зоне окисления метана и продуцировать отрицательное изменение свободной энергии в реакции с метаном. Такими возможными акцепторами электронов являются оксиды железа, оксиды марганца и 8(0), восстанавливающиеся до 8(1У). Это означает, что анаэробное окисление метана может осуществляться либо организмами, использующими оксиды металлов, либо восстанавливающими серосодержащие компоненты как акцепторы электронов. Недавно было высказано предположение, что анаэробное окисление метана связано с метаболическим шунтом метаногенов, продуциру-
ющих С02 и Н2 из метана [3], что термодинамически возможно, если парциальное давление Н2 держать низким с помощью ^-потребляющих сульфатредуцирующих бактерий.
Было высказано предположение, исходя из известных данных об энергетической выгодности реакций восстановления окисленных соединений железа и из расчета, что при восстановлении окисленного железа одним молем метана выделяется энергия в -425,76 кДж в реакции:
CH4+8Fe3++3H20----►8Fe2+ + HCO'3 + 9H+,
что такой процесс in situ могут осуществлять метанокисляющие бактерии, используя соединения трехвалентного железа как акцепторы электронов [4].
Важность микробиологических процессов, связанных с восстановлением Fe(III) и Mn (IV) соединений в природных экосистемах демонстрировалась в работах Лавли и др. [5-8]. Было показано, что Fe(III) восстановление функционирует как последняя ступень в анаэробной деградации органической материи. Показано, что Fe(III) - один из наиболее важных потенциальных акцепторов электронов в затопляемых почвах (9) и многих водных осадках [10]. Энзимы Fe(III) восстановителей катализируют процессы восстановления в не содержащих сульфиды анаэробных экосистемах [7]. Известно большое количество филогенетически разнообразных микроорганизмов, способных к анаэробному окислению органических и неорганических веществ, использующих Fe(III) соединения в качестве акцепторов электронов. Aerobacter sp., Bacillus circulans, Bacillus polymyxa окисляют сахара [11], Geobacter metallireducens - ароматические углеводороды и органические кислоты [12], Pseudomonas sp.- Н2 [13], штаммы рода Pelobacter - спирты (14,15). Метанол окислялся в сокультуре Shewanella putrefaciens и Clostridium sphenoides [16].
Данные ряда исследований [4,17,18] подтверждают гипотезу использования энергии Fe (III) восстановления в анаэробном окислении метана.
Способность к долговременному существованию двух коллекционных штаммов метанотрофных бактерий Methylomonas
methanica и Methylomonas clara, известных как "строгие" аэробы была сообщена в работе [18]. Анаэробную питательную среду готовили с 100 мМ Fe(III) оксигидроксидом как предполагаемым акцепетором электронов. 20% метана вводили в газовую фазу, замещением азота. От 8-до 12% метана потребилось бактериями. Этот метаболизм обеспечил энергию поддержания бактерий в течение более чем двух лет.
В представленной работе мы изучали способность бактерий, выделенных из анаэробных осадков реки Волги, гейзеров Камчатки и музейных штаммов, использовать ряд Fe(III) соединений, как электрон-акцепторов в анаэробных условиях. Метан, единственный донор электронов, вводился в газовую фазу. Железовосстанавливающий штаммы рода Shewanella также исследовались в чистой культуре и в ассоциациях с метанотрофа-ми и Clostridium sp.
Известно, что группа метанотрофных бактерий имеет ряд биохимических и физиологических особенностей и характеризуется наличием комплекса сложных цитоплазматических мембран. Фосфолипиды являются важнейшим компонентом мембран и выполняют важную роль в их структуре и функции. Фосфолипиды и жирные кислоты регулируют активность многих связанных с мембранами ферментов [19]. Изменение в составе мембранных липидов, как было сообщено, является важной реакцией организма на стресс [20]. Данные по индивидуальному фосфолипидному составу являются таксономически значимыми. В то же время вариабельность содержания отдельных фосфолипидов внутри фосфолипидного пула бактерий зависит от многих параметров таких как температура, рН, состав среды, в том числе и от условий культивирования. Мы провели сравнительные исследования фосфолипидно-го состава штамма КГ-1 в аэробных и анаэробных условиях существования бактерий.
Материалы и методы
Инокулюм для накопительных культур получен из образцов анаэробных осадков реки Волги. 5 мл каждого осадка суспендировали в 250 мл анаэробной основной сре-
ды в стеклянных бутылках и поставлялись в лабораторию. Среда содержала (в г/л дистиллированной воды): КК03-1; MgSO4х 7Н20-0,2; СаС12-0,02; Ш2НР04 х12Н20-1;5; КН2Р04-0,7 (мг/л); ЕБТЛ-5;Ге804х 7Н20-2; ZnS04х 7Н20-0,1; MgC12 х 4Н20-0,003; СоС12 х 6Н20-0,2; СиС12 х 5Н20-0,2; №С12 х 6Н20-0,02; №2Мо04-0,03; Н3В03-0,3. Аморфный оксигидроксид Ге(Ш) железа (в конечной концентрации приблизительно 100 мМ) был добавлен в среду. Газовая фаза над накопительной культурой состояла из СН4:С02:К2 в соотношении 40:10:50. Инкубировали при 300 С в темноте. Четыре чистые культуры были получены. Колонии образуются на агаровых косяках в течение 4-х дней. Колонии были розовые, бежевые и желтые.
Стандартная анаэробная техника использовалась в приготовлении среды и дальнейших исследованиях. После добавления резазурина среда кипятилась и немедленно охлаждалась в потоке азота. Затем разливалась по 50 мл в 120 мл бутылки и продувалась азотом. Бутылки закрывали резиновыми пробками и алюминиевыми колпачками и автоклавировали при 1210С, 20 мин. 20мМ Ге(Ш) пирофосфат добавлялся в среду до автоклавирования, 20мМ цитрат - после ав-токлавирования из стерильного раствора, 100 мМ оксигидроксид - после отмывания в стерильной дистиллированной воде.
Использование метана как донора электронов изучалось сравнением роста численности бактерий и продукции Ге(П) при введении 20% метана в газовую фазу и без метана (контроль). Эксперименты выполнялись в двух повторностях.
Инокулят (10%) был добавлен из культуры, растущей на основной среде с метаном и Ге(Ш) оксигидроксидом.
В работе использовали штаммы №Г-1 КГ-2, выделенные из накопительной культуры метанотрофных бактерий анаэробных осадков реки Волги, К-2, ПД12 , выделенные из гидротерм Камчатки. Штамм 8Ье,№апе11а ри^еГастеш ББМ 9461 был получен из немецкой коллекции микроорганизмов, 8Ье,№апе11а 8р. выделен из почв. Штамм МеШу1ошопа8 шеШашса 12, получен из Всесоюзной коллекции микроорганизмов.
Cpeдa для культивирования бактерий содержала (г/л): пирофосфат Fe(III) -1G; NaH2P04 - 0,6; NH4Cl - 1,5; MgS04 x 7H20 -
0,1; MgCl2 x 6H20 -0,1; KCl - 0,1; Na2Mo04 x 2H2O -G,GG1; витаминов раствор (21) - 1G мл; микроэлементов (22) - 3 мл; pH 7,G -7,5.
Cpeдa с добавлением резазурина кипятилась и дезаэрировалась потоком 1GG% N2 затем разливалась с помощью газонепроницаемых шприцов в заранее простерилизован-ные анаэробные пробирки. Предварительно продутая потоком азота бактериальная суспензия вводилась в пробирки с анаэробной средой из расчета G,2 мл инокулята на 2 мл среды, остаточный O2 связывали цистеином. 12% азота из газовой фазы каждой пробирки замещали таким же количеством смеси метана и CO2, в соотношении 9G: 1G .
Культивирование бактерий осуществляли при TO 30OC в стационарных условиях и после 1G суток с перемешиванием среды на качалках.
Аналитическая техника
Fe(III) восстановление определялось измерением продукции Fe(II) в течение эксперимента. Количество Fe(II) растворенного после 15 мин. в G,5 N HCl определялось с фер-розином [23].
Концентрация метана измерялась хроматографически, на газовом хроматографе, модель 437А. Использовалась колонка с по-ропаком QS Milpore Corporation. Длина колонки 1,5 m, расход газа 25 мл/мин. При Т0 пламенного ионизационного детектора 11G0 C.
Количество метана определяли на интеграторе CJ-1GG, используя внутренний стандарт 1G% метан.
Число клеток определяли микроскопиро-ванием, прямым счетом в камере Горяева.
Клетки из 25G мл суспензии отделяли центрифугированием. Липиды экстрагировали по методу Блайда и Дайера [24]. Фосфолипиды разделяли на фракции на силикаге-левых пластинках размером 6Gx6G мм с закрепленным слоем методом двумерной тонкослойной хроматографии в следующих системах растворителей: хлороформ-метанол-бензол-ацетон-27% NH4OH (65:3G:1G:6) и
пп^ппппп
^ і'і* | ■ ї* і -т*І П *Ц" |1- 1 М'І’!' £ р,, ЙЬЇ Л*1 л*
г ^ •■' п и 11 і« V; тій $ » /■ Ці
.1 , : і V- І
«•■■•ямі* Щ к в а іМ
Рис. 1. Восстановление Ее(ІІІ) пирофосфата штаммом Methylomonas теікапіса:
1 - контроль без бактерий + Ее(ІІІ) - СН4;
2,3 - бактерии + Ее(ІІІ) + СН; 4,5 - бактерии + Ее(ІІІ) - СН4; 6,7 - бактерии - Ее(ІІІ) + СН4
8,9 - бактерии - Ее(ІІІ) - СН4
хлороформ-метанол-бензол-ИС02И -Н20 (70:30:10:5:4:1). Метод Васьковского использовали для количественного определения фосфолипидов [25].
Результаты
Выявлены общие, характерные для всех изучаемых чистых штаммов, особенности роста и продукции Ге(П) в условиях эксперимента.
В средах с пирофосфатом железа и метаном в газовой фазе регистрировалось Ге(Ш) восстановление по изменению цвета среды с соломенно-желтого до темно-зеленого с
Рис. 3. Восстановление Ее(ІІІ) пирофосфата штаммами М. Ме^апіса и Sh. putrefaciens:
1 - контроль без бактерий + Ее(ІІІ) + СН4;
2,3 - бактерии + Ее(ІІІ) + СН4, 4,5 - бактерии +Ее(ІІІ) + СН4; 6,7 - бактерии - Ее(ІІІ) + СН4;
8,9 - бактерии - Ее(ІІІ) - СН4
последующим осветлением среды и образованием белого осадка (рис.1-4). Ге(Ш) пирофосфат полностью восстановился и около 25% начальной концентрации метана окислилось метанотрофами (рис.5).
Титр клеток увеличился с 4х107 клеток/ мл до 12-30х107 клеток/мл (рис.6). Белый осадок восстановленного железа включал кристаллы вивианита (рис.7).
В вариантах с пирофосфатом железа и без метана в газовой фазе цвет среды изменялся с соломенно-желтого до темно-зеленого (рис. 1 -4). Химическими анализами регистрировалось 40 -60% восстановления пирофос-
;5 л ^ £ р, и № яп мл.
1 ‘Им ’-;Н* іг* І'?* I I
!|"Я В] 1| ■ ИЙ Г|| I |
її |
«I 1 я
ч* ч ■** ■-*
■ І I -(.»■ : ' , *Л *С«Ч *ЄМ,
Рис. 2. Восстановление Ее(Ш) пирофосфата штаммом ИГ-2:
1 — контроль без бактерий +Ее(Ш) — СН4;
2,3 — бактерии + Ее(Ш) + СН4;
4,5 — бактерии + Ее(Ш) — СН4;6,7 — бактерии — Ее(Ш) + СН4; 8,9 — бактерии — Ее(Ш) — СН4
Рис. 4. Восстановление Ее(Ш) пирофосфата штаммом Shewanella putrefaciens: 1 - контроль без бактерий + Ее(ІІІ) + СН4; 2,3 - бактерии + Ее(ІІІ) + СН4; 4,5 - бактерии + Ее(ІІІ) - СН4, 6,7 - бактерии - Ее(ІІІ) + СН4; 8,9 - бактерии - Ее(ІІІ) - СН4; 0 -контроль без бактерий - Ее(ІІІ) + СН4
№107 клеток / мл №107 клеток / мл Ре(П)> мМ или С№,/о Ре(11), мМ или С№, %
10 15 20 25 30
сутки
Я
о
и-
10 15 20 25 30
сутки
сутки сутки
Рис. 5. Продукция Ее(ІІ) и потребление метана штаммами:
А - М. methanica, Б - ИГ-2, В - К-2, Г - Sh. putrefaciens:
1 - Ее(ІІ) на среде с метаном; 2 - Ее(ІІ) на среде без метана;
3 - метан на среде с Ее(ІІІ) пирофосфатом; 4 - метан на среде без Ее(ІІІ) пирофосфата
сутки сутки
В
к
о
т
е
х
£
сутки
сутки
Рис. 6. Анаэробный рост бактерий: А - M.methanica, Б - ИГ-2, В - К-2, Г - Sh. putrefaciens:
1 - титр клеток в среде с Ее(ІІІ) пирофосфатом и метаном; 2 - титр клеток и среде без Ее(ІІІ) пирофосфата с метаном; 3 - титр клеток в среде с Ее(ІІІ) пирофосфатом без метана;
4 - титр клеток в среде без Ее(ІІІ) пирофосфата и метана
Рис. 7. Кристаллы вивианита, образовавшиеся в присутствии метана в газовой фазе при восстановлении Ее(ІІІ) пирофосфата штаммами: а - M.methanica; в - ИГ-2;дД- К-2. Восстановление Ее(ІІІ) пирофосфата без метана в газовой фазе: б - М. Methanica; г - ИГ-2; е - К-2
фата (рис.5) и наблюдался существенно меньший прирост численности клеток (рис.6).
В средах без пирофосфата железа, но с метаном в газовой фазе окислилось около 3% метана (рис.5), прирост биомассы был незначительный (рис.6).
В средах без пирофосфата железа и без метана не происходило никакого увеличения численности клеток (рис.6). В отсутствие бактерий в среде (контроль) не наблюдалось изменения цвета среды, восстановления пирофосфата, и окисления метана.
Штамм КГ -1 рос, окисляя 20-25 % метана от начальной концентрации и восстанавливая все три Ге(Ш) соединения (рис.8). Увеличение титра клеток коррелировало с продукцией Ге(11), рост титра клеток был более интенсивным на всех Ге(Ш) соединениях, когда газовая фаза содержала метан. Не было значительного окисления метана, однако были существенные отличия в продукции Ге(П): до 20 мМ при культивировании с метаном и 810 мМ в вариантах без метана.
Рост бактерий на оксигидроксиде сопровождался формированием черного осадка. На пирофосфате происходило изменение цвета
среды от соломенно-желтого до зеленого с последующим осветлением надосадочной жидкости и формированием белого осадка восстановленного железа при культивировании с метаном. В вариантах без метана цвет изменялся с соломенно-желтого до темно-зеленого.
В фосфолипидной фракции бактерий штамма КГ -1 были найдены следующие компоненты: фосфотидилхолин(ФХ), фосфотиди-лэтанол амин(ФЭ А), ф о сф атид илглицерин (ФГ), дифосфатидилглицерин ( ДФГ), фосфа-тидилсеринх (ФС) и неидентифицированный Х-липид (табл. 1). Количественное соотношение фосфолипидов во фракции значительно варьировалось в зависимости от условий культивирования штамма. Так, культивирование в анаэробной среде сопровождалось возрастанием содержания ДФГ, ФХ, ФГ и х-
'"О
х1
ї I ил к о
Мт
е
О
и-
25 20 - А +СН4
15 - 4 Н и
10 -
5
0 і
0 10 20 30
сутки
х1
£
и
о
и-
к
о
т
е
л
к
сутки
£
к
ц
к
10 20 30 40
сутки
Рис. 8. Продукция Гв(П) и бактериальный рост штамма ИГ-1 на среде с Рв(Ш) пирофосфатом - А, гидроксидом железа - Б и цитратом железа В
Таблицаї. Соотношение фосфолипидов штамма Nr-1 в аэробной и анаэробной культуре
липида и уменьшение содержания ФЭА, ФС. Добавление Ге(Ш) пирофосфата не повлияло существенно на соотношение фосфолипидов в анаэробной культуре. За исключением ФХ, количество которого сильно увеличилось. В противоположность этому количественное соотношение фосфолипидов бактерий, растущих с Ге(Ш) оксигидроксидом, и аэробной культуры было схожим, за исключением ФГ и ФС.
Штаммы ПД12 и Clostridium sp. не росли на метане в анаэробных условиях (рис.9).
Однако, при совместном культивировании прирост численности бактерий составил 25х107 клеток в мл среды на метане и пирофосфате, 19х107 клеток в мл на пирофосфате без метана и столько же на метане без пирофосфата уже за первые сутки культивирования. Рост титра бактерий в среде без метана и без Fe(III) пирофосфата не наблюдался. Существенно вырос титр клеток Shewanella sp. в сокультуре с Clostridium sp. (рис.9). Интересным является факт, что в данном случае, в отличие от сокультуры Clostridium sp. с мета-нотрофом ПД-12, констатирован примерно одинаковый прирост численности клеток в средах содержащих и не содержащих метан и пирофосфат железа.
Обсуждение и выводы
Исследование метанотрофных бактерий, выделенных из анаэробных осадков, очень важно для выяснения механизма окисления
Условия эксперимента Состав фосфолипидной фракции
s? Х Ф А CD Ф % о4 Ф % о4 С Ф 5? и Ф Ч X,%
Аэробные 6.3 26.3 5.8 36.8 22.6 2.1
Анаэробные 9.2 15.0 8.2 49.0 10.4 8.2
Анаэробные +Fe(Ш)пирo- фосфат 1.0 20.9 8.1 50.2 11.5 8.3
Анаэробные + Fe(III) окси-гидроксид 8.0 28.7 9.9 35.7 16.4 1.3
40
30
20
А
2 3 4
сутки
сутки
к
о
8
X
£
к
о
т
о
X
£
сутки
сутки
Рис. 9. Анаэробныгйрост бактерий: А-ПД-12;
Б — Clostridium sp., В — ПД-12 и Clostridium sp.; Г - Clostridium sp. и Shewanella sp..
1 — титр клеток 6 среде с Fe(III) пирофосфатом и метаном;
2 — титр клеток 6 среде с Fe(III) пирофосфатом без метана;
3 — титр клеток 6 среде без Fe(III) пирофосфата с метаном;
4 — титр клеток 6 среде без Fe(III) пирофосфата без метана
и ассииляции С1-соединений в экосистемах.
Исследования, проведенные на чистых штаммах метанотрофных бактерий, показали полное восстановление Fe(III) соединений в среде, с продукцией 15 -20мМ Fe(II), сопровождающееся ростом численности бактерий и окислением метана в газовой фазе. Следовательно, бактерии получают энергию для поддержания и роста из диссимиляционной Fe(III) редукции, и могут использовать в дыхательном метаболизме не только 02 но и Fe(III) соединения. Существование бактерий в бескислородных условиях было связано с восстановлением Fe(III) соединений и снижением содержания метана в газовой фазе. Доказательством того, что энергия, освобождающаяся при окислении метана, используется микроорганизмами в конструктивном метаболизме является то, что больше бактериальных клеток синтезируется, если метан добавлен. Результаты, полученные на штаммах, выделенных из Волги, являются свидетельством биологического анаэробного связанного с Fe(III) редукцией окисления метана, образующегося при метаногенезе в анаэробных осадках реки.
Не регистрировалось потребление метана железовосстанавливающим штаммом Shewanella putrefaciens и не установлено какой субстрат использовали бактерии в качестве донора электронов.
Необходимо отметить, что процесс окисления метана чистыми культурами в лабораторных условиях слабый и требует длительного контакта жидкой и газообразной фазы при интенсивном перемешивании и оптимальной температуре. Т акие условия маловероятны в природных экосистемах. Совместное культивирование бактерий в ассоциациях привело к интенсивному росту бактерий ПД12 и Clostridium, Shewanella sp. и Clostridium sp. Повидимому, значительное окисление метана в анаэробных природных экосистемах можно обьяснить тем, что процесс осуществляется в сообществах микроорганизмов со сложными синтрофными взаимосвязями, где важной составляющей являются адаптированные к анаэробиозу и способные не только окислять метан но и восстанавливать Fe(III) соединения, метанотрофные бактерии.
Мы обнаружили существенное увеличение количества ДФГ в фосфолипидной фракции в анаэробной культуре. Известно, что ДФГ локализуется исключительно на внутренних мембранах митохондрий эукариот и играет важную роль в организации и функционировании электрон-транспортной цепи. Его роль в мембранах прокариот менее ясна. Можно предположить, что ДФГ участвует в перестройке мембран и реорганизации элек-трон-транспортной цепи, связанной с адаптацией бактерий к существованию в бескислородных условиях.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Zehnder A.I.B., Brock T.D. Anaerobic methane oxidation: occcurence and ecology / / Appl.Environ.Microbiol. 1980. V.39.
2. Alperin M.J., Reburgh W.S. Inhibition Experiments on Anaerobic Methane Oxidation // Appl. Environ. Microbiol. 1985.
3. Hoeler T.M., Alperin M.J., Albert D.B., Martens C.S. Field and laboratory studies of methane oxidation in an anoxic marine sediment: evidence for a methanogen-sulfate reducer consortium // Global Biogeochem. Cycles. 1994. V.8.
4. Потехина Ж.С., Уманская M.B., Васнева Ж.П. Анаэробный рост Methylomonas methanica 12 на среде с окисленным соединением железа // Доклады Академии Наук СССР. 1990. Т. 315. №3.
5. Lovley D.R. Dissimilatory Fe(III) and Mn(IV) reduction // Microbiol. Rev. 1991. V.55.
6. Lovley D.R. Magnetite formation during microbial dissimilatory iron reduction // In: Frankel R.B., BlakemoreR.P.(eds). Iron biominerals. Plenum Press, New York. 1991.
7. Lovley D.R., Phillips E.J.P., Lorengan D.J. Enzymatic versus nonenzymatic mechanisms for Fe(III) reduction in aquatic sediments // Environ. Sci. Technol. 1991. V.25.
8. Lovley D.R., Phillips E.J.P. Organic matter mineralization with reduction of ferric iron in anaerobic sediments // Appl. Environ. Microbiol. 1986. V.51.
9. Miura Y., Watanabe A., Murase J., Kimura M. Methane production and its fate in paddy fields. 2. Oxidation of methane and its coupled
ferric oxide reduction in subsoil // Soil. Sci. Plant. Nutr. 1992. V.38.
10. Potekhina J.S. The role of Fe (III) reduction in anaerobic processes // In JP Belaich, M. Bruschi and JL.Garsia (ed.) Microbiology and Biochemistry of Strict Anaerobes Involved in Interspecies Hydrogen Transfer, Plenum Publishing Comp., New York. 1990.
11. Bromfield S.M. Reduction of ferric compounds by soil bacteria // J. Gen.Microbiol. 1954. V.11.
12.Lovley D.R., Lonergan D.J. Anaerobic oxidation of toluene, phenol and p-cresol by the dissimilatory iron-reducing organism, GS-15 // Appl.Environ.Microbiol. 1990. V.56.
13.Балашова B.B., Заварзин Г. А. Анаэробное восстановление окисного железа водородной бактерией // Микробиология. 1979. Т.48.
14. Lovley D.R., Phillips E.J.P., Lonergan D.J., Widman PK. Fe (III) and S0 reduction by Pelobacter carbinolicus // Appl. Environ. Microbiol. 1995. V.61.
15.Lorengan D.J., Jenter H., Coates J.D., Schmidt T., Lovley D.R. Philogenetic analysis of dissimilatory Fe (III)-reducing bacteria // J.Bacteriol. 1996. V.178.
16. Daniel R., Warnecke F., Potekhina J.S., Gottschalk G. Identification of the syntrophic partners in a coculture coupling anaerobic methanol oxidation to F e(III) reduction // FEMS Microbiol. Letters. 1999 . V.180.
17. Potekhina JS. Anaerobic reducion of iron(III)
oxyhydroxide by Methylomonas methanica. // 7-th Inter. Congr. of Bacteriol. and Appl. Microbiology Division. Czech. Rep. Prague. July 3-8. Abstr.book. 1994.
18. Potekhina JS. Gottschalk G. Existence of Methylomonas methanica and Methylomonas clara under anaerobic conditions // 8-th Intern. Sympos. on Microbial Growth on C1 compounds. California.San Diego. 27August-lSeptember. Abstr. book. 1995.
19. Mackie R.I., White B.A. and Bryant M.P Lipid metabolism in anaerobic ecosystems // Microbiology. 1991. V.17.
20. Heipieper H.J., Weber F.J., Sikkema J., Kewelon H., de Bont J.A. Mechanism behind resistance of whole cells to toxic organic solvents. Trends Biotechnol. 1994. V.12.
21. Wolin E.A., Wolfe R.S., Wolin M.S. Viologen dye inhibition of methane formation by Methanobacterium omelianskii // J. Bacteriol. 1964. V.87.
22. Pfennig N., Lippert K.D. Uber das Vitamin B12-Bedurfnis phototropher Schwefelbakterien // Arch.Microbiol. 1966. V.55.
23. Lovley D.R., Phillips E.J.P. Availability of ferric iron for microbial reduction in bottom sediments of the fresh water tidal Potomac River // Appl. Environ. Microbiol. 1986. V.52.
24. Bligh E.G., Dyer W.J. // Canad. J. Biochem. Phisiol. 1959.V.37.
25. Vaskovsky V.E., Latyshev N.A. // J. Chromatogr., 1975. V.115.
ANAEROBIC GROWTH BACTERIA ON METHANE WITH FE(III) REDUCTION
AS ELECTRON ACEPTING PROCESS
© 2000 J.S. Potekhina1, N.G. Sherisheva1, I.A. Bychek-Guchina1, G. Gottschalk2
1 Institute of Ecology of the Volga River Basin of Russian Academy of Sciences, Togliatti 2 Institute of Microbiology and Genetic Georg-August University, Gottingen, Germany
Methanotrophic and Fe(III) reducing bacterium, were isolated from sediments of Volga River and from hot springs of Kamchatka. Bacteria grew by the oxidation of CH4 coupled to reduction of Fe(III) compounds. The increase in cell numbers coincided with the production of Fe(II) in the presence and absence of CH4, but the growth of bacteria was more intensive when CH4 was added. Growth of bacteria on ferric oxyhydroxide resulted in the formation of a black precipitate. On ferric PPi reduction was observed as a change in the medium colour from yellow to green to a clearing of the medium and the formation of a white precipitate. The changes of phospholipid content in aerobic and anaerobic cultivation conditions were shown.
